Artykuł metodologiczny

Mysi model przerostu prawej komory serca wywołanego przeciążeniem ciśnieniowym i niewydolności przez opaski pnia płucnego

DOI:

10.3791/66851

⸱

14 czerwca 2024

 ,  ,  , 
1Department of Clinical Medicine, Aarhus University, 2Department of Cardiology, Aarhus University Hospital

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Opisujemy mysi model przeciążenia ciśnienia w prawej komorze wywołanego przez opaski na pniu płucnym. Szczegółowe protokoły intubacji, chirurgii i fenotypowania za pomocą echokardiografii znajdują się w artykule. Do intubacji i chirurgii wykorzystywane są instrumenty wykonane na zamówienie, co pozwala na szybkie i niedrogie odtworzenie modelu.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Niewydolność prawej komory (RV) spowodowana przeciążeniem ciśnieniowym jest silnie związana z zachorowalnością i śmiertelnością w wielu chorobach sercowo-naczyniowych i płucnych. Patogeneza niewydolności RV jest złożona i pozostaje niedostatecznie poznana. Aby zidentyfikować nowe strategie terapeutyczne w leczeniu niewydolności RV, niezbędne są solidne i powtarzalne modele zwierzęce. Modele opaśników pnia płucnego (PTB) zyskały na popularności, ponieważ funkcję RV można ocenić niezależnie od zmian w unaczynieniu płuc.

W tym artykule prezentujemy mysi model przeciążenia ciśnieniem RV wywołanego przez PTB u 5-tygodniowych myszy. Model może być używany do wywoływania różnych stopni patologii RV, od łagodnego przerostu RV do nieskompensowanej niewydolności RV. W artykule zamieszczono szczegółowe protokoły intubacji, operacji PTB i fenotypowania za pomocą echokardiografii. Ponadto podano instrukcje dotyczące dostosowywania narzędzi do intubacji i chirurgii PTB, co umożliwia szybkie i niedrogie odtworzenie modelu PTB.

Tytanowe klipsy podwiązujące zostały użyte do zwężenia pnia płucnego, zapewniając wysoce powtarzalny i niezależny od operatora stopień zwężenia pnia płucnego. Nasilenie PTB zostało ocenione przy użyciu różnych średnic wewnętrznego klipsa ligaturującego (łagodne: 450 μm i ciężkie: 250 μm). Spowodowało to patologię RV, od hipertrofii z zachowaną funkcją RV do niewyrównanej niewydolności RV ze zmniejszoną pojemnością minutową serca i objawami pozasercowymi. Czynność RV oceniano za pomocą echokardiografii po 1 tygodniu i 3 tygodniach po zabiegu. Przykłady obrazów echokardiograficznych i ich wyników przedstawiono tutaj. Ponadto przedstawiono wyniki cewnikowania prawego serca oraz analizy histologiczne tkanki serca.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Niewydolność prawej komory (RV) to zespół kliniczny z objawami niewydolności serca i oznakami ogólnoustrojowego przekrwienia wynikającego z dysfunkcji RV1. Dysfunkcja RV jest silnie związana z zachorowalnością i śmiertelnością w wielu chorobach układu krążenia i płuc2. Etiologia dysfunkcji RV jest złożona, a leżące u jej podstaw szlaki sygnałowe i regulacja pozostają niewystarczająco wyjaśnione.

Obserwacje z obecnych terapii pokazują, że poprawa funkcji RV ściśle koreluje z redukcją obciążenia następczego, co sugeruje, że głównym celem leczenia jest unaczynienie płuc3. Oznacza to, że obecne terapie mają tylko minimalny bezpośredni wpływ na funkcję RV, która może ulec pogorszeniu nawet po poprawie oporu naczyniowego płuc3. W związku z tym bardzo potrzebne są dalsze badania nad poprawą funkcji RV niezależnie od redukcji obciążenia następczego.

Solidne i powtarzalne modele zwierzęce są niezbędne w poszukiwaniu nowych środków terapeutycznych. W większości modeli przewlekłej niewydolności RV podstawową przyczyną jest nadciśnienie płucne wywołane zmianami strukturalnymi w unaczynieniu płuc4,5,6. Dobrze scharakteryzowane modele obejmują model przewlekłego niedotlenienia7,8, model niedotlenienia Sugena9,10,11, oraz model monocrotaline12,13. Ponieważ niewydolność RV jest wtórna do nadciśnienia płucnego w tych modelach, niemożliwe jest odróżnienie wpływu interwencji na układ naczyniowy płuc od bezpośredniego wpływu na RV6.

Aby badać RV niezależnie od układu naczyniowego płuc, model pasmowania tułowia płucnego (PTB) zyskał popularność i został opisany u kilku gatunków zwierząt, w tym myszy, szczurów, królików, psów, owiec i świń6,14,15,16,17,18,19,20,21,22,23,24,25,26,27. W modelach PTB zwężenie tułowia płucnego uzyskuje się chirurgicznie, powodując wzrost ciśnienia RV6. Istnieją różne podejścia do stosowania PTB, w tym zwężenie naczynia za pomocą podwiązki lub metalowego klipsa do podwiązywania18,28. W modelach wykorzystujących ligatury pień płucny jest przywiązany do igły, a igła jest cofana, pozostawiając ligaturę na miejscu. Powoduje to zwężenie naczynia, które zależy od rozmiaru igły i naprężenia węzła18,29. W modelach wykorzystujących metalowe klipsy podwiązujące stopień zwężenia pnia płucnego może być bardziej powtarzalny. Zmodyfikowane aplikatory klipsów podwiązujących służą do zamykania klipsów podwiązujących do wstępnie zdefiniowanej i stałej średnicy. To sprawia, że metoda jest niezależna od operatora i zmniejsza zmienność związaną z PTB w fenotypie choroby15,27,28.

Wykazano, że modele

18,28. Jednym z głównych wyzwań podczas korzystania z modelu PTB jest wybór odpowiedniej średnicy PTB, aby osiągnąć pożądany stopień patologii RV. Jest to szczególnie trudne przy próbie modelowania zdekompensowanej awarii RV. W tym celu zwężenie musi być wystarczająco ścisłe, aby wywołać przewlekłą niewydolność RV bez prowadzenia do ostrej niewydolności RV i śmierci wkrótce po operacji6. Jednym ze sposobów rozwiązania tego problemu jest użycie warchlaków lub młodych zwierząt6,15. Model PTB został z powodzeniem wykorzystany do badania różnych etapów awarii RV przy użyciu szczurów odsadzonych od szczura Wistar15,30. Aby to osiągnąć, młode szczury z pozostałym potencjałem wzrostu przeszły operację PTB z zastosowaniem tytanowych klipsów podwiązujących. Kiedy szczury rosły, zwężenie płuc stopniowo stawało się coraz bardziej dotkliwe i powodowało przerost RV lub przewlekłą niewydolność RV, w zależności od ciężkości PTB15,30. Zainspirowani tym modelem, postawiliśmy hipotezę, że różne etapy patologii RV mogą być wytwarzane w mysim modelu PTB przy użyciu młodych myszy. Badanie szerokiego spektrum patologii RV od łagodnej do ciężkiej choroby może pomóc w wyjaśnieniu naszego zrozumienia postępu choroby i przejścia od hipertrofii RV do niewydolności RV.

Tutaj prezentujemy mysi model przeciążenia RV wywołanego przez PTB u młodych myszy. Dzięki temu modelowi można wytworzyć różne stopnie patologii RV, od hipertrofii RV do nieskompensowanej awarii RV. Badanie to obejmuje szczegółowe protokoły intubacji, chirurgii PTB i fenotypowania za pomocą echokardiografii.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Badanie zostało zatwierdzone przez Duński Inspektorat ds. Eksperymentów na Zwierzętach (numer autoryzacji: 2021-15-0201-00928) i zostało przeprowadzone zgodnie z krajowymi przepisami dotyczącymi zwierząt laboratoryjnych. W badaniu wykorzystano 5-tygodniowego samca myszy C57BL/6N.

1. Personalizacja narzędzi do intubacji i chirurgii (Rysunek 1)

UWAGA: Ta sekcja szczegółowo opisuje najważniejsze etapy przygotowania niestandardowych narzędzi do intubacji i operacji PTB z tanich i łatwo dostępnych materiałów.

  1. Przygotuj rurkę dotchawiczą (Rysunek 1A).
    Zwykłe cewniki dożylne (IV) mogą być używane do intubacji i wentylacji myszy.
    1. Wybierz odpowiedni rozmiar cewnika wewnątrznaczyniowego odpowiadający wielkości myszy. Cewnik 22G jest zalecany dla 5-tygodniowych myszy (17-20 g), a cewnik 20G dla większych myszy (>20 g).
    2. Wyciągnąć igłę i odłączyć mechanizm blokujący. Włóż igłę z powrotem do cewnika i odetnij końcówkę igły pod kątem 45°, około 2 mm od końcówki cewnika.
    3. Użyj papieru ściernego, aby stępić końcówkę, aby zapobiec uszkodzeniu strun głosowych myszy.
    4. Odetnij jedno skrzydło cewnika, aby uzyskać lepszy widok podczas intubacji.
  2. Przygotuj zwijacz klatki piersiowej (Rysunek 1B).
    1. Użyj uchwytu na igłę, aby zgiąć około 10-centymetrowy kawałek elastycznego metalowego drutu na środku pod kątem 30°.
    2. Użyj uchwytu na igłę, aby ostrożnie wykonać atraumatyczne haczyki o szerokości 5 mm na obu końcach drutu.
  3. Przygotuj stanowisko do intubacji (Rysunek 1C).
    UWAGA: Zastosowanie stanowiska do intubacji umożliwia ciągłe podawanie znieczulenia przez sondę nosową podczas intubacji. Pozwala to na kontrolowaną i bezpieczną intubację pod nadzorem wzroku, co zmniejsza ryzyko uszkodzenia strun głosowych i tchawicy, a także ryzyko nieprawidłowego umieszczenia rurki w przełyku. Jako ramę do stanowiska do intubacji można użyć dowolnej metalowej lub plastikowej ramy. W tym badaniu zastosowano lekko wygięty uchwyt na rolę w kuchni.
    1. Wytnij 3-centymetrowy kawałek gumowej rurki pasującej do pyska myszy i podłącz go do zaworu cewnika dożylnego. Znieczulenie wziewne można podłączyć za pomocą zaworu przed intubacją.
    2. Wykonaj pętlę za pomocą plecionego szwu 1-0 około 5 mm od otworu rurki. Zostanie to wykorzystane do zabezpieczenia mysiego pyska w rurce.
    3. Wytnij otwór w pobliżu górnej części elastycznego plastikowego arkusza i umieść rurkę w otworze. Prześcieradło służy do podparcia myszy w stanowisku do intubacji.
    4. Użyj taśmy, aby przytrzymać poszczególne części razem, jak pokazano na Rysunek 1C.
  4. Przygotuj kaniulę prowadzącą (Rysunek 1D, E).
    1. Przeciągnij szew monofilamentowy 6-0 przez kaniulę 27G i zawiąż węzeł na szwie. Użyj tego węzła później, aby chwycić szew podczas operacji PTB.
    2. Użyj uchwytu na igłę, aby zgiąć końcówkę kaniuli pod kątem 80°.
  5. Przygotuj aplikator do zacisków podwiązujących.
    UWAGA: Aplikator klipsa podwiązującego z kątowymi szczękami jest zmodyfikowany za pomocą regulowanego mechanizmu zatrzymującego (Rysunek 1F), który zatrzymuje ściskanie klipsa podwiązującego, gdy szczęki znajdują się w dokładnie określonej odległości od siebie. Zmodyfikowany aplikator do podwiązywania służy do nakładania tytanowych klipsów podwiązujących na pień płucny.
    1. Przymocuj specjalnie wycięty kawałek mosiądzu do uchwytów aplikatora zacisku podwiązującego za pomocą dwóch. Zamontuj regulowaną pośrodku (Rysunek 1F, biała strzałka), która określa dokładną odległość między ściśniętymi uchwytami aplikatora zacisku podwiązującego, która odpowiada dokładnej odległości między szczękami.

figure-protocol-1
Rysunek 1: Instrumenty do intubacji i chirurgii PTB. (A) Rurka dotchawicza wykonana z cewnika dożylnego. (B) Retraktor klatki piersiowej. (C) Stanowisko do intubacji i mysz umieszczone w stanowisku do intubacji, otrzymujące znieczulenie na rurkę nosową. (D) Narzędzia chirurgiczne i zmodyfikowany aplikator do podwiązywania używane do chirurgii PTB. (E) Kaniula prowadząca. (F) Wykonany na zamówienie regulowany mechanizm zatrzymujący. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

2. Regulacja aplikatora klipsa do podwiązywania

  1. Wybierz wewnętrzną średnicę zacisku podwiązującego w zależności od pożądanej ciężkości awarii RV. W przypadku 5-tygodniowych samców myszy C57BL/6N (17-20 g) należy użyć klipsa o średnicy 250 μm w przypadku poważnego i 450 μm w przypadku łagodnego przeciążenia ciśnienia w kamperze. Użyj zacisków o pośrednich średnicach, aby wywołać umiarkowane przeciążenie ciśnieniowe.
  2. Użyj metalowego drutu lub igieł, aby wyregulować aplikator klipsa do podwiązywania. Upewnij się, że średnica drutu odpowiada żądanej średnicy zacisku.
  3. Załaduj aplikator klipsa za pomocą klipsa podwiązującego i umieść drut regulacyjny na środku klipsa podwiązującego. Ściskając aplikator klipsa, przekręć, aż szczęki klipsa ściśle przylegają do drutu. Upewnij się, że klips pozostaje na swoim miejscu na przewodzie regulacyjnym po zwolnieniu aplikatora klipsa.
  4. Po wyregulowaniu aplikatora klipsa umieść kolejny klips podwiązujący na przewodzie regulacyjnym, aby sprawdzić ustawioną średnicę.

3. Przygotowania do operacji

  1. Wywołać znieczulenie w komorze indukcyjnej przy użyciu 7% sewofluranu w 0,6 l/min 100% tlenu. Potwierdź wystarczające znieczulenie przez uszczypnięcie palca u nogi przed intubacją.
    UWAGA: Można również stosować izofluran. Należy pamiętać, że należy stosować różne stężenia.
  2. Zaintubuj mysz za pomocą cewnika dożylnego 22G. Wykonaj intubację pod kontrolą wzrokową, przy użyciu mikroskopu chirurgicznego i stanowiska do intubacji, co pozwala na prawidłowe ustawienie w celu wizualizacji strun głosowych i ciągłego dostarczania wziewnych środków znieczulających na rurkę donosową (Rysunek 1C).
  3. Wentyluj mysz z prędkością 175 uderzeń/min i objętością oddechową 300 μl/skok.
    UWAGA: Zalecane są również objętości oddechowe 8-10 μL/g, a idealna objętość oddechowa zależy od możliwego wycieku i martwej przestrzeni w systemie wentylacyjnym.
  4. Umieść zaintubowaną mysz na przykrytej poduszce grzewczej (37 °C) i nałóż maść nawilżającą na oczy myszy.
  5. Utrzymuj znieczulenie (3,5% sewofluranu w 0,6 l/min 100% tlenu) i podawaj podskórnie 0,1 mg/kg buprenorfiny i 5 mg/kg karprofenu w celu znieczulenia okołooperacyjnego. Użyj kremu do depilacji, aby usunąć wszystkie włosy z klatki piersiowej. Usuń krem po maksymalnie 60 sekundach, aby zapobiec podrażnieniom skóry i zdezynfekuj skórę za pomocą chusteczek dezynfekujących.

4. Chirurgia PTB

  1. Wykonać 10 mm nacięcie w skórze powyżej drugiej przestrzeni międzyżebrowej od kąta mostka do lewej przedniej linii pachowej. Podziel główne i mniejsze mięśnie piersiowe przez rozwarstwienie.
  2. Przetnij mięśnie międzyżebrowe w drugiej przestrzeni międzyżebrowej i tępo wypreparuj grasicę, aby odsłonić serce, pień płucny i aortę. Umieść zwijacz klatki piersiowej w przestrzeni międzyżebrowej, aby zapewnić dostęp do pola operacyjnego.
    UWAGA: Należy zachować dużą ostrożność podczas przecinania mięśni międzyżebrowych, ponieważ lewa tętnica sutkowa wewnętrzna biegnie zaledwie 1-2 mm w bok mostka. Uszkodzenie tej tętnicy może spowodować znaczną utratę krwi.
  3. Oddziel pień płucny od aorty wstępującej, tępo usuwając tkankę łączną między naczyniami za pomocą mikroskopijnych kleszczy. Popraw jeszcze bardziej ekspozycję pnia płucnego, obracając dolną część ciała myszy (lewa noga nad prawą nogą).
  4. Przeprowadź kaniulę prowadzącą przez poprzeczną zatokę osierdziową z tyłu pnia płucnego. Użyj kleszczy, aby chwycić węzeł na czubku kaniuli prowadzącej i przeciągnij szew przez kaniulę prowadzącą. Ostrożnie wyjmij kaniulę prowadzącą, podczas gdy szew pozostaje na swoim miejscu wokół pnia płucnego.
  5. Załaduj aplikator klipsa do podwiązywania i użyj szwu, aby wprowadzić tułów płucny do szczęk klipsa podwiązującego i ścisnąć klips. Natychmiast po założeniu klipsa należy zdjąć szew i obserwować wypełnienie tułowia płucnego.
    UWAGA: Bradykardię można zaobserwować w ciągu pierwszych kilku sekund po założeniu klipsa podwiązującego.
  6. Umieść wchłanialny szew monofilamentowy 6-0 wokół drugiego i trzeciego kosty i zamknij przestrzeń międzyżebrową. Usuń jak najwięcej powietrza z jamy klatki piersiowej, delikatnie uciskając klatkę piersiową podczas zaciskania szwu.
  7. Na koniec zszyj skórę wchłanialnym szwem monofilamentowym 6-0.
  8. Wykonaj tę samą procedurę, z wyjątkiem umieszczenia klipsa podwiązującego (krok 4.5), podczas operacji pozorowanej.
  9. Aby zapewnić odpowiednią analgezję pooperacyjną, należy dodać buprenorfinę (7,5 mg/l) do wody pitnej i podawać podskórne wstrzyknięcie karprofenu (5 mg/kg) dziennie przez pierwsze trzy dni po operacji. Monitoruj pobór wody, aby zapewnić wystarczające zużycie.

5. Echokardiografia

  1. Po indukcji znieczulenia w komorze indukcyjnej (1-2 min, 6% sewofluranu w 100% tlenu) należy utrzymać znieczulenie za pomocą sondy donosowej (3,5% sewofluranu w 100% tlenu). Usuń wszystkie włosy z klatki piersiowej i brzucha za pomocą kremu do depilacji i umieść mysz na poduszce grzewczej. Nałóż maść nawilżającą na oczy i żel ultradźwiękowy na klatkę piersiową myszy.
    UWAGA: Dostosuj wzmocnienie 2D, głębię ostrości i głębię obrazu, aby poprawić jakość obrazu we wszystkich pomiarach echokardiograficznych.
  2. Wyreguluj sondę ultradźwiękową, aby znaleźć widok przymostkowej osi długiej (PLAX) ( Rysunek 2). W PLAX zmierz wewnętrzną średnicę pnia płucnego i całkę w czasie prędkości (VTI) w pniu płucnym.
    1. Wybierz tryb B i ostrożnie przesuń poduszkę grzewczą w osiach x, y i z, aby zidentyfikować pień płucny w środku obrazu. Użyj koloru, aby zidentyfikować największą średnicę pnia płucnego. Użyj cine store, aby uchwycić sekwencję pomiaru średnicy pnia płucnego.
    2. Wybierz kolor i falę tętna (PW) Dopplera i umieść kursor na środku pnia płucnego. Dostosuj kąt PW, aż przerywane linie będą równoległe do przepływu krwi w naczyniu.
    3. Naciśnij cine store, aby zmierzyć VTI. Umieść kursor w pobliżu obu ścian pnia płucnego i ponownie naciśnij cine store, aby uzyskać przepływ w pobliżu ściany naczynia.
      UWAGA: Średnica wewnętrzna prawej komory (RV) i grubość ścianki wolnej od RV mogą być również oceniane w widoku PLAX.
  3. Znajdź widok krótkiej osi przymostkowej (PSAX) (Rysunek 3), aby zmierzyć wewnętrzne średnice lewej komory (LV), które można wykorzystać do oceny wybrzuszenia przegrody (konfiguracja D).
    1. Wybierz tryb B i obróć sondę o 90° w kierunku przeciwnym do ruchu wskazówek zegara. Ustaw sondę pod kątem 20-30 stopni na boki, aby uniknąć zacienienia RV przez mostek, i przechyl sondę o 20-30 stopni czaszki, aż lewa komora będzie tak okrągła, jak to możliwe. Następnie przesuń sondę w kierunku czaszkowo-ogonowym, aby określić poziom mięśni brodawkowatych o największych średnicach komór i naciśnij cine store.
      UWAGA: PSAX na poziomie środkowym brodawkowatym może być również stosowany do oceny zmiany obszaru frakcyjnego RV. PSAX na poziomie zastawki aortalnej może być stosowany do pomiaru frakcyjnego skrócenia RV lub grubości ścianki wolnej od RV.
  4. Użyj wierzchołkowego widoku 4-komorowego (A4CH) (Rysunek 4), aby zmierzyć skurczowe wychylenie w płaszczyźnie pierścieniowej trójdzielnej (TAPSE) i ocenić niedomykalność zastawki trójdzielnej.
    1. Ustaw sondę, jak pokazano na Rysunek 4. Po zidentyfikowaniu serca dokonaj niewielkich regulacji sondy, używając tylko nadgarstka i palców, aby zidentyfikować wszystkie cztery komory serca i zastawkę trójdzielną.
      1. Identyfikacja i utrzymanie dobrego widoku A4CH jest wyzwaniem. Pozwól, aby ręka obsługująca sondę spoczywała na poduszce grzewczej, aby zapewnić stabilność. Przesuń, przechyl i lekko obróć sondę, aż zostanie znaleziony odpowiedni obraz.
      2. Przesuwaj sondę tylko w jednym wymiarze na raz: np. przesuń czaszkowo-ogonową, aby znaleźć serce, następnie przechyl sondę, aby zidentyfikować wszystkie cztery komory, a na koniec obróć sondę, aż wszystkie cztery komory i zastawka trójdzielna znajdą się w ramie. W razie potrzeby powtórz wszystkie trzy kroki kilka razy, zanim uzyskasz idealny obraz.
    2. Po zidentyfikowaniu zastawki trójdzielnej wybierz tryb M i umieść przerywaną linię w pierścieniu trójdzielnym wolnej ściany. Naciśnij cine store, aby zapisać pomiary.
    3. Wybierz kolor, aby ocenić zastawkę trójdzielną pod kątem niedomykalności. Jeśli występuje niedomykałczność, strumień wstecznego przepływu z RV do prawego przedsionka (RA) będzie widoczny w skurczu (Rysunek 5).
      UWAGA: W widoku A4CH można również zmierzyć Dopplera tkankowego w ścianie wolnej od RV i prędkość napływu RV.

figure-protocol-2
Rysunek 2: Widok długiej osi przymostkowej (PLAX). (A-D) Pozycjonowanie sondy ultradźwiękowej. (E, F) Normalne mysie serce w PLAX. (G, H) Rozszerzenie i przerost RV po PTB. Skróty: LV: lewa komora, RV: prawa komora, PV: zastawka płucna, PT: pień płucny, Ao: aorta. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-protocol-3
Rysunek 3: Widok krótkiej osi przymostkowej (PSAX). (A-D) Umiejscowienie sondy ultradźwiękowej. (E, F) Normalne mysie serce w PSAX. (G, H) PSAX po PTB. Skróty: LV: lewa komora, RV: prawa komora, PM: mięsień brodawkowaty. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-protocol-4
Rysunek 4: Widok wierzchołkowy 4-komorowy (A4CH). (A-D) Pozycjonowanie sondy ultradźwiękowej. (E, F) Normalne mysie serce w widoku A4CH. (G, H) Dylatacja RV i RA po PTB. Skróty: LV: lewa komora, RV: prawa komora, RA: prawy przedsionek, LA: lewy przedsionek. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-protocol-5
Rysunek 5: Niedomykalność zastawki trójdzielnej wizualizowana za pomocą kolorowego Dopplera w widoku A4CH. (A) W przypadku rozkurczu obserwuje się przepływ od RA do RV (strzałka). (B) Podczas skurczu widoczny jest cienki strumień przepływu z RV do RA (strzałka). Skróty: LV: lewa komora, RV: prawa komora, RA: prawy przedsionek, LA: lewy przedsionek. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

6. Analizy danych

  1. Zmierz średnicę tułowia płucnego w trzech cyklach pracy serca w PLAX i wykorzystaj średnią średnicę tułowia płucnego do dalszych analiz danych. Zmierz VTI w trzech cyklach serca w PLAX dla każdej z trzech zapisanych pętli cine (w środku pnia płucnego i w pobliżu ścian naczynia). Do dalszej analizy należy użyć średniej VTI ze wszystkich pomiarów VTI. Użyj następującego wzoru, aby obliczyć CO:
    figure-protocol-6
    figure-protocol-7 : promień tułowia płucnego, HR: tętno
  2. Zmierz LVEI w PSAX na poziomie środkowym brodawkowatego. Użyj przyrządu pomiarowego, aby zmierzyć największą średnicę wewnętrzną LV (LVid 1) od połowy przegrody do wolnej ściany. Następnie zmierz średnicę wewnętrzną lewej komory prostopadłej do pierwszego pomiaru (LVid2). Powtórz te pomiary w trzech cyklach pracy serca i oblicz LVEI, używając średnich średnic wewnętrznych LV i następującego wzoru:
    figure-protocol-8
  3. Zmierz TAPSE w trzech cyklach pracy serca w widoku A4CH i użyj średniej TAPSE do dalszych analiz danych.

7. Cewnikowanie prawego serca

  1. Zmierz ciśnienie i objętość prawej komory (RV) przez cewnikowanie prawego serca za pomocą cewnika z mikrokońcówką 1,4F 3 tygodnie po operacji PTB.
  2. Znieczulić i zaintubować mysz zgodnie z opisem w krokach 3.1-3.4. Umieść mysz na przykrytej poduszce grzewczej (37 °C) i utrzymuj znieczulenie (3,5% sewofluranu w 0,6 l/min 100% tlenu).
  3. Podawać 2000 j.m. heparyny (domięśniowo [i.m.]) i 0,5 ml NaCl (podskórnie [podskórnie]).
  4. Za pomocą nożyczek chirurgicznych przeciąć ścianę brzucha tylko doogonowo do wyrostka mieczykowatego i uzyskać dostęp do jamy klatki piersiowej, ostrożnie przecinając przeponę wzdłuż jej nacięcia w ścianie klatki piersiowej. Przetnij przeponę i żebra, aż uzyskasz wystarczający dostęp do serca.
  5. Umieść ligaturę wokół żyły głównej dolnej. Użyj tego do zamknięcia naczynia w celu zmniejszenia napięcia wstępnego w celu zarejestrowania pomiarów ciśnienia i objętości w dalszej części protokołu.
  6. Użyj igły 26G, aby ostrożnie zrobić mały otwór w kamperze. Upewnij się, że jest on jak najbliżej wierzchołka, a igła nie wnika całkowicie w komorę, a jedynie działa jako prowadnica do wprowadzenia cewnika konduktującego. Jeśli wystąpi krwawienie, delikatnie uciskaj małym bawełnianym wacikiem, aby zminimalizować utratę krwi.
  7. Zidentyfikuj mały otwór w ścianie komory i wprowadź cewnik, penetrując tkankę.
    UWAGA: Podczas zakładania cewnika należy uważać, aby nie uszkodzić wewnętrznej ściany komory.
  8. Zmiany ciśnienia w prawej komorze (RVP) są często obserwowane przez kilka minut po wprowadzeniu cewnika. Poczekaj, aż RVP ustabilizuje się, aby uzyskać reprezentatywne pomiary w stanie ustalonym.
  9. Aby uzyskać pętle ciśnienie-objętość, należy użyć ligatury umieszczonej wcześniej wokół żyły głównej dolnej. Ostrożnie pociągnij ligaturę, aby zasłonić naczynie, stopniowo zmniejszając w ten sposób napięcie wstępne.
  10. Po zarejestrowaniu reprezentatywnych pętli ciśnienie-objętość należy usunąć cewnik i poddać mysz eutanazji przez wycięcie serca. W tym czasie należy pobrać próbki krwi i tkanek do dalszej analizy.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

myszy C57BL/6N (samce, 5 tygodni, 17-20 g) zostały losowo przydzielone do ciężkiej PTB (sPTB, 250 μm, n = 12), łagodnej PTB (mPTB, 450 μm, n = 9), lub pozorowanej operacji (pozorowanej, n = 15). Ocenę czynności serca przeprowadzono za pomocą echokardiografii 1 tydzień i 3 tygodnie po operacji. Cewnikowanie prawego serca z następczą eutanazją wykonano 3 tygodnie po operacji. Zważono narządy i przygotowano tkankę serca do analiz histologicznych.

Echokardiografia 1 tydzień po operacji ujawniła oznaki podwyższonego ciśnienia RV i dysfunkcji RV w sPTB w porównaniu z mPTB i grupami pozorowanymi. Dysfunkcja RV była widoczna przez zmniejszoną pojemność minutową serca (CO) i TAPSE (Figura 6A, B). Zmniejszony wskaźnik ekscentryczności lewej komory (LVEI) wskazywał na zwiększone ciśnienie RV (Rysunek 6C). W związku z tym interwencje odwrócenia mogą być badane już po 1 tygodniu w ciężkich modelach PTB. Grupa mPTB wykazała echokardiograficzne objawy podwyższonego ciśnienia RV w porównaniu z pozorowanym (zmniejszonym LVEI) po 1 tygodniu, ale bez oznak dysfunkcji RV ocenianych za pomocą echokardiografii (Ryc. 6).

figure-results-1
Rysunek 6: Pomiary echokardiograficzne 1 tydzień po operacji. (A) Rzut serca (CO). (B) Trójdzielny skok skurczowy w płaszczyźnie pierścieniowej (TAPSE). (C) Wskaźnik mimośrodu lewej komory (LVEI). Skróty: mPTB: łagodne pasmo pnia płucnego (PTB); sPTB: ciężki PTB. Dane prezentowane są za pomocą wykresów rozrzutu ze średnimi ± SD. *p < 0,05, **p < 0,001. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Po 3 tygodniach, efekty operacji PTB zostały uwydatnione w sPTB z dalszym zmniejszeniem pojemności minutowej serca i konsekwentnym spadkiem TAPSE w porównaniu z pozorowanym (Rysunek 7A,B). Nie zaobserwowano różnicy w parametrach echokardiograficznych między grupami mPTB i pozorowanymi po 3 tygodniach (Rysunek 7A,B).

Cewnikowanie prawego serca wykazało podwyższone ciśnienie skurczowe RV (RVSP) w obu grupach PTB w porównaniu z pozorowanym 3 tygodnie po operacji (Rysunek 7C). Funkcja rozkurczowa RV była zaburzona w grupie sPTB, na co wskazuje wzrost elasji końcoworozkurczowej RV (Eed), niezależnej od obciążenia miary sztywności RV (Rysunek 7D). Kurczliwość RV, oceniana za pomocą elasji końcowoskurczowej (Ees), była również zwiększona w grupie sPTB w porównaniu z pozorowaną, podczas gdy grupa mPTB wykazała nieistotny wzrost (Figura 7E).

Pomiary anatomiczne wykazały narastający przerost RV ze zwiększonym nasileniem PTB, wyrażony przez stopniowy wzrost stosunku masy RV do masy ciała (RV/BW) (Rysunek 7F). RVSP był liniowo proporcjonalny do stopnia przerostu RV (Rysunek 7G). Obszar przekroju poprzecznego kardiomiocytów RV (CSA) potwierdził 40% wzrost przerostu RV w sPTB w porównaniu z pozorowanym, podczas gdy nastąpił nieistotny wzrost mPTB w porównaniu z pozorowanym (Figura 8A-D). Stopień zwłóknienia w RV i prawym przedsionku (RZS) był siedmiokrotnie wyższy w sPTB w porównaniu z pozorowanym. Nie zaobserwowano wzrostu zwłóknienia RV w mPTB (Ryc. 8E-H).

Niedomykalność zastawki trójdzielnej (TR) zaobserwowano u 64% w grupie sPTB po 1 tygodniu i u 91% po 3 tygodniach, podczas gdy w grupie pozorowanej i mPTB nie stwierdzono TR (dane nie pokazane). Różne stopnie przebarwienia wątroby, oznaka dekompensacji pozasercowej, zaobserwowano w grupie sPTB (Ryc. 9). Nie zaobserwowano przebarwień w grupie mPTB i grupie pozorowanej.

Podsumowując, pokazujemy korelację między średnicą pasma a ciężkością choroby. Grupa mPTB naśladuje wczesne stadium choroby z łagodnym przerostem RV bez dysfunkcji RV, podczas gdy grupa sPTB wykazuje oznaki dysfunkcji RV i niepowodzenia.

figure-results-2
Rysunek 7: Echokardiograficzne, inwazyjne pomiary objętości ciśnienia i anatomiczne 3 tygodnie po operacji. (A) Rzut serca (CO). (B) Skurczowe wychylenie w płaszczyźnie pierścieniowej trójki trójdzielnej (TAPSE). (C) Ciśnienie skurczowe prawej komory (RVSP). (D) Elastancja końcoworozkurczowa (Eed). (E) Elastancja końcowoskurczowa (Ees). (F) Stosunek masy prawej komory do masy ciała (RV/BW). (G) Korelacja między ciśnieniem skurczowym prawej komory (RVSP) a masą RV/BW w 3 tygodnie po operacji. Przeprowadzono analizę regresji liniowej, która została przedstawiona na wykresie. Skorygowane R2 = 0,75, p < 0,001. Skróty: mPTB: łagodne pasmo pnia płucnego (PTB); sPTB: ciężki PTB. Dane o rozkładzie normalnym są prezentowane za pomocą wykresów rozrzutu ze średnimi ± SD. Dane o rozkładzie nienormalnym są prezentowane za pomocą wykresów pudełkowych z medianami z IQR i wąsami reprezentującymi wartości w zakresie 1,5 x IQR z Q1 i Q3, odpowiednio *p < 0,05, **p < 0,001. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-results-3
Rysunek 8: Analizy histologiczne tkanki RV. (A) Pole przekroju poprzecznego RV. (B-D) wybarwione HE tkanki RV z (B) pozorowanej, (C) mPTB i (D) sPTB. (E) Procent zwłóknienia śródmiąższowego w stosunku do zdrowej tkanki w RV. (F-H) Tkanka RV barwiona przez Picrosiriusa z (F) pozorowanej, (G) mPTB i (H) sPTB. Podziałki: (B-D) = 50 μm, (F-H) = 250 μm. Dane są prezentowane za pomocą wykresów pudełkowych z medianami, IQR i wąsami reprezentującymi wartości w zakresie 1,5 x IQR odpowiednio od Q1 i Q3. *p < 0,05, **p < 0,001. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-results-4
Rysunek 9: Różne stopnie przebarwienia wątroby. Przebarwienia oceniono na 0-3. Ocena opierała się na stopniu nakrapianego wyglądu i koloru tkanki wątroby. Zdjęcia zostały wykonane przez mikroskop, dzięki czemu tkanka wydawała się jaśniejsza niż w oświetleniu otoczenia. (A) 0: normalna wątroba. (B) 1: Jasne plamki bez przebarwień. (C) 2: umiarkowane plamki i jasne przebarwienia. (D) 3: Silne plamki i przebarwienia (wątroba gałki muszkatołowej). Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W niniejszej pracy przedstawiono mysi model hipertrofii i awarii RV wywołanej przeciążeniem ciśnieniowym. Wykazujemy, że: (i) PTB u młodych myszy może wywoływać różne stopnie patologii RV, od łagodnego przerostu RV do niewydolności RV z pozasercowymi objawami dekompensacji i histologicznie potwierdzonym zwłóknieniem RV. (ii) Oznaki dysfunkcji RV można zaobserwować i określić ilościowo za pomocą echokardiografii po 1 i 3 tygodniach od operacji PTB. (iii) Stopień przerostu RV jest proporcjonalny do nasilenia PTB i wynikającego z niego wzrostu ciśnienia RV. Model ten może pomóc w wyjaśnieniu patogenezy awarii RV wtórnej do przeciążenia ciśnieniem RV, ponieważ pokazujemy, że model PTB nadaje się do badania różnych etapów patologii RV.

Aby zapewnić sukces i powtarzalność mysiego modelu PTB, należy zwrócić dużą uwagę na następujące kroki. (i) Wybór odpowiedniej średnicy klipsa do podwiązywania. Właściwa średnica klipsa zależy od kilku czynników, takich jak pożądany stopień przeciążenia ciśnienia w układzie hydraulicznym i czas kontynuacji. Wiek i masa ciała myszy są również ważnymi czynnikami, które należy wziąć pod uwagę. W związku z tym protokół może być dostosowywany w zależności od aktualnego pytania naukowego. Z tego powodu zalecamy wykonanie operacji pilotażowych i echokardiografii w odpowiednich punktach czasowych po operacji, aby ocenić przydatność wybranych średnic klipsów. (ii) Precyzyjna regulacja aplikatora klipsów jest niezbędna do zapewnienia powtarzalnej patologii. Zalecamy użycie metalowego drutu lub kaniul o dobrze zdefiniowanej średnicy zewnętrznej jako wskazówki do regulacji aplikatora klipsa ligującego. (iii) Utrata krwi była najczęstszym ciężkim powikłaniem podczas operacji PTB i najczęstszą przyczyną śmiertelności około- i pooperacyjnej. Aby ograniczyć utratę krwi, w miarę możliwości należy używać narzędzi mikrochirurgicznych i sekcji. Używaj nożyczek chirurgicznych tylko wtedy, gdy jest to wskazane w protokole. (iv) Inną przyczyną śmiertelności okołooperacyjnej są arytmie serca. Krótkie epizody bradykardii mogą wystąpić podczas rozwarstwienia pnia płucnego i nałożenia klipsa podwiązującego. Aby zmniejszyć ryzyko zatrzymania krążenia, należy ograniczyć czas manipulacji pniem płucnym. W przypadku zaobserwowania bradykardii wstrzymaj manipulację pniem płucnym, aż tętno się unormuje. (v) Odtwarzalna ocena echokardiograficzna może być trudna i wymaga szkolenia przed uzyskaniem powtarzalnych wyników. Ze względu na mały rozmiar RV szczególnie trudne jest uzyskanie dobrej wizualizacji RV u myszy sterowanych pozorem w widoku PLAX i A4CH. (vi) Tętno może się znacznie różnić podczas oceny echokardiograficznej. Aby zmniejszyć zmienność, należy uważnie monitorować tętno i stosować niskie dawki znieczulenia, zapewniając jednocześnie wystarczające znieczulenie.

Ograniczeniem mysiego modelu PTB jest konieczność posiadania sprzętu chirurgicznego i szkolenia. Operacje pilotażowe powinny być zawsze wykonywane w celach szkoleniowych, a metody powinny być dostosowane do lokalnie dostępnego sprzętu. Użyliśmy tytanowych klipsów ligaturujących, które okazały się wysoce powtarzalną metodą indukcji przeciążenia ciśnieniowego RV15. Ponadto wykazano, że stosowanie klipsów podwiązujących skutkuje niższą śmiertelnością okołochirurgiczną i lepszą rekonwalescencją pooperacyjną w porównaniu z ligaturami chirurgicznymi31.

Echokardiografia do oceny funkcji RV ma pewne ograniczenia, ponieważ jest zależna od operatora, a zmienność między- i wewnątrzoperatorska może wpływać na wyniki echokardiografii. W niniejszej pracy echokardiografię wykonali dwaj operatorzy. Aby uniknąć błędu systematycznego wynikającego ze zmienności między obserwatorami, obaj operatorzy przeprowadzili echokardiografię na równej liczbie myszy ze wszystkich grup. Co więcej, echokardiografia u myszy wiąże się z pewnymi wyzwaniami. Jest to szczególnie prawdziwe u małych i stosunkowo zdrowych myszy, o czym świadczy większa zmienność pomiarów CO i TAPSE po 1 tygodniu (Figura 5) w porównaniu z 3 tygodniami (Figura 6). Aby uzyskać dokładniejszy pomiar CO, VTI w pniu płucnym mierzono w trzech cyklach pracy serca w trzech różnych lokalizacjach (w środku pnia płucnego i w pobliżu ścian naczynia). Ponadto wykazano, że echokardiografia zawyża CO w porównaniu z MRI u szczurów poddanych PTB32. MRI jest złotym standardem pomiaru CO u myszy i dlatego może być brany pod uwagę przy użyciu obecnego modelu32. Innym wyzwaniem u myszy z niewielkim lub zerowym wzrostem ciśnienia RV jest mały rozmiar RV, co komplikuje dobry widok A4CH do pomiaru, np. TAPSE. Może to prowadzić do niedoszacowania TAPSE u niektórych myszy w grupach pozorowanych i mPTB. Pomimo tych wyzwań uzyskano statystycznie istotne wyniki dla CO i TAPSE w sPTB w porównaniu z pozorowanym i mPTB. Pokazuje to, że CO i TAPSE są użytecznymi markerami funkcji RV w obecnym modelu, ale także podkreśla potrzebę intensywnego szkolenia badaczy przed oceną echokardiograficzną myszy.

Nieodłącznym ograniczeniem wszystkich modeli zwierzęcych jest to, że wyników nie można bezpośrednio ekstrapolować na ludzi ze względu na różnice genetyczne i fizjologiczne.

Według naszej wiedzy jest to jedyny model PTB u młodych myszy. Podejście to zostało zastosowane u szczurów, u których wraz ze wzrostem szczurów rozwija się stopniowy i powolny wzrost obciążenia następczego. Ta wolniejsza indukcja choroby lepiej naśladuje rozwój przewlekłej niewydolności RV15.

Obecny protokół obejmuje dwie odrębne grupy myszy o różnym stopniu dysfunkcji RV. Według naszej wiedzy, żadne inne opublikowane mysie modele PTB nie obejmują grupy z tylko łagodnym przerostem RV bez objawów dysfunkcji RV, upośledzenia hemodynamicznego lub zwłóknienia. Ten wczesny etap choroby jest więc w dużej mierze pomijany. Badanie tego wczesnego etapu rozwoju choroby może poszerzyć naszą wiedzę na temat stopniowego postępu od przerostu RV do niewydolności RV obserwowanego u pacjentów z przewlekłym TNP17.

W tym modelu patologia przewlekłej niewydolności RV rozwija się w ciągu 3 tygodni po operacji, co czyni go jednym z najbardziej efektywnych czasowo modeli przewlekłej niewydolności RV6. Inne mysie modele PTB podają czas trwania badania od 1 do 8 tygodni 17,18,33,34,35. Objawy dysfunkcji RV zaobserwowaliśmy już 1 tydzień po operacji w sPTB. To efektywne czasowo podejście z 3-tygodniową obserwacją wiąże się jednak z ograniczeniami. Myszy nie są w pełni dorosłe w wieku 8 tygodni, a dłuższa obserwacja może skutkować coraz poważniejszym zwężeniem pnia płucnego i jeszcze poważniejszą niewydolnością RV.

Genetycznie zmodyfikowane myszy są łatwo dostępne, a nowe genetycznie zmodyfikowane szczepy mogą być produkowane u myszy stosunkowo szybko iefektywnie czasowo. Stanowi to dużą zaletę mysich modeli PTB w przeciwieństwie do modeli wykorzystujących szczury lub większe ssaki.

Podsumowując, przedstawiamy odtwarzalny mysi model hipertrofii i niepowodzenia RV wywołanego przeciążeniem ciśnieniem u młodych myszy. Szczegółowe protokoły intubacji, chirurgii i fenotypowania za pomocą echokardiografii znajdują się w artykule. Do intubacji i chirurgii wykorzystywane są instrumenty wykonane na zamówienie, co pozwala na szybkie i niedrogie odtworzenie modelu. Model może być wykorzystany do identyfikacji mechanizmów, które rządzą adaptacją RV do przeciążenia ciśnieniowego, a także procesów leżących u podstaw patologii RV, które ostatecznie prowadzą do awarii RV. Wreszcie, model może być wykorzystany do testowania nowych celów terapeutycznych w leczeniu niewydolności RV.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ta praca była wspierana przez Snedkermester Sophus Jacobsen og Hustru Astrid Jacobsens Fond, Helge Peetz og Verner Peetz og hustru Vilma Peetz Legat, Grosserer A.V. Lykfeldt og Hustrus Legat. Ponadto autorzy pragną podziękować personelowi ośrodków dla zwierząt na Wydziale Medycyny Klinicznej Uniwersytetu w Aarhus za wsparcie podczas realizacji prac eksperymentalnych.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Biosyn 6-0, monofilament, szew wchłanialnyCovidienUM-986
kaniula, 27G 0,4x0,25, Sterican292832
Bupaq Multidose vet 0,3 mg/ml (Buprenorphinum)Salfarm DanmarkVNR 472318
myszy C57BL/6NTacTaconic BiosciencesC57BL/6NTac
Dagrofil 1, pleciony, niewchłanialny szewB BraunC0842273
Krem do depilacji Veet 3132000
Waciki do dezynfekcji (82% etanol + 0,5% chlorheksydyna)Mediq3340122
Skalpele jednorazowe, rozmiar 11Swann-Morton11708353
Drä ger Vapor 2000 SevofluraneDrä gerM35054
Maść do oczu neutralna, "Ophta"ActavisMTnr.: 07586 Vnr: 53 96 68
Klipsy podwiązywalne HorizonTeleflex Medical5200 (IPN914931)
Horizon Open Zaciski podwiązywalne, zakrzywione, 6" (15 cm)Teleflex Medical537061
Uchwyt na ręcznik kuchennygdzie indziej niesklasyfikowany.Drut
metalowy różnej grubościn.a.n.a.Zestaw
narzędzi mikrochirurgicznychThompsonn.a.MiniVent
WentylatorPrzetwornik Hugo SachsType 845
MS505S Dźwięki wizualnen.a.Rimadyl
Bovis weterynarz 50 mg/ml (Carprofen)ZoetisMTnr: 34547, Vnr: 10 27 99,Sevoflurane
Baxter 100 %Baxter MedicalMTnr: 35015
Rurka silikonowab.a.n.a.Miękki
plastikowy arkuszn.a.n.a.Stereoskop
, "Opmi Pico"Carl Zeiss Surgicals GmbHn.a.Uchwyt
sondy ultradźwiękowej/szynaVisual Sonics11277
Płyta varming Dźwięki wizualne11437
Venflon ProSafety, 22G, 0,9 x 25mmBecton Dickinson393222
,

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Voelkel, N. F., et al. Right ventricular function and failure: Report of a national heart, lung, and blood institute working group on cellular and molecular mechanisms of right heart failure. Circulation. 114 (17), 1883-1891 (2006).
  2. Haddad, F., Doyle, R., Murphy, D. J., Hunt, S. A. Right ventricular function in cardiovascular disease, part ii: Pathophysiology, clinical importance, and management of right ventricular failure. Circulation. 117 (13), 1717-1731 (2008).
  3. Van De Veerdonk, M. C., et al. Progressive right ventricular dysfunction in patients with pulmonary arterial hypertension responding to therapy. J Am Coll Cardiol. 58 (24), 2511-2519 (2011).
  4. Gomez-Arroyo, J., et al. A brief overview of mouse models of pulmonary arterial hypertension: Problems and prospects. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 302 (10), L977-L991 (2012).
  5. Maarman, G., Lecour, S., Butrous, G., Thienemann, F., Sliwa, K. A comprehensive review: The evolution of animal models in pulmonary hypertension research; are we there yet. Pulm Circ. 3 (4), 739-756 (2013).
  6. Andersen, A., et al. Animal models of right heart failure. Cardiovasc Diagn Ther. 10 (5), 1561-1579 (2020).
  7. Voelkel, N. F., Tuder, R. M. Hypoxia-induced pulmonary vascular remodeling: A model for what human disease. J Clin Invest. 106 (6), 733-738 (2000).
  8. Rabinovitch, M., Gamble, W., Nadas, A. S., Miettinen, O. S., Reid, L. Rat pulmonary circulation after chronic hypoxia: Hemodynamic and structural features. Am J Physiol. 236 (6), H818-H827 (1979).
  9. Taraseviciene-Stewart, L., et al. Inhibition of the VEGF receptor 2 combined with chronic hypoxia causes cell death-dependent pulmonary endothelial cell proliferation and severe pulmonary hypertension. Faseb j. 15 (2), 427-438 (2001).
  10. Ciuclan, L., et al. A novel murine model of severe pulmonary arterial hypertension. Am J Respir Crit Care Med. 184 (10), 1171-1182 (2011).
  11. Nicolls, M. R., et al. New models of pulmonary hypertension based on VEGF receptor blockade-induced endothelial cell apoptosis. Pulm Circ. 2 (4), 434-442 (2012).
  12. Hessel, M. H., Steendijk, P., Den Adel, B., Schutte, C. I., Van Der Laarse, A. Characterization of right ventricular function after monocrotaline-induced pulmonary hypertension in the intact rat. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 291 (5), H2424-H2430 (2006).
  13. Gomez-Arroyo, J. G., et al. The monocrotaline model of pulmonary hypertension in perspective. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 302 (4), L363-L369 (2012).
  14. Janssen, W., et al. 5-ht2b receptor antagonists inhibit fibrosis and protect from RV heart failure. Biomed Res Int. 2015, 438403(2015).
  15. Andersen, S., et al. A pulmonary trunk banding model of pressure overload induced right ventricular hypertrophy and failure. J Vis Exp. (141), e58050(2018).
  16. Axelsen, J. B., et al. Effects of 6-mercaptopurine in pressure overload induced right heart failure. PLoS One. 14 (11), e0225122(2019).
  17. Egemnazarov, B., et al. Pressure overload creates right ventricular diastolic dysfunction in a mouse model: Assessment by echocardiography. J Am Soc Echocardiogr. 28 (7), 828-843 (2015).
  18. Wang, Q., et al. Induction of right ventricular failure by pulmonary artery constriction and evaluation of right ventricular function in mice. J Vis Exp. (147), e59431(2019).
  19. Kojonazarov, B., et al. The peroxisome proliferator-activated receptor β/δ agonist gw0742 has direct protective effects on right heart hypertrophy. Pulm Circ. 3 (4), 926-935 (2013).
  20. Kojonazarov, B., et al. P38 MAPK inhibition improves heart function in pressure-loaded right ventricular hypertrophy. Am J Respir Cell Mol Biol. 57 (5), 603-614 (2017).
  21. Rai, N., et al. Effect of Riociguat and Sildenafil on right heart remodeling and function in pressure overload induced model of pulmonary arterial banding. Biomed Res Int. 2018, 3293584(2018).
  22. Sydykov, A., et al. Genetic deficiency and pharmacological stabilization of mast cells ameliorate pressure overload-induced maladaptive right ventricular remodeling in mice. Int J Mol Sci. 21 (23), 9099(2020).
  23. Andersen, S., et al. Effects of combined angiotensin ii receptor antagonism and neprilysin inhibition in experimental pulmonary hypertension and right ventricular failure. Int J Cardiol. 293, 203-210 (2019).
  24. Andersen, S., et al. Pressure overload induced right ventricular remodeling is not attenuated by the anti-fibrotic agent pirfenidone. Pulm Circ. 9 (2), 2045894019848659(2019).
  25. Labazi, H., et al. Sex-dependent changes in right ventricular gene expression in response to pressure overload in a rat model of pulmonary trunk banding. Biomedicines. 8 (10), 430(2020).
  26. Sun, X. Q., et al. Increased mao-a activity promotes progression of pulmonary arterial hypertension. Am J Respir Cell Mol Biol. 64 (3), 331-343 (2021).
  27. Axelsen, J. S., et al. Effects of Empagliflozin on right ventricular adaptation to pressure overload. Front Cardiovasc Med. 10, 1302265(2023).
  28. Mamazhakypov, A., Veith, C., Schermuly, R. T., Sydykov, A. Surgical protocol for pulmonary artery banding in mice to generate a model of pressure-overload-induced right ventricular failure. STAR Protoc. 4 (4), 102660(2023).
  29. Boehm, M., et al. Delineating the molecular and histological events that govern right ventricular recovery using a novel mouse model of pulmonary artery de-banding. Cardiovasc Res. 116 (10), 1700-1709 (2020).
  30. Andersen, S., et al. Effects of bisoprolol and losartan treatment in the hypertrophic and failing right heart. J Card Fail. 20 (11), 864-873 (2014).
  31. Hirata, M., et al. Novel model of pulmonary artery banding leading to right heart failure in rats. Biomed Res Int. 2015, 753210(2015).
  32. Vildbrad, M. D., et al. Limitations and pitfalls in measurements of right ventricular stroke volume in an animal model of right heart failure. Physiol Meas. 36 (5), 925-937 (2015).
  33. Boehm, M., et al. Maintained right ventricular pressure overload induces ventricular-arterial decoupling in mice. Exp Physiol. 102 (2), 180-189 (2017).
  34. Cheng, H. W., et al. Assessment of right ventricular structure and function in mouse model of pulmonary artery constriction by transthoracic echocardiography. J Vis Exp. (84), e51041(2014).
  35. Luitel, H., et al. Pressure overload leads to an increased accumulation and activity of mast cells in the right ventricle. Physiol Rep. 5 (6), e13146(2017).
  36. Mamazhakypov, A., et al. Novel therapeutic targets for the treatment of right ventricular remodeling: Insights from the pulmonary artery banding model. Int J Environ Res Public Health. 18 (16), 8297(2021).

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Niewydolno prawej komorymodel przeci enia ci nieniowegomysi model sercaocena echokardiograficznacewnikowanie sercaanaliza histologicznanadci nienie p ucneprotok operacyjny dla zwierz t

Powiązane artykuły