Niewydolność prawego serca (RHF) charakteryzuje się prawostronnym rozszerzeniem i przerostem serca, co prowadzi do nieprawidłowego funkcjonowania komór i przedsionków. Chorobom krążeniowo-oddechowym związanym z RHF towarzyszy zwiększone ryzyko zaburzeń rytmu serca. W artykule opisano standaryzowany model RHF indukowanego pasmami tętnic płucnych związanego ze zwiększoną arytmogenezą komorową i przedsionkową.
Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.
Artykuł metodologiczny
Szczurzy model prawostronnej przebudowy serca i arytmii z wykorzystaniem pasma tętnicy płucnej
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Stany kliniczne, w tym przewlekła obturacyjna choroba płuc lub tętnicze nadciśnienie płucne (PAH), mogą prowadzić do przewlekłego przeciążenia ciśnienia w prawej komorze i postępującej niewydolności prawego serca (RHF). RHF można rozpoznać po prawostronnym przeroscie i rozszerzeniu mięśnia sercowego związanym z nieprawidłową funkcją mięśnia sercowego wpływającą na RV i prawy przedsionek (RZS). Niedawno wykazaliśmy, że ciężkiej RHF towarzyszy zwiększone ryzyko zapalenia przedsionków, zwłóknienia przedsionków i migotania przedsionków (AF), najczęstszego rodzaju arytmii serca (CA). Ostatnie badania wykazały, że zapalenie RV i RZS odgrywa ważną rolę w arytmogenezie CA, w tym AF. Jednak wpływ stanu zapalnego na rozwój CA i AF w RHF jest słabo opisany.
Eksperymentalne modele RHF są niezbędne do lepszego zrozumienia związku między prawostronnym zapaleniem mięśnia sercowego a CA. Szczurzy model nadciśnienia płucnego (PH) indukowanego monokrotaliną (MCT) jest dobrze znany w wywoływaniu RHF. Jednak MCT wywołuje ciężką pneumotoksyczność i zapalenie płuc. W związku z tym RHF wywołany przez MCT nie pomaga w rozróżnieniu, czy późniejsze zapalenie mięśnia sercowego pochodzi z RHF per se, czy z krążących sygnałów zapalnych wydzielanych przez uszkodzone płuco.
W tym artykule użyto mechanicznej metody polegającej na opasywaniu pnia tętnicy płucnej (PAB) w celu wywołania prawostronnej arytmogenezy serca. PAB polega na wykonaniu stałego szwu pnia tętnicy płucnej przez 3 tygodnie. Takie podejście generuje zwiększone przeciążenie ciśnieniowe po prawej stronie. W D21 po PAB szew powoduje przerost, poszerzenie i stan zapalny RV i RZS. RHF indukowanej przez PAB towarzyszy również podatność na arytmie komorowe i przedsionkowe, w tym migotanie przedsionków.
Wprowadzenie
Niewydolność prawego serca (RHF) charakteryzuje się przerostem i rozszerzeniem prawej komory (RV) i przedsionka (RA), co prowadzi do nieprawidłowego funkcjonowania prawostronnego serca w odpowiedzi na przewlekłe przeciążenie ciśnieniem RV spowodowane zwężeniem tętnic płucnych (PA)1. W związku z tym warunki powodujące zwężenie PA mogą być odpowiedzialne za zwiększone ryzyko wystąpienia RHF1,2,3,4. Dane kliniczne wykazały, że RHF jest główną przyczyną hospitalizacji (56%) u pacjentów z nadciśnieniem tętniczym PA (PAH)2. Badania kliniczne wykazały, że niezależnie od przyczyny TNP, w tym zakrzepowo-zatorowego nadciśnienia płucnego (PH) i idiopatycznego PAH, pacjenci często cierpią na RHF i są o 20% bardziej podatni na rozwój zaburzeń rytmu serca, w tym tachyarytmii nadkomorowych i migotania przedsionków (AF)2,5,6.
Aby lepiej zrozumieć związek między PAH i RHF, badania na zwierzętach, w tym model pojedynczej dawki monokrotaliny (MCT), zostały wykorzystane do wywołania ciężkiego zapalenia płuc i RHF7,8. Niedawno zaobserwowaliśmy, że RHF wywołany przez MCT był związany z zapaleniem RZS i AF9. Jednak ze względu na znaczenie zapalenia płuc wywołanego przez MCT i krążących cytokin, trudno było opisać, czy zapalenie RZS wywołane MCT jest konsekwencją RHF only9. W związku z tym do zbadania stanu zapalnego RZS potrzebny był nowy model arytmii serca wywołanej przez RHF.
Eksperymentalny model PA z opaską tułowia (PAB) został wykorzystany u różnych gatunków zwierząt do naśladowania obturacyjnych chorób PA i do badania związanej z tym patologicznej przebudowy serca wpływającej na prawą stronę serca10. PAB został opisany jako skuteczna metoda wywoływania dysfunkcji i niepowodzenia RV w różnych badaniach naśladujących przeciążenie RV10,11,12,13,14,15,16. Technicznie rzecz biorąc, PAB polega na umieszczeniu stałego szwu na tułowiu PA, powodując mechaniczne zmniejszenie średnicy tułowia PA10. PAB generuje zwiększone przeciążenie ciśnieniowe dla RV10. Po pierwsze, jako adaptacja kompensacyjna do nagłego wzrostu obciążenia następczego RV, jama RV jest rozszerzana, co prowadzi do przewlekłego przerostu RV10,13. Rozszerzenie i przerost RV wpływają na zastawki trójdzielne, które stają się nieszczelne13. Dokładniej, wyraźne rozszerzenie RV w połączeniu z wysokim obciążeniem następczym RV powoduje rozciągnięcie pierścienia zastawki trójdzielnej znajdującego się między RV a RA13,17. Ze względu na niepełną niedrożność zastawki, część krwi wyrzucona z RV podczas skurczu zostanie skierowana w stronę jamy RA 17. Nieszczelność zastawki trójdzielnej można zaobserwować za pomocą echokardiografii i nazywa się to niedomykalnością zastawki trójdzielnej17. Następnie RZS otrzymuje niewłaściwie wysokie ciśnienie krwi, przyczyniając się do zwiększonego rozszerzenia RZS i hipertrofii13. Przewlekłej przebudowie RV i RZS towarzyszą miejscowe reakcje zapalne mięśnia sercowego prowadzące do zwłóknienia RV i RZS oraz utraty funkcji9,13. Zwłóknienie serca charakteryzuje się rozwojem stref niskiego napięcia, które są mniej kurczliwe i bardziej podatne na prowokowanie blokady przewodzenia i obwodów ponownego wejścia zaangażowanych w rozwój arytmii serca, w tym migotania komór i migotania przedsionków i AF18,19.
Oryginalność tego artykułu polega na wykorzystaniu standardowej metody indukowanej przez PAB prawostronnej przebudowy serca w celu sprowokowania i zbadania indukowalności zaburzeń rytmu serca w ciągu 3 tygodni po PAB. Głównymi zaletami tego podejścia chirurgicznego są: i) bezpośrednia kontrola nad zmniejszeniem średnicy tułowia PA oraz ii) unikanie zapalenia płuc w celu skupienia się na zapaleniu mięśnia sercowego wywołanym przez RHF w celu zbadania zaburzeń rytmu serca, w tym migotania przedsionków.
Opisane tutaj podejście obejmuje precyzyjną procedurę mikrochirurgiczną w celu stworzenia PAB, ocenę zwiększonego obciążenia następczego RV, echokardiografię w celu obserwacji strukturalnej i funkcjonalnej przebudowy mięśnia sercowego wywołanej przez PAB oraz badanie elektrofizjologiczne w celu oceny podatności na zaburzenia rytmu serca, w tym migotanie przedsionków.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Protokół
Wszystkie opisane poniżej procedury zostały zatwierdzone przez komisję etyczną Montreal Heart Institute (numery protokołów: 2021-2938-2021-47-01 oraz 2024-3412-2024-48-01) i były ściśle zgodne z wytycznymi Canadian Council on Animal Care (CCAC). Do procedur wykorzystano samce szczurów Wistar (225-275 g) w wieku 6-8 tygodni. Wszystkie zwierzęta były zakwaterowane w ośrodku opieki nad zwierzętami Montreal Heart Institute i miały swobodny dostęp do wody oraz pokarmu.
1. Przygotowanie przedoperacyjne
- Przed operacją wysterylizuj wszystkie instrumenty i materiały chirurgiczne w autoklawie z użyciem nasyconej pary pod wysokim ciśnieniem w temperaturze od 121 °C do 134 °C pod ciśnieniem 15-30 psi przez 30-40 min, a następnie przeprowadź 25-minutowy cykl suszenia.
- Przygotuj wszystkie objętości leków wymaganych do operacji. Zastosuj multimodalne podejście przeciwbólowcze obejmujące buprenorfinę (0,05 mg/kg) i ketoprofen (5 mg/kg) wstrzyknięte podskórnie 30 min przed operacją i powtórzone po 6 h (buprenorfina) oraz 24 h po operacji (buprenorfina i ketoprofen). Dodatkowo wykonaj znieczulenie miejscowe w miejscu nacięcia (lidokaina 5 mg/mL).
- Przed operacją wykonaj bazowe echo serca przezklatkowe (szczegółowy opis procedury echokardiografii przezklatkowej znajduje się w krokach 6.1-6.13), aby określić średnicę PA i dobrać odpowiednią grubość igły, która posłuży jako prowadnica do uzyskania oczekiwanej 60% redukcji średnicy PA podczas PAB.
UWAGA: W niniejszej pracy wykorzystano samce szczurów Wistar o masie 225-275 g, a zastosowanie igły 19 G było odpowiednie do uzyskania takiej 60% redukcji średnicy PA. - Przygotuj igłę 19 G (lub o odpowiednim kalibrze określonym w kroku 1.3), która posłuży jako prowadnica (patrz poniżej: kroki 4.18 i 4.19), aby uzyskać optymalne zwężenie pnia PA, wywołując silną przebudowę serca szczura. Za pomocą pęsety zegnij igłę 19 G pod kątem 90-110° (Rysunek 1A).
UWAGA: Zgięcie igły 19 G ułatwia i) pozycjonowanie w pobliżu pnia PA oraz ii) nałożenie podwiązania podczas procedury. Igła 19 G służy jako prowadnica, wokół której zostanie założona szew w celu zredukowania średnicy PA do 1,0 mm (redukcja o 60% dla szczurów o masie 225-275 g), co indukuje znaczne przeciążenie ciśnieniowe RV, odpowiedzialne za silną przebudowę RV w ciągu 3 tygodni.
2. Indukcja znieczulenia i przygotowanie zwierzęcia
UWAGA: Analizy przeprowadzono na samcach szczurów szczepu Wistar (225-275 g) w wieku 6-8 tygodni. Na wszystkich etapach poniższych procedur należy stosować podgrzewacz, aby utrzymać temperaturę ciała zwierzęcia w okolicach 37 °C. Do monitorowania temperatury ciała należy zastosować sondę rektalną.
- Zanestezuj zwierzę za pomocą ciągłej inhalacji izofluranu 3% i 100% tlenu z przepływem 2-3 L/min.
- Nałóż żel nawilżający do oczu, aby chronić rogówkę przed wysychaniem.
- Zweryfikuj poziom znieczulenia, sprawdzając odruch uciskowy palców.
3. Intubacja
UWAGA: Intubację przeprowadzono zgodnie z wcześniej opisaną metodą20.
- Przenieś zwierzę do nachylonej stacji intubacyjnej w pozycji na plecach. Przytrzymaj szczura za górne siekacze za pomocą pętli z nici, aby utrzymać ciało w zawieszeniu pod kątem 45°, co pozwoli na lepszą wizualizację gardła.
- Skieruj elastyczne źródło światła na powierzchnię szyi, aby prześwietlić obszar gardłowo-nagłośkowy.
- Wysuń język za pomocą patyczka z watą i ustabilizuj go na szczęce górnej, używając zakrzywionej szpatułki do ważenia jako depresora języka.
- Zwizualizuj tchawicę oraz struny głosowe.
- Do wykonania intubacji użyj kaniuli do angiografii 16 G. Wykorzystaj kaniulę jako rurkę tchawiczą, a stępioną igłę z ukośnym szydłem jako prowadnicę.
- Wprowadź rurkę endotrachealną (kaniulę 16 G) osadzoną na prowadnicy (igle z ukośnym szydłem) do tchawicy, a po prawidłowym umieszczeniu wyjmij prowadnicę (Rycina 1B).
- Potwierdź prawidłowe położenie rurki, obserwując normalny wzorzec oddychania (około 80 oddechów/min dla szczurów o masie 225 g i około 70 oddechów/min dla szczurów o masie 275 g) oraz obecność zaparowania na powierzchni metalowej szpatułki (lub małego lusterka) umieszczonej przy kołnierzu kaniuli.
- Po prawidłowej intubacji szybko przenieś zwierzę w pozycji na plecach do stacji chirurgicznej na homeotermiczną matę grzewczą.
- Dostosuj objętość oddechową i częstotliwość oddychania respiratora do masy ciała szczura. Szczury o masie około 225-275 g powinny otrzymywać objętość oddechową 2,0-2,5 mL i 70-80 oddechów/min z respiratora.
- Podłącz rurkę endotrachealną do respiratora, aby rozpocząć wentylację mechaniczną. Umieść końcówkę wylotową respiratora w cylindrze z wodą. Pęcherzyki powietrza wydostające się z wylotu po każdym oddechu wskazują na prawidłową intubację.
- Po ustabilizowaniu oddechu zabezpiecz rurkę endotrachealną taśmą chirurgiczną i przymocuj sondę rektalną wzdłuż ogona w celu monitorowania temperatury ciała.
Rycina 1: Kluczowe instrumenty wymagane do przygotowania mikrochirurgicznej procedury PAB. (A) Zmodyfikowana igła 19 G używana jako prowadnica w celu uzyskania średnicy 1 mm pnia PA po PAB. (B) Narzędzia do intubacji endotrachealnej stosowane przy udanej intubacji szczurów. 1. Szpatułka jest używana jako depresor języka u znieczulonych szczurów w celu odsłonięcia tchawicy. 2. Kaniula 16G pełni funkcję rurki endotrachealnej po stępieniu końcówki prowadnika. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.
4. Operacja PAB (Rysunek 2)
UWAGA: Wszystkie procedury muszą być wykonywane zgodnie ze ścisłymi zasadami aseptyki chirurgicznej.
- Ogolić lewą stronę klatki piersiowej za pomocą trymera i kremu do depilacji, a następnie przygotować skórę, aplikując 2% chlorheksydynę, a następnie przecierając 70% alkoholem (powtórzyć trzykrotnie).
- Unieruchomić przednie kończyny w pozycji otwartej za pomocą taśmy medycznej, dbając o to, aby nie rozciągać ich zbyt mocno, co mogłoby wpłynąć na oddychanie.
- Przyciągnąć prawą tylną kończynę lekko w dół i przymocować ją wzdłuż ogona.
- Wyprostować i przywieść lewą tylną kończynę, a następnie przymocować ją do prawej strony zwierzęcia, aby uzyskać lekką pozycję prawostronną, odsłaniając lewą stronę klatki piersiowej.
- Na tym etapie założyć sterylne rękawiczki, których należy używać przez resztę operacji.
- Umieścić sterylną draperię na zwierzęciu i wykonać nacięcie skóry o długości 2-3 cm po lewej stronie klatki piersiowej, zaczynając około 2 cm powyżej wyrostka miecza i prowadząc nacięcie diagonalnie w stronę podstawy lewej przedniej kończyny szczura.
- Pod skórą kolejno oddzielić mięśnie piersiowe (mniejszy i większy) i odsunąć je za pomocą rozdzielania tępego przy użyciu nożyczek z zaokrąglonymi końcami. Użyć retraktorów magnetycznych do podtrzymania mięśni, aby umożliwić prawidłową wizualizację znajdującej się pod nimi klatki piersiowej.
- Wypuścić powietrze z płuc, wyjmując rurkę odpływową (podłączoną do respiratora) z cylindra z wodą (patrz krok 3.10). Wyjęcie rurki odpływowej z wody obniża ciśnienie w płucach, co powoduje zapadnięcie się płatów.
- Wykonać lewostronną torakotomię za pomocą zakrzywionej kleszczykowej pęsety rozdzielczej. Przebić mały otwór w linii środkowej obojczyka w mięśniu znajdującym się między 3.rd a 4.th żebrem.
- Wprowadzić zakrzywioną pęsetę do otworu i przesunąć ją wzdłuż lewej wewnętrznej ściany mięśnia między dwoma żebrami, aby lekko unieść lewą ścianę klatki piersiowej i uniknąć dotknięcia płuc podczas przecinania mięśnia.
- Użyć wprowadzonej pęsety jako prowadnicy i wykonać nacięcie wzdłuż żeber na długości około 1 cm za pomocą nożyczek irydowych. Utrzymywać lewą ścianę klatki piersiowej w pozycji uniesionej i ostrożnie operować nożyczkami, aby nie uszkodzić znajdujących się bezpośrednio pod nimi płatów lewego płuca.
- Rozszerzyć nacięcie międzyżebrowe o 1-2 cm w lewą stronę zwierzęcia za pomocą nożyczek z zaokrąglonymi końcami.
- Przesunąć retraktory pod żebra, aby utrzymać ranę otwartą.
- Zwizualizować dolną część grasicy oraz fragment lewego płata płuca.
- Odsunąć grasicę i płuca na tym poziomie, ze względu na znaczną przestrzeń zajmowaną przez te organy. Oddzielić płaty grasicy za pomocą rozdzielania tępego pęsetą i odsunąć płuco na lewą stronę za pomocą mokłej gazy. Następnie odsłonić górną część serca, lewy przedsionek (LA) oraz pień płucny i łuk aorty.
- Ostrożnie rozdzielić tępo cienką warstwę osierdzia pokrywającą serce w tym obszarze, wraz z każdą przytwierdzoną tkanką tłuszczową, aby pomóc zlokalizować miejsce, w którym aorta i pień płucny są nadal połączone. Minimalnie rozdzielać osierdzie i unikać dotykania błony opłucnej.
- Wprowadzić zakrzywioną pęsetę w pozycji zamkniętej w przestrzeń między wyrostkiem LA a pniem płucnym, w połowie widocznej części naczynia, aby dotrzeć do drugiej strony naczynia (Rysunek 2A).
OSTRZEŻENIE: Unikać pracy zbyt blisko pierścienia aorty serca, aby zapobiec ryzyku rozerwania naczynia i krwotoku. - Zwizualizować końcówkę pęsety przez błonę łączną kranialnie od pnia płucnego. Użyć drugiej pęsety, aby rozdzielić tkankę nad końcówką i ostrożnie przebić błonę, tworząc mały otwór. Zakrzywiona pęseta umieszczona pod pniem płucnym jest następnie lekko otwarta, aby uchwycić nić jedwabną 5-0 (Silk). Cofnąć pęsetę, aby przeprowadzić nić z jednej strony pnia płucnego na drugą (Rysunek 2B, C).
- Wykonać konstrikcję pnia płucnego. Najpierw zawiązać luźny podwójny węzeł z nici 5-0 Silk blisko tętnicy. Wprowadzić igłę 19 G wzdłuż naczynia i pod nić. Zaciągnąć ten pierwszy węzeł i utrwalić go drugim prostym węzłem przed wyjęciem igły 19 G (Rysunek 2D).
OSTRZEŻENIE: Pracować szybko i ostrożnie, aby zminimalizować czas całkowitej niedrożności pnia płucnego. - Wykonać ostatni prosty węzeł i odciąć pozostałą nić 5-0 Silk w odległości około 0,5-1 cm od węzła (Rysunek 2D).
- Przywrócić płaty grasicy na miejsce i usunąć retraktory klatki piersiowej.
- Ponownie napompować płuca, zaciskając odpływ z respiratora przez 2 s.
- Zamknąć klatkę piersiową, wykonując szew krzyżowy syntetyczną wchłanialną nicią 5-0.
- Aplikować kilka kropli 0,9% soli fizjologicznej na obszar rany i ucisnąć każdą stronę ściany klatki piersiowej, aby usunąć pęcherzyki powietrza i przywrócić ujemne ciśnienie w klatce piersiowej.
- Przywrócić mięśnie piersiowe na miejsce i wytrzeć pozostałą sól fizjologiczną sterylną gazą.
- Użyć strzykawki, aby aplikować blok lidokainy na powierzchnię i obszar wokół rany.
- Zamknąć skórę za pomocą syntetycznej wchłanialnej nici 5-0 z igłą, stosując ciągły szew śródskórny.
UWAGA: Szczury w grupie pozorowanej (sham) przechodzą tę samą procedurę z pominięciem kroków 4.18 i 4.19.
Rysunek 2: Procedura PAB oraz walidacja zastosowania nici jedwabnej 5.0 w porównaniu do klipsów metalowych. Dokumentacja fotograficzna krok po kroku izolacji i ligacji pnia PA, przedstawiająca (A) odsłonięcie i izolację pnia PA, (B) pozycjonowanie nici (jedwab 5.0) wokół pnia PA, (C) ligację PA (PAB) (z wykorzystaniem igły 19 G jako prowadnicy); (D) weryfikację ruchomości serca oraz przeciążenia korzenia PA i RV po zabiegu PAB; (E) porównanie PAB wykonanego nicią jedwabną w stosunku do klipsa metalowego; oraz (F) walidację wyboru nici jedwabnej do PAB w celu uzyskania bardziej powtarzalnej średnicy 1 mm wokół pnia PA. Kliknij tutaj, aby zobaczyć powiększoną wersję tego rysunku.
5. Rekonwalescencja pooperacyjna
- Przerwij podawanie izofluranu, utrzymując szczura pod wentylacją mechaniczną z dopływem samego tlenu. Połóż szczura na prawym boku lub w pozycji brzusznej, aby ułatwić oddychanie.
- Wstrzyknij podskórnie w okolice grzbietu szyi sól fizjologiczną 0,9% w celu nawodnienia (obliczoną jako 10 mL/kg/h znieczulenia).
- Po potwierdzeniu powrotu do samodzielnego oddychania ostrożnie usuń rurkę endotrachealną.
- Obserwuj, kiedy szczur zacznie samodzielnie się poruszać, a następnie przenieś zwierzę z podgrzewacza do nowej sterylnej klatki w celu rekonwalescencji. Zapewnij wodę i mokrą karmę ad libitum.
- W okresie pooperacyjnym (4-6 h) umieść klatkę na podgrzewaczu (pod połową klatki), aby pomóc w utrzymaniu temperatury ciała i uważnie monitoruj zwierzę.
- Niezwłocznie reaguj na wszelkie oznaki bólu, trudności w oddychaniu lub nieprawidłowe zachowanie.
- W ramach opieki pooperacyjnej, 6 h po zabiegu, wstrzyknij drugą dawkę buprenorfiny w ilości 0,05 mg/kg. Następnego dnia, 24 h po zabiegu, wstrzyknij trzecią dawkę buprenorfiny 0,05 mg/kg oraz drugą dawkę ketoprofenu 5 mg/kg.
- Monitoruj szczury aż do całkowitego powrotu do zdrowia.
6. Echokardiografia przezklatkowa
UWAGA: W niniejszej pracy przedstawiono dane uzyskane w 21. dniu po operacji, kiedy szczury poddano echokardiografii przezklatkowej. Jednakże, w zależności od celów badawczych i wymagań projektu badania, badacze mogą określić inne punkty czasowe dla echokardiografii przezklatkowej przed i po PAB.
- Wykonaj wyjściowe echokardiograficzne badanie przezklatkowe przed operacją, aby określić średnicę tętnicy płucnej (PA) i dobrać odpowiednią grubość igły, która posłuży jako prowadnica do uzyskania oczekiwanej 60% redukcji średnicy PA podczas zabiegu PAB.
UWAGA: W niniejszym badaniu wykorzystano samce szczurów Wistar o masie 225-275 g; zastosowanie igły 19 G było odpowiednie dla uzyskania wspomnianej 60% redukcji średnicy PA. - Zważ szczury i podaj im znieczulenie poprzez ciągłą inhalację izofluranu (3% i 2 L/min O2).
- Wykonaj echokardiografię przezklatkową u każdego zwierzęcia, używając sektora/sondy wieloelementowej 12S (4,5-11,5 MHz) oraz systemu akwizycji obrazu.
- Zastosuj mapowanie kolorystyczne w dwuwymiarowym (2D) przekroju krótkiej osi przysercowej, pozycjonując sondę 12S na poziomie zastawki aorty. Kliknij przycisk Color Doppler w echokardiografie, aby zwizualizować wzorzec przepływu krwi przechodzącej przez obszar opaski tętnicy płucnej (PAB) w pniu płucnym.
- Wykonaj Doppler z ciągłą falą (CW), przecinając obszar PAB pod kontrolą mapowania kolorystycznego w 2D przekroju krótkiej osi przysercowej, aby zarejestrować właściwości przepływu krwi przechodzącej przez obszar PAB, w tym prędkość maksymalną (cm/s) oraz średni gradient ciśnienia (mmHg). Aby uzyskać krzywe Dopplera, dostosuj objętość próbkowania na poziomie opaski tętnicy płucnej.
- Zastosuj 2D przekrój czterojamowy koniuszkowy, pozycjonując sondę 12S na poziomie koniuszka serca, aby wykazać powiększenie prawego przedsionka (RA) i prawej komory (RV) po operacji oraz określić poziomą średnicę RA w końcowej fazie skurczu serca (RADs) wyrażoną w milimetrach (mm).
- Zastosuj mapowanie kolorystyczne w 2D przekroju czterojamowym koniuszkowym, aby wykryć niedomykalność zastawki trójdzielnej spowodowaną PAB, rejestrując pętle cine w echokardiografie.
- Wykonaj echokardiografię w trybie M w przekroju czterojamowym koniuszkowym, przecinając połączenie pierścienia zastawki trójdzielnej i bocznej ściany RV, aby zbadać skurczowy zakres ruchu pierścienia zastawki trójdzielnej (TAPSE) wyrażony w mm.
- Użyj obrazowania dopplerowskiego tkanek (TDI) w przekroju czterojamowym koniuszkowym na poziomie połączenia pierścienia zastawki trójdzielnej i bocznej ściany RV do pomiaru skurczowej kurczliwości bocznej ściany RV (Sr) wyrażonej w centymetrach na sekundę (cm/s) w celu oceny funkcji skurczowej RV.
- Zarejestruj rozkurczowy przepływ przez zastawkę trójdzielną (TTF) przy użyciu Dopplera z falą impulsową w przekroju czterojamowym koniuszkowym, aby zbadać właściwości rozkurczowe RV, w tym prędkość maksymalną w fali wczesnego napełniania (E), fali napełniania przedsionkowego (A) oraz stosunek E/A w TTF.
- Wykonaj echokardiografię w trybie M w przekroju długiej osi przysercowej na poziomie zastawki aorty, aby zmierzyć drogi odpływu z RV w końcowej fazie rozkurczu serca (RVOT, wyrażony w milimetrach) oraz średnicę lewego przedsionka w końcowej fazie skurczu serca (LADs, wyrażona w milimetrach).
- Wykonaj 2D echokardiografię w trybie M w przekroju krótkiej osi przysercowej na poziomie mięśni brodawkowych, aby ocenić wymiary LV w końcowym skurczu i rozkurczu (LVDs i LVDd) oraz grubość przedniej ściany LV w końcowym rozkurczu (LVAWd), wszystkie wyrażone w milimetrach.
- Wykonaj 2D tryb M w przekroju krótkiej osi przysercowej, aby określić frakcję skrócenia LV (LVFS, wyrażoną w procentach) oraz frakcję wyrzutową LV (LVEF, wyrażoną w procentach).
7. Badanie elektrofizjologiczne (Rysunek 3)
- Utrzymaj szczury w znieczuleniu po echokardiografii in vivo w celu przeprowadzenia przełykowej elektrofizjologicznej oceny serca (EPS) in vivo.
- Wprowadź elektrody EKG pod skórę szczurów (jedną w okolicy lewej przedniej kończyny, jedną w okolicy prawej tylnej kończyny i jedną w okolicy lewej tylnej kończyny).
- Delikatnie wprowadź do przełyku cewnik czterobiegunowy 4F z odległością między biegunami wynoszącą 5 mm (Ryc. 3A).
- Dostosuj położenie cewnika przełykowego w pobliżu prawego przedsionka (RA), precyzyjnie określając moment, w którym załamkiem P, reprezentującym skurcze przedsionków w powierzchniowym EKG, odpowiada załamkowi P uzyskanemu za pomocą EKG z cewnika przełykowego (Ryc. 3A, B).
- Wyznacz próg stymulacji dla każdego zwierzęcia. Próg ten jest najniższym napięciem, przy którym stymulator bezpośrednio wpływa na częstotliwość akcji serca.
- Oceń podatność na migotanie przedsionków (AF), stosując impulsy napięcia równoważne czterokrotności napięcia progowego zgodnie z protokołem obejmującym 3 serie po 12 impulsów stymulacyjnych, z których każdy trwał 3 s przy 50 Hz, po których następowało 2 s odpoczynku (1 min/seria). Pomiędzy każdą serią szczury miały 1-minutowy okres odpoczynku9,13,21.
- Zidentyfikuj i zakwalifikuj po każdym impulsie występowanie tachyarytmii serca, w tym AF lub trzepot przedsionków.
UWAGA: AF definiuje się jako nieregularne i ultraszybkie skurcze przedsionków (>800 bpm). Trzepot przedsionków definiuje się jako regularny, lecz szybki rytm przedsionkowy związany z brakiem załamka P lub obecnością regularnego wzorca wielu załamków P pomiędzy regularnie następującymi po sobie odstępami R-R. Uwzględnia się jedynie epizody arytmiczne trwające powyżej 1 s. - Unikaj przerywania trwających epizodów AF lub trzepotu przedsionków, zatrzymując kolejną serię stymulacji, jeśli rytm zatokowy nie powróci samoistnie w okresie odpoczynku między dwiema kolejnymi stymulacjami.
Rysunek 3: Ilustracja uderzeń serca w spoczynku oraz odpowiedniej pozycji cewnika przełykowego do badania elektrofizjologicznego in vivo. (A) Reprezentatywny zapis EKG dwóch następujących po sobie uderzeń serca w spoczynku, przedstawiający załamkę P, odstęp PR, kompleks QRS, odstęp QT oraz odstęp R-R. (B) Schemat przekroju podłużnego serca (1) i przełyku (2), do którego wprowadzono cewnik czterobiegunowy (3) w celu stymulacji i rejestracji EKG przedsionków. (C) Reprezentatywne sygnały EKG pokazujące preferowaną pozycję cewnika przełykowego, gdy sygnał przedsionkowy (czerwona linia) z EKG powierzchniowego (ślady górne) pokrywa się z sygnałem przedsionkowym z EKG cewnikowego (ślady dolne). Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.
8. Analiza EKG
UWAGA: Rejestracja i stymulacja EKG zostały przeprowadzone przy użyciu oprogramowania do akwizycji sygnału EKG. Analizy wykonano za pomocą oprogramowania do analizy EKG (Rycina 3A).
- Zmierz czas trwania załamka P odpowiadający skurczowi przedsionków, wyrażony w milisekundach (ms).
- Wyznacz odstęp PR (wyrażony w milisekundach), odpowiadający czasowi przewodzenia impulsu elektrycznego przez węzeł przedsionkowo-komorowy (AV).
- Określ czas trwania zespołu QRS (wyrażony w milisekundach), odpowiadający depolaryzacji komór.
- Oceń odstęp QT (wyrażony w milisekundach), odzwierciedlający całkowity czas depolaryzacji i repolaryzacji komór.
- Ilościowo określ odstęp RR (wyrażony w milisekundach), wskazujący czas między dwoma kolejnymi uderzeniami serca i służący do wyznaczenia częstości akcji serca.
9. Analizy histologiczne
- Eutanizuj szczury poprzez upuszczenie krwi pod narkozą izofluranową (5%, 2 L/min O2) w 21. dniu po zabiegu PAB.
- Wyizoluj prawy przedsionek (RA) i lewy przedsionek (LA), aby przeanalizować histologiczne przebudowy przedsionków powiązane lub nie z niewydolnością prawej komory (RHF) i arytmiami serca.
- Wykonaj przekrój poprzeczny świeżo wyciętych serc, 5 mm od wierzchołka, aby ocenić przebudowę komór powiązaną lub nie z RHF i arytmiami serca.
- Utrwal próbki mięśnia sercowego w formalinie i zabarw preparaty histologiczne trójskładnikowym barwieniem Massona22, aby ilościowo ocenić grubość i rozszerzenie ścian komór oraz włóknienie przedsionków w 21. dniu po PAB.
10. Analizy statystyczne
- Oceń normalność rozkładów za pomocą testu Shapiro-Wilka. Porównaj dane o rozkładzie normalnym, stosując test t Studentowi.
- Jeśli dane mają rozkład nieparametryczny, wykonaj test Mann-Whitneya. Analizuj zmienne kategoryczne, takie jak indukowalność AF, za pomocą dokładnego testu Fishera.
- Wyniki przedstaw jako średnią ± błąd standardowy średniej (S.E.M.). Różnice uznaj za statystycznie istotne przy dwustronnych wartościach P < 0,05.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Wyniki
Wizualne potwierdzenie prawidłowego podwiązania pnia tętnicy płucnej podczas operacji
Podczas procedury PAB wskaźnikiem prawidłowego rozmieszczenia szwu jest natychmiastowy wzrost ciśnienia krwi oraz szybka dylatacja prawej komory (RV) i nasady pnia tętnicy płucnej (PA) w miejscu połączenia z RV. Szew nie może się przemieścić, aby zapewnić stałe i trwałe przeciążenie ciśnieniowe przez 3 tygodnie. W badaniu tym zweryfikowano, że zastosowanie nici jedwabnej 5-0 Silk jest bardziej stabilne niż użycie me...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Dyskusja
Pomyślne działanie PAB jest najważniejszą częścią tego protokołu. Ważne jest, aby prawidłowo odróżnić aortę od tułowia PA. Izolacja PA musi być wykonana skrupulatnie, aby uniknąć rozdarcia, krwawienia i śmierci podczas zabiegu. Założenie szwu wokół elektrody 19G musi być wykonane szybko, a następnie natychmiast usunięte elektrodę, aby uniknąć zbyt długiej "całkowitej niedrożności" PA z powodu obecności elektrody.
Zgodnie z wymogami śledztwa ustaliliśmy, że 5-0 Silk był bardziej stabilny niż me...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Oświadczenia
Autorzy nie mają nic do ujawnienia.
Podziękowania
Autorzy dziękują Colombe Roy, YanFen Shi, Sandrze Querry i Josiane Deslandes za techniczne wykonanie echokardiografii przezklatkowej oraz Nathalie L'Heureux za wstępną pomoc techniczną podczas standaryzacji metody PAB. Jesteśmy wdzięczni członkom placówki opieki nad zwierzętami Instytutu Serca w Montrealu.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| 0,9% Chlor sodu do wstrzykiwań USB (100 ml) | Baxter | JB1302P | Roztwór stosowany do rozcieńczania leków (przeciwbólowych i przeciwzapalnych) oraz do przygotowywania strzykawek z solą fizjologiczną dedykowanych do nawadniania zwierzęcia po operacji |
| 19 G x 1 1/2 Igła PrecisionGlide | BD | 305187 | Igła zmodyfikowana (wygięta i stępiona) do stosowania jako przekładka podczas częściowego zwężenia tułowia płucnego |
| 2 "x 2" Włóknina niesterylna gąbka z gazy Ritmed, 4-warstwowe | AMD-Ritmed | A2101-CH | służące do wchłaniania krwi z rany lub do delikatnego odsuwania narządów (np. grasicy) na bok. |
| " x 4" z włókniny, 4-warstwowe (x200) | AMD-Ritmed | A2100-CH | Gąbki z gazy używane do wchłaniania krwi z rany lub do delikatnego odpychania narządów (np. grasicy) na bok. |
| 5-0 Vicryl Violet Szew RB-1 1/2 Okrągła igła 17mm 27" | Ethicon | J303H | Syntetyczny wchłanialny sterylny szew chirurgiczny z igłą taperpoint stosowany do zamykania ran mięśni i skóry. |
| Anafen (100 mg / mL) | Merial Canada, Inc. | 1938126 | Rozcieńczony roztwór ketoprofenu do wstrzykiwań podawany jako niesteroidowy lek przeciwzapalny, przeciwbólowy i przeciwgorączkowy. |
| Automatyczne przycinanie System | FST | 12020-00 | Może być stosowany do zamykania rany skóry. W zestawie aplikator do klipsów, klipsy do nawijania (9 mm) i zmywacz do klipsów. |
| Kleszcze Dumont #5/45 | FST | 11251-35 | Kleszcze Dumoxel z końcówkami nachylonymi pod kątem 45&. Służy do zaciskania węzłów wokół przekładki umieszczonej na pniu płucnym. |
| Cienkie nożyczki - Ostre | FST | 14060-10 | Nożyczki do irysu ze stali nierdzewnej dedykowane do nacinania mięśni międzyżebrowych i przecinania szwów. |
| Foran (Isoflurane) 100 ml | Baxter Canada | BAXCA2L9100 | Znieczulenie wziewne stosowane u gryzoni podczas operacji PAB. |
| Cewnik dożylny 16 G x 1,77 " (prosty) | BD Insyte | 381257 | Cewnik używany jako rurka dotchawicza z stępionym metalowym trzpieniem. |
| Światło LED 130 F - Lampa ścienna LED DrMach | Eickemeyer | M130300 | . |
| Magnetyczny system chowania stabilizatora: Płyta podstawy | FST | 18200-50 | Metalowa płyta, na której zainstalowane są powiązane mocowania. Umieszcza się go wokół płyty grzewczej. |
| Magnetyczny system wciągania stabilizatora: Elastomer (rolka 2 m) | FST | 18200-07 | Służy do mocowania zwijaczy do stabilizatorów. |
| Magnetyczny system wciągania stabilizatora: Stabilizatory | FST | 18200-02 | Ruchome kotwy, które można umieścić na płycie podstawy. |
| System retrakcji stabilizatora magnetycznego: Retraktory | FST | 18200-11 | Retraktory pozwalające na utrzymanie rany pooperacyjnej z pożądanym otworem |
| Nożyczki Metzenbaum (zakrzywione) | FST | 14017-14 | nożyczki ze stali nierdzewnej służące do preparowania skóry i mięśni. |
| Kleszcze Micro-Adson | FST | 11018-12 | Ząbkowane kleszcze ze stali nierdzewnej służące do chwytania skóry i innych tkanek. |
| Maszynka do strzyżenia Oster Golden A5 2-biegowa Oster | Professional | 34264416949 | Maszynka do strzyżenia zwierząt służąca do przygotowania pola operacyjnego. Ponieważ jest przeznaczony do użytku z dużymi zwierzętami, użytkownik musi uważać na szczury. |
| Płyta grzewcza lub system ogrzewania gryzoni | Wykonana na zamówienie | nie dotyczy | podłączona do urządzenia wyposażonego w ekran LED wyświetlający temperaturę wykrytą przez sondę doodbytniczą, a także temperaturę docelową. |
| Wentylator dla gryzoni Model 683 | Aparat Harvard | 74240-2 | Wentylator mechaniczny stosowany dla małych zwierząt laboratoryjnych (max 5 kg). |
| Kleszcze Semken z ząbkami (zakrzywione) | FST | 11009-13 | Kleszcze ze stali nierdzewnej używane do preparowania tkanek. |
| Kleszcze Semken z ząbkami (proste) | FST | 11008-13 | Kleszcze ze stali nierdzewnej używane do preparowania tkanek. |
| Silky Fresh Hair Removal Cream | Veet | 62200825036 | Produkt do depilacji stosowany do przygotowania miejsca operowanego po goleniu. |
| Rozwiązanie | 3M | 103.26 | Butelkowany roztwór antyseptyczny zabarwiony 2% chlorheksydyną i 70% alkoholem 225 ml. |
| Szpatułka ze stali nierdzewnej 195 mm | Heathrow Scientific | HS15907 | Szpatułka używana jako depresor języka podczas intubacji szczurów. |
| System stereoskopowy SZ61TR | Olympus | 88-126 | Mikroskop wyposażony w lornetkę oraz wbudowaną kamerę pozwalającą na filmowanie filmów. |
| Sterylna butelka do irygacji chlorku sodu 0,9% (60 ml) | Sól fizjologiczna H2O | 25-6048SA-L | Roztwór stosowany do utrzymywania wilgoci rany przez cały czas operacji. |
| Nożyczki chirurgiczne - Ostre-(proste) | FST | 14001-12 | Nożyczki ze stali nierdzewnej służące do wykonania wstępnego nacięcia skóry. |
| Szew 5-0 Jedwab Bez igły | Henry Schein | 102-6344 | Jedwabna nić używana do zwężania pnia płucnego |
| Maść Systane | Alcon | 2444062 | Smar do oczu zapewniający tymczasową ulgę w pieczeniu i podrażnieniu spowodowanym suchością oczu podczas operacji. |
| Statyw do mikroskopu stereoskopowego SZ2-STU2 | Olympus | N1198900 | Ramię przymocowane do podstawy zapewnia dużą swobodę ruchów głowicy mikroskopu. |
| Kleszczyki do tkanek - 1X2 Teeth | FST | 11021-15 | Szczypce ze stali nierdzewnej umożliwiające chwytanie, trzymanie i manipulowanie tkankami (skórą i mięśniami). |
| Taśma chirurgiczna Transpore | 3M | 1527-1 | Taśma medyczna służąca do unieruchamiania kończyn przednich i tylnych szczurów. |
| Vetbond Klej tkankowy (3 mL) | 3M | 1469SB | Klej chirurgiczny, który można nakładać w niewielkich ilościach na skórę Może być stosowany jako uzupełnienie szwów podskórnych. |
| Vetergesic Multidose (0,3 mg/ml) 10 ml | Ceva Canada | 2342510 | Rozcieńczony roztwór buprenorfiny do wstrzykiwań podawany jako lek przeciwbólowy. |
| Parownik do znieczulenia weterynaryjnego Tec 4 | Dispomed | 34001 Iso | Umożliwia waporyzację izofluranu i stężenie 0– 5 proc. |
Bibliografia
- Cassady, S. J., Ramani, G. V. Right heart failure in pulmonary hypertension. Cardiol Clin. 38 (2), 243-255 (2020).
- Campo, A., et al. Outcomes of hospitalization for right heart failure in pulmonary arterial hypertension. Eur Respir J. 38 (2), 359-367 (2011).
- Naeije, R., Manes, A. The right ventricle in pulmonary arterial hypertension. Eur Respir Rev. 23 (134), 476-487 (2014).
- Vonk-Noordegraaf, A., et al. Right heart adaptation to pulmonary arterial hypertension: physiology and pathobiology. J Am Coll Cardiol. 62 (25 Suppl), D22-D33 (2013).
- Olsson, K. M., Nickel, N., Tongers, J., Hoeper, M. M. Atrial flutter and fibrillation in patients with pulmonary hypertension. Int J Cardiol. 167 (5), 2300-2305 (2013).
- Mercurio, V., et al. Pulmonary arterial hypertension and atrial arrhythmias: incidence, risk factors, and clinical impact. Pulm Circ. 8 (2), 2045894018769874(2018).
- Dignam, J. P., Scott, T., Kemp-Harper, B., Hobbs, A. J. Animal models of pulmonary hypertension: Getting to the heart of the problem. Br J Pharmacol. 179 (5), 811-837 (2021).
- Silva, A. L., et al. Monocrotaline induces acutely cerebrovascular lesions, astrogliosis and neuronal degeneration associated with behavior changes in rats: A model of vascular damage in perspective. Neurotoxicology. 94, 59-70 (2023).
- Hiram, R., et al. Right atrial mechanisms of atrial fibrillation in a rat model of right heart disease. J Am Coll Cardiol. 74 (10), 1332-1347 (2019).
- Hirata, M., et al. Novel model of pulmonary artery banding leading to right heart failure in rats. Biomed Res Int. 2015, 753210(2015).
- Jalal, Z., et al. Unexpected internalization of a pulmonary artery band in a porcine model of tetralogy of Fallot. World J Pediatr Congenit Heart Surg. 8 (1), 48-54 (2017).
- Akazawa, Y., et al. Pulmonary artery banding is a relevant model to study the right ventricular remodeling and dysfunction that occurs in pulmonary arterial hypertension. J Appl Physiol. 129 (2), 238-246 (2020).
- Le Quilliec, E., et al. Atrial cardiomyocytes contribute to the inflammatory status associated with atrial fibrillation in right heart disease. Europace. 26 (4), euae082(2024).
- Cheng, H. W., et al. Assessment of right ventricular structure and function in mouse model of pulmonary artery constriction by transthoracic echocardiography. J Vis Exp. (84), e51041(2014).
- Cheng, T. C., Philip, J. L., Tabima, D. M., Hacker, T. A., Chesler, N. C. Multiscale structure-function relationships in right ventricular failure due to pressure overload. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 315 (3), H699-H708 (2018).
- Mamazhakypov, A., Veith, C., Schermuly, R. T., Sydykov, A. Surgical protocol for pulmonary artery banding in mice to generate a model of pressure-overload-induced right ventricular failure. STAR Protoc. 4 (4), 102660(2023).
- Prihadi, E. A., et al. Morphologic types of tricuspid regurgitation. Characteristics and prognostic implications. JACC: Cardiovasc Imaging. 12 (3), 491-499 (2019).
- Samson, N., Paulin, R. Epigenetics, inflammation and metabolism in right heart failure associated with pulmonary hypertension. Pulm Circ. 7 (3), 572-587 (2017).
- Liu, Z., et al. Low-voltage zones as the atrial fibrillation substrates: Relationship With initiation, perpetuation, and termination. Front Cardiovasc Med. 8, 705510(2021).
- Tomasello, G., et al. Simple and fast orotracheal intubation procedure in rats. Acta Biomed. 87 (1), 13-15 (2016).
- Halațiu, V. B., Perian, M., Balan, A. I., Scridon, A. Transesophageal atrial burst pacing for atrial fibrillation induction in rats. J Vis Exp. (180), e63567(2022).
- Prophet, E. B., Mills, B., Arrington, J. B., Sobin, L. H. Laboratory Methods in Histotechnology. , American Registry of Pathology. Washington. (1992).
- Silva, J. M. A., et al. Hypertrophy of the right ventricle by pulmonary artery banding in rats: a study of structural, functional, and transcriptomics alterations in the right and left ventricles. Front Physiol. 14, 1129333(2023).
- Camacho, P., Fan, H., Liu, Z., He, J. Q. Small mammalian animal models of heart disease. Am J Cardiovasc Dis. 6 (3), 70-80 (2016).
- Andersen, S., et al. A pulmonary trunk banding model of pressure overload induced right ventricular hypertrophy and failure. J Vis Exp. (141), e58050(2018).
- Ukita, R., et al. A large animal model for pulmonary hypertension and right ventricular failure: Left pulmonary artery ligation and progressive main pulmonary artery banding in sheep. J Vis Exp. (173), e62694(2021).
- Myers, P. O., et al. Impact of age and duration of banding on left ventricular preparation before anatomic repair for congenitally corrected transposition of the great arteries. Ann Thorac Surg. 96 (2), 603-610 (2013).
- Liu, C., et al. Reverse remodeling of pulmonary arterioles after pulmonary artery banding in patients ≥ 2 years old with severe pulmonary arterial hypertension and congenital heart disease. Pediatr Cardiol. 40 (5), 958-964 (2019).
- Roy, B., Vacas, S., Ehlert, L., McCloy, K., Saggar, R., Kumar, R. Brain structural changes in patients with pulmonary arterial hypertension. J Neuroimaging. 31 (3), 524-531 (2021).
- Hiram, R. Resolution-promoting autacoids demonstrate promising cardioprotective effects against heart diseases. Mol Biol Rep. 49 (6), 5179-5197 (2022).
- Hiram, R. Cardiac cytokine therapy? Relevance of targeting inflammatory mediators to combat cardiac arrhythmogenic remodeling. Int J Cardiol Heart Vasc. 37, 100918(2021).
- Al-U'datt, D. G. F., et al. Implications of enigmatic transglutaminase 2 (TG2) in cardiac diseases and therapeutic developments. Biochem Pharmacol. 201, 115104(2022).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Przedruki i uprawnienia
