Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Mysi model przerostu prawej komory serca wywołanego przeciążeniem ciśnieniowym i niewydolności przez opaski pnia płucnego

1.6K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/66851

⸱

14 czerwca 2024

 ,  ,  , 
1Department of Clinical Medicine, Aarhus University, 2Department of Cardiology, Aarhus University Hospital

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

Opisujemy mysi model przeciążenia ciśnienia w prawej komorze wywołanego przez opaski na pniu płucnym. Szczegółowe protokoły intubacji, chirurgii i fenotypowania za pomocą echokardiografii znajdują się w artykule. Do intubacji i chirurgii wykorzystywane są instrumenty wykonane na zamówienie, co pozwala na szybkie i niedrogie odtworzenie modelu.

Streszczenie

Niewydolność prawej komory (RV) spowodowana przeciążeniem ciśnieniowym jest silnie związana z zachorowalnością i śmiertelnością w wielu chorobach sercowo-naczyniowych i płucnych. Patogeneza niewydolności RV jest złożona i pozostaje niedostatecznie poznana. Aby zidentyfikować nowe strategie terapeutyczne w leczeniu niewydolności RV, niezbędne są solidne i powtarzalne modele zwierzęce. Modele opaśników pnia płucnego (PTB) zyskały na popularności, ponieważ funkcję RV można ocenić niezależnie od zmian w unaczynieniu płuc.

W tym artykule prezentujemy mysi model przeciążenia ciśnieniem RV wywołanego przez PTB u 5-tygodniowych myszy. Model może być używany do wywoływania różnych stopni patologii RV, od łagodnego przerostu RV do nieskompensowanej niewydolności RV. W artykule zamieszczono szczegółowe protokoły intubacji, operacji PTB i fenotypowania za pomocą echokardiografii. Ponadto podano instrukcje dotyczące dostosowywania narzędzi do intubacji i chirurgii PTB, co umożliwia szybkie i niedrogie odtworzenie modelu PTB.

Tytanowe klipsy podwiązujące zostały użyte do zwężenia pnia płucnego, zapewniając wysoce powtarzalny i niezależny od operatora stopień zwężenia pnia płucnego. Nasilenie PTB zostało ocenione przy użyciu różnych średnic wewnętrznego klipsa ligaturującego (łagodne: 450 μm i ciężkie: 250 μm). Spowodowało to patologię RV, od hipertrofii z zachowaną funkcją RV do niewyrównanej niewydolności RV ze zmniejszoną pojemnością minutową serca i objawami pozasercowymi. Czynność RV oceniano za pomocą echokardiografii po 1 tygodniu i 3 tygodniach po zabiegu. Przykłady obrazów echokardiograficznych i ich wyników przedstawiono tutaj. Ponadto przedstawiono wyniki cewnikowania prawego serca oraz analizy histologiczne tkanki serca.

Wprowadzenie

Niewydolność prawej komory (RV) to zespół kliniczny z objawami niewydolności serca i oznakami ogólnoustrojowego przekrwienia wynikającego z dysfunkcji RV1. Dysfunkcja RV jest silnie związana z zachorowalnością i śmiertelnością w wielu chorobach układu krążenia i płuc2. Etiologia dysfunkcji RV jest złożona, a leżące u jej podstaw szlaki sygnałowe i regulacja pozostają niewystarczająco wyjaśnione.

Obserwacje z obecnych terapii pokazują, że poprawa funkcji RV ściśle koreluje z redukcją obciążenia następczego, co sugeruje, że głównym celem leczenia jest unaczynienie płuc3. Oznacza to, że obecne terapie mają tylko minimalny bezpośredni wpływ na funkcję RV, która może ulec pogorszeniu nawet po poprawie oporu naczyniowego płuc3. W związku z tym bardzo potrzebne są dalsze badania nad poprawą funkcji RV niezależnie od redukcji obciążenia następczego.

Solidne i powtarzalne modele zwierzęce są niezbędne w poszukiwaniu nowych środków terapeutycznych. W większości modeli przewlekłej niewydolności RV podstawową przyczyną jest nadciśnienie płucne wywołane zmianami strukturalnymi w unaczynieniu płuc4,5,6. Dobrze scharakteryzowane modele obejmują model przewlekłego niedotlenienia7,8, model niedotlenienia Sugena9,10,11, oraz model monocrotaline12,13. Ponieważ niewydolność RV jest wtórna do nadciśnienia płucnego w tych modelach, niemożliwe jest odróżnienie wpływu interwencji na układ naczyniowy płuc od bezpośredniego wpływu na RV6.

Aby badać RV niezależnie od układu naczyniowego płuc, model pasmowania tułowia płucnego (PTB) zyskał popularność i został opisany u kilku gatunków zwierząt, w tym myszy, szczurów, królików, psów, owiec i świń6,14,15,16,17,18,19,20,21,22,23,24,25,26,27. W modelach PTB zwężenie tułowia płucnego uzyskuje się chirurgicznie, powodując wzrost ciśnienia RV6. Istnieją różne podejścia do stosowania PTB, w tym zwężenie naczynia za pomocą podwiązki lub metalowego klipsa do podwiązywania18,28. W modelach wykorzystujących ligatury pień płucny jest przywiązany do igły, a igła jest cofana, pozostawiając ligaturę na miejscu. Powoduje to zwężenie naczynia, które zależy od rozmiaru igły i naprężenia węzła18,29. W modelach wykorzystujących metalowe klipsy podwiązujące stopień zwężenia pnia płucnego może być bardziej powtarzalny. Zmodyfikowane aplikatory klipsów podwiązujących służą do zamykania klipsów podwiązujących do wstępnie zdefiniowanej i stałej średnicy. To sprawia, że metoda jest niezależna od operatora i zmniejsza zmienność związaną z PTB w fenotypie choroby15,27,28.

Wykazano, że modele

18,28. Jednym z głównych wyzwań podczas korzystania z modelu PTB jest wybór odpowiedniej średnicy PTB, aby osiągnąć pożądany stopień patologii RV. Jest to szczególnie trudne przy próbie modelowania zdekompensowanej awarii RV. W tym celu zwężenie musi być wystarczająco ścisłe, aby wywołać przewlekłą niewydolność RV bez prowadzenia do ostrej niewydolności RV i śmierci wkrótce po operacji6. Jednym ze sposobów rozwiązania tego problemu jest użycie warchlaków lub młodych zwierząt6,15. Model PTB został z powodzeniem wykorzystany do badania różnych etapów awarii RV przy użyciu szczurów odsadzonych od szczura Wistar15,30. Aby to osiągnąć, młode szczury z pozostałym potencjałem wzrostu przeszły operację PTB z zastosowaniem tytanowych klipsów podwiązujących. Kiedy szczury rosły, zwężenie płuc stopniowo stawało się coraz bardziej dotkliwe i powodowało przerost RV lub przewlekłą niewydolność RV, w zależności od ciężkości PTB15,30. Zainspirowani tym modelem, postawiliśmy hipotezę, że różne etapy patologii RV mogą być wytwarzane w mysim modelu PTB przy użyciu młodych myszy. Badanie szerokiego spektrum patologii RV od łagodnej do ciężkiej choroby może pomóc w wyjaśnieniu naszego zrozumienia postępu choroby i przejścia od hipertrofii RV do niewydolności RV.

Tutaj prezentujemy mysi model przeciążenia RV wywołanego przez PTB u młodych myszy. Dzięki temu modelowi można wytworzyć różne stopnie patologii RV, od hipertrofii RV do nieskompensowanej awarii RV. Badanie to obejmuje szczegółowe protokoły intubacji, chirurgii PTB i fenotypowania za pomocą echokardiografii.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Badanie zostało zatwierdzone przez duńską Inspekcję Doświadczeń na Zwierzętach (numer zezwolenia: 2021-15-0201-00928) i przeprowadzono je zgodnie z krajowymi przepisami dotyczącymi zwierząt laboratoryjnych. W badaniu wykorzystano 5-tygodniowe samce myszy C57BL/6N.

1. Dostosowanie instrumentów do intubacji i chirurgii (Rysunek 1)

UWAGA: Niniejsza sekcja szczegółowo opisuje najważniejsze etapy przygotowania niestandardowych instrumentów do intubacji i operacji PTB z tanich i łatwo dostępnych materiałów.

  1. Przygotuj rurkę endotrachealną (Rysunek 1A).
    Do intubacji i wentylacji myszy można wykorzystać standardowe cewniki do infuzji dożylnych (IV).
    1. Wybierz odpowiedni rozmiar cewnika naczyniowego, dopasowany do wielkości myszy. Dla myszy w wieku 5 tygodni (17-20 g) zaleca się cewnik 22G, a dla większych myszy (>20 g) cewnik 20G.
    2. Wyjmij igłę i odłącz mechanizm blokujący. Wsuń igłę z powrotem do cewnika i utnij jej końcówkę pod kątem 45°, około 2 mm od końca cewnika.
    3. Użyj papieru ściernego, aby stępić końcówkę, co zapobiegnie uszkodzeniu strun głosowych myszy.
    4. Odetnij jedno skrzydełko cewnika, aby zapewnić lepszą widoczność podczas intubacji.
  2. Przygotuj rozwierak klatki piersiowej (Rysunek 1B).
    1. Za pomocą uchwytu do igieł zegnij około 10 cm kawałek elastycznego metalowego drutu w połowie pod kątem 30°.
    2. Używając uchwytu do igieł, ostrożnie uformuj na obu końcach drutu atraumatyczne haczyki o szerokości 5 mm.
  3. Przygotuj statyw do intubacji (Rysunek 1C).
    UWAGA: Zastosowanie statywu do intubacji umożliwia ciągłe podawanie znieczulenia przez rurkę nosową podczas intubacji. Pozwala to na kontrolowaną i bezpieczną intubację pod kontrolą wizualną, co zmniejsza ryzyko uszkodzenia strun głosowych i tchawicy, a także ryzyko błędnego wprowadzenia rurki do przełyku. Jako stelaż statywu do intubacji można wykorzystać dowolną ramę metalową lub plastikową. W niniejszym badaniu wykorzystano lekko wygięty uchwyt do rolek kuchennych.
    1. Odetnij 3 cm kawałek gumowego wężyka dopasowanego do pyska myszy i połącz go z zaworem cewnika IV. Przed intubacją przez zawór można podłączyć znieczulenie wziewne.
    2. Wykonaj pętlę z plecionej nici chirurgicznej 1-0 w odległości około 5 mm od otworu rurki. Służy ona do unieruchomienia pyska myszy w rurce.
    3. Wytnij otwór w górnej części elastycznej plastikowej płyty i umieść w nim rurkę. Płyta służy do podtrzymywania myszy w statywie do intubacji.
    4. Użyj taśmy, aby połączyć poszczególne części, jak pokazano na Rysunku 1C.
  4. Przygotuj kaniulę prowadzącą (Rysunek 1D, E).
    1. Przeciągnij monofilamentową nić 6-0 przez stępioną kaniulę 27G i zawiąż supeł. Supeł ten posłuży później do chwytania nici podczas operacji PTB.
    2. Za pomocą uchwytu do igieł zegnij końcówkę kaniuli pod kątem 80°.
  5. Przygotuj aplikator klipsów ligacyjnych.
    UWAGA: Aplikator klipsów ligacyjnych z kątowym brzeszczotem został zmodyfikowany poprzez dodanie regulowanego mechanizmu ograniczającego (Rysunek 1F), który zatrzymuje zaciskanie klipsa ligacyjnego, gdy brzeszczoty znajdują się w precyzyjnie określonej odległości od siebie. Zmodyfikowany aplikator klipsów ligacyjnych jest używany do zakładania tytanowych klipsów ligacyjnych na pień płucny.
    1. Przymocuj docięty na wymiar kawałek mosiądzu do uchwytów aplikatora klipsów ligacyjnych za pomocą dwóch śrub. W centrum zamontuj regulacyjną śrubę (Rysunek 1F, biała strzałka), która określa dokładną odległość między zaciśniętymi uchwytami aplikatora, co odpowiada precyzyjnej odległości między brzeszczotami.

Przygotowanie narzędzi chirurgicznych demonstrujące techniki mikrosurgicalne z wyposażeniem do szycia i uchwytami.
Rycina 1: Instrumenty do intubacji i operacji PTB. (A) Rurka endotrachealna wykonana z cewnika do dożylnego podawania płynów. (B) Retraktor klatki piersiowej. (C) Statyw do intubacji oraz mysz umieszczona w statywie, otrzymująca znieczulenie przez rurkę nosową. (D) Narzędzia chirurgiczne i zmodyfikowany aplikator klipsów ligacyjnych używane w operacji PTB. (E) Kaniula prowadząca. (F) Niestandardowy, regulowany mechanizm ograniczający. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

2. Regulacja aplikatora klipsów ligacyjnych

  1. Wybierz średnicę wewnętrzną klipsa ligacyjnego w zależności od pożądanego stopnia niewydolności RV. Dla 5-tygodniowych samców myszy C57BL/6N (17-20 g) należy zastosować klips o średnicy 250 µm w przypadku ciężkiego i 450 µm w przypadku łagodnego przeciążenia ciśnieniowego RV. Aby wywołać umiarkowane przeciążenie ciśnieniowe, należy zastosować klipsy o średnicach pośrednich.
  2. Użyj metalowego drutu lub igieł do wyregulowania aplikatora klipsów ligacyjnych. Upewnij się, że średnica drutu odpowiada pożądanej średnicy klipsa.
  3. Załaduj aplikator klipsem ligacyjnym i umieść drut regulacyjny w centrum klipsa. Ściskając aplikator, obracaj śrubę, aż szczęki klipsa ściśle przylegną do drutu. Upewnij się, że po zwolnieniu aplikatora klips pozostaje na miejscu na drucie regulacyjnym.
  4. Po wyregulowaniu aplikatora umieść kolejny klips ligacyjny na drucie regulacyjnym, aby zweryfikować ustawioną średnicę.

3. Przygotowania do operacji

  1. Wprowadź zwierzę w stan znieczulenia w komorze indukcyjnej, stosując 7% sewofluranu w przepływie 0,6 L/min 100% tlenu. Przed intubacją potwierdź głębokość znieczulenia za pomocą testu ucisku palca u nogi.
    UWAGA: Można również stosować izofluran. Należy pamiętać o zastosowaniu odpowiednich stężeń.
  2. Wykonaj intubację myszy przy użyciu cewnika dożylnego 22G. Intubację przeprowadź pod kontrolą wzrokową, korzystając z mikroskopu chirurgicznego i statywu do intubacji, co umożliwi prawidłowe ustawienie dla wizualizacji strun głosowych oraz ciągłe podawanie anestetyków wziewnych przez rurkę nosową (Rysunek 1C).
  3. Wentyluj mysz z częstotliwością 175 oddechów/min i objętością oddechową 300 µL/oddech.
    UWAGA: Zaleca się również objętości oddechowe rzędu 8-10 µL/g; optymalna objętość oddechowa zależy od ewentualnych przecieków oraz przestrzeni martwej w systemie wentylacyjnym.
  4. Umieść zintubowaną mysz na przykrytej podkładce grzewczej (37 °C) i nałóż maść nawilżającą na oczy zwierzęcia.
  5. Utrzymuj znieczulenie (3,5% sewofluranu w przepływie 0,6 L/min 100% tlenu) i podaj podskórnie 0,1 mg/kg buprenorfiny oraz 5 mg/kg karprofenu w celu zapewnienia analgezji okołooperacyjnej. Usuń owłosienie z klatki piersiowej za pomocą kremu do depilacji. Usuń krem po maksymalnie 60 sekundach, aby zapobiec podrażnieniu skóry, a następnie zdezynfekuj skórę za pomocą chusteczek dezynfekujących.

4. Operacja PTB

  1. Wykonaj nacięcie skóry o długości 10 mm nad drugą przestrzenią międzyżebrową, od kąta mostkowego do lewej przedniej linii pachowej. Rozdziel mięśnie piersiowe większy i mniejszy za pomocą rozwarstwiania tępego.
  2. Przetnij mięśnie międzyżebrowe w drugiej przestrzeni międzyżebrowej i rozwarstw tępym sposobem grasicę, aby odsłonić serce, pień płucny oraz aortę. Umieść rozwieracz klatki piersiowej w przestrzeni międzyżebrowej, aby utrzymać dostęp do pola operacyjnego.
    UWAGA: Podczas przecinania mięśni międzyżebrowych należy zachować szczególną ostrożność, ponieważ lewa tętnica piersiowa wewnętrzna przebiega zaledwie 1-2 mm bocznie od mostka. Uszkodzenie tej tętnicy może doprowadzić do znacznej utraty krwi.
  3. Oddziel pień płucny od aorty wstępującej, usuwając tępym sposobem tkankę łączną między naczyniami za pomocą pęsety mikrosurgicznej. Popraw ekspozycję pnia płucnego, obracając dolną część ciała myszy (lewa noga nad prawą nogą).
  4. Przerowadź kaniulę prowadzącą przez poprzeczny zatokę osierdzia, tylnie względem pnia płucnego. Użyj pęsety, aby chwycić węzeł na końcówce kaniuli prowadzącej i przeciągnij szew przez kaniulę. Ostrożnie usuń kaniulę prowadzącą, pozostawiając szew wokół pnia płucnego.
  5. Załaduj aplikator klipsów ligacyjnych i za pomocą szwu wprowadź pień płucny w szczęki klipsa, a następnie zaciśnij klips. Zwolnij szew natychmiast po założeniu klipsa i zaobserwuj napełnianie pnia płucnego.
    UWAGA: W ciągu pierwszych kilku sekund po założeniu klipsa ligacyjnego może wystąpić bradykardia.
  6. Załóż jednowłóknisty wchłanialny szew 6-0 wokół drugiego i trzeciego żebra i zamknij przestrzeń międzyżebrową. Usuń jak najwięcej powietrza z jamy klatki piersiowej, wywierając delikatny nacisk na klatkę piersiową podczas zaciągania szwu.
  7. Na koniec zaszyj skórę jednowłóknistym wchłanialnym szwem 6-0.
  8. Podczas operacji pozorowanej (sham) wykonaj tę samą procedurę, z wyjątkiem założenia klipsa ligacyjnego (krok 4.5).
  9. Aby zapewnić odpowiednią analgezję pooperacyjną, dodaj buprenorfinę (7,5 mg/L) do wody pitnej i codziennie przez pierwsze trzy dni po operacji podawaj podskórnie karprofen (5 mg/kg). Monitoruj pobór wody, aby upewnić się, że spożycie jest wystarczające.

5. Echokardiografia

  1. Po indukcji znieczulenia w komorze indukcyjnej (1-2 min, 6% sewofluranu w 100% tlenie), utrzymuj znieczulenie za pomocą kaniuli nosowej (3,5% sewofluranu w 100% tlenie). Usuń cały włos z klatki piersiowej i brzucha za pomocą kremu depilacyjnego i umieść mysz na podkładce grzewczej. Nanieś maść nawilżającą na oczy i żel ultradźwiękowy na klatkę piersiową myszy.
    UWAGA: Dostosuj wzmocnienie 2D, głębokość ogniskowania oraz głębokość obrazu, aby poprawić jakość obrazu we wszystkich pomiarach echokardiograficznych.
  2. Ustaw głowicę ultradźwiękową, aby uzyskać przekrój w osi długiej przyścianowej (PLAX) (Rysunek 2). W przekroju PLAX zmierz średnicę wewnętrzną pnia płucnego oraz całkowy czas przepływu (VTI) w pniu płucnym.
    1. Wybierz tryb B i ostrożnie przesuwaj podkładkę grzewczą w osiach x, y i z, aby zidentyfikować pień płucny w centrum obrazu. Użyj trybu kolorowego, aby zidentyfikować największą średnicę pnia płucnego. Użyj funkcji cine store, aby zarejestrować sekwencję do pomiaru średnicy pnia płucnego.
    2. Wybierz tryb kolorowy oraz Doppler falowy (PW) i umieść kursor w centrum pnia płucnego. Dostosuj kąt PW tak, aby linie przerywane były równoległe do przepływu krwi w naczyniu.
    3. Naciśnij cine store, aby zmierzyć VTI. Umieść kursor w pobliżu obu ścian pnia płucnego i ponownie naciśnij cine store, aby zarejestrować przepływ w pobliżu ściany naczynia.
      UWAGA: W przekroju PLAX można również ocenić średnicę wewnętrzną prawej komory (RV) oraz grubość wolnej ściany RV.
  3. Uzyskaj przekrój w osi krótkiej przyścianowej (PSAX) (Rysunek 3), aby zmierzyć średnice wewnętrzne lewej komory (LV), które mogą służyć do oceny wypukłości przegrody (konfiguracja D).
    1. Wybierz tryb B i obróć głowicę o 90° przeciwnie do ruchu wskazówek zegara. Skieruj głowicę pod kątem 20-30 stopni bocznie, aby uniknąć cienia RV rzucanego przez mostek, i pochyl głowicę o 20-30 stopni w kierunku kranialnym, aż lewa komora stanie się jak najbardziej okrągła. Następnie przesuwaj głowicę w kierunku kranio-kaudalnym, aby zidentyfikować poziom mięśni papilarnych z największymi średnicami komory, i naciśnij cine store.
      UWAGA: Przekrój PSAX na poziomie środkowym mięśni papilarnych może być również wykorzystywany do oceny frakcyjnej zmiany powierzchni RV. Przekrój PSAX na poziomie zastawki aortalnej może służyć do pomiaru frakcyjnego skrócenia RV lub grubości wolnej ściany RV.
  4. Użyj przekroju czterojamowego koniuszkowego (A4CH) (Rysunek 4), aby zmierzyć skurczowy przemieszczenie pierścienia zastawki trójdzielnej (TAPSE) i ocenić występowanie niedomykalności zastawki trójdzielnej.
    1. Ustaw głowicę tak, jak pokazano na Rysunku 4. Po zidentyfikowaniu serca wprowadź niewielkie korekty położenia głowicy, używając wyłącznie nadgarstka i palców, aby zidentyfikować wszystkie cztery jamy serca oraz zastawkę trójdzielną.
      1. Zidentyfikowanie i utrzymanie prawidłowego przekroju A4CH jest trudne. Dla stabilności oprzyj dłoń operującą głowicą o podkładkę grzewczą. Przesuwaj, pochylaj i lekko obracaj głowicę, aż uzyskasz odpowiedni obraz.
      2. Przesuwaj głowicę tylko w jednym wymiarze naraz: np. przesuń w kierunku kranio-kaudalnym, aby zlokalizować serce, następnie pochyl głowicę, aby zidentyfikować wszystkie cztery jamy, a na koniec obróć głowicę, aż wszystkie cztery jamy i zastawka trójdzielna znajdą się w kadrze. W razie potrzeby powtórz wszystkie trzy kroki kilka razy przed uzyskaniem optymalnego obrazu.
    2. Po zidentyfikowaniu zastawki trójdzielnej wybierz tryb M i umieść linię przerywaną w pierścieniu zastawki trójdzielnej na wolnej ścianie. Naciśnij cine store, aby zapisać pomiary.
    3. Wybierz tryb kolorowy, aby ocenić zastawkę trójdzielną pod kątem niedomykalności. W przypadku wystąpienia niedomykalności, w fazie skurczu widoczny będzie strumień przepływu wstecznego z RV do prawego przedsionka (RA) (Rysunek 5).
      UWAGA: W przekroju A4CH można również zmierzyć Doppler tkankowy w wolnej ścianie RV oraz prędkość napływu do RV.

Schematy ligacji serca myszy i badanie ultrasonograficzne; zestaw chirurgiczny, klips ligacyjny, RV, LV, Ao, PT, PV.
Rysunek 2: Widok wzdłużnej osi przyściankowej (PLAX). (A-D) Pozycjonowanie głowicy ultrasonograficznej. (E, F) Prawidłowe serce mysie w widoku PLAX. (G, H) Rozszerzenie i przerost RV po PTB. Skróty: LV: lewa komora, RV: prawa komora, PV: zastawka płucna, PT: pień płucny, Ao: aorta. Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tego rysunku.

Układ do echokardiografii myszy, schematy, obrazy ultrasonograficzne do analizy i wizualizacji serca.
Rysunek 3: Widok krótkiej osi w przekroju przyobojczykowym (PSAX). (A-D) Pozycjonowanie głowicy ultrasonograficznej. (E, F) Prawidłowe serce mysie w widoku PSAX. (G, H) Widok PSAX po PTB. Skróty: LV: lewa komora, RV: prawa komora, PM: mięsień papilarny. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

Obrazowanie ultradźwiękowe serca myszy; zawiera konfigurację urządzenia, schematy anatomiczne oraz wyniki echokardiografii.
Rycina 4: Widok czterojamowy z wierzchołka (A4CH). (A-D) Pozycjonowanie głowicy ultradźwiękowej. (E, F) Prawidłowe serce mysie w widoku A4CH. (G, H) Rozszerzenie RV i RA po PTB. Skróty: LV: lewa komora, RV: prawa komora, RA: prawy przedsionek, LA: lewy przedsionek. Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tej ryciny.

Schemat przepływu krwi w sercu, echokardiografia z kolorowym Dopplerem, analiza przepływu z RA do LA.
Rycina 5: Niedomykalność zastawki trójdzielnej zwizualizowana za pomocą kolorowego Dopplera w widoku A4CH. (A) W rozkurczu obserwuje się przepływ z RA do RV (strzałka). (B) Podczas skurczu widoczna jest cienka struga przepływu z RV do RA (strzałka). Skróty: LV: lewa komora, RV: prawa komora, RA: prawy przedsionek, LA: lewy przedsionek. Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tej ryciny.

6. Analiza danych

  1. Zmierz średnicę pnia płucnego w trzech cyklach serca w przekroju PLAX i wykorzystaj średnią średnicę pnia płucnego do dalszych analiz danych. Zmierz VTI w trzech cyklach serca w przekroju PLAX dla każdej z trzech zapisanych pętli cine (w centrum pnia płucnego oraz w pobliżu ścian naczynia). Do dalszej analizy wykorzystaj średnią wartość VTI ze wszystkich pomiarów VTI. Użyj następującego wzoru do obliczenia CO:
    Wzór na rzut serca: CO = VTI∙π∙(rₚₜ)²∙HR, przedstawiający obliczanie przepływu krwi.
    Równanie równowagi termodynamicznej Γ_PT, wzór chemiczny, koncepcja statyczna, zastosowanie edukacyjne. : promień pnia płucnego, HR: częstość akcji serca
  2. Zmierz LVEI w przekroju PSAX na poziomie środka mięśni brodawkowych. Użyj narzędzia pomiarowego, aby zmierzyć największą wewnętrzną średnicę LV (LVid1) od środka przegrody do wolnej ściany. Następnie zmierz wewnętrzną średnicę LV prostopadle do pierwszego pomiaru (LVid2). Powtórz te pomiary w trzech cyklach serca i oblicz LVEI, korzystając ze średnich wewnętrznych średnic LV oraz następującego wzoru:
    Równanie wskaźnika serca, wzór LVEI; schemat edukacyjny do oceny objętości serca.
  3. Zmierz TAPSE w trzech cyklach serca w widoku A4CH i wykorzystaj średnią wartość TAPSE do dalszych analiz danych.

7. Cewnikowanie prawego serca

  1. Zmierz ciśnienie i objętość prawej komory (RV) poprzez cewnikowanie prawej części serca przy użyciu cewnika z mikropunktem 1.4F 3 tygodnie po operacji PTB.
  2. Znieczul i zaintubuj mysz zgodnie z opisem w krokach 3.1-3.4. Umieść mysz na przykrytej macie grzewczej (37 °C) i utrzymuj znieczulenie (3.5% sewofluranu w 0.6 L/min 100% tlenu).
  3. Podaj 2000 IU heparyny (domięśniowo [i.m.]) oraz 0.5 mL NaCl (podskórnie [s.c.]).
  4. Za pomocą nożyczek chirurgicznych przetnij ścianę brzucha tuż za wyrostkiem mieczowatym i uzyskaj dostęp do jamy klatki piersiowej, ostrożnie przecinając przeponę wzdłuż nacięcia w ścianie klatki piersiowej. Przecinaj przeponę i żebra, aż do uzyskania wystarczającego dostępu do serca.
  5. Załóż ligaturę wokół żyły głównej dolnej. Służy ona do zamykania naczynia w celu zmniejszenia obciążenia wstępnego podczas późniejszego rejestrowania pomiarów ciśnienia i objętości w protokole.
  6. Użyj igły 26G, aby ostrożnie zrobić mały otwór w RV. Upewnij się, że otwór znajduje się jak najbliżej wierzchołka i że igła nie przebija komory na wylot, lecz służy jedynie jako prowadnica do wprowadzenia cewnika konduktancyjnego. W przypadku wystąpienia krwawienia, lekko uciśnij miejsce to małym tamponem bawełnianym, aby zminimalizować utratę krwi.
  7. Zlokalizuj mały otwór w ścianie komory i wprowadź cewnik, przebijając tkankę.
    UWAGA: Podczas wprowadzania cewnika należy uważać, aby nie uszkodzić wewnętrznej ściany komory.
  8. Zmiany ciśnienia w prawej komorze (RVP) są często obserwowane przez kilka minut po wprowadzeniu cewnika. Odczekaj, aż RVP się ustabilizuje, aby uzyskać reprezentatywne pomiary w stanie ustalonym.
  9. Aby uzyskać pętle ciśnienie-objętość, użyj ligatury wcześniej umieszczonej wokół żyły głównej dolnej. Ostrożnie pociągnij ligaturę, aby zamknąć naczynie, stopniowo zmniejszając obciążenie wstępne.
  10. Po zarejestrowaniu reprezentatywnych pętli ciśnienie-objętość wyjmij cewnik i uśmierć mysz poprzez wycięcie serca. W tym czasie pobierz próbki krwi i tkanek do dalszych analiz.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Myszy C57BL/6N (samce, 5-tygodniowe, 17-20 g) zostały losowo przydzielone do grup: ciężkiego PTB (sPTB, 250 µm, n = 12), łagodnego PTB (mPTB, 450 µm, n = 9) lub operacji pozorowanej (sham, n = 15). Ocenę funkcji serca przeprowadzono za pomocą echokardiografii 1 tydzień i 3 tygodnie po operacji. W 3. tygodniu po operacji wykonano cewnikowanie prawej komory serca, a następnie uśmiercono zwierzęta. Zważono organy, a tkankę serca przygotowano do analiz histologicznych.

Echokardiografia wykonana 1 ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

W niniejszej pracy przedstawiono mysi model hipertrofii i awarii RV wywołanej przeciążeniem ciśnieniowym. Wykazujemy, że: (i) PTB u młodych myszy może wywoływać różne stopnie patologii RV, od łagodnego przerostu RV do niewydolności RV z pozasercowymi objawami dekompensacji i histologicznie potwierdzonym zwłóknieniem RV. (ii) Oznaki dysfunkcji RV można zaobserwować i określić ilościowo za pomocą echokardiografii po 1 i 3 tygodniach od operacji PTB. (iii) Stopień przerostu RV jest proporcjonalny do nasilenia PTB i wynikają...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Ta praca była wspierana przez Snedkermester Sophus Jacobsen og Hustru Astrid Jacobsens Fond, Helge Peetz og Verner Peetz og hustru Vilma Peetz Legat, Grosserer A.V. Lykfeldt og Hustrus Legat. Ponadto autorzy pragną podziękować personelowi ośrodków dla zwierząt na Wydziale Medycyny Klinicznej Uniwersytetu w Aarhus za wsparcie podczas realizacji prac eksperymentalnych.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Biosyn 6-0, monofilament, szew wchłanialnyCovidienUM-986
kaniula, 27G 0,4x0,25, Sterican292832
Bupaq Multidose vet 0,3 mg/ml (Buprenorphinum)Salfarm DanmarkVNR 472318
myszy C57BL/6NTacTaconic BiosciencesC57BL/6NTac
Dagrofil 1, pleciony, niewchłanialny szewB BraunC0842273
Krem do depilacji Veet 3132000
Waciki do dezynfekcji (82% etanol + 0,5% chlorheksydyna)Mediq3340122
Skalpele jednorazowe, rozmiar 11Swann-Morton11708353
Drä ger Vapor 2000 SevofluraneDrä gerM35054
Maść do oczu neutralna, "Ophta"ActavisMTnr.: 07586 Vnr: 53 96 68
Klipsy podwiązywalne HorizonTeleflex Medical5200 (IPN914931)
Horizon Open Zaciski podwiązywalne, zakrzywione, 6" (15 cm)Teleflex Medical537061
Uchwyt na ręcznik kuchennygdzie indziej niesklasyfikowany.Drut
metalowy różnej grubościn.a.n.a.Zestaw
narzędzi mikrochirurgicznychThompsonn.a.MiniVent
WentylatorPrzetwornik Hugo SachsType 845
MS505S Dźwięki wizualnen.a.Rimadyl
Bovis weterynarz 50 mg/ml (Carprofen)ZoetisMTnr: 34547, Vnr: 10 27 99,Sevoflurane
Baxter 100 %Baxter MedicalMTnr: 35015
Rurka silikonowab.a.n.a.Miękki
plastikowy arkuszn.a.n.a.Stereoskop
, "Opmi Pico"Carl Zeiss Surgicals GmbHn.a.Uchwyt
sondy ultradźwiękowej/szynaVisual Sonics11277
Płyta varming Dźwięki wizualne11437
Venflon ProSafety, 22G, 0,9 x 25mmBecton Dickinson393222
,

Bibliografia

  1. Voelkel, N. F., et al. Right ventricular function and failure: Report of a national heart, lung, and blood institute working group on cellular and molecular mechanisms of right heart failure. Circulation. 114 (17), 1883-1891 (2006).
  2. Haddad, F., Doyle, R., Murphy, D. J., Hunt, S. A. Right ventricular function in cardiovascular disease, part ii: Pathophysiology, clinical importance, and management of right ventricular failure. Circulation. 117 (13), 1717-1731 (2008).
  3. Van De Veerdonk, M. C., et al. Progressive right ventricular dysfunction in patients with pulmonary arterial hypertension responding to therapy. J Am Coll Cardiol. 58 (24), 2511-2519 (2011).
  4. Gomez-Arroyo, J., et al. A brief overview of mouse models of pulmonary arterial hypertension: Problems and prospects. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 302 (10), L977-L991 (2012).
  5. Maarman, G., Lecour, S., Butrous, G., Thienemann, F., Sliwa, K. A comprehensive review: The evolution of animal models in pulmonary hypertension research; are we there yet. Pulm Circ. 3 (4), 739-756 (2013).
  6. Andersen, A., et al. Animal models of right heart failure. Cardiovasc Diagn Ther. 10 (5), 1561-1579 (2020).
  7. Voelkel, N. F., Tuder, R. M. Hypoxia-induced pulmonary vascular remodeling: A model for what human disease. J Clin Invest. 106 (6), 733-738 (2000).
  8. Rabinovitch, M., Gamble, W., Nadas, A. S., Miettinen, O. S., Reid, L. Rat pulmonary circulation after chronic hypoxia: Hemodynamic and structural features. Am J Physiol. 236 (6), H818-H827 (1979).
  9. Taraseviciene-Stewart, L., et al. Inhibition of the VEGF receptor 2 combined with chronic hypoxia causes cell death-dependent pulmonary endothelial cell proliferation and severe pulmonary hypertension. Faseb j. 15 (2), 427-438 (2001).
  10. Ciuclan, L., et al. A novel murine model of severe pulmonary arterial hypertension. Am J Respir Crit Care Med. 184 (10), 1171-1182 (2011).
  11. Nicolls, M. R., et al. New models of pulmonary hypertension based on VEGF receptor blockade-induced endothelial cell apoptosis. Pulm Circ. 2 (4), 434-442 (2012).
  12. Hessel, M. H., Steendijk, P., Den Adel, B., Schutte, C. I., Van Der Laarse, A. Characterization of right ventricular function after monocrotaline-induced pulmonary hypertension in the intact rat. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 291 (5), H2424-H2430 (2006).
  13. Gomez-Arroyo, J. G., et al. The monocrotaline model of pulmonary hypertension in perspective. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 302 (4), L363-L369 (2012).
  14. Janssen, W., et al. 5-ht2b receptor antagonists inhibit fibrosis and protect from RV heart failure. Biomed Res Int. 2015, 438403(2015).
  15. Andersen, S., et al. A pulmonary trunk banding model of pressure overload induced right ventricular hypertrophy and failure. J Vis Exp. (141), e58050(2018).
  16. Axelsen, J. B., et al. Effects of 6-mercaptopurine in pressure overload induced right heart failure. PLoS One. 14 (11), e0225122(2019).
  17. Egemnazarov, B., et al. Pressure overload creates right ventricular diastolic dysfunction in a mouse model: Assessment by echocardiography. J Am Soc Echocardiogr. 28 (7), 828-843 (2015).
  18. Wang, Q., et al. Induction of right ventricular failure by pulmonary artery constriction and evaluation of right ventricular function in mice. J Vis Exp. (147), e59431(2019).
  19. Kojonazarov, B., et al. The peroxisome proliferator-activated receptor β/δ agonist gw0742 has direct protective effects on right heart hypertrophy. Pulm Circ. 3 (4), 926-935 (2013).
  20. Kojonazarov, B., et al. P38 MAPK inhibition improves heart function in pressure-loaded right ventricular hypertrophy. Am J Respir Cell Mol Biol. 57 (5), 603-614 (2017).
  21. Rai, N., et al. Effect of Riociguat and Sildenafil on right heart remodeling and function in pressure overload induced model of pulmonary arterial banding. Biomed Res Int. 2018, 3293584(2018).
  22. Sydykov, A., et al. Genetic deficiency and pharmacological stabilization of mast cells ameliorate pressure overload-induced maladaptive right ventricular remodeling in mice. Int J Mol Sci. 21 (23), 9099(2020).
  23. Andersen, S., et al. Effects of combined angiotensin ii receptor antagonism and neprilysin inhibition in experimental pulmonary hypertension and right ventricular failure. Int J Cardiol. 293, 203-210 (2019).
  24. Andersen, S., et al. Pressure overload induced right ventricular remodeling is not attenuated by the anti-fibrotic agent pirfenidone. Pulm Circ. 9 (2), 2045894019848659(2019).
  25. Labazi, H., et al. Sex-dependent changes in right ventricular gene expression in response to pressure overload in a rat model of pulmonary trunk banding. Biomedicines. 8 (10), 430(2020).
  26. Sun, X. Q., et al. Increased mao-a activity promotes progression of pulmonary arterial hypertension. Am J Respir Cell Mol Biol. 64 (3), 331-343 (2021).
  27. Axelsen, J. S., et al. Effects of Empagliflozin on right ventricular adaptation to pressure overload. Front Cardiovasc Med. 10, 1302265(2023).
  28. Mamazhakypov, A., Veith, C., Schermuly, R. T., Sydykov, A. Surgical protocol for pulmonary artery banding in mice to generate a model of pressure-overload-induced right ventricular failure. STAR Protoc. 4 (4), 102660(2023).
  29. Boehm, M., et al. Delineating the molecular and histological events that govern right ventricular recovery using a novel mouse model of pulmonary artery de-banding. Cardiovasc Res. 116 (10), 1700-1709 (2020).
  30. Andersen, S., et al. Effects of bisoprolol and losartan treatment in the hypertrophic and failing right heart. J Card Fail. 20 (11), 864-873 (2014).
  31. Hirata, M., et al. Novel model of pulmonary artery banding leading to right heart failure in rats. Biomed Res Int. 2015, 753210(2015).
  32. Vildbrad, M. D., et al. Limitations and pitfalls in measurements of right ventricular stroke volume in an animal model of right heart failure. Physiol Meas. 36 (5), 925-937 (2015).
  33. Boehm, M., et al. Maintained right ventricular pressure overload induces ventricular-arterial decoupling in mice. Exp Physiol. 102 (2), 180-189 (2017).
  34. Cheng, H. W., et al. Assessment of right ventricular structure and function in mouse model of pulmonary artery constriction by transthoracic echocardiography. J Vis Exp. (84), e51041(2014).
  35. Luitel, H., et al. Pressure overload leads to an increased accumulation and activity of mast cells in the right ventricle. Physiol Rep. 5 (6), e13146(2017).
  36. Mamazhakypov, A., et al. Novel therapeutic targets for the treatment of right ventricular remodeling: Insights from the pulmonary artery banding model. Int J Environ Res Public Health. 18 (16), 8297(2021).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Przeglądaj więcej artykułów

Niewydolność prawej komorymodel przeciążenia ciśnieniowegomysi model sercaocena echokardiograficznacewnikowanie sercaanaliza histologicznanadciśnienie płucneprotokół operacyjny dla zwierząt
Mysi model przerostu prawej komory serca wywołanego przeciążeniem ciśnieniowym i niewydolności przez opaski pnia płucnego
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.