Opisujemy mysi model przeciążenia ciśnienia w prawej komorze wywołanego przez opaski na pniu płucnym. Szczegółowe protokoły intubacji, chirurgii i fenotypowania za pomocą echokardiografii znajdują się w artykule. Do intubacji i chirurgii wykorzystywane są instrumenty wykonane na zamówienie, co pozwala na szybkie i niedrogie odtworzenie modelu.
Artykuł metodologiczny
Mysi model przerostu prawej komory serca wywołanego przeciążeniem ciśnieniowym i niewydolności przez opaski pnia płucnego
* These authors contributed equally
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Niewydolność prawej komory (RV) spowodowana przeciążeniem ciśnieniowym jest silnie związana z zachorowalnością i śmiertelnością w wielu chorobach sercowo-naczyniowych i płucnych. Patogeneza niewydolności RV jest złożona i pozostaje niedostatecznie poznana. Aby zidentyfikować nowe strategie terapeutyczne w leczeniu niewydolności RV, niezbędne są solidne i powtarzalne modele zwierzęce. Modele opaśników pnia płucnego (PTB) zyskały na popularności, ponieważ funkcję RV można ocenić niezależnie od zmian w unaczynieniu płuc.
W tym artykule prezentujemy mysi model przeciążenia ciśnieniem RV wywołanego przez PTB u 5-tygodniowych myszy. Model może być używany do wywoływania różnych stopni patologii RV, od łagodnego przerostu RV do nieskompensowanej niewydolności RV. W artykule zamieszczono szczegółowe protokoły intubacji, operacji PTB i fenotypowania za pomocą echokardiografii. Ponadto podano instrukcje dotyczące dostosowywania narzędzi do intubacji i chirurgii PTB, co umożliwia szybkie i niedrogie odtworzenie modelu PTB.
Tytanowe klipsy podwiązujące zostały użyte do zwężenia pnia płucnego, zapewniając wysoce powtarzalny i niezależny od operatora stopień zwężenia pnia płucnego. Nasilenie PTB zostało ocenione przy użyciu różnych średnic wewnętrznego klipsa ligaturującego (łagodne: 450 μm i ciężkie: 250 μm). Spowodowało to patologię RV, od hipertrofii z zachowaną funkcją RV do niewyrównanej niewydolności RV ze zmniejszoną pojemnością minutową serca i objawami pozasercowymi. Czynność RV oceniano za pomocą echokardiografii po 1 tygodniu i 3 tygodniach po zabiegu. Przykłady obrazów echokardiograficznych i ich wyników przedstawiono tutaj. Ponadto przedstawiono wyniki cewnikowania prawego serca oraz analizy histologiczne tkanki serca.
Wprowadzenie
Niewydolność prawej komory (RV) to zespół kliniczny z objawami niewydolności serca i oznakami ogólnoustrojowego przekrwienia wynikającego z dysfunkcji RV1. Dysfunkcja RV jest silnie związana z zachorowalnością i śmiertelnością w wielu chorobach układu krążenia i płuc2. Etiologia dysfunkcji RV jest złożona, a leżące u jej podstaw szlaki sygnałowe i regulacja pozostają niewystarczająco wyjaśnione.
Obserwacje z obecnych terapii pokazują, że poprawa funkcji RV ściśle koreluje z redukcją obciążenia następczego, co sugeruje, że głównym celem leczenia jest unaczynienie płuc3. Oznacza to, że obecne terapie mają tylko minimalny bezpośredni wpływ na funkcję RV, która może ulec pogorszeniu nawet po poprawie oporu naczyniowego płuc3. W związku z tym bardzo potrzebne są dalsze badania nad poprawą funkcji RV niezależnie od redukcji obciążenia następczego.
Solidne i powtarzalne modele zwierzęce są niezbędne w poszukiwaniu nowych środków terapeutycznych. W większości modeli przewlekłej niewydolności RV podstawową przyczyną jest nadciśnienie płucne wywołane zmianami strukturalnymi w unaczynieniu płuc4,5,6. Dobrze scharakteryzowane modele obejmują model przewlekłego niedotlenienia7,8, model niedotlenienia Sugena9,10,11, oraz model monocrotaline12,13. Ponieważ niewydolność RV jest wtórna do nadciśnienia płucnego w tych modelach, niemożliwe jest odróżnienie wpływu interwencji na układ naczyniowy płuc od bezpośredniego wpływu na RV6.
Aby badać RV niezależnie od układu naczyniowego płuc, model pasmowania tułowia płucnego (PTB) zyskał popularność i został opisany u kilku gatunków zwierząt, w tym myszy, szczurów, królików, psów, owiec i świń6,14,15,16,17,18,19,20,21,22,23,24,25,26,27. W modelach PTB zwężenie tułowia płucnego uzyskuje się chirurgicznie, powodując wzrost ciśnienia RV6. Istnieją różne podejścia do stosowania PTB, w tym zwężenie naczynia za pomocą podwiązki lub metalowego klipsa do podwiązywania18,28. W modelach wykorzystujących ligatury pień płucny jest przywiązany do igły, a igła jest cofana, pozostawiając ligaturę na miejscu. Powoduje to zwężenie naczynia, które zależy od rozmiaru igły i naprężenia węzła18,29. W modelach wykorzystujących metalowe klipsy podwiązujące stopień zwężenia pnia płucnego może być bardziej powtarzalny. Zmodyfikowane aplikatory klipsów podwiązujących służą do zamykania klipsów podwiązujących do wstępnie zdefiniowanej i stałej średnicy. To sprawia, że metoda jest niezależna od operatora i zmniejsza zmienność związaną z PTB w fenotypie choroby15,27,28.
Wykazano, że modele18,28. Jednym z głównych wyzwań podczas korzystania z modelu PTB jest wybór odpowiedniej średnicy PTB, aby osiągnąć pożądany stopień patologii RV. Jest to szczególnie trudne przy próbie modelowania zdekompensowanej awarii RV. W tym celu zwężenie musi być wystarczająco ścisłe, aby wywołać przewlekłą niewydolność RV bez prowadzenia do ostrej niewydolności RV i śmierci wkrótce po operacji6. Jednym ze sposobów rozwiązania tego problemu jest użycie warchlaków lub młodych zwierząt6,15. Model PTB został z powodzeniem wykorzystany do badania różnych etapów awarii RV przy użyciu szczurów odsadzonych od szczura Wistar15,30. Aby to osiągnąć, młode szczury z pozostałym potencjałem wzrostu przeszły operację PTB z zastosowaniem tytanowych klipsów podwiązujących. Kiedy szczury rosły, zwężenie płuc stopniowo stawało się coraz bardziej dotkliwe i powodowało przerost RV lub przewlekłą niewydolność RV, w zależności od ciężkości PTB15,30. Zainspirowani tym modelem, postawiliśmy hipotezę, że różne etapy patologii RV mogą być wytwarzane w mysim modelu PTB przy użyciu młodych myszy. Badanie szerokiego spektrum patologii RV od łagodnej do ciężkiej choroby może pomóc w wyjaśnieniu naszego zrozumienia postępu choroby i przejścia od hipertrofii RV do niewydolności RV.
Tutaj prezentujemy mysi model przeciążenia RV wywołanego przez PTB u młodych myszy. Dzięki temu modelowi można wytworzyć różne stopnie patologii RV, od hipertrofii RV do nieskompensowanej awarii RV. Badanie to obejmuje szczegółowe protokoły intubacji, chirurgii PTB i fenotypowania za pomocą echokardiografii.
Protokół
Badanie zostało zatwierdzone przez duńską Inspekcję Doświadczeń na Zwierzętach (numer zezwolenia: 2021-15-0201-00928) i przeprowadzono je zgodnie z krajowymi przepisami dotyczącymi zwierząt laboratoryjnych. W badaniu wykorzystano 5-tygodniowe samce myszy C57BL/6N.
1. Dostosowanie instrumentów do intubacji i chirurgii (Rysunek 1)
UWAGA: Niniejsza sekcja szczegółowo opisuje najważniejsze etapy przygotowania niestandardowych instrumentów do intubacji i operacji PTB z tanich i łatwo dostępnych materiałów.
- Przygotuj rurkę endotrachealną (Rysunek 1A).
Do intubacji i wentylacji myszy można wykorzystać standardowe cewniki do infuzji dożylnych (IV).- Wybierz odpowiedni rozmiar cewnika naczyniowego, dopasowany do wielkości myszy. Dla myszy w wieku 5 tygodni (17-20 g) zaleca się cewnik 22G, a dla większych myszy (>20 g) cewnik 20G.
- Wyjmij igłę i odłącz mechanizm blokujący. Wsuń igłę z powrotem do cewnika i utnij jej końcówkę pod kątem 45°, około 2 mm od końca cewnika.
- Użyj papieru ściernego, aby stępić końcówkę, co zapobiegnie uszkodzeniu strun głosowych myszy.
- Odetnij jedno skrzydełko cewnika, aby zapewnić lepszą widoczność podczas intubacji.
- Przygotuj rozwierak klatki piersiowej (Rysunek 1B).
- Za pomocą uchwytu do igieł zegnij około 10 cm kawałek elastycznego metalowego drutu w połowie pod kątem 30°.
- Używając uchwytu do igieł, ostrożnie uformuj na obu końcach drutu atraumatyczne haczyki o szerokości 5 mm.
- Przygotuj statyw do intubacji (Rysunek 1C).
UWAGA: Zastosowanie statywu do intubacji umożliwia ciągłe podawanie znieczulenia przez rurkę nosową podczas intubacji. Pozwala to na kontrolowaną i bezpieczną intubację pod kontrolą wizualną, co zmniejsza ryzyko uszkodzenia strun głosowych i tchawicy, a także ryzyko błędnego wprowadzenia rurki do przełyku. Jako stelaż statywu do intubacji można wykorzystać dowolną ramę metalową lub plastikową. W niniejszym badaniu wykorzystano lekko wygięty uchwyt do rolek kuchennych.- Odetnij 3 cm kawałek gumowego wężyka dopasowanego do pyska myszy i połącz go z zaworem cewnika IV. Przed intubacją przez zawór można podłączyć znieczulenie wziewne.
- Wykonaj pętlę z plecionej nici chirurgicznej 1-0 w odległości około 5 mm od otworu rurki. Służy ona do unieruchomienia pyska myszy w rurce.
- Wytnij otwór w górnej części elastycznej plastikowej płyty i umieść w nim rurkę. Płyta służy do podtrzymywania myszy w statywie do intubacji.
- Użyj taśmy, aby połączyć poszczególne części, jak pokazano na Rysunku 1C.
- Przygotuj kaniulę prowadzącą (Rysunek 1D, E).
- Przeciągnij monofilamentową nić 6-0 przez stępioną kaniulę 27G i zawiąż supeł. Supeł ten posłuży później do chwytania nici podczas operacji PTB.
- Za pomocą uchwytu do igieł zegnij końcówkę kaniuli pod kątem 80°.
- Przygotuj aplikator klipsów ligacyjnych.
UWAGA: Aplikator klipsów ligacyjnych z kątowym brzeszczotem został zmodyfikowany poprzez dodanie regulowanego mechanizmu ograniczającego (Rysunek 1F), który zatrzymuje zaciskanie klipsa ligacyjnego, gdy brzeszczoty znajdują się w precyzyjnie określonej odległości od siebie. Zmodyfikowany aplikator klipsów ligacyjnych jest używany do zakładania tytanowych klipsów ligacyjnych na pień płucny.- Przymocuj docięty na wymiar kawałek mosiądzu do uchwytów aplikatora klipsów ligacyjnych za pomocą dwóch śrub. W centrum zamontuj regulacyjną śrubę (Rysunek 1F, biała strzałka), która określa dokładną odległość między zaciśniętymi uchwytami aplikatora, co odpowiada precyzyjnej odległości między brzeszczotami.
Rycina 1: Instrumenty do intubacji i operacji PTB. (A) Rurka endotrachealna wykonana z cewnika do dożylnego podawania płynów. (B) Retraktor klatki piersiowej. (C) Statyw do intubacji oraz mysz umieszczona w statywie, otrzymująca znieczulenie przez rurkę nosową. (D) Narzędzia chirurgiczne i zmodyfikowany aplikator klipsów ligacyjnych używane w operacji PTB. (E) Kaniula prowadząca. (F) Niestandardowy, regulowany mechanizm ograniczający. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.
2. Regulacja aplikatora klipsów ligacyjnych
- Wybierz średnicę wewnętrzną klipsa ligacyjnego w zależności od pożądanego stopnia niewydolności RV. Dla 5-tygodniowych samców myszy C57BL/6N (17-20 g) należy zastosować klips o średnicy 250 µm w przypadku ciężkiego i 450 µm w przypadku łagodnego przeciążenia ciśnieniowego RV. Aby wywołać umiarkowane przeciążenie ciśnieniowe, należy zastosować klipsy o średnicach pośrednich.
- Użyj metalowego drutu lub igieł do wyregulowania aplikatora klipsów ligacyjnych. Upewnij się, że średnica drutu odpowiada pożądanej średnicy klipsa.
- Załaduj aplikator klipsem ligacyjnym i umieść drut regulacyjny w centrum klipsa. Ściskając aplikator, obracaj śrubę, aż szczęki klipsa ściśle przylegną do drutu. Upewnij się, że po zwolnieniu aplikatora klips pozostaje na miejscu na drucie regulacyjnym.
- Po wyregulowaniu aplikatora umieść kolejny klips ligacyjny na drucie regulacyjnym, aby zweryfikować ustawioną średnicę.
3. Przygotowania do operacji
- Wprowadź zwierzę w stan znieczulenia w komorze indukcyjnej, stosując 7% sewofluranu w przepływie 0,6 L/min 100% tlenu. Przed intubacją potwierdź głębokość znieczulenia za pomocą testu ucisku palca u nogi.
UWAGA: Można również stosować izofluran. Należy pamiętać o zastosowaniu odpowiednich stężeń. - Wykonaj intubację myszy przy użyciu cewnika dożylnego 22G. Intubację przeprowadź pod kontrolą wzrokową, korzystając z mikroskopu chirurgicznego i statywu do intubacji, co umożliwi prawidłowe ustawienie dla wizualizacji strun głosowych oraz ciągłe podawanie anestetyków wziewnych przez rurkę nosową (Rysunek 1C).
- Wentyluj mysz z częstotliwością 175 oddechów/min i objętością oddechową 300 µL/oddech.
UWAGA: Zaleca się również objętości oddechowe rzędu 8-10 µL/g; optymalna objętość oddechowa zależy od ewentualnych przecieków oraz przestrzeni martwej w systemie wentylacyjnym. - Umieść zintubowaną mysz na przykrytej podkładce grzewczej (37 °C) i nałóż maść nawilżającą na oczy zwierzęcia.
- Utrzymuj znieczulenie (3,5% sewofluranu w przepływie 0,6 L/min 100% tlenu) i podaj podskórnie 0,1 mg/kg buprenorfiny oraz 5 mg/kg karprofenu w celu zapewnienia analgezji okołooperacyjnej. Usuń owłosienie z klatki piersiowej za pomocą kremu do depilacji. Usuń krem po maksymalnie 60 sekundach, aby zapobiec podrażnieniu skóry, a następnie zdezynfekuj skórę za pomocą chusteczek dezynfekujących.
4. Operacja PTB
- Wykonaj nacięcie skóry o długości 10 mm nad drugą przestrzenią międzyżebrową, od kąta mostkowego do lewej przedniej linii pachowej. Rozdziel mięśnie piersiowe większy i mniejszy za pomocą rozwarstwiania tępego.
- Przetnij mięśnie międzyżebrowe w drugiej przestrzeni międzyżebrowej i rozwarstw tępym sposobem grasicę, aby odsłonić serce, pień płucny oraz aortę. Umieść rozwieracz klatki piersiowej w przestrzeni międzyżebrowej, aby utrzymać dostęp do pola operacyjnego.
UWAGA: Podczas przecinania mięśni międzyżebrowych należy zachować szczególną ostrożność, ponieważ lewa tętnica piersiowa wewnętrzna przebiega zaledwie 1-2 mm bocznie od mostka. Uszkodzenie tej tętnicy może doprowadzić do znacznej utraty krwi. - Oddziel pień płucny od aorty wstępującej, usuwając tępym sposobem tkankę łączną między naczyniami za pomocą pęsety mikrosurgicznej. Popraw ekspozycję pnia płucnego, obracając dolną część ciała myszy (lewa noga nad prawą nogą).
- Przerowadź kaniulę prowadzącą przez poprzeczny zatokę osierdzia, tylnie względem pnia płucnego. Użyj pęsety, aby chwycić węzeł na końcówce kaniuli prowadzącej i przeciągnij szew przez kaniulę. Ostrożnie usuń kaniulę prowadzącą, pozostawiając szew wokół pnia płucnego.
- Załaduj aplikator klipsów ligacyjnych i za pomocą szwu wprowadź pień płucny w szczęki klipsa, a następnie zaciśnij klips. Zwolnij szew natychmiast po założeniu klipsa i zaobserwuj napełnianie pnia płucnego.
UWAGA: W ciągu pierwszych kilku sekund po założeniu klipsa ligacyjnego może wystąpić bradykardia. - Załóż jednowłóknisty wchłanialny szew 6-0 wokół drugiego i trzeciego żebra i zamknij przestrzeń międzyżebrową. Usuń jak najwięcej powietrza z jamy klatki piersiowej, wywierając delikatny nacisk na klatkę piersiową podczas zaciągania szwu.
- Na koniec zaszyj skórę jednowłóknistym wchłanialnym szwem 6-0.
- Podczas operacji pozorowanej (sham) wykonaj tę samą procedurę, z wyjątkiem założenia klipsa ligacyjnego (krok 4.5).
- Aby zapewnić odpowiednią analgezję pooperacyjną, dodaj buprenorfinę (7,5 mg/L) do wody pitnej i codziennie przez pierwsze trzy dni po operacji podawaj podskórnie karprofen (5 mg/kg). Monitoruj pobór wody, aby upewnić się, że spożycie jest wystarczające.
5. Echokardiografia
- Po indukcji znieczulenia w komorze indukcyjnej (1-2 min, 6% sewofluranu w 100% tlenie), utrzymuj znieczulenie za pomocą kaniuli nosowej (3,5% sewofluranu w 100% tlenie). Usuń cały włos z klatki piersiowej i brzucha za pomocą kremu depilacyjnego i umieść mysz na podkładce grzewczej. Nanieś maść nawilżającą na oczy i żel ultradźwiękowy na klatkę piersiową myszy.
UWAGA: Dostosuj wzmocnienie 2D, głębokość ogniskowania oraz głębokość obrazu, aby poprawić jakość obrazu we wszystkich pomiarach echokardiograficznych. - Ustaw głowicę ultradźwiękową, aby uzyskać przekrój w osi długiej przyścianowej (PLAX) (Rysunek 2). W przekroju PLAX zmierz średnicę wewnętrzną pnia płucnego oraz całkowy czas przepływu (VTI) w pniu płucnym.
- Wybierz tryb B i ostrożnie przesuwaj podkładkę grzewczą w osiach x, y i z, aby zidentyfikować pień płucny w centrum obrazu. Użyj trybu kolorowego, aby zidentyfikować największą średnicę pnia płucnego. Użyj funkcji cine store, aby zarejestrować sekwencję do pomiaru średnicy pnia płucnego.
- Wybierz tryb kolorowy oraz Doppler falowy (PW) i umieść kursor w centrum pnia płucnego. Dostosuj kąt PW tak, aby linie przerywane były równoległe do przepływu krwi w naczyniu.
- Naciśnij cine store, aby zmierzyć VTI. Umieść kursor w pobliżu obu ścian pnia płucnego i ponownie naciśnij cine store, aby zarejestrować przepływ w pobliżu ściany naczynia.
UWAGA: W przekroju PLAX można również ocenić średnicę wewnętrzną prawej komory (RV) oraz grubość wolnej ściany RV.
- Uzyskaj przekrój w osi krótkiej przyścianowej (PSAX) (Rysunek 3), aby zmierzyć średnice wewnętrzne lewej komory (LV), które mogą służyć do oceny wypukłości przegrody (konfiguracja D).
- Wybierz tryb B i obróć głowicę o 90° przeciwnie do ruchu wskazówek zegara. Skieruj głowicę pod kątem 20-30 stopni bocznie, aby uniknąć cienia RV rzucanego przez mostek, i pochyl głowicę o 20-30 stopni w kierunku kranialnym, aż lewa komora stanie się jak najbardziej okrągła. Następnie przesuwaj głowicę w kierunku kranio-kaudalnym, aby zidentyfikować poziom mięśni papilarnych z największymi średnicami komory, i naciśnij cine store.
UWAGA: Przekrój PSAX na poziomie środkowym mięśni papilarnych może być również wykorzystywany do oceny frakcyjnej zmiany powierzchni RV. Przekrój PSAX na poziomie zastawki aortalnej może służyć do pomiaru frakcyjnego skrócenia RV lub grubości wolnej ściany RV.
- Wybierz tryb B i obróć głowicę o 90° przeciwnie do ruchu wskazówek zegara. Skieruj głowicę pod kątem 20-30 stopni bocznie, aby uniknąć cienia RV rzucanego przez mostek, i pochyl głowicę o 20-30 stopni w kierunku kranialnym, aż lewa komora stanie się jak najbardziej okrągła. Następnie przesuwaj głowicę w kierunku kranio-kaudalnym, aby zidentyfikować poziom mięśni papilarnych z największymi średnicami komory, i naciśnij cine store.
- Użyj przekroju czterojamowego koniuszkowego (A4CH) (Rysunek 4), aby zmierzyć skurczowy przemieszczenie pierścienia zastawki trójdzielnej (TAPSE) i ocenić występowanie niedomykalności zastawki trójdzielnej.
- Ustaw głowicę tak, jak pokazano na Rysunku 4. Po zidentyfikowaniu serca wprowadź niewielkie korekty położenia głowicy, używając wyłącznie nadgarstka i palców, aby zidentyfikować wszystkie cztery jamy serca oraz zastawkę trójdzielną.
- Zidentyfikowanie i utrzymanie prawidłowego przekroju A4CH jest trudne. Dla stabilności oprzyj dłoń operującą głowicą o podkładkę grzewczą. Przesuwaj, pochylaj i lekko obracaj głowicę, aż uzyskasz odpowiedni obraz.
- Przesuwaj głowicę tylko w jednym wymiarze naraz: np. przesuń w kierunku kranio-kaudalnym, aby zlokalizować serce, następnie pochyl głowicę, aby zidentyfikować wszystkie cztery jamy, a na koniec obróć głowicę, aż wszystkie cztery jamy i zastawka trójdzielna znajdą się w kadrze. W razie potrzeby powtórz wszystkie trzy kroki kilka razy przed uzyskaniem optymalnego obrazu.
- Po zidentyfikowaniu zastawki trójdzielnej wybierz tryb M i umieść linię przerywaną w pierścieniu zastawki trójdzielnej na wolnej ścianie. Naciśnij cine store, aby zapisać pomiary.
- Wybierz tryb kolorowy, aby ocenić zastawkę trójdzielną pod kątem niedomykalności. W przypadku wystąpienia niedomykalności, w fazie skurczu widoczny będzie strumień przepływu wstecznego z RV do prawego przedsionka (RA) (Rysunek 5).
UWAGA: W przekroju A4CH można również zmierzyć Doppler tkankowy w wolnej ścianie RV oraz prędkość napływu do RV.
- Ustaw głowicę tak, jak pokazano na Rysunku 4. Po zidentyfikowaniu serca wprowadź niewielkie korekty położenia głowicy, używając wyłącznie nadgarstka i palców, aby zidentyfikować wszystkie cztery jamy serca oraz zastawkę trójdzielną.
Rysunek 2: Widok wzdłużnej osi przyściankowej (PLAX). (A-D) Pozycjonowanie głowicy ultrasonograficznej. (E, F) Prawidłowe serce mysie w widoku PLAX. (G, H) Rozszerzenie i przerost RV po PTB. Skróty: LV: lewa komora, RV: prawa komora, PV: zastawka płucna, PT: pień płucny, Ao: aorta. Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tego rysunku.
Rysunek 3: Widok krótkiej osi w przekroju przyobojczykowym (PSAX). (A-D) Pozycjonowanie głowicy ultrasonograficznej. (E, F) Prawidłowe serce mysie w widoku PSAX. (G, H) Widok PSAX po PTB. Skróty: LV: lewa komora, RV: prawa komora, PM: mięsień papilarny. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.
Rycina 4: Widok czterojamowy z wierzchołka (A4CH). (A-D) Pozycjonowanie głowicy ultradźwiękowej. (E, F) Prawidłowe serce mysie w widoku A4CH. (G, H) Rozszerzenie RV i RA po PTB. Skróty: LV: lewa komora, RV: prawa komora, RA: prawy przedsionek, LA: lewy przedsionek. Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tej ryciny.
Rycina 5: Niedomykalność zastawki trójdzielnej zwizualizowana za pomocą kolorowego Dopplera w widoku A4CH. (A) W rozkurczu obserwuje się przepływ z RA do RV (strzałka). (B) Podczas skurczu widoczna jest cienka struga przepływu z RV do RA (strzałka). Skróty: LV: lewa komora, RV: prawa komora, RA: prawy przedsionek, LA: lewy przedsionek. Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tej ryciny.
6. Analiza danych
- Zmierz średnicę pnia płucnego w trzech cyklach serca w przekroju PLAX i wykorzystaj średnią średnicę pnia płucnego do dalszych analiz danych. Zmierz VTI w trzech cyklach serca w przekroju PLAX dla każdej z trzech zapisanych pętli cine (w centrum pnia płucnego oraz w pobliżu ścian naczynia). Do dalszej analizy wykorzystaj średnią wartość VTI ze wszystkich pomiarów VTI. Użyj następującego wzoru do obliczenia CO:
: promień pnia płucnego, HR: częstość akcji serca - Zmierz LVEI w przekroju PSAX na poziomie środka mięśni brodawkowych. Użyj narzędzia pomiarowego, aby zmierzyć największą wewnętrzną średnicę LV (LVid1) od środka przegrody do wolnej ściany. Następnie zmierz wewnętrzną średnicę LV prostopadle do pierwszego pomiaru (LVid2). Powtórz te pomiary w trzech cyklach serca i oblicz LVEI, korzystając ze średnich wewnętrznych średnic LV oraz następującego wzoru:
- Zmierz TAPSE w trzech cyklach serca w widoku A4CH i wykorzystaj średnią wartość TAPSE do dalszych analiz danych.
7. Cewnikowanie prawego serca
- Zmierz ciśnienie i objętość prawej komory (RV) poprzez cewnikowanie prawej części serca przy użyciu cewnika z mikropunktem 1.4F 3 tygodnie po operacji PTB.
- Znieczul i zaintubuj mysz zgodnie z opisem w krokach 3.1-3.4. Umieść mysz na przykrytej macie grzewczej (37 °C) i utrzymuj znieczulenie (3.5% sewofluranu w 0.6 L/min 100% tlenu).
- Podaj 2000 IU heparyny (domięśniowo [i.m.]) oraz 0.5 mL NaCl (podskórnie [s.c.]).
- Za pomocą nożyczek chirurgicznych przetnij ścianę brzucha tuż za wyrostkiem mieczowatym i uzyskaj dostęp do jamy klatki piersiowej, ostrożnie przecinając przeponę wzdłuż nacięcia w ścianie klatki piersiowej. Przecinaj przeponę i żebra, aż do uzyskania wystarczającego dostępu do serca.
- Załóż ligaturę wokół żyły głównej dolnej. Służy ona do zamykania naczynia w celu zmniejszenia obciążenia wstępnego podczas późniejszego rejestrowania pomiarów ciśnienia i objętości w protokole.
- Użyj igły 26G, aby ostrożnie zrobić mały otwór w RV. Upewnij się, że otwór znajduje się jak najbliżej wierzchołka i że igła nie przebija komory na wylot, lecz służy jedynie jako prowadnica do wprowadzenia cewnika konduktancyjnego. W przypadku wystąpienia krwawienia, lekko uciśnij miejsce to małym tamponem bawełnianym, aby zminimalizować utratę krwi.
- Zlokalizuj mały otwór w ścianie komory i wprowadź cewnik, przebijając tkankę.
UWAGA: Podczas wprowadzania cewnika należy uważać, aby nie uszkodzić wewnętrznej ściany komory. - Zmiany ciśnienia w prawej komorze (RVP) są często obserwowane przez kilka minut po wprowadzeniu cewnika. Odczekaj, aż RVP się ustabilizuje, aby uzyskać reprezentatywne pomiary w stanie ustalonym.
- Aby uzyskać pętle ciśnienie-objętość, użyj ligatury wcześniej umieszczonej wokół żyły głównej dolnej. Ostrożnie pociągnij ligaturę, aby zamknąć naczynie, stopniowo zmniejszając obciążenie wstępne.
- Po zarejestrowaniu reprezentatywnych pętli ciśnienie-objętość wyjmij cewnik i uśmierć mysz poprzez wycięcie serca. W tym czasie pobierz próbki krwi i tkanek do dalszych analiz.
Wyniki
Myszy C57BL/6N (samce, 5-tygodniowe, 17-20 g) zostały losowo przydzielone do grup: ciężkiego PTB (sPTB, 250 µm, n = 12), łagodnego PTB (mPTB, 450 µm, n = 9) lub operacji pozorowanej (sham, n = 15). Ocenę funkcji serca przeprowadzono za pomocą echokardiografii 1 tydzień i 3 tygodnie po operacji. W 3. tygodniu po operacji wykonano cewnikowanie prawej komory serca, a następnie uśmiercono zwierzęta. Zważono organy, a tkankę serca przygotowano do analiz histologicznych.
Echokardiografia wykonana 1 tydzień po operacji wykazała oznaki podwyższonego ciśnienia w prawej komorze (RV) oraz dysfunkcję RV w grupie sPTB w porównaniu z grupami mPTB i sham. Dysfunkcja RV była ewidentna ze względu na zmniejszoną rzut serca (CO) oraz TAPSE (Rycina 6A,B). Zmniejszony indeks ekscentryczności lewej komory (LVEI) wskazywał na zwiększone ciśnienie w RV (Rycina 6C). W związku z tym interwencje odwracające procesy chorobowe mogą być badane już po 1 tygodniu w ciężkich modelach PTB. Grupa mPTB wykazała echokardiograficzne oznaki podwyższonego ciśnienia w RV w porównaniu z grupą sham (zmniejszony LVEI) po 1 tygodniu, jednak nie stwierdzono oznak dysfunkcji RV w ocenie echokardiograficznej (Rycina 6).
Rycina 6: Pomiary echokardiograficzne 1 tydzień po operacji. (A) Rzut serca (CO). (B) Systoliczna ekskursja pierścienia zastawki trójdzielnej (TAPSE). (C) Wskaźnik ekscentryczności lewej komory (LVEI). Skróty: mPTB: łagodna opaska pnia płucnego (PTB); sPTB: ciężka PTB. Dane przedstawiono na wykresach punktowych jako średnie ± SD. *p < 0.05, **p < 0.001. Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tej ryciny.
Po 3 tygodniach efekty operacji PTB uległy nasileniu w grupie sPTB, co objawiło się dalszym spadkiem rzutu serca oraz stałym obniżeniem wartości TAPSE w porównaniu z grupą sham (Rysunek 7A,B). Po 3 tygodniach nie zaobserwowano różnic w parametrach echokardiograficznych między grupami mPTB i sham (Rysunek 7A,B).
Cewnikowanie prawej komory ujawniło zwiększone ciśnienie skurczowe prawej komory (RVSP) w obu grupach PTB w porównaniu z grupą sham 3 tygodnie po operacji (Rysunek 7C). Funkcja rozkurczowa prawej komory była zaburzona w grupie sPTB, co wskazywał wzrost końcoworozkurczowej elastancji prawej komory (Eed), będącej niezależną od obciążenia miarą sztywności prawej komory (Rysunek 7D). Kurczliwość prawej komory, oceniana na podstawie elastancji końcowo-skurczowej (Ees), była również zwiększona w grupie sPTB w porównaniu z grupą sham, podczas gdy w grupie mPTB zaobserwowano wzrost nieistotny statystycznie (Rysunek 7E).
Pomiary anatomiczne wykazały narastający przerost prawej komory (RV) wraz ze zwiększaniem się ciężkości PTB, co objawiało się stopniowym wzrostem stosunku masy RV do masy ciała (RV/BW) (Rysunek 7F). RVSP było liniowo proporcjonalne do stopnia przerostu RV (Rysunek 7G). Pole przekroju poprzecznego (CSA) kardiomiocytów RV potwierdziło 40% wzrost przerostu RV w grupie sPTB w porównaniu z grupą sham, podczas gdy w grupie mPTB w porównaniu z grupą sham zaobserwowano wzrost nieistotny statystycznie (Rysunek 8A-D). Stopień włóknienia w RV i prawym przedsionku (RA) był siedmiokrotnie wyższy w grupie sPTB w porównaniu z grupą sham. W grupie mPTB nie zaobserwowano wzrostu włóknienia RV (Rysunek 8E-H).
Niedomykalność zastawki trójdzielnej (TR) zaobserwowano u 64% osobników w grupie sPTB po 1 tygodniu i u 91% w 3. tygodniu, podczas gdy w grupach sham i mPTB nie stwierdzono TR (dane nie zostały przedstawione). W grupie sPTB odnotowano różny stopień odbarwienia wątroby, będący objawem pozasercowej dekompensacji (Rycina 9). W grupach mPTB i sham nie zaobserwowano odbarwień.
Podsumowując, wykazujemy korelację między średnicą prążków a stopniem zaawansowania choroby. Grupa mPTB odzwierciedla wczesne stadium choroby z łagodnym przerostem RV bez dysfunkcji RV, natomiast grupa sPTB wykazuje oznaki dysfunkcji i niewydolności RV.
Rysunek 7: Pomiary echokardiograficzne, inwazyjne pomiary objętości i ciśnienia oraz pomiary anatomiczne 3 tygodnie po operacji. (A) Rzut serca (CO). (B) Systoliczna ekskursja pierścienia zastawki trójdzielnej (TAPSE). (C) Ciśnienie skurczowe prawej komory (RVSP). (D) Elastancja koniec-rozkurczowa (Eed). (E) Elastancja koniec-skurczowa (Ees). (F) Stosunek masy prawej komory do masy ciała (RV/BW). (G) Korelacja między ciśnieniem skurczowym prawej komory (RVSP) a stosunkiem RV/BW w 3 tygodniu po operacji. Na wykresie przedstawiono analizę regresji liniowej. Skorygowane R2 = 0.75, p < 0.001. Skróty: mPTB: łagodne zwężenie pnia tętnicy płucnej (PTB); sPTB: ciężkie PTB. Dane o rozkładzie normalnym przedstawiono za pomocą wykresów punktowych z wartościami średnimi ± SD. Dane o rozkładzie nienormalnym przedstawiono za pomocą wykresów pudełkowych z medianami i IQR oraz wąsami reprezentującymi wartości w zakresie 1,5 x IQR od Q1 i Q3, odpowiednio *p < 0.05, **p < 0.001. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.
Rycina 8: Analizy histologiczne tkanki RV. (A) Pole przekroju poprzecznego RV. (B-D) Tkanka RV barwiona H&E z grup (B) sham, (C) mPTB oraz (D) sPTB. (E) Procent włóknienia śródmiąższowego w stosunku do zdrowej tkanki w RV. (F-H) Tkanka RV barwiona picrosirius red z grup (F) sham, (G) mPTB oraz (H) sPTB. Paski skali: (B-D) = 50 µm, (F-H) = 250 µm. Dane przedstawiono na wykresach pudełkowych z medianami, IQR oraz wąsami reprezentującymi wartości w zakresie 1.5 x IQR od Q1 i Q3. *p < 0.05, **p < 0.001. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.
Rycina 9: Różne stopnie odbarwienia wątroby. Odbarwienie oceniano w skali 0-3. Ocena opierała się na stopniu nakrapiania oraz kolorze tkanki wątroby. Zdjęcia wykonano pod mikroskopem, przez co tkanka wydaje się jaśniejsza niż w oświetleniu otoczenia. (A) 0: wątroba prawidłowa. (B) 1: lekkie nakrapianie bez odbarwienia. (C) 2: umiarkowane nakrapianie i lekkie odbarwienie. (D) 3: silne nakrapianie i odbarwienie (wątroba muszkatołowa). Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.
Dyskusja
W niniejszej pracy przedstawiono mysi model hipertrofii i awarii RV wywołanej przeciążeniem ciśnieniowym. Wykazujemy, że: (i) PTB u młodych myszy może wywoływać różne stopnie patologii RV, od łagodnego przerostu RV do niewydolności RV z pozasercowymi objawami dekompensacji i histologicznie potwierdzonym zwłóknieniem RV. (ii) Oznaki dysfunkcji RV można zaobserwować i określić ilościowo za pomocą echokardiografii po 1 i 3 tygodniach od operacji PTB. (iii) Stopień przerostu RV jest proporcjonalny do nasilenia PTB i wynikającego z niego wzrostu ciśnienia RV. Model ten może pomóc w wyjaśnieniu patogenezy awarii RV wtórnej do przeciążenia ciśnieniem RV, ponieważ pokazujemy, że model PTB nadaje się do badania różnych etapów patologii RV.
Aby zapewnić sukces i powtarzalność mysiego modelu PTB, należy zwrócić dużą uwagę na następujące kroki. (i) Wybór odpowiedniej średnicy klipsa do podwiązywania. Właściwa średnica klipsa zależy od kilku czynników, takich jak pożądany stopień przeciążenia ciśnienia w układzie hydraulicznym i czas kontynuacji. Wiek i masa ciała myszy są również ważnymi czynnikami, które należy wziąć pod uwagę. W związku z tym protokół może być dostosowywany w zależności od aktualnego pytania naukowego. Z tego powodu zalecamy wykonanie operacji pilotażowych i echokardiografii w odpowiednich punktach czasowych po operacji, aby ocenić przydatność wybranych średnic klipsów. (ii) Precyzyjna regulacja aplikatora klipsów jest niezbędna do zapewnienia powtarzalnej patologii. Zalecamy użycie metalowego drutu lub kaniul o dobrze zdefiniowanej średnicy zewnętrznej jako wskazówki do regulacji aplikatora klipsa ligującego. (iii) Utrata krwi była najczęstszym ciężkim powikłaniem podczas operacji PTB i najczęstszą przyczyną śmiertelności około- i pooperacyjnej. Aby ograniczyć utratę krwi, w miarę możliwości należy używać narzędzi mikrochirurgicznych i sekcji. Używaj nożyczek chirurgicznych tylko wtedy, gdy jest to wskazane w protokole. (iv) Inną przyczyną śmiertelności okołooperacyjnej są arytmie serca. Krótkie epizody bradykardii mogą wystąpić podczas rozwarstwienia pnia płucnego i nałożenia klipsa podwiązującego. Aby zmniejszyć ryzyko zatrzymania krążenia, należy ograniczyć czas manipulacji pniem płucnym. W przypadku zaobserwowania bradykardii wstrzymaj manipulację pniem płucnym, aż tętno się unormuje. (v) Odtwarzalna ocena echokardiograficzna może być trudna i wymaga szkolenia przed uzyskaniem powtarzalnych wyników. Ze względu na mały rozmiar RV szczególnie trudne jest uzyskanie dobrej wizualizacji RV u myszy sterowanych pozorem w widoku PLAX i A4CH. (vi) Tętno może się znacznie różnić podczas oceny echokardiograficznej. Aby zmniejszyć zmienność, należy uważnie monitorować tętno i stosować niskie dawki znieczulenia, zapewniając jednocześnie wystarczające znieczulenie.
Ograniczeniem mysiego modelu PTB jest konieczność posiadania sprzętu chirurgicznego i szkolenia. Operacje pilotażowe powinny być zawsze wykonywane w celach szkoleniowych, a metody powinny być dostosowane do lokalnie dostępnego sprzętu. Użyliśmy tytanowych klipsów ligaturujących, które okazały się wysoce powtarzalną metodą indukcji przeciążenia ciśnieniowego RV15. Ponadto wykazano, że stosowanie klipsów podwiązujących skutkuje niższą śmiertelnością okołochirurgiczną i lepszą rekonwalescencją pooperacyjną w porównaniu z ligaturami chirurgicznymi31.
Echokardiografia do oceny funkcji RV ma pewne ograniczenia, ponieważ jest zależna od operatora, a zmienność między- i wewnątrzoperatorska może wpływać na wyniki echokardiografii. W niniejszej pracy echokardiografię wykonali dwaj operatorzy. Aby uniknąć błędu systematycznego wynikającego ze zmienności między obserwatorami, obaj operatorzy przeprowadzili echokardiografię na równej liczbie myszy ze wszystkich grup. Co więcej, echokardiografia u myszy wiąże się z pewnymi wyzwaniami. Jest to szczególnie prawdziwe u małych i stosunkowo zdrowych myszy, o czym świadczy większa zmienność pomiarów CO i TAPSE po 1 tygodniu (Figura 5) w porównaniu z 3 tygodniami (Figura 6). Aby uzyskać dokładniejszy pomiar CO, VTI w pniu płucnym mierzono w trzech cyklach pracy serca w trzech różnych lokalizacjach (w środku pnia płucnego i w pobliżu ścian naczynia). Ponadto wykazano, że echokardiografia zawyża CO w porównaniu z MRI u szczurów poddanych PTB32. MRI jest złotym standardem pomiaru CO u myszy i dlatego może być brany pod uwagę przy użyciu obecnego modelu32. Innym wyzwaniem u myszy z niewielkim lub zerowym wzrostem ciśnienia RV jest mały rozmiar RV, co komplikuje dobry widok A4CH do pomiaru, np. TAPSE. Może to prowadzić do niedoszacowania TAPSE u niektórych myszy w grupach pozorowanych i mPTB. Pomimo tych wyzwań uzyskano statystycznie istotne wyniki dla CO i TAPSE w sPTB w porównaniu z pozorowanym i mPTB. Pokazuje to, że CO i TAPSE są użytecznymi markerami funkcji RV w obecnym modelu, ale także podkreśla potrzebę intensywnego szkolenia badaczy przed oceną echokardiograficzną myszy.
Nieodłącznym ograniczeniem wszystkich modeli zwierzęcych jest to, że wyników nie można bezpośrednio ekstrapolować na ludzi ze względu na różnice genetyczne i fizjologiczne.
Według naszej wiedzy jest to jedyny model PTB u młodych myszy. Podejście to zostało zastosowane u szczurów, u których wraz ze wzrostem szczurów rozwija się stopniowy i powolny wzrost obciążenia następczego. Ta wolniejsza indukcja choroby lepiej naśladuje rozwój przewlekłej niewydolności RV15.
Obecny protokół obejmuje dwie odrębne grupy myszy o różnym stopniu dysfunkcji RV. Według naszej wiedzy, żadne inne opublikowane mysie modele PTB nie obejmują grupy z tylko łagodnym przerostem RV bez objawów dysfunkcji RV, upośledzenia hemodynamicznego lub zwłóknienia. Ten wczesny etap choroby jest więc w dużej mierze pomijany. Badanie tego wczesnego etapu rozwoju choroby może poszerzyć naszą wiedzę na temat stopniowego postępu od przerostu RV do niewydolności RV obserwowanego u pacjentów z przewlekłym TNP17.
W tym modelu patologia przewlekłej niewydolności RV rozwija się w ciągu 3 tygodni po operacji, co czyni go jednym z najbardziej efektywnych czasowo modeli przewlekłej niewydolności RV6. Inne mysie modele PTB podają czas trwania badania od 1 do 8 tygodni 17,18,33,34,35. Objawy dysfunkcji RV zaobserwowaliśmy już 1 tydzień po operacji w sPTB. To efektywne czasowo podejście z 3-tygodniową obserwacją wiąże się jednak z ograniczeniami. Myszy nie są w pełni dorosłe w wieku 8 tygodni, a dłuższa obserwacja może skutkować coraz poważniejszym zwężeniem pnia płucnego i jeszcze poważniejszą niewydolnością RV.
Genetycznie zmodyfikowane myszy są łatwo dostępne, a nowe genetycznie zmodyfikowane szczepy mogą być produkowane u myszy stosunkowo szybko iefektywnie czasowo. Stanowi to dużą zaletę mysich modeli PTB w przeciwieństwie do modeli wykorzystujących szczury lub większe ssaki.
Podsumowując, przedstawiamy odtwarzalny mysi model hipertrofii i niepowodzenia RV wywołanego przeciążeniem ciśnieniem u młodych myszy. Szczegółowe protokoły intubacji, chirurgii i fenotypowania za pomocą echokardiografii znajdują się w artykule. Do intubacji i chirurgii wykorzystywane są instrumenty wykonane na zamówienie, co pozwala na szybkie i niedrogie odtworzenie modelu. Model może być wykorzystany do identyfikacji mechanizmów, które rządzą adaptacją RV do przeciążenia ciśnieniowego, a także procesów leżących u podstaw patologii RV, które ostatecznie prowadzą do awarii RV. Wreszcie, model może być wykorzystany do testowania nowych celów terapeutycznych w leczeniu niewydolności RV.
Oświadczenia
Autorzy nie mają nic do ujawnienia.
Podziękowania
Ta praca była wspierana przez Snedkermester Sophus Jacobsen og Hustru Astrid Jacobsens Fond, Helge Peetz og Verner Peetz og hustru Vilma Peetz Legat, Grosserer A.V. Lykfeldt og Hustrus Legat. Ponadto autorzy pragną podziękować personelowi ośrodków dla zwierząt na Wydziale Medycyny Klinicznej Uniwersytetu w Aarhus za wsparcie podczas realizacji prac eksperymentalnych.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| Biosyn 6-0, monofilament, szew wchłanialny | Covidien | UM-986 | |
| kaniula, 27G 0,4x0,25, | Sterican | 292832 | |
| Bupaq Multidose vet 0,3 mg/ml (Buprenorphinum) | Salfarm Danmark | VNR 472318 | |
| myszy C57BL/6NTac | Taconic Biosciences | C57BL/6NTac | |
| Dagrofil 1, pleciony, niewchłanialny szew | B Braun | C0842273 | |
| Krem do depilacji | Veet | 3132000 | |
| Waciki do dezynfekcji (82% etanol + 0,5% chlorheksydyna) | Mediq | 3340122 | |
| Skalpele jednorazowe, rozmiar 11 | Swann-Morton | 11708353 | |
| Drä ger Vapor 2000 Sevoflurane | Drä ger | M35054 | |
| Maść do oczu neutralna, "Ophta" | Actavis | MTnr.: 07586 Vnr: 53 96 68 | |
| Klipsy podwiązywalne Horizon | Teleflex Medical | 5200 (IPN914931) | |
| Horizon Open Zaciski podwiązywalne, zakrzywione, 6" (15 cm) | Teleflex Medical | 537061 | |
| Uchwyt na ręcznik kuchenny | gdzie indziej niesklasyfikowany.Drut | ||
| metalowy różnej grubości | n.a.n.a.Zestaw | ||
| narzędzi mikrochirurgicznych | Thompson | n.a.MiniVent | |
| Wentylator | Przetwornik Hugo Sachs | Type 845 | |
| MS505S | Dźwięki wizualne | n.a.Rimadyl | |
| Bovis weterynarz 50 mg/ml (Carprofen) | Zoetis | MTnr: 34547, Vnr: 10 27 99,Sevoflurane | |
| Baxter 100 % | Baxter Medical | MTnr: 35015 | |
| Rurka silikonowa | b.a.n.a.Miękki | ||
| plastikowy arkusz | n.a.n.a.Stereoskop | ||
| , "Opmi Pico" | Carl Zeiss Surgicals GmbH | n.a.Uchwyt | |
| sondy ultradźwiękowej/szyna | Visual Sonics | 11277 | |
| Płyta varming | Dźwięki wizualne | 11437 | |
| Venflon ProSafety, 22G, 0,9 x 25mm | Becton Dickinson | 393222 |
Bibliografia
- Voelkel, N. F., et al. Right ventricular function and failure: Report of a national heart, lung, and blood institute working group on cellular and molecular mechanisms of right heart failure. Circulation. 114 (17), 1883-1891 (2006).
- Haddad, F., Doyle, R., Murphy, D. J., Hunt, S. A. Right ventricular function in cardiovascular disease, part ii: Pathophysiology, clinical importance, and management of right ventricular failure. Circulation. 117 (13), 1717-1731 (2008).
- Van De Veerdonk, M. C., et al. Progressive right ventricular dysfunction in patients with pulmonary arterial hypertension responding to therapy. J Am Coll Cardiol. 58 (24), 2511-2519 (2011).
- Gomez-Arroyo, J., et al. A brief overview of mouse models of pulmonary arterial hypertension: Problems and prospects. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 302 (10), L977-L991 (2012).
- Maarman, G., Lecour, S., Butrous, G., Thienemann, F., Sliwa, K. A comprehensive review: The evolution of animal models in pulmonary hypertension research; are we there yet. Pulm Circ. 3 (4), 739-756 (2013).
- Andersen, A., et al. Animal models of right heart failure. Cardiovasc Diagn Ther. 10 (5), 1561-1579 (2020).
- Voelkel, N. F., Tuder, R. M. Hypoxia-induced pulmonary vascular remodeling: A model for what human disease. J Clin Invest. 106 (6), 733-738 (2000).
- Rabinovitch, M., Gamble, W., Nadas, A. S., Miettinen, O. S., Reid, L. Rat pulmonary circulation after chronic hypoxia: Hemodynamic and structural features. Am J Physiol. 236 (6), H818-H827 (1979).
- Taraseviciene-Stewart, L., et al. Inhibition of the VEGF receptor 2 combined with chronic hypoxia causes cell death-dependent pulmonary endothelial cell proliferation and severe pulmonary hypertension. Faseb j. 15 (2), 427-438 (2001).
- Ciuclan, L., et al. A novel murine model of severe pulmonary arterial hypertension. Am J Respir Crit Care Med. 184 (10), 1171-1182 (2011).
- Nicolls, M. R., et al. New models of pulmonary hypertension based on VEGF receptor blockade-induced endothelial cell apoptosis. Pulm Circ. 2 (4), 434-442 (2012).
- Hessel, M. H., Steendijk, P., Den Adel, B., Schutte, C. I., Van Der Laarse, A. Characterization of right ventricular function after monocrotaline-induced pulmonary hypertension in the intact rat. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 291 (5), H2424-H2430 (2006).
- Gomez-Arroyo, J. G., et al. The monocrotaline model of pulmonary hypertension in perspective. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 302 (4), L363-L369 (2012).
- Janssen, W., et al. 5-ht2b receptor antagonists inhibit fibrosis and protect from RV heart failure. Biomed Res Int. 2015, 438403(2015).
- Andersen, S., et al. A pulmonary trunk banding model of pressure overload induced right ventricular hypertrophy and failure. J Vis Exp. (141), e58050(2018).
- Axelsen, J. B., et al. Effects of 6-mercaptopurine in pressure overload induced right heart failure. PLoS One. 14 (11), e0225122(2019).
- Egemnazarov, B., et al. Pressure overload creates right ventricular diastolic dysfunction in a mouse model: Assessment by echocardiography. J Am Soc Echocardiogr. 28 (7), 828-843 (2015).
- Wang, Q., et al. Induction of right ventricular failure by pulmonary artery constriction and evaluation of right ventricular function in mice. J Vis Exp. (147), e59431(2019).
- Kojonazarov, B., et al. The peroxisome proliferator-activated receptor β/δ agonist gw0742 has direct protective effects on right heart hypertrophy. Pulm Circ. 3 (4), 926-935 (2013).
- Kojonazarov, B., et al. P38 MAPK inhibition improves heart function in pressure-loaded right ventricular hypertrophy. Am J Respir Cell Mol Biol. 57 (5), 603-614 (2017).
- Rai, N., et al. Effect of Riociguat and Sildenafil on right heart remodeling and function in pressure overload induced model of pulmonary arterial banding. Biomed Res Int. 2018, 3293584(2018).
- Sydykov, A., et al. Genetic deficiency and pharmacological stabilization of mast cells ameliorate pressure overload-induced maladaptive right ventricular remodeling in mice. Int J Mol Sci. 21 (23), 9099(2020).
- Andersen, S., et al. Effects of combined angiotensin ii receptor antagonism and neprilysin inhibition in experimental pulmonary hypertension and right ventricular failure. Int J Cardiol. 293, 203-210 (2019).
- Andersen, S., et al. Pressure overload induced right ventricular remodeling is not attenuated by the anti-fibrotic agent pirfenidone. Pulm Circ. 9 (2), 2045894019848659(2019).
- Labazi, H., et al. Sex-dependent changes in right ventricular gene expression in response to pressure overload in a rat model of pulmonary trunk banding. Biomedicines. 8 (10), 430(2020).
- Sun, X. Q., et al. Increased mao-a activity promotes progression of pulmonary arterial hypertension. Am J Respir Cell Mol Biol. 64 (3), 331-343 (2021).
- Axelsen, J. S., et al. Effects of Empagliflozin on right ventricular adaptation to pressure overload. Front Cardiovasc Med. 10, 1302265(2023).
- Mamazhakypov, A., Veith, C., Schermuly, R. T., Sydykov, A. Surgical protocol for pulmonary artery banding in mice to generate a model of pressure-overload-induced right ventricular failure. STAR Protoc. 4 (4), 102660(2023).
- Boehm, M., et al. Delineating the molecular and histological events that govern right ventricular recovery using a novel mouse model of pulmonary artery de-banding. Cardiovasc Res. 116 (10), 1700-1709 (2020).
- Andersen, S., et al. Effects of bisoprolol and losartan treatment in the hypertrophic and failing right heart. J Card Fail. 20 (11), 864-873 (2014).
- Hirata, M., et al. Novel model of pulmonary artery banding leading to right heart failure in rats. Biomed Res Int. 2015, 753210(2015).
- Vildbrad, M. D., et al. Limitations and pitfalls in measurements of right ventricular stroke volume in an animal model of right heart failure. Physiol Meas. 36 (5), 925-937 (2015).
- Boehm, M., et al. Maintained right ventricular pressure overload induces ventricular-arterial decoupling in mice. Exp Physiol. 102 (2), 180-189 (2017).
- Cheng, H. W., et al. Assessment of right ventricular structure and function in mouse model of pulmonary artery constriction by transthoracic echocardiography. J Vis Exp. (84), e51041(2014).
- Luitel, H., et al. Pressure overload leads to an increased accumulation and activity of mast cells in the right ventricle. Physiol Rep. 5 (6), e13146(2017).
- Mamazhakypov, A., et al. Novel therapeutic targets for the treatment of right ventricular remodeling: Insights from the pulmonary artery banding model. Int J Environ Res Public Health. 18 (16), 8297(2021).
Przedruki i uprawnienia
