Artykuł metodologiczny

Szczurzy model prawostronnej przebudowy serca i arytmii z wykorzystaniem pasma tętnicy płucnej

2K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/67001

⸱

30 sierpnia 2024

 ,  ,  ,  ,  , 
1Montreal Heart Institute, 2Department of Pharmacology and Physiology, Université de Montréal, 3Department of Medicine, Faculty of Medicine, Université de Montréal

W tym artykule

Podsumowanie

Niewydolność prawego serca (RHF) charakteryzuje się prawostronnym rozszerzeniem i przerostem serca, co prowadzi do nieprawidłowego funkcjonowania komór i przedsionków. Chorobom krążeniowo-oddechowym związanym z RHF towarzyszy zwiększone ryzyko zaburzeń rytmu serca. W artykule opisano standaryzowany model RHF indukowanego pasmami tętnic płucnych związanego ze zwiększoną arytmogenezą komorową i przedsionkową.

Streszczenie

Stany kliniczne, w tym przewlekła obturacyjna choroba płuc lub tętnicze nadciśnienie płucne (PAH), mogą prowadzić do przewlekłego przeciążenia ciśnienia w prawej komorze i postępującej niewydolności prawego serca (RHF). RHF można rozpoznać po prawostronnym przeroscie i rozszerzeniu mięśnia sercowego związanym z nieprawidłową funkcją mięśnia sercowego wpływającą na RV i prawy przedsionek (RZS). Niedawno wykazaliśmy, że ciężkiej RHF towarzyszy zwiększone ryzyko zapalenia przedsionków, zwłóknienia przedsionków i migotania przedsionków (AF), najczęstszego rodzaju arytmii serca (CA). Ostatnie badania wykazały, że zapalenie RV i RZS odgrywa ważną rolę w arytmogenezie CA, w tym AF. Jednak wpływ stanu zapalnego na rozwój CA i AF w RHF jest słabo opisany.

Eksperymentalne modele RHF są niezbędne do lepszego zrozumienia związku między prawostronnym zapaleniem mięśnia sercowego a CA. Szczurzy model nadciśnienia płucnego (PH) indukowanego monokrotaliną (MCT) jest dobrze znany w wywoływaniu RHF. Jednak MCT wywołuje ciężką pneumotoksyczność i zapalenie płuc. W związku z tym RHF wywołany przez MCT nie pomaga w rozróżnieniu, czy późniejsze zapalenie mięśnia sercowego pochodzi z RHF per se, czy z krążących sygnałów zapalnych wydzielanych przez uszkodzone płuco.

W tym artykule użyto mechanicznej metody polegającej na opasywaniu pnia tętnicy płucnej (PAB) w celu wywołania prawostronnej arytmogenezy serca. PAB polega na wykonaniu stałego szwu pnia tętnicy płucnej przez 3 tygodnie. Takie podejście generuje zwiększone przeciążenie ciśnieniowe po prawej stronie. W D21 po PAB szew powoduje przerost, poszerzenie i stan zapalny RV i RZS. RHF indukowanej przez PAB towarzyszy również podatność na arytmie komorowe i przedsionkowe, w tym migotanie przedsionków.

Wprowadzenie

Niewydolność prawego serca (RHF) charakteryzuje się przerostem i rozszerzeniem prawej komory (RV) i przedsionka (RA), co prowadzi do nieprawidłowego funkcjonowania prawostronnego serca w odpowiedzi na przewlekłe przeciążenie ciśnieniem RV spowodowane zwężeniem tętnic płucnych (PA)1. W związku z tym warunki powodujące zwężenie PA mogą być odpowiedzialne za zwiększone ryzyko wystąpienia RHF1,2,3,4. Dane kliniczne wykazały, że RHF jest główną przyczyną hospitalizacji (56%) u pacjentów z nadciśnieniem tętniczym PA (PAH)2. Badania kliniczne wykazały, że niezależnie od przyczyny TNP, w tym zakrzepowo-zatorowego nadciśnienia płucnego (PH) i idiopatycznego PAH, pacjenci często cierpią na RHF i są o 20% bardziej podatni na rozwój zaburzeń rytmu serca, w tym tachyarytmii nadkomorowych i migotania przedsionków (AF)2,5,6.

Aby lepiej zrozumieć związek między PAH i RHF, badania na zwierzętach, w tym model pojedynczej dawki monokrotaliny (MCT), zostały wykorzystane do wywołania ciężkiego zapalenia płuc i RHF7,8. Niedawno zaobserwowaliśmy, że RHF wywołany przez MCT był związany z zapaleniem RZS i AF9. Jednak ze względu na znaczenie zapalenia płuc wywołanego przez MCT i krążących cytokin, trudno było opisać, czy zapalenie RZS wywołane MCT jest konsekwencją RHF only9. W związku z tym do zbadania stanu zapalnego RZS potrzebny był nowy model arytmii serca wywołanej przez RHF.

Eksperymentalny model PA z opaską tułowia (PAB) został wykorzystany u różnych gatunków zwierząt do naśladowania obturacyjnych chorób PA i do badania związanej z tym patologicznej przebudowy serca wpływającej na prawą stronę serca10. PAB został opisany jako skuteczna metoda wywoływania dysfunkcji i niepowodzenia RV w różnych badaniach naśladujących przeciążenie RV10,11,12,13,14,15,16. Technicznie rzecz biorąc, PAB polega na umieszczeniu stałego szwu na tułowiu PA, powodując mechaniczne zmniejszenie średnicy tułowia PA10. PAB generuje zwiększone przeciążenie ciśnieniowe dla RV10. Po pierwsze, jako adaptacja kompensacyjna do nagłego wzrostu obciążenia następczego RV, jama RV jest rozszerzana, co prowadzi do przewlekłego przerostu RV10,13. Rozszerzenie i przerost RV wpływają na zastawki trójdzielne, które stają się nieszczelne13. Dokładniej, wyraźne rozszerzenie RV w połączeniu z wysokim obciążeniem następczym RV powoduje rozciągnięcie pierścienia zastawki trójdzielnej znajdującego się między RV a RA13,17. Ze względu na niepełną niedrożność zastawki, część krwi wyrzucona z RV podczas skurczu zostanie skierowana w stronę jamy RA 17. Nieszczelność zastawki trójdzielnej można zaobserwować za pomocą echokardiografii i nazywa się to niedomykalnością zastawki trójdzielnej17. Następnie RZS otrzymuje niewłaściwie wysokie ciśnienie krwi, przyczyniając się do zwiększonego rozszerzenia RZS i hipertrofii13. Przewlekłej przebudowie RV i RZS towarzyszą miejscowe reakcje zapalne mięśnia sercowego prowadzące do zwłóknienia RV i RZS oraz utraty funkcji9,13. Zwłóknienie serca charakteryzuje się rozwojem stref niskiego napięcia, które są mniej kurczliwe i bardziej podatne na prowokowanie blokady przewodzenia i obwodów ponownego wejścia zaangażowanych w rozwój arytmii serca, w tym migotania komór i migotania przedsionków i AF18,19.

Oryginalność tego artykułu polega na wykorzystaniu standardowej metody indukowanej przez PAB prawostronnej przebudowy serca w celu sprowokowania i zbadania indukowalności zaburzeń rytmu serca w ciągu 3 tygodni po PAB. Głównymi zaletami tego podejścia chirurgicznego są: i) bezpośrednia kontrola nad zmniejszeniem średnicy tułowia PA oraz ii) unikanie zapalenia płuc w celu skupienia się na zapaleniu mięśnia sercowego wywołanym przez RHF w celu zbadania zaburzeń rytmu serca, w tym migotania przedsionków.

Opisane tutaj podejście obejmuje precyzyjną procedurę mikrochirurgiczną w celu stworzenia PAB, ocenę zwiększonego obciążenia następczego RV, echokardiografię w celu obserwacji strukturalnej i funkcjonalnej przebudowy mięśnia sercowego wywołanej przez PAB oraz badanie elektrofizjologiczne w celu oceny podatności na zaburzenia rytmu serca, w tym migotanie przedsionków.

Protokół

Wszystkie procedury opisane poniżej zostały zatwierdzone przez komisję etyki Montreal Heart Institute (numery protokołów: 2021-2938-2021-47-01 i 2024-3412-2024-48-01) i ściśle przestrzegały wytycznych Kanadyjskiej Rady ds. Opieki nad Zwierzętami (CCAC). Do zabiegów wykorzystano samce szczurów rasy Wistar (225-275 g) w wieku 6-8 tygodni. Wszystkie zwierzęta zostały umieszczone w placówce opieki nad zwierzętami Instytutu Kardiologicznego w Montrealu, z bezpłatnym dostępem do wody i jedzenia.

1. Przygotowanie przedoperacyjne

  1. Wysterylizuj wszystkie narzędzia i materiały chirurgiczne przed zabiegiem za pomocą autoklawu nasyconej pary wodnej pod wysokim ciśnieniem w temperaturach od 121 °C do 134 °C pod ciśnieniem 15-30 psi przez 30-40 minut, a następnie w cyklu suszenia trwającym 25 minut.
  2. Przygotuj wszystkie objętości leków potrzebne do zabiegu. Stosować multimodalne podejście przeciwbólowe obejmujące buprenorfinę (0,05 mg/kg) i ketoprofen (5 mg/kg) wstrzykiwane podskórnie 30 minut przed zabiegiem i powtarzane po 6 godzinach (buprenorfina) i 24 godziny po operacji (buprenorfina i ketoprofen). Dodatkowo należy wykonać znieczulenie miejscowe w miejscu nacięcia (lidokaina 5 mg/ml).
  3. Przed zabiegiem należy wykonać wyjściową echokardiografię przezklatkową (patrz szczegółowa procedura echokardiografii przezklatkowej w krokach 6.1-6.13.), aby określić średnicę PA i wybrać odpowiednią igłę pomiarową, która będzie używana jako przewód do wygenerowania oczekiwanego zmniejszenia średnicy PA o 60% podczas PAB.
    UWAGA: W tej pracy wykorzystano samce szczurów rasy Wistar o wadze 225-275 g, a użycie igły 19 G było odpowiednie do wygenerowania takiego 60% zmniejszenia średnicy PA.
  4. Przygotuj igłę 19 G (lub odpowiedni kaliber, jak określono w kroku 1.3), która będzie używana jako elektroda (patrz poniżej: kroki 4.18 i 4.19), aby uzyskać optymalne zwężenie tułowia PA, powodując poważną przebudowę serca szczura. Za pomocą kleszczy zegnij 19 G do 90-110° (Rysunek 1A).
    UWAGA: Zgięcie 19 G ułatwia i) ułożenie w pobliżu tułowia PA oraz ii) zastosowanie podwiązania podczas zabiegu. 19 G jest używany jako przewód, wokół którego zostanie zainstalowany szew w celu zmniejszenia średnicy PA do 1,0 mm (redukcja o 60% dla szczurów o wadze 225-275 g), co wywołuje znaczne przeciążenie ciśnieniem RV odpowiedzialne za poważną przebudowę RV w ciągu 3 tygodni.

2. Indukcja znieczulenia i przygotowanie zwierząt

UWAGA: Analizy przeprowadzono na samcach szczurów rasy Wistar (225-275 g) w wieku 6-8 tygodni. Używaj poduszki grzewczej podczas wszystkich etapów poniższych procedur, aby utrzymać temperaturę ciała zwierzęcia na poziomie około 37 °C. Zastosuj sondę doodbytniczą, aby monitorować temperaturę ciała.

  1. Znieczulić zwierzę ciągłym wdychanym izofluranem 3% i 100% tlenem 2-3 l/min.
  2. Nałóż żel nawilżający do oczu, aby chronić rogówkę przed wysuszeniem.
  3. Sprawdź poziom znieczulenia za pomocą odruchu szczypania palców u stóp.

3. Intubacja

UWAGA: Intubacja została przeprowadzona zgodnie z wcześniejszym opisem20.

  1. Przenieść zwierzę do pochylonej stacji intubacyjnej w pozycji leżącej. Przytrzymaj szczura za górne siekacze za pomocą pętli z nici, aby utrzymać ciało w pozycji zawieszonej pod kątem 45°, aby uzyskać lepszą wizualizację gardła.
  2. Skieruj elastyczne źródło światła na powierzchnię szyi, aby prześwietlić obszar gardła i nagłośni.
  3. Przedłuż język za pomocą bawełnianego wacika i ustabilizuj go na szczęce za pomocą zakrzywionej szpatułki ważącej jako depresora języka.
  4. Wizualizuj tchawicę i struny głosowe.
  5. Do wykonania intubacji należy użyć angiocewnika 16 G. Użyj cewnika jako rurki dotchawiczej i stęp igłę ze skośną końcówką, aby użyć jej jako wprowadzacza.
  6. Wsuń rurkę dotchawiczą (angiocewnik 16 G) zamontowaną na wprowadzaczu (igła ze skośną końcówką) do tchawicy, a po umieszczeniu wyjmij rurkę wprowadzającą (Rysunek 1B).
  7. Potwierdź prawidłowe położenie rurki, obserwując normalny wzorzec oddychania (około 80 oddechów/min dla szczurów o wadze 225 g i około 70 oddechów/min dla szczurów o wadze 275 g) oraz obecność mgły na powierzchni metalowej szpatułki (lub małego lusterka) po umieszczeniu na kołnierzu piasty kaniuli.
  8. Po prawidłowej intubacji należy szybko przenieść zwierzę do stanowiska chirurgicznego na wznak nad homeotermiczną poduszką grzewczą.
  9. Dostosuj objętość i szybkość oddechu wentylatora do masy ciała szczura. Szczury o wadze około 225-275 g otrzymują objętość oddechową 2,0-2,5 ml i 70-80 oddechów/min z respiratorem.
  10. Podłącz rurkę dotchawiczą do respiratora, aby zainicjować wentylację mechaniczną. Umieść końcówkę odpływową wentylatora w cylindrze z wodą. Pęcherzyki powietrza wydobywające się z odpływu po każdym oddechu wskazują na udaną intubację.
  11. Po ustaleniu stabilnego oddechu zabezpiecz rurkę dotchawiczą taśmą chirurgiczną i zamocuj sondę doodbytniczą wzdłuż ogona, aby monitorować temperaturę ciała.

figure-protocol-1
Rysunek 1: Kluczowe instrumenty niezbędne do przygotowania procedury mikrochirurgicznej PAB. (A) Zmodyfikowana igła 19 G używana jako ołowi do uzyskania średnicy 1 mm tułowia PA po PAB. (B) Zastosowane narzędzia dotchawicze lub udana intubacja szczurów. 1. Szpatułka jest używana jako depresor języka u znieczulonych szczurów w celu odsłonięcia tchawicy. 2. Cewnik 16G działa jak rurka dotchawicza po stępieniu końcówki rysika. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

4. Chirurgia PAB (Rysunek 2)

UWAGA: Wszystkie procedury muszą być wykonywane zgodnie ze ścisłymi technikami chirurgii aseptycznej.

  1. Ogol lewą stronę klatki piersiowej za pomocą maszynki do strzyżenia i kremu do depilacji, a następnie przygotuj skórę za pomocą aplikacji 2% chlorheksydyny, a następnie 70% peelingów nasączonych alkoholem (powtórzonych trzy razy).
  2. Unieruchom kończyny przednie w pozycji otwartej za pomocą taśmy medycznej, uważając, aby nie przeprostować kończyn, aby uniknąć wpływu na oddychanie.
  3. Pociągnij prawą tylną kończynę lekko w dół i przymocuj ją wzdłuż ogona.
  4. Wyprostuj i przywodz lewą tylną kończynę i przymocuj ją do prawej strony zwierzęcia, aby uzyskać lekką prawą pozycję boczną, odsłaniając lewą stronę klatki piersiowej.
  5. Na tym etapie należy używać sterylnych rękawiczek do pozostałej części zabiegu.
  6. Umieść sterylną serwetę na zwierzęciu i wykonaj 2-3 cm nacięcie skóry po lewej stronie klatki piersiowej, zaczynając około 2 cm powyżej wyrostka mieczykowatego i zorientowane po przekątnej w kierunku podstawy lewej kończyny przedniej szczura.
  7. Pod skórą oddziel następnie mięśnie piersiowe (piersiowe mniejsze i większe) i odsuń je na bok przez rozcięcie za pomocą nożyczek z okrągłą końcówką. Użyj retraktorów magnetycznych do przytrzymania mięśni, aby umożliwić prawidłową wizualizację klatki piersiowej znajdującej się pod spodem.
  8. Napompuj płuca, wyjmując rurkę odpływową (podłączoną do wentylatora) z butli z wodą (patrz krok 3.10). Usunięcie rurki odpływowej z wody obniża ciśnienie w płucach, co powoduje depompację płatów.
  9. Wykonaj torakotomię po lewej stronie za pomocą zakrzywionych kleszczy preparacyjnych. Przebij mały otwór w środkowej linii obojczyka mięśnia znajdującego się między 3.a 4. żebrem.
  10. Wprowadź zakrzywione kleszcze do otworu i przesuń je wzdłuż lewej wewnętrznej ściany mięśnia między dwoma żebrami, aby lekko unieść lewą ścianę klatki piersiowej i uniknąć dotykania płuc podczas przecinania mięśnia.
  11. Użyj wprowadzonych kleszczy jako przewodnika i wykonaj nacięcie wzdłuż żeber na około 1 cm nożyczkami do tęczówki. Utrzymuj lewą ścianę klatki piersiowej uniesioną i ostrożnie manipuluj nożyczkami, aby uniknąć uszkodzenia lewego płata płuca bezpośrednio pod spodem.
  12. Rozszerz nacięcie międzyżebrowe do 1-2 cm na lewo od zwierzęcia za pomocą nożyczek z okrągłą końcówką.
  13. Umieść zwijacze pod żebrami, aby rana pozostała otwarta.
  14. Obserwuj dolną część grasicy i część lewego płata płuca.
  15. Odsuń na bok grasicę i płuca na tym poziomie, biorąc pod uwagę znaczną przestrzeń zajmowaną przez te narządy. Oddziel płaty grasicy za pomocą rozwarstwienia kleszczami i przytrzymaj płuco po lewej stronie za pomocą mokrej gazy. Następnie odsłoń górną część serca, lewy przedsionek (LA), a także pień płucny i łuk aorty.
  16. Ostrożnie tępo wypreparuj cienką warstwę osierdzia pokrywającą serce w tym obszarze, wraz z przyczepioną tkanką tłuszczową, aby pomóc zlokalizować część, w której aorta i pień płucny są nadal przyczepione. Minimalnie rozetnij osierdzia i unikaj dotykania błony opłucnej.
  17. Włóż zakrzywione kleszcze w pozycji zamkniętej w przestrzeni między wyrostkiem LA a tułowiem płucnym, pośrodku widocznej części naczynia, aby dotrzeć do drugiej strony naczynia (Rysunek 2A).
    UWAGA: Unikaj pracy zbyt blisko korzenia aorty serca, aby zapobiec ryzyku pęknięcia naczynia i krwotoku.
  18. Wizualizuj końcówkę kleszczy przez błonę spojówkową czaszkowo do pnia płucnego. Użyj drugich kleszczy, aby wyciąć końcówkę i ostrożnie przebić membranę, aby utworzyć mały otwór. Zakrzywione kleszcze umieszczone pod tułowiem płucnym są następnie lekko otwierane, aby chwycić nić 5-0 Silk. Cofnij kleszcze, aby przenieść nić z jednej strony na drugą tułowia płucnego (Rysunek 2B, C).
  19. Wykonaj zwężenie pnia płucnego. Po pierwsze, poćwicz luźny podwójny węzeł jedwabiu 5-0 w pobliżu tętnicy. Wprowadzić igłę 19 G wzdłuż naczynia i pod gwintem. Zaciśnij ten pierwszy węzeł i przymocuj go drugim prostym węzłem przed usunięciem 19 G (Rysunek 2D).
    UWAGA: Pracuj szybko i ostrożnie, aby zminimalizować czas trwania całkowitej niedrożności pnia płucnego.
  20. Wykonaj ostatni prosty węzeł i odetnij pozostałą nić jedwabną 5-0 około 0,5-1 cm od węzła (Rysunek 2D).
  21. Zmień położenie płatów grasicy i usuń zwijacze klatki piersiowej.
  22. Ponownie napompuj płuca, ściskając odpływ respiratora na 2 sekundy.
  23. Zamknij klatkę piersiową, wykonując wzór haftu krzyżykowego za pomocą syntetycznej wchłanialnej nici szwowej 5-0.
  24. Nałóż kilka kropli 0,9% soli fizjologicznej na obszar rany i ściśnij każdą stronę ściany klatki piersiowej, aby usunąć pęcherzyki powietrza i przywrócić podciśnienie w klatce piersiowej.
  25. Zmień położenie mięśni piersiowych i zetrzyj pozostałą sól fizjologiczną sterylną gazą.
  26. Za pomocą strzykawki nanieść rozpryskującą się warstwę lidokainy na powierzchnię i okolice rany.
  27. Zamknąć skórę za pomocą syntetycznej, wchłanialnej nici do szwów 5-0 z igłą w ciągły wzór podskórny.
    UWAGA: Szczury pozorowane otrzymują tę samą procedurę bez kroków 4.18 i 4.19.

figure-protocol-2
Rysunek 2: Procedura PAB i walidacja szwu jedwabnego 5.0 w porównaniu z metalowymi klipsami. Fotografia krok po kroku izolacji i podwiązania tułowia PA, pokazująca (A) ekspozycję i izolację tułowia PA, (B) umiejscowienie szwu (jedwab 5,0) wokół tułowia PA, (C) podwiązanie PA (PAB) (przy użyciu igły 19 G jako przewodzenia); (D) weryfikacja ruchu serca oraz przeciążenia korzenia PA i RV po PAB; (E) porównanie PAB wykonanego za pomocą szwu jedwabnego z metalowym klipsem; oraz (F) walidacja wyboru nici jedwabnej dla PAB w celu uzyskania bardziej powtarzalnej średnicy 1 mm wokół pnia PA. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

5. Rekonwalescencja pooperacyjna

  1. Usunąć izofluran, utrzymując szczura w wentylacji mechanicznej z samym przepływem tlenu. Obróć szczura na prawy bok lub brzuszny, aby ułatwić oddychanie.
  2. Wstrzyknąć podskórnie objętość 0,9% soli fizjologicznej w okolicę grzbietu szyi, aby przyspieszyć odzyskiwanie płynów (w przeliczeniu na 10 ml / kg / h znieczulenia).
  3. Po potwierdzeniu autonomicznego oddychania płynnie wyjmij rurkę dotchawiczą.
  4. Obserwuj, kiedy szczur zaczyna się sam poruszać i przenieś zwierzę z poduszki grzewczej do nowej sterylnej klatki w celu odzyskania zdrowia. Zapewnij wodę i mokrą karmę ad libitum.
  5. W okresie pooperacyjnym (4-6 godzin) umieść klatkę na poduszce grzewczej (połowa klatki), aby pomóc utrzymać temperaturę ciała i ściśle monitorować zwierzę.
  6. Natychmiast reaguj na wszelkie oznaki bólu, trudności w oddychaniu lub nienormalne zachowanie.
  7. W opiece pooperacyjnej, 6 godzin po zabiegu, wstrzyknąć drugą dawkę 0,05 mg/kg buprenorfiny. Następnego dnia, 24 godziny po zabiegu, wstrzyknąć trzecią dawkę 0,05 mg/kg buprenorfiny i drugą dawkę 5 mg/kg ketoprofenu.
  8. Monitoruj szczury, aż do całkowitego powrotu do zdrowia.

6. Echokardiografia przezklatkowa

UWAGA: Ten artykuł pokazuje dane uzyskane w 21 dniu po operacji, kiedy szczury zostały poddane echokardiografii przezklatkowej. Jednak w zależności od celów badawczych i wymagań projektu badania, badacze mogą zdefiniować inne punkty czasowe dla echokardiografii przezklatkowej przed i po PAB.

  1. Przed zabiegiem należy wykonać wyjściową echokardiografię przezklatkową w celu określenia średnicy PA i wybrania odpowiedniej igły miarometru używanej jako przewód do wygenerowania oczekiwanego 60% zmniejszenia średnicy PA podczas PAB.
    UWAGA: W tym badaniu wykorzystano samce szczurów rasy Wistar o wadze 225-275 g, a użycie igły 19 G było odpowiednie, aby wygenerować takie 60% zmniejszenie średnicy PA.
  2. Zważyć i znieczulić szczury za pomocą izofluranu podawanego w ciągłym inhalacji (3% i 2 l/minO2).
  3. Wykonaj echokardiografię przezklatkową u każdego zwierzęcia za pomocą sondy sektorowej/wieloelementowej 12S (4,5-11,5 MHz) i systemu akwizycji obrazu.
  4. Użyj mapowania kolorów w dwuwymiarowym (2D) przymostkowym widoku krótkiej osi, umieszczając sondę 12S na poziomie zastawki aortalnej. Kliknij przycisk Color Doppler na echomaszynie, aby wyświetlić wzorzec przepływu krwi przecinający obszar pasma tętnicy płucnej (PAB) w pniu płucnym.
  5. Wykonaj Dopplera falą ciągłą (CW), przecinając PAB kierując się mapowaniem kolorów w widoku krótkiej osi przymostkowej 2D, aby zarejestrować właściwości przepływu krwi przez obszar PAB, w tym prędkość szczytową (cm/s) i gradient średniego ciśnienia (mmHg). Aby uzyskać krzywe Dopplera, dostosuj objętość próbki na poziomie pasma tętnicy płucnej.
  6. Zastosuj 4-komorowy widok wierzchołkowy 2D, umieszczając sondę 12S na poziomie wierzchołka serca, aby zademonstrować powiększenie RA i RV po operacji i określić wymiar poziomy RA na końcu skurczu serca (RAD) wyrażony w milimetrach (mm).
  7. Zastosuj mapowanie kolorów w wierzchołkowym widoku 4-komorowym 2D, aby ujawnić niedomykalność zastawki trójdzielnej spowodowaną PAB, uzyskując pętle cine-loops na maszynie echa.
  8. Wykonaj echokardiografię w trybie M w 4-komorowym widoku wierzchołkowym, przecinając koniunkcję pierścienia trójdzielnego i bocznej ściany RV w celu zbadania skurczowego wychylenia płaszczyzny pierścienia trójdzielnego (TAPSE) wyrażonego w mm.
  9. Obrazowanie dopplerowskie tkankowe (TDI) w 4-komorowym widoku wierzchołkowym na poziomie połączenia pierścienia trójdzielnego i ściany bocznej RV służy do pomiaru kurczliwości skurczowej ściany bocznej RV (Sr) wyrażonej w centymetrach na sekundę (cm/s) w celu oceny wydajności skurczowej RV.
  10. Rejestruj rozkurczowy przepływ przeztrójdzielny (TTF) za pomocą Dopplera fali pulsacyjnej w wierzchołkowym widoku 4-komorowym w celu zbadania właściwości rozkurczowych RV, w tym prędkości szczytowej w fali wczesnego napełniania (E), fali wypełnienia przedsionków (A) i stosunku E / A w TTF.
  11. Wykonaj echokardiografię w trybie M w widoku długiej osi przymostkowej na poziomie zastawki aortalnej, aby zmierzyć drogę odpływu RV na końcu rozkurczu serca (RVOT, wyrażony w milimetrach) i wymiar lewego przedsionka na końcu skurczu serca (LADs, wyrażony w milimetrach).
  12. Wykonaj echokardiografię 2D w trybie M w widoku krótkiej osi przymostkowej na poziomie mięśni brodawkowatych, aby ocenić wymiary lewej komory przy skurczu końcowym i rozkurczu (LVDd i LVDd) oraz grubość przedniej ściany lewej komory przy rozkurczu końcowym (LVAWd), wszystkie wyrażone w milimetrach.
  13. Wykonaj tryb M 2D w widoku przymostkowym o krótkiej osi, aby określić ułamkowe skrócenie LV (LVFS, wyrażone w procentach) i frakcję wyrzutową LV (LVEF, wyrażone w procentach).

7. Badanie elektrofizjologiczne (Rysunek 3)

  1. Utrzymuj szczury w znieczuleniu po echokardiografii in vivo do badania elektrofizjologicznego przezprzełykowego in vivo (EPS).
  2. Umieść elektrody EKG pod skórą szczurów (1 w pobliżu lewej kończyny przedniej, 1 w pobliżu prawej kończyny tylnej i 1 w pobliżu lewej kończyny tylnej).
  3. Delikatnie wprowadzić do przełyku cewnik czterobiegunowy 4F z odstępem między biegunami 5 mm (Rysunek 3A).
  4. Dostosuj położenie cewnika przezprzełykowego blisko RZS, precyzyjnie określając, kiedy załamek P, który reprezentuje skurcze przedsionków w EKG powierzchniowym, pasuje do załamka P uzyskanego za pomocą EKG cewnika przezprzełykowego (Rysunek 3A, B).
  5. Określ próg stymulacji dla każdego zwierzęcia. Próg ten to minimalne napięcie, przy którym stymulator bezpośrednio wpływa na tętno.
  6. Oceń podatność AF, stosując impuls napięcia odpowiadający 4-krotności napięcia progowego zgodnie z protokołem 3 zestawów 12 impulsów stymulacji, z których każda trwa 3 s przy 50 Hz, a następnie 2 s odpoczynku (1 min/zestaw). Pomiędzy każdą serią szczury miały 1-minutowy okres odpoczynku9,13,21.
  7. Zidentyfikuj i określ ilościowo, po każdym wybuchu, występowanie tachyarytmii serca, w tym migotania przedsionków lub trzepotania przedsionków.
    UWAGA: Migotanie przedsionków definiuje się jako nieregularne i ultraszybkie uderzenia przedsionków (>800 uderzeń na minutę). Trzepotanie przedsionków definiuje się jako regularny, ale szybki rytm przedsionkowy związany z brakiem załamka P lub obecnością regularnego wzorca wielu załamków P między regularnie następującymi po sobie interwałami R-R. Pod uwagę brane są tylko epizody arytmii trwające dłużej niż 1 s.
  8. Należy unikać przerywania trwających epizodów migotania przedsionków lub trzepotania przedsionków poprzez zatrzymanie następnego zestawu stymulacji, jeśli rytm zatokowy nie zostanie przywrócony samoistnie w okresie spoczynku między dwiema kolejnymi stymulacjami.

figure-protocol-3
Rysunek 3: Ilustracja uderzeń serca w spoczynku i właściwej pozycji cewnika przezprzełykowego do badania elektrofizjologicznego in vivo. (A) Reprezentatywne EKG dwóch kolejnych uderzeń serca w spoczynku, pokazujące załamek P, interwał PR, zespół QRS, odstęp QT i interwał R-R. (B) Schemat podłużnego odcinka serca (1) i przełyku (2), w którym wprowadza się cewnik czterobiegunowy (3) w celu stymulacji i uzyskania EKG przedsionkowego. (C) Reprezentatywne sygnały EKG pokazujące preferowane położenie cewnika przezprzełykowego, gdy sygnał przedsionkowy (czerwona linia) z powierzchniowego EKG (górne ścieżki) pokrywa się z sygnałem przedsionkowym EKG cewnika (dolne ścieżki). Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

8. Analiza EKG

UWAGA: Zapisy EKG i stymulacje były przeprowadzane za pomocą oprogramowania do akwizycji EKG. Analizy przeprowadzono przy użyciu oprogramowania do analizy EKG (Rysunek 3A).

  1. Zmierz czas trwania załamka P odpowiadający skurczowi przedsionka wyrażony w milisekundach (ms).
  2. Określić interwał PR (wyrażony w milisekundach) odpowiadający czasowi trwania przewodzenia elektrycznego przez węzeł przedsionkowo-komorowy (AV).
  3. Podaj czas trwania zespołu QRS (wyrażony w milisekundach) odpowiadający depolaryzacji komorowej.
  4. Oceniono odstęp QT (wyrażony w milisekundach) odzwierciedlający całkowity czas trwania depolaryzacji i repolaryzacji komór.
  5. Określ ilościowo interwał RR (wyrażony w milisekundach) wskazujący czas między dwoma kolejnymi uderzeniami serca i określający częstość akcji serca.

9. Analizy histologiczne

  1. Poddać szczury eutanazji przez wykrwawienie w znieczuleniu izofluranem (5%, 2 L/minO2) w 21 dniu po PAB.
  2. Wyizoluj RZS i LA, aby przeanalizować histologiczną przebudowę przedsionków związaną lub nie z RHF i zaburzeniami rytmu serca.
  3. Wykonaj przekrój poprzeczny świeżo wyciętych serc, 5 mm od wierzchołka, aby ocenić przebudowę komór związaną lub nie z RHF i arytmiami serca.
  4. Utrwal próbki mięśnia sercowego w formalinie i wybarwij preparaty histologiczne roztworem trichromu Massona22, aby określić ilościowo grubość ściany komory i rozszerzenie oraz zwłóknienie przedsionków w D21 po PAB.

10. Analizy statystyczne

  1. Oceń normalność rozkładów za pomocą testu Shapiro-Wilka. Porównaj dane o rozkładzie normalnym za pomocą testu t-Studenta.
  2. Jeśli dane są rozkładem nieparametrycznym, wykonaj test Manna-Whitneya. Analizuj zmienne kategoryczne, takie jak indukowalność migotania przedsionków, za pomocą dokładnego testu Fishera.
  3. Wyrazić wyniki jako średnią ± błąd standardowy do średniej (S.E.M.). Rozważ różnice istotne statystycznie przy dwustronnych wartościach P < 0,05.

Wyniki

Wizualne potwierdzenie prawidłowego podwiązania tułowia PA podczas operacji
Podczas zabiegu PAB oznaką dobrego ułożenia szwu jest natychmiastowe zwiększenie ciśnienia krwi i szybkie rozszerzenie RV i korzenia pnia PA na styku z RV. Szew nie może się przesuwać, aby zapewnić stałe i trwałe przeciążenie ciśnieniowe przez 3 tygodnie. W tym badaniu użycie jedwabiu 5-0 zostało potwierdzone jako bardziej stabilne niż metalowy klips (Rysunek 2E,F). 5-0 Silk dopuszcza również możliwość usunięcia szwu, jeśli wymaga tego konkretny projekt badania.

Ważnym spostrzeżeniem poczynionym podczas tego badania było to, że zastosowanie metalowych klipsów skutkowało losowymi kształtami swobodnej średnicy wokół przewodu 19 G, co jest ważnym źródłem zmienności. W tym badaniu wymagana była stała średnica 1 mm. Co więcej, usunięcie metalowych klipsów często skutkowało rozerwaniem tułowia PA, co jest niedopuszczalne w projekcie badania, które wymagałoby usunięcia szwu w celu oceny przywrócenia normalnego ciśnienia (Rysunek 2E,F).

Potwierdzenie i pomiar przeciążenia prawostronnego ciśnienia komorowego wywołanego przez PAB (Rysunek 4 i Rysunek 5)
Idealnym potwierdzeniem podwyższonego ciśnienia po PAB byłby hemodynamiczny pomiar ciśnienia za pomocą cewnika dożylnego i wewnątrzsercowego, jak opisano wcześniej9. W przypadku protokołów wymagających zachowania serca przez długi okres czasu i podejść nieinwazyjnych, opisana powyżej metodologia echokardiografii pomogła ocenić wzrost prędkości krwi i gradientu ciśnienia wokół szwu za pomocą CW Doppler (Figura 4A, C). Ta nieinwazyjna metoda pozwoliła nawet na wizualizację podwiązania i zakłócenia przepływu krwi spowodowanego zwężeniem średnicy tętnicy przez PAB (Rysunek 4B, C). Poniżej przedstawiono dane echokardiograficzne uzyskane w D21 po PAB, ale badacze stosujący tę metodę mogą wykonać taką nieinwazyjną echokardiografię przezklatkową w różnych punktach czasowych przed i po PAB, zgodnie z wymaganiami ich konkretnych badań i celów badawczych.

figure-results-1
Rysunek 4: Ocena podwiązania tułowia PA po PAB. Doppler fali kontynuacji w widoku krótkiej osi przymostkowej 2D został wykorzystany do wizualizacji wzorca przepływu przecinającego pień PA w PAB w porównaniu ze szczurami pozorowanymi. (A) Pomiar prędkości przepływu krwi wyrzucanej z RV przez pień PA w pozorowanym (lewy panel) i szczurach PAB (prawy panel). (B) Mapowanie przepływu kolorów pnia PA w pozorze (lewy panel) i szczura PAB (prawy panel). Krew normalnie wyrzucana z RV i oddalająca się od serca z przepływem laminarnym pojawia się na niebiesko, a turbulentny przepływ krwi po PAB z powodu utrwalonej przeszkody odpływu RV pojawia się na czerwono i żółto. Częściowe podwiązanie tułowia PA można rozpoznać na prawym panelu ze względu na nieprzezroczystość szwu jedwabnego. (C) Prędkość szczytowa PA wyrażona w cm/s w PAB w porównaniu do pozorowanej w D21 po PAB. (D) Kwantyfikacja średniego gradientu ciśnienia PA wyrażonego w mmHg w PAB w porównaniu z pozorowanym w D21 po PAB. (Analizy statystyczne: Dane były normalnie rozłożone zgodnie z oceną za pomocą testu Shapiro-Wilka. Porównanie danych przeprowadzono za pomocą testu t-studenta. n = 6 szczurów w grupie. Wyniki są wyrażone jako średnia ± S.E.M.) Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Po prawej stronie serca, PAB wywołał ciężki RHF potwierdzony zwiększoną grubością RV i rozszerzeniem RA, któremu towarzyszyła nieprawidłowa funkcja mięśnia sercowego, co zaobserwowano w badaniu echokardiograficznym na D21 po PAB. Jeśli chodzi o funkcję RV, ciśnienie skurczowe RV było znacznie zwiększone u szczurów PAB w porównaniu z pozorowanym, a echokardiografia in vivo ujawniła również, że wskaźnik kurczliwości (Sr) był zmniejszony w PAB w porównaniu z pozorowanym (Figura 5A-C). W porównaniu ze szczurami pozorowanymi, wymiar RV przy końcu rozkurczu (RVDd) i grubość przedniej ściany RV przy końcu rozkurczu (RVAWd) były znacznie zwiększone. Te obserwacje echokardiograficzne zostały potwierdzone po eutanazji i analizie histologicznej przekroju poprzecznego serca od szczurów PAB w porównaniu z pozorowanym (Ryc. 5D). Wzrost pojemności objętościowej RV w odpowiedzi na podwyższone obciążenie następcze spowodował, że przegroda międzykomorowa została popchnięta w kierunku LV, generując względną kompresję LV (Rysunek 5A,D).

figure-results-2
Rysunek 5: Potwierdzenie przebudowy prawej komory wywołanej przez PAB w D21 po PAB. (A) 4-komorowy widok wierzchołkowy 2D czterech komór serca podkreślający rozszerzenie RA i RV u szczurów PAB (prawy panel) w porównaniu do pozorowanego (lewy panel). Obrazowanie dopplerowskie tkanek zastosowano do (B) ilościowego określenia ciśnienia skurczowego RV wyrażonego w mmHg u szczurów PAB w porównaniu z pozorowanym oraz (C) pomiaru skurczowej kurczliwości bocznej ściany RV (Sr) wyrażonej w cm/s u szczurów PAB w porównaniu z pozorem. (D) Obrazy histologiczne poprzecznych odcinków serca u pozorowanego (lewy panel) i PAB szczura (prawy panel) potwierdzające, że PAB spowodował znaczne powiększenie RV w porównaniu z pozorowanym. Podziałka liniowa: 5 mm. (Analizy statystyczne: Dane były normalnie rozłożone zgodnie z oceną za pomocą testu Shapiro-Wilka. Porównanie danych przeprowadzono za pomocą testu t-studenta. n = 6 szczurów w grupie. Wyniki są wyrażone jako średnia ± S.E.M.) Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Ocena wywołanego przez PAB prawostronnego poszerzenia przedsionków i niedomykalności zastawki trójdzielnej (Rysunek 6)
Echokardiografia in vivo przeprowadzona w D21 po PAB potwierdziła, że RAD znacznie wzrosły, podczas gdy LADs pozostały niezmienione, z powodu indukowanego przez PAB stałego wzrostu ciśnienia po prawej stronie serca (Figura 5A, Figura 6A, B). Utrzymującemu się prawostronnemu przeciążeniu ciśnieniowemu wywołanemu przez PAB towarzyszyło odkształcenie pierścienia zastawki trójdzielnej. Nieprawidłowe działanie zastawki trójdzielnej wywołane PAB oceniano za pomocą echokardiografii in vivo wykonanej w D21 po PAB, poprzez obserwację niedomykalności zastawki trójdzielnej charakteryzującej się wyciekiem krwi do RA w skurczu (Figura 6C-E).

figure-results-3
Rysunek 6: Ocena wywołanej przez PAB przebudowy RA i zastawki trójdzielnej w D21 po PAB. (A) Kwantyfikacja wymiaru RA na końcu skurczu (RAD) u szczurów pozorowanych i PAB mierzonych za pomocą 4-komorowego widoku wierzchołkowego 2D. (B) Kwantyfikacja wymiaru LA w skurczu końcowym (LAD) u szczurów pozorowanych i PAB. (C) Mapowanie kolorów w 4-komorowym widoku wierzchołkowym 2D zarejestrowano w celu zaobserwowania normalnego zamknięcia zastawki trójdzielnej w pozorowaniu (lewy panel) w porównaniu z niedomykalnością zastawki trójdzielnej charakteryzującą się wyciekiem krwi z RV do RA szczurów PAB (prawy panel) w odpowiedzi na wywołane przez PAB prawostronne rozciąganie i deformację pierścienia zastawki trójdzielnej. (D) Echokardiografia w trybie M w wierzchołkowym widoku 4-komorowym została wykorzystana do ilościowego określenia skurczowego wychylenia płaszczyzny pierścienia trójdzielnego (TAPSE) u szczurów PAB w porównaniu z pozorowanym. (E) Doppler z falą pulsacyjną został użyty do ilościowego określenia prędkości ruchu pierścienia trójdzielnego u szczurów PAB w porównaniu z pozorowanym. (Analizy statystyczne: Dane były normalnie rozłożone zgodnie z oceną za pomocą testu Shapiro-Wilka. Porównano dane z testem t-Studenta. n = 6 szczurów w grupie. Wyniki są wyrażone jako średnia ± S.E.M.) Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Ocena arytmogenezy serca wywołanej przez PAB (Rysunek 7 i Rysunek 8)
Przebudowę serca indukowaną przez AB można było zaobserwować za pomocą analiz elektrofizjologicznych D21 po PAB. Parametry EKG, w tym interwał R-R, czas trwania załamka P i odstęp QT, były znacznie zwiększone u szczurów PAB w porównaniu z pozorowanym (Figura 3A). Zmiany te ujawniły, że na częstość akcji serca, przewodnictwo przedsionkowe i kurczliwość komór miał wpływ PAB (Ryc. 7).

Ponadto, w porównaniu do pozorowanych, szczury PAB były znacznie bardziej podatne na arytmie serca, w tym migotanie przedsionków, w odpowiedzi na stymulacje elektryczne (Rysunek 8).

figure-results-4
Rysunek 7: Analizy elektrokardiogramu. Mierzono parametry EKG (w ms), w tym (A) interwał R-R, (B) CZAS TRWANIA ZAŁAMKA P, (C) segment P-R, (D) zespół QRS i (E) odstęp QT. (Analiza statystyczna: Dane były normalnie rozłożone zgodnie z oceną za pomocą testu Shapiro-Wilka. Porównania przeprowadzono za pomocą testu T Studenta. Każdy punkt reprezentuje indywidualne zwierzę. n = 6 szczurów w grupie. Wyniki są wyrażone jako średnia ± S.E.M.). Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-results-5
Rysunek 8: Zaburzenia rytmu serca wywołane przez PAB, w tym migotanie przedsionków. (A) Reprezentatywne powierzchniowe EKG obserwowane u szczurów z pozorowanym (górny panel) i PAB (dolny panel) podczas badania elektrofizjologicznego wykazującego rytm zatokowy (SR), 3-sekundową stymulację impulsową (stymulację), po której następuje AF i/lub powrót do SR. (B) Kwantyfikacja indukowanej przez PAB podatności na tachyarytmie przedsionkowe, w tym migotanie przedsionków i trzepotanie przedsionków (AFl). (C) Czas trwania migotania przedsionków u indukowalnych szczurów pozorowanych i PAB. (Analizy statystyczne: (B) Dokładny tekst Fishera. (C) n był zbyt krótki w fikcji, aby można było przeprowadzić test porównawczy. n = 6 szczurów w grupie. Wyniki są wyrażone jako średnia ± S.E.M.) Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Śmiertelność (Rysunek 9)
Założeniu szwu w D0 towarzyszyła 30% śmiertelność wśród PAB w porównaniu z 0% u szczurów pozorowanych w ciągu kilku minut do D3 po operacji. Szczury, które przeżyły pierwsze 3 dni po operacji, przeżyły do dnia końcowych eksperymentów (D21). Po D21 śmiertelność znacznie wzrosła wśród szczurów PAB (60% w porównaniu z 0% w pozorach) ze względu na nasilenie prawostronnej przebudowy i RHF (Ryc. 9).

figure-results-6
Rysunek 9: Wskaźnik śmiertelności. Śmiertelność wyrażona w procentach (%) u szczurów pozorowanych i PAB między D0 i D3, D4 i D21 oraz po D21 po operacji. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Dyskusja

Pomyślne działanie PAB jest najważniejszą częścią tego protokołu. Ważne jest, aby prawidłowo odróżnić aortę od tułowia PA. Izolacja PA musi być wykonana skrupulatnie, aby uniknąć rozdarcia, krwawienia i śmierci podczas zabiegu. Założenie szwu wokół elektrody 19G musi być wykonane szybko, a następnie natychmiast usunięte elektrodę, aby uniknąć zbyt długiej "całkowitej niedrożności" PA z powodu obecności elektrody.

Zgodnie z wymogami śledztwa ustaliliśmy, że 5-0 Silk był bardziej stabilny niż metalowy klips do wykonania PAB10,13. Ponadto 5-0 Silk pozwalał na usunięcie, podczas gdy klipsy prowokowały ryzyko rozerwania PA. Badacze wykonujący PAB muszą dostosować wybór materiału szwu (jedwab, metal, plastikowy klips) zgodnie ze swoimi celami badawczymi10.

W tym badaniu PAB (pozostawiając 1 mm wolnej średnicy) przeprowadzono analizy in vivo 3 tygodnie po PAB. Po 21 dniach śmiertelność wśród zwierząt wzrosła z powodu nasilenia prawostronnej przebudowy serca 10,13,23 (ryc. 9). Protokół ten został zaprojektowany i dostosowany do naszych badań nad arytmogenną przebudową serca w ciągu 3 tygodni. Badacze odtwarzający ten model mogą rozważyć dostosowanie średnicy przy użyciu innego przewodu niż 19 G i/lub wydłużenie lub skrócenie czasu trwania przebudowy po PAB do eutanazji23.

Jednodawkowe wstrzyknięcie MCT jest uznaną metodą wywoływania ciężkich TNP i RHF 8,9. Jednak ze względu na znaczenie pneumotoksyczności indukowanej przez MCT, metoda ta nie była istotna w naszym konkretnym kontekście, który miał na celu zbadanie wpływu stanu zapalnego na CA9 indukowany przez RHF. Konkretna hipoteza badawcza tego badania wymagała zastosowania metody zwiększonego PA bez uszkodzenia płuc, aby uniknąć sygnalizacji stanu zapalnego pochodzącej z płuc. W związku z tym strategia PAB była najlepszą opcją w naszym kontekście13.

Metoda ta może znaleźć zastosowanie w różnych obszarach badawczych. W kardiologii protokół PAB może być przydatny w badaniu prawostronnego przerostu mięśnia sercowego, arytmogenezy serca i zaburzeń zastawek (zwężenie PA, nieprawidłowe funkcjonowanie zastawki trójdzielnej)24,25,26. W badaniach nad starzeniem się protokół PAB może być przydatny do oceny wpływu RHF na pogorszenie dysfunkcji serca związanej z wiekiem27. W pulmonologii protokół PAB może być stosowany do badania wpływu zwężenia tułowia PA na funkcję wewnątrzpłucną28. Wśród innych dróg, PAB może być również przydatny do oceny roli długotrwałego RHF indukowanego przez PAB na funkcjonowanie mózgu i zaburzenia neurodegeneracyjne29. Ogólnie rzecz biorąc, wpływ zapalenia i zwłóknienia serca na zaburzenia związane z sercem jest poważnym problemem30. Model PAB zwłóknienia i zapalenia serca oferuje interesujące, ustandaryzowane i powtarzalne podejście do oceny mechanizmów związanych z zapaleniem serca oraz możliwość testowania potencjalnych strategii interwencyjnych31,32.

W zależności od specyfiki badanego modelu, badacze mogą preferować indukowanie innych poziomów nasilenia RHF niż ten opisany w tym artykule za pomocą igieł pomiarowych innych niż 19 G przedstawione w artykule. Dlatego ważne jest, aby zauważyć, że w przypadku mniejszych średnic ołowiu, przy użyciu 20 G lub 21 G, mieliśmy do czynienia ze 100% śmiertelnością szczurów o wadze 225-275 g w ciągu kilku minut po założeniu szwu z powodu niedrożności tułowia PA.

RHF indukowany przez PAB jest powtarzalną i skuteczną metodą indukowania i badania CA, w tym migotania przedsionków u szczurów. Przebudowa przedsionków i komór wywołana przez wąski PAB (średnica 1 mm) charakteryzuje się zapaleniem i zwłóknieniem mięśnia sercowego, co stanowi interesujące podejście do badania arytmogenezy komorowej i przedsionkowej związanej z RHF.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Autorzy dziękują Colombe Roy, YanFen Shi, Sandrze Querry i Josiane Deslandes za techniczne wykonanie echokardiografii przezklatkowej oraz Nathalie L'Heureux za wstępną pomoc techniczną podczas standaryzacji metody PAB. Jesteśmy wdzięczni członkom placówki opieki nad zwierzętami Instytutu Serca w Montrealu.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
0,9% Chlor sodu do wstrzykiwań USB (100 ml) BaxterJB1302PRoztwór stosowany do rozcieńczania leków (przeciwbólowych i przeciwzapalnych) oraz do przygotowywania strzykawek z solą fizjologiczną dedykowanych do nawadniania zwierzęcia po operacji
19 G x 1 1/2 Igła PrecisionGlideBD305187Igła zmodyfikowana (wygięta i stępiona) do stosowania jako przekładka podczas częściowego zwężenia tułowia płucnego
2 "x 2" Włóknina niesterylna gąbka z gazy Ritmed, 4-warstwoweAMD-RitmedA2101-CHsłużące do wchłaniania krwi z rany lub do delikatnego odsuwania narządów (np. grasicy) na bok.
" x 4" z włókniny, 4-warstwowe (x200)AMD-RitmedA2100-CHGąbki z gazy używane do wchłaniania krwi z rany lub do delikatnego odpychania narządów (np. grasicy) na bok.
5-0 Vicryl Violet Szew RB-1 1/2 Okrągła igła 17mm 27"EthiconJ303HSyntetyczny wchłanialny sterylny szew chirurgiczny z igłą taperpoint stosowany do zamykania ran mięśni i skóry.
Anafen (100 mg / mL)Merial Canada, Inc.1938126Rozcieńczony roztwór ketoprofenu do wstrzykiwań podawany jako niesteroidowy lek przeciwzapalny, przeciwbólowy i przeciwgorączkowy.
Automatyczne przycinanie  SystemFST12020-00Może być stosowany do zamykania rany skóry. W zestawie aplikator do klipsów, klipsy do nawijania (9 mm) i zmywacz do klipsów.
Kleszcze Dumont #5/45FST11251-35Kleszcze Dumoxel z końcówkami nachylonymi pod kątem 45&. Służy do zaciskania węzłów wokół przekładki umieszczonej na pniu płucnym.
Cienkie nożyczki - OstreFST14060-10Nożyczki do irysu ze stali nierdzewnej dedykowane do nacinania mięśni międzyżebrowych i przecinania szwów.
Foran (Isoflurane) 100 mlBaxter CanadaBAXCA2L9100Znieczulenie wziewne stosowane u gryzoni podczas operacji PAB.
Cewnik dożylny 16 G x 1,77 " (prosty)BD Insyte381257Cewnik używany jako rurka dotchawicza z stępionym metalowym trzpieniem.
Światło  LED 130 F - Lampa ścienna LED DrMachEickemeyerM130300.
Magnetyczny system chowania stabilizatora: Płyta podstawyFST18200-50Metalowa płyta, na której zainstalowane są powiązane mocowania. Umieszcza się go wokół płyty grzewczej.
Magnetyczny system wciągania stabilizatora: Elastomer (rolka 2 m)FST18200-07Służy do mocowania zwijaczy do stabilizatorów.
Magnetyczny system wciągania stabilizatora: StabilizatoryFST18200-02Ruchome kotwy, które można umieścić na płycie podstawy.
System retrakcji stabilizatora magnetycznego: RetraktoryFST18200-11Retraktory pozwalające na utrzymanie rany pooperacyjnej z pożądanym otworem
Nożyczki Metzenbaum (zakrzywione)FST14017-14nożyczki ze stali nierdzewnej służące do preparowania skóry i mięśni.
Kleszcze Micro-AdsonFST11018-12Ząbkowane kleszcze ze stali nierdzewnej służące do chwytania skóry i innych tkanek.
Maszynka do strzyżenia Oster Golden A5 2-biegowa OsterProfessional34264416949Maszynka do strzyżenia zwierząt służąca do przygotowania pola operacyjnego. Ponieważ jest przeznaczony do użytku z dużymi zwierzętami, użytkownik musi uważać na szczury.
Płyta grzewcza lub system ogrzewania gryzoniWykonana na zamówienienie dotyczypodłączona do urządzenia wyposażonego w ekran LED wyświetlający temperaturę wykrytą przez sondę doodbytniczą, a także temperaturę docelową.
Wentylator dla gryzoni Model 683Aparat Harvard74240-2Wentylator mechaniczny stosowany dla małych zwierząt laboratoryjnych (max 5 kg).
Kleszcze Semken z ząbkami (zakrzywione)FST11009-13Kleszcze ze stali nierdzewnej używane do preparowania tkanek.
Kleszcze Semken z ząbkami (proste)FST11008-13Kleszcze ze stali nierdzewnej używane do preparowania tkanek.
Silky Fresh Hair Removal CreamVeet62200825036Produkt do depilacji stosowany do przygotowania miejsca operowanego po goleniu.
Rozwiązanie 3M103.26Butelkowany roztwór antyseptyczny zabarwiony 2% chlorheksydyną i 70% alkoholem 225 ml.
Szpatułka ze stali nierdzewnej 195 mmHeathrow ScientificHS15907Szpatułka używana jako depresor języka podczas intubacji szczurów.
System stereoskopowy SZ61TROlympus88-126Mikroskop wyposażony w lornetkę oraz wbudowaną kamerę pozwalającą na filmowanie filmów.
Sterylna butelka do irygacji chlorku sodu 0,9% (60 ml)Sól fizjologiczna H2O25-6048SA-LRoztwór stosowany do utrzymywania wilgoci rany przez cały czas operacji.
Nożyczki chirurgiczne - Ostre-(proste)FST14001-12Nożyczki ze stali nierdzewnej służące do wykonania wstępnego nacięcia skóry.
Szew 5-0 Jedwab Bez igłyHenry Schein102-6344Jedwabna nić używana do zwężania pnia płucnego
Maść SystaneAlcon2444062Smar do oczu zapewniający tymczasową ulgę w pieczeniu i podrażnieniu spowodowanym suchością oczu podczas operacji.
Statyw do mikroskopu stereoskopowego SZ2-STU2OlympusN1198900Ramię przymocowane do podstawy zapewnia dużą swobodę ruchów głowicy mikroskopu.
Kleszczyki do tkanek - 1X2 TeethFST11021-15Szczypce ze stali nierdzewnej umożliwiające chwytanie, trzymanie i manipulowanie tkankami (skórą i mięśniami).
Taśma chirurgiczna Transpore3M1527-1Taśma medyczna służąca do unieruchamiania kończyn przednich i tylnych szczurów.
Vetbond Klej tkankowy (3 mL)3M1469SBKlej chirurgiczny, który można nakładać w niewielkich ilościach na skórę Może być stosowany jako uzupełnienie szwów podskórnych.
Vetergesic Multidose (0,3 mg/ml) 10 mlCeva Canada2342510Rozcieńczony roztwór buprenorfiny do wstrzykiwań podawany jako lek przeciwbólowy.
Parownik do znieczulenia weterynaryjnego Tec 4Dispomed34001 IsoUmożliwia waporyzację izofluranu i stężenie 0– 5 proc.
gąbki z gazy Gąbki z gazy 4 płyta

Bibliografia

  1. Cassady, S. J., Ramani, G. V. Right heart failure in pulmonary hypertension. Cardiol Clin. 38 (2), 243-255 (2020).
  2. Campo, A., et al. Outcomes of hospitalization for right heart failure in pulmonary arterial hypertension. Eur Respir J. 38 (2), 359-367 (2011).
  3. Naeije, R., Manes, A. The right ventricle in pulmonary arterial hypertension. Eur Respir Rev. 23 (134), 476-487 (2014).
  4. Vonk-Noordegraaf, A., et al. Right heart adaptation to pulmonary arterial hypertension: physiology and pathobiology. J Am Coll Cardiol. 62 (25 Suppl), D22-D33 (2013).
  5. Olsson, K. M., Nickel, N., Tongers, J., Hoeper, M. M. Atrial flutter and fibrillation in patients with pulmonary hypertension. Int J Cardiol. 167 (5), 2300-2305 (2013).
  6. Mercurio, V., et al. Pulmonary arterial hypertension and atrial arrhythmias: incidence, risk factors, and clinical impact. Pulm Circ. 8 (2), 2045894018769874(2018).
  7. Dignam, J. P., Scott, T., Kemp-Harper, B., Hobbs, A. J. Animal models of pulmonary hypertension: Getting to the heart of the problem. Br J Pharmacol. 179 (5), 811-837 (2021).
  8. Silva, A. L., et al. Monocrotaline induces acutely cerebrovascular lesions, astrogliosis and neuronal degeneration associated with behavior changes in rats: A model of vascular damage in perspective. Neurotoxicology. 94, 59-70 (2023).
  9. Hiram, R., et al. Right atrial mechanisms of atrial fibrillation in a rat model of right heart disease. J Am Coll Cardiol. 74 (10), 1332-1347 (2019).
  10. Hirata, M., et al. Novel model of pulmonary artery banding leading to right heart failure in rats. Biomed Res Int. 2015, 753210(2015).
  11. Jalal, Z., et al. Unexpected internalization of a pulmonary artery band in a porcine model of tetralogy of Fallot. World J Pediatr Congenit Heart Surg. 8 (1), 48-54 (2017).
  12. Akazawa, Y., et al. Pulmonary artery banding is a relevant model to study the right ventricular remodeling and dysfunction that occurs in pulmonary arterial hypertension. J Appl Physiol. 129 (2), 238-246 (2020).
  13. Le Quilliec, E., et al. Atrial cardiomyocytes contribute to the inflammatory status associated with atrial fibrillation in right heart disease. Europace. 26 (4), euae082(2024).
  14. Cheng, H. W., et al. Assessment of right ventricular structure and function in mouse model of pulmonary artery constriction by transthoracic echocardiography. J Vis Exp. (84), e51041(2014).
  15. Cheng, T. C., Philip, J. L., Tabima, D. M., Hacker, T. A., Chesler, N. C. Multiscale structure-function relationships in right ventricular failure due to pressure overload. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 315 (3), H699-H708 (2018).
  16. Mamazhakypov, A., Veith, C., Schermuly, R. T., Sydykov, A. Surgical protocol for pulmonary artery banding in mice to generate a model of pressure-overload-induced right ventricular failure. STAR Protoc. 4 (4), 102660(2023).
  17. Prihadi, E. A., et al. Morphologic types of tricuspid regurgitation. Characteristics and prognostic implications. JACC: Cardiovasc Imaging. 12 (3), 491-499 (2019).
  18. Samson, N., Paulin, R. Epigenetics, inflammation and metabolism in right heart failure associated with pulmonary hypertension. Pulm Circ. 7 (3), 572-587 (2017).
  19. Liu, Z., et al. Low-voltage zones as the atrial fibrillation substrates: Relationship With initiation, perpetuation, and termination. Front Cardiovasc Med. 8, 705510(2021).
  20. Tomasello, G., et al. Simple and fast orotracheal intubation procedure in rats. Acta Biomed. 87 (1), 13-15 (2016).
  21. Halațiu, V. B., Perian, M., Balan, A. I., Scridon, A. Transesophageal atrial burst pacing for atrial fibrillation induction in rats. J Vis Exp. (180), e63567(2022).
  22. Prophet, E. B., Mills, B., Arrington, J. B., Sobin, L. H. Laboratory Methods in Histotechnology. , American Registry of Pathology. Washington. (1992).
  23. Silva, J. M. A., et al. Hypertrophy of the right ventricle by pulmonary artery banding in rats: a study of structural, functional, and transcriptomics alterations in the right and left ventricles. Front Physiol. 14, 1129333(2023).
  24. Camacho, P., Fan, H., Liu, Z., He, J. Q. Small mammalian animal models of heart disease. Am J Cardiovasc Dis. 6 (3), 70-80 (2016).
  25. Andersen, S., et al. A pulmonary trunk banding model of pressure overload induced right ventricular hypertrophy and failure. J Vis Exp. (141), e58050(2018).
  26. Ukita, R., et al. A large animal model for pulmonary hypertension and right ventricular failure: Left pulmonary artery ligation and progressive main pulmonary artery banding in sheep. J Vis Exp. (173), e62694(2021).
  27. Myers, P. O., et al. Impact of age and duration of banding on left ventricular preparation before anatomic repair for congenitally corrected transposition of the great arteries. Ann Thorac Surg. 96 (2), 603-610 (2013).
  28. Liu, C., et al. Reverse remodeling of pulmonary arterioles after pulmonary artery banding in patients ≥ 2 years old with severe pulmonary arterial hypertension and congenital heart disease. Pediatr Cardiol. 40 (5), 958-964 (2019).
  29. Roy, B., Vacas, S., Ehlert, L., McCloy, K., Saggar, R., Kumar, R. Brain structural changes in patients with pulmonary arterial hypertension. J Neuroimaging. 31 (3), 524-531 (2021).
  30. Hiram, R. Resolution-promoting autacoids demonstrate promising cardioprotective effects against heart diseases. Mol Biol Rep. 49 (6), 5179-5197 (2022).
  31. Hiram, R. Cardiac cytokine therapy? Relevance of targeting inflammatory mediators to combat cardiac arrhythmogenic remodeling. Int J Cardiol Heart Vasc. 37, 100918(2021).
  32. Al-U'datt, D. G. F., et al. Implications of enigmatic transglutaminase 2 (TG2) in cardiac diseases and therapeutic developments. Biochem Pharmacol. 201, 115104(2022).

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Niewydolno prawej komorymigotanie przedsionk wocena echokardiograficznaniedomykalno zastawki tr jdzielnejzapalenie mi nia sercowegoarytmia komorowaprzerost prawej komory

Powiązane artykuły