Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Wieloraki zintegrowany model stresu społecznego dla zaburzeń psychicznych u samic myszy C57BL/6J

1.7K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/67117

⸱

15 lipca 2025

 ,  ,  ,  , 
1Jiangsu Province Key Laboratory of Anesthesiology, Xuzhou Medical University, 2Jiangsu Province Key Laboratory of Anesthesia and Analgesia Application Technology, Xuzhou Medical University, 3NMPA Key Laboratory for Research and Evaluation of Narcotic and Psychotropic Drugs, Xuzhou Medical University

W tym artykule

Podsumowanie

Poprzez integrację czterech codziennych stresorów społecznych, niniejsze badanie opisuje model wielokrotnego zintegrowanego stresu społecznego (MISS) dla zaburzeń psychicznych u samic myszy C57BL/6J. Po dziesięciu dniach powtarzającej się ekspozycji na MISS myszy rozwinęły fenotypy podobne do depresji i lęku, zapewniając w ten sposób naturalny, oparty na etiologii model zwierzęcy do badania zaburzeń psychicznych u kobiet.

Streszczenie

Pomimo tego, że kobiety stanowią większość osób cierpiących na zaburzenia psychiczne, badania przedkliniczne skupiały się prawie wyłącznie na mężczyznach, częściowo z powodu braku idealnych paradygmatów żeńskich zwierząt. Opracowanie skutecznych modeli do badania zaburzeń psychicznych u samic zwierząt pozostaje długotrwałym wyzwaniem naukowym w naukach przyrodniczych. "Model wielorakiego zintegrowanego stresu społecznego (MISS)" u samic myszy C57BL/6J został niedawno opracowany poprzez symulację i integrację społecznych czynników ryzyka, które przyczyniają się do rozwoju zaburzeń psychicznych. Aby ustalić ten paradygmat MISS, samice myszy C57BL / 6J były losowo poddawane każdego dnia, przez dziesięć kolejnych dni, sekwencji stresorów: niepowodzeniu konkurencji społecznej w teście probówkowym, zmodyfikowanemu stresowi zastępczej porażki społecznej, nieuniknionemu stresowi przeludnienia i późniejszej izolacji społecznej. W porównaniu z myszami naiwnymi, myszy narażone na MISS wykazywały fenotypy podobne do depresji i lęku, mierzone preferencją sacharozy, zawieszeniem ogona, otwartym polem i podwyższonymi testami labiryntu. Paradygmat ten stanowi cenne narzędzie do badania mechanizmów neurobiologicznych leżących u podstaw depresji i lęku u kobiet, szczególnie tych o niejednoznacznej etiologii i złożonej symptomatologii.

Wprowadzenie

Setki milionów ludzi żyje z zaburzeniami psychicznymi, z których najczęstszymi są zaburzenia lękowe i depresyjne. Według Światowej Organizacji Zdrowia ponad 280 milionów i 301 milionów ludzi na całym świecie żyło odpowiednio z depresją i lękiem w 2019 roku1. W związku z pandemią COVID-19 liczba osób dotkniętych zaburzeniami lękowymi i depresyjnymi znacznie wzrosła – odpowiednio o 26% i 28% – w ciągu zaledwie jednego roku. Wśród osób dotkniętych chorobą częstość występowania zaburzeń psychicznych w ciągu całego życia u kobiet jest prawie dwukrotnie wyższa niż u mężczyzn2, przy czym kobiety wykazują poważniejsze objawy, większe upośledzenie funkcjonalne, atypowe fenotypy depresyjne, częstsze nawroty i niższą reakcję na leki3,4,5.

Chociaż różnice płci w wielu aspektach zaburzeń psychicznych są dobrze udokumentowane6,7,8, większość badań przedklinicznych skupiała się głównie na mężczyznach, głównie z powodu braku odpowiednich żeńskich modeli zwierzęcych9,10. W rezultacie patogeneza tych zaburzeń u kobiet pozostaje słabo poznana. Podkreśla to pilną potrzebę opracowania modeli zwierzęcych obejmujących kobiety, co ułatwiłoby badanie mechanizmów neurobiologicznych leżących u podstaw zaburzeń psychicznych u kobiet.

Coraz więcej modeli stresu społecznego dla samic myszy zostało opracowanych w oparciu o paradygmat powtarzającego się stresu porażki społecznej (RSDS)11,12,13,14. Na przykład, dwa niedawno opracowane modele RSDS u samic myszy polegały na sztucznym zwiększaniu agresji samców poprzez podawanie męskiego moczu samicom myszy i chemogenetycznej aktywacji brzuszno-bocznego podziału brzuszno-przyśrodkowego podwzgórza u samców agresorów11,12,13. Twierdzono jednak, że te wywołane agresywne zachowania nie występują naturalnie i mogą nie stanowić istotnych czynników stresogennych dla samic myszy10. Ponadto ciąża wynikająca z narastającego zachowania komplikuje późniejsze badania mechanistyczne.

Innym zmodyfikowanym modelem opartym na RSDS jest paradygmat stresu zastępczej porażki społecznej, w którym samice myszy wizualnie obserwują międzymęską porażkę społeczną12. Protokoły porażki społecznej między samicami zostały również opracowane w różnych odmianach gryzoni14,15,16. Pomimo pewnych obaw, stresory społeczne stosowane w tych dwóch ostatnich modelach wydają się być bardziej etiologicznie istotne dla zaburzeń psychicznych u ludzi14. Idealny model depresji wymaga trafności konstrukcyjnej (etiologicznej), co oznacza, że metody wywołujące stres zastosowane w modelu muszą ściśle odzwierciedlać rzeczywiste przyczyny zaburzenia.

Uważa się, że etiologia zaburzeń psychicznych jest wieloczynnikowa, obejmująca czynniki biologiczne, genetyczne, środowiskowe i psychospołeczne. Manipulowanie tymi czynnikami ryzyka u zwierząt laboratoryjnych ma zasadnicze znaczenie dla opracowania odpowiednich modeli do badań mechanistycznych i badań przesiewowych leków. Zarówno społeczne, jak i niespołeczne modele zwierzęce, które symulują jeden lub więcej stresorów, mogą replikować podstawowe objawy i zmiany neurobiologiczne związane z ludzkimi zaburzeniami psychicznymi. Na przykład model przewlekłego łagodnego stresu (CMS) indukuje stabilne i skuteczne neuropatologiczne i depresyjne fenotypy behawioralne poprzez losowo naprzemienne kombinacje wielu fizycznych czynników stresogennych (np. mokra ściółka, zawieszenie ogona, zaciskanie ogona, post)17,18,19,20,21,22,23. Wyniki te sugerują, że wielokrotne modelowanie wielu czynników ryzyka jest realną strategią konstruowania paradygmatów do badania zaburzeń psychicznych. Model przewlekłego stresu porażki społecznej (CSDS) jest jednym z najczęściej stosowanych paradygmatów depresji, który symuluje stresory społeczne24,25,26. Chociaż model ten ogranicza się do naśladowania jednego rodzaju stresora, jego znaczenie etiologiczne doprowadziło do znacznego postępu w badaniach translacyjnych. Na przykład badania oparte na CSDS zidentyfikowały kanały potasowe (K+) na neuronach dopaminergicznych w brzusznej części nakrywki jako kluczowe cele pośredniczące w odporności na depresję i podkreśliły otwieracze kanałów K + typu KCNQ - takie jak retygabina (ezogabina) - jako obiecujących kandydatów na leki przeciwdepresyjne zarówno u myszy z depresją, jak i u pacjentów z depresją27,28,29,30,31. W rezultacie, kilka nowatorskich badań próbowało zmodyfikować paradygmat CSDS w celu modelowania depresji u kobiet poprzez wywoływanie agresji skierowanej do kobiet11,12. Powyższe dowody potwierdzają pogląd, że integracja wielu stresorów społecznych z powtarzającą się ekspozycją stanowi ważny kierunek rozwoju modeli psychiatrycznych u samic zwierząt.

U samic myszy C57BL/6J, 10-dniowy paradygmat wielokrotnego zintegrowanego stresu społecznego (MISS) został niedawno opracowany do modelowania zaburzeń psychicznych, wykazując wiarygodne trafności etiologiczne, twarzowe, konstrukcyjne i predykcyjne32. Aby ustalić model MISS, samice myszy C57BL/6J były losowo poddawane każdego dnia przez 10 kolejnych dni czterem sekwencyjnym czynnikom stresogennym: niepowodzeniu w konkurencji społecznej (test probówkowy), zmodyfikowanemu stresowi zastępczej porażki społecznej, nieuniknionemu stresowi przeludnienia i późniejszej izolacji społecznej32. Niniejsze badanie dostarcza szczegółowego protokołu modelowania paradygmatu MISS.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie procedury eksperymentalne zostały zatwierdzone przez Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt Uniwersytetu Medycznego Xuzhou (nr zatwierdzenia 202207S127) i zostały przeprowadzone zgodnie z wytycznymi National Institutes of Health dotyczącymi opieki i użytkowania zwierząt laboratoryjnych. Samice myszy C57BL / 6J (7-8 tygodni dla badanych myszy; 10-14 tygodni dla kandydatów na zwycięzców), samce myszy C57BL / 6J (7-8 tygodni do agresywnych badań przesiewowych CD1) i emerytowane myszy hodowlane CD1 używane w tych eksperymentach uzyskano ze źródła komercyjnego. Wszystkie myszy były trzymane w 12-godzinnym cyklu światło/ciemność z jedzeniem i wodą dostarczanymi ad libitum33. Podstawowe pomiary behawioralne zostały wykonane – choć niekoniecznie dla każdej kohorty – przed zainicjowaniem paradygmatu MISS, aby upewnić się, że późniejsze wyniki behawioralne można przypisać ekspozycji na stres, a nie indywidualnej zmienności. Przegląd pełnego protokołu jest przedstawiony w Rysunek 1, a zakończone konfiguracje eksperymentalne są pokazane w Rysunek 2. Szczegółowe informacje na temat odczynników i sprzętu użytego w tym badaniu znajdują się w Tabeli Materiałów.

1. Przyzwyczajenie

  1. Przyzwyczajenie do środowiska
    1. Wyznacz osobne pomieszczenie wyłącznie dla protokołu MISS, utrzymując stałą temperaturę (23 °C ± 2 °C), wilgotność (50%-60%) i natężenie światła (15-20 luksów) w 12-godzinnym cyklu jasno-ciemno.
      UWAGA: O ile nie określono inaczej, myszy domowe powinny przebywać w tym pomieszczeniu przez cały okres modelowania.
    2. Przygotuj standardowe klatki dla myszy (dł. × szer. × wys.: 37 cm × 16 cm × 12 cm) z pokrywkami z drutu stalowego i ściółką z kolb kukurydzy.
    3. Użyj samic myszy C57BL / 6J w wieku 7-8 tygodni jako myszy badanych. Losowo przypisz myszy do grup naiwnych i MISS i trzymaj je po pięć myszy na klatkę.
      UWAGA: Do eksperymentu wybierz samice myszy o porównywalnym wieku i masie ciała.
    4. Użyj samic myszy C57BL/6J w wieku 10-14 tygodni jako kandydatów do badania przesiewowego zwycięzców30. Trzymaj te myszy w grupach po cztery w klatce, aby ustanowić stabilne rangi społeczne.
    5. Użyj samców myszy hodowlanych na emeryturze CD1 jako kandydatów na agresora. Trzymaj myszy CD1 w domu indywidualnie, aby ustalić terytorialność i zapobiec walce. Użyj samców myszy C57BL / 6J hodowanych w kohorcie (5 myszy w klatce, w wieku 7-8 tygodni) jako intruzów do agresywnych badań przesiewowych CD1.
    6. Pozwól wszystkim myszom przyzwyczaić się i zregenerować po stresie transportowym przez 7 dni po zakupie (Rysunek 1A1).
    7. Trzymaj wszystkie myszy w domu z jedzeniem i wodą dostępną ad libitum.
  2. Przyzwyczajenie do rur i obchodzenia się z nimi
    1. Umieść krótką akrylową rurkę (Ryc. 2A; 10 cm długości, 26 mm średnicy wewnętrznej) w każdej klatce z samicami myszy i kandydatami na zwycięzców. Pozwól myszom zaaklimatyzować się w rurkach i nauczyć się przez nie przechodzić przez 3 dni.
      UWAGA: Średnica rurki powinna być wystarczająca, aby umożliwić jednej dorosłej myszy płynne przejście bez obracania się.
    2. Zajmij się samicami myszy i kandydatami na zwycięzców przez 1-2 minuty dziennie przez 3 dni, aby zmniejszyć stres związany z nieznanymi eksperymentatorami (Rysunek 1A2).
    3. Pod koniec okresu przyzwyczajenia oznacz ogon każdej myszy czerwonym lub czarnym markerem na bazie oleju.
      UWAGA: Regularnie sprawdzaj oznaczenia i w razie potrzeby nałóż ponownie.

2. Trening do zawodów metra, selekcja zwycięzców i selekcja agresora CD1

  1. Trening do zawodów rurowych
    UWAGA: Szczegółowe informacje na temat tej procedury można znaleźć w poprzednich raportach32,34.
    1. Przygotuj samice myszy, kandydatki na zwycięzców, przezroczyste rurki akrylowe (Rysunek 2B; 30 cm długości, 26 mm średnicy wewnętrznej), plastikowe patyczki, 75% etanolu i ręczniki papierowe. Wyczyść stół, rurki i plastikowe patyczki 75% etanolem, aby wyeliminować oznaki zapachu.
    2. Delikatnie chwyć ogon każdej badanej myszy lub kandydata na zwycięzcę i połóż mysz na stole. Pozwól mu swobodnie eksplorować przez około 1 minutę w celu aklimatyzacji środowiskowej.
    3. Chwyć mysz za ogon i umieść ją na jednym końcu tuby.
      UWAGA: Upewnij się, że głowa myszy jest skierowana w stronę końca rurki, a jej przednie łapy dotykają stołu, aby zminimalizować stres i ułatwić wejście.
    4. Zwolnij ogon, gdy mysz wejdzie do rurki i pozwól mu dobrowolnie przejść.
      UWAGA: Użyj plastikowego patyczka, aby delikatnie dotknąć ogona, jeśli mysz zatrzyma się lub spróbuje cofnąć.
    5. Umieść mysz na przeciwległym końcu rurki i powtórz krok 2.1.4. Policz kroki 2.1.3 - 2.1.5 jako jeden cykl.
    6. Powtórz kroki 2.1.3 i 2.1.5 dla dwóch cykli (Rysunek 1B1).
    7. Umieść mysz z powrotem w klatce domowej. Wyczyść rurkę 75% etanolem, aby usunąć zapachy, mocz i kał.
      UWAGA: Upewnij się, że tubka jest czysta, sucha i wolna od resztkowego zapachu alkoholu przed użyciem z następną myszką.
    8. Powtórz kroki 2.1.2-2.1.7 dla wszystkich samic myszy przez 3 kolejne dni, upewniając się, że każda mysz przyzwyczai się do przechodzenia przez rurkę.
  2. Pokaz zwycięzcy
    UWAGA: Szczegółowe informacje na temat tej procedury można znaleźć w poprzednich raportach32,34.
    1. Przygotuj kandydatki na zwycięzców, rurki (30 cm długości, 26 mm średnicy wewnętrznej), plastikowe patyczki, 75% etanolu, ręczniki papierowe i minutnik. Wyczyść i wysusz sprzęt, aby zminimalizować oznaki zapachu.
    2. Przed badaniem przesiewowym przetrenuj każdą mysz, aby przechodziła przez rurkę przez jeden cykl. Narysuj widoczną środkową linię na rurze.
    3. Chwyć obie myszy za ogony i umieść je na przeciwległych końcach rurki. Pozwól im wejść i spotkać się w punkcie środkowym, a następnie jednocześnie zwolnij je i uruchom stoper.
      UWAGA: Używaj myszy z tej samej klatki do każdych zawodów.
    4. Zidentyfikuj "zwycięzcę" jako mysz, która wypycha drugą osobę z tuby; przyznaj jej 1 punkt. "Przegrany" otrzymuje 0 punktów.
      UWAGA: Użyj plastikowego patyczka, aby zapobiec wycofaniu się zwycięzcy. Jeśli obie myszy zamarzną i nie wycofają się w ciągu 1 minuty, delikatnie dotknij ogona każdej myszy plastikowymi patyczkami, aby skłonić do działania.
    5. Odwróć pozycje wyjściowe myszy i powtórz kroki 2.2.3-2.2.4, ponownie oceniając wynik (Rysunek 1B2).
    6. Umieść obie myszy z powrotem w klatce domowej i dokładnie wyczyść probówkę 75% etanolem.
    7. Użyj formatu okrężnego, aby dopasować każdą mysz do wszystkich innych członków klatki, powtarzając kroki 2.2.3-2.2.5 dla każdej pary.
      UWAGA: Takie podejście zapewnia kompleksowy i sprawiedliwy ranking.
    8. Uszereguj myszy na podstawie całkowitych wyników. Wybierz najwyżej ocenioną mysz w każdej klatce jako "zwycięzcę" w kolejnych eksperymentach.
  3. Ekranowanie agresora CD1
    UWAGA: Szczegółowe informacje na temat tej procedury można znaleźć w poprzednim raporcie35.
    1. Przygotuj wycofane myszy hodowlane CD1, samce myszy C57BL/6J (intruzów) i timer.
    2. Umieść mysz męską C57BL/6J bezpośrednio w klatce domowej samca CD1 (rezydenta agresora) na 3 minuty
      UWAGA: Intruz nie może uciec podczas sesji.
    3. Rejestruj opóźnienie do pierwszego ataku, liczbę ataków i czas trwania agresywnych zachowań w okresie 3 minut jako wskaźniki agresywności.
    4. Powtarzaj kroki 2.3.2-2.3.3 raz dziennie przez 3 kolejne dni, używając różnych myszy intruzów każdego dnia ( Rysunek 1B3).
    5. Wybierz myszy CD1 jako agresorów do dalszych eksperymentów w oparciu o dwa kryteria: (1) musiały zaatakować w co najmniej dwóch z trzech sesji oraz (2) ich opóźnienie ataku musi być mniejsze niż 1 minuta w każdej sesji.

3. Modelowanie

UWAGA: Ten krok obejmuje losowe narażenie na niepowodzenie konkurencji społecznej w teście probówkowym, zmodyfikowany stres związany z zastępczą porażką społeczną i nieunikniony stres związany z przeludnieniem, po którym następuje izolacja społeczna, przez 10 kolejnych dni.

  1. Porażka konkurencji społecznej
    UWAGA: Aby uzyskać szczegółowe informacje, zapoznaj się z poprzednimi raportami32,34.
    1. Przygotuj samice myszy badanych, przebadane myszy "zwycięzców", rurki (30 cm długości, 26 mm średnicy wewnętrznej), plastikowe patyczki, 75% etanolu, ręczniki papierowe i minutnik.
    2. Samice myszy należy ponownie hodować indywidualnie (1 mysz na klatkę) i trzymać myszy naiwne w grupach (5 myszy w klatce).
      UWAGA: Przenieś naiwne myszy do nowatorskich klatek grupowych na początku modelowania. Zmiana koszyka na nową nie jest wymagana w okresie modelowania.
    3. Wyczyść stół, rurki i plastikowe patyczki 75% etanolem, aby wyeliminować oznaki zapachu.
    4. Ostrożnie wyjmij myszy z ich domowych klatek. Umieść mysz MISS i mysz "zwycięzcę" na przeciwległych końcach rury, tak aby szły do przodu i spotkały się w punkcie środkowym. Mysz MISS zostanie wypchnięta z tuby przez "zwycięzcę"."
      UWAGA: Większy rozmiar, wyższa masa ciała i dominująca pozycja społeczna "zwycięzcy" sprawiają, że eksperymentalna mysz MISS prawie zawsze przegrywa konkurencję w tubie. Jeśli myszy pozostają nieruchome przez ponad 30 sekund, delikatnie dotknij ogona zwycięzcy plastikowym patyczkiem, aby zachęcić do pchania.
    5. Zamień pozycje dwóch myszy i powtórz krok 3.1.4. Policz kroki 3.1.4 i 3.1.5 jako jeden cykl.
    6. Zwróć myszy MISS i "zwycięzców" do ich domowych klatek. Wyczyść stół, rurkę i plastikowy patyczek, aby usunąć zapachy.
    7. Przedstaw nowatorską mysz zwycięzcy i powtórz kroki 3.1.4-3.1.5 z tą samą myszą MISS. Każda mysz MISS przechodzi więc dwa kolejne cykle nieudanej konkurencji lampowej (Rysunek 1C1, Rysunek 2E).
    8. Powtórz kroki 3.1.4-3.1.7 dla wszystkich myszy MISS przez 10 kolejnych dni.
  2. Zmodyfikowany stres zastępczej porażki społecznej
    1. Przygotuj przesiewowe agresywne myszy hodowlane wycofane z CD1 (trzymane pojedynczo), samce myszy C57BL/6J, samice myszy MISS i perforowane osłony akrylowe (Rysunek 2C; dł. × szer. × wys.: 8 cm × 8 cm × 5,5 cm) z otworami (5 × 5 w górnym panelu, 3 × 5 w ściankach bocznych; każdy otwór o średnicy 0,5 cm).
    2. Umieść samicę myszy MISS w klatce agresora CD1, zamkniętej pod perforowaną akrylową osłoną, aby umożliwić zastępczą obserwację agresywnych interakcji.
      UWAGA: Monitoruj potencjalne przewrócenie się akrylowej osłony przez mysz CD1 lub MISS. Zmniejszenie ściółki z kolb kukurydzy w klatkach CD1 pomaga zapobiegać przewróceniu.
    3. Wprowadź męską mysz intruza C57BL/6J do klatki, aby została fizycznie zaatakowana przez mysz CD1 przez 10 minut. Samica myszy MISS obserwuje interakcję przez perforowaną pokrywę (Rysunek 1C2, Rysunek 2F).
      UWAGA: Jeśli mysz intruza zostanie poważnie zraniona, natychmiast zakończ sesję i zajmij się zwierzęciem. Używanie małych granulek kolb kukurydzy zwiększa immersyjne wrażenia myszy MISS, wzmacniając przemieszczanie się ściółki podczas walk.
    4. Po 10 minutach usuń męskiego intruza i pozwól samicy myszy MISS na dodatkowe 5 minut ekspozycji sensorycznej na mysz CD1.
    5. Powtórz kroki 3.2.3-3.2.4 jeszcze dwa razy z różnymi intruzami płci męskiej.
    6. Umieść mysz MISS z powrotem w klatce domowej. Monitoruj i lecz wszelkie obrażenia u intruzów płci męskiej.
    7. Wyczyść perforowane pokrowce akrylowe i zmieść rozlaną pościel.
    8. Powtórzyć kroki 3.2.2–3.2.5 przy użyciu nowego wycofanego hodowcy CD1 przez 10 kolejnych dni.
  3. Nieunikniony stres związany z przeludnieniem
    1. Przygotuj samice myszy MISS, białą nieprzezroczystą osłonę (Rysunek 2D; dł. × szer. × wys.: 14 cm × 10 cm × 20 cm), standardowe klatki dla myszy z pościelą z kolb kukurydzy, 75% etanolu, ręczniki papierowe i minutnik.
    2. Umieść nieprzezroczystą tuleję w standardowej klatce z ściółką.
    3. Wprowadź 12-15 samic myszy (wszystkie myszy MISS lub zmieszane z innymi samicami) do rękawa na 30 minut dziennie (Rysunek 1C3, Rysunek 2G).
      UWAGA: Dostosuj liczbę myszy do ich wielkości, aby zapewnić stłoczenie bez deptania. Zapobiegaj ucieczce, przykrywając rękaw przezroczystą perforowaną pokrywą, jeśli to konieczne.
    4. Wróć myszy do ich domowych klatek i wyczyść rękaw 75% etanolem.
    5. Powtarzaj krok 3.3.3 przez 10 kolejnych dni.
  4. Izolacja społeczna
    1. Przygotuj samice myszy MISS i standardowe klatki dla myszy z ściółką z kolb kukurydzy.
    2. Myszy domowe MISS indywidualnie, gdy nie przechodzą niepowodzenia w konkurencji społecznej, stresu związanego z zastępczą porażką lub stresu związanego z przeludnieniem, przez pozostałą część 10-dniowego okresu modelowania (Rysunek 1C4, Rysunek 2H).
      UWAGA: Naiwne myszy są delikatnie przenoszone przez ogon do tymczasowej klatki, a następnie wracają do klatki domowej bez narażenia na stres. Dostarczaj jedzenie i wodę ad libitum, tak jak w przypadku myszy MISS.

4. Testy behawioralne

UWAGA: Eksperymenty behawioralne są przeprowadzane w ciągu tygodnia od modelowania, aby ocenić zachowania podobne do depresji i lęku u myszy. Przed każdym testem samice myszy są przenoszone do pomieszczenia do testów behawioralnych (oświetlenie o natężeniu 15-20 luksów) na 1 godzinę przyzwyczajenia. Po każdym teście myszy wracają do swojego pierwotnego obiektu.

  1. Test preferencji sacharozy
    UWAGA: Aby uzyskać szczegółowe informacje, zapoznaj się z poprzednimi raportami36,37,38.
    1. Przygotuj samice myszy, butelki do picia (50 ml) z rurkami kulkowymi, standardowe klatki dla myszy z wierzchołkami z drutu stalowego, sacharozę, wagę elektroniczną, cylinder z podziałką, pręt mieszający, papier do ważenia, wodę, notatnik i długopis.
    2. Trzymaj wszystkie samice myszy (myszy naiwne i MISS) indywidualnie.
    3. Napełnij butelki wodą pitną (~2/3 objętości).
      UWAGA: Upewnij się, że nie ma wycieków z butelek przed rozpoczęciem eksperymentu.
    4. Zapewnij każdej myszy dwie butelki wypełnione wodą, umieszczone obok siebie na 2 dni przyzwyczajenia.
    5. Przygotuj 1% wody z sacharozą (1 g sacharozy na 99 ml wody).
    6. Na początku testu zastąp wodę w jednej butelce 1% roztworem sacharozy. Zapisz początkową wagę obu butelek.
    7. Po 12 godzinach ponownie zapisz wagę butelek i zamień pozycje butelek, aby uniknąć odchylenia pozycji.
    8. Po 24 godzinach zapisz końcowe masy i oblicz preferencję sacharozy jako:Preferencja sacharozy (%) = (spożycie sacharozy / całkowite spożycie płynów) × 100
    9. Pod koniec testu zwróć myszy do ich domowych klatek ze zwykłymi butelkami z wodą.
    10. Dokładnie umyj wszystkie butelki i rurki kulkowe wodą.
  2. Test zawieszenia ogona
    UWAGA: Ten test32 może być przeprowadzony na tej samej lub oddzielnej kohorcie myszy, w zależności od projektu eksperymentalnego. W tym badaniu przeprowadzono go 3 dni po teście preferencji sacharozy.
    1. Przygotuj samice myszy badanych, pudełko testowe do zawieszania ogona (55 cm wysokości × 60 cm szerokości × 12 cm głębokości), taśmę klejącą, stoper, 75% alkohol i ręczniki papierowe.
    2. Skonfiguruj system śledzenia wideo39. Zdefiniuj aktywną strefę i rozpocznij nagrywanie.
    3. Wyczyść pudełko testowe 75% etanolem.
    4. Delikatnie przyklej mysz taśmą ~2 cm od końca ogona i zawieś ją do góry nogami, upewniając się, że jej głowa znajduje się ~25 cm od dna pudełka.
      UWAGA: Zminimalizuj huśtanie się i unikaj niepotrzebnego stresu.
    5. Rejestruj zachowanie za pomocą oprogramowania śledzącego35 6 min. Do analizy użyj czasu bezruchu z ostatnich 4 minut.
      UWAGA: Unieruchomienie definiuje się jako brak ruchu, gdy ciało zwisa pasywnie. Wyklucz dane, jeśli mysz upadnie lub wzniesie się w górę.
    6. Ostrożnie odłącz taśmę i umieść mysz z powrotem w klatce domowej.
  3. Test w terenie otwartym
    UWAGA: Aby uzyskać szczegółowe informacje, zapoznaj się z poprzednimi raportami40,41.
    1. Przygotuj samice myszy, pudełko testowe na otwartym polu (40 cm × 40 cm × 40 cm), 75% etanolu i ręczniki papierowe.
    2. Skonfiguruj system śledzenia wideo. Wirtualnie podziel arenę na 4 × 4 podobszary; Zdefiniuj 4 jednostki centralne jako strefę centralną, a pozostałą część jako strefę peryferyjną.
    3. Wyczyść pudełko testowe 75% etanolem.
    4. Delikatnie umieść poruszaną mysz na środku pola, tak aby jej głowa była skierowana w tym samym kierunku. Pozwól mu eksplorować przez 5 min.
      UWAGA: Użyj palety do przenoszenia, aby zmniejszyć stres związany z obsługą.
    5. Rejestruj całkowity przebyty dystans i czas spędzony w strefie centralnej za pomocą systemu śledzenia wideo.
    6. Pod koniec testu umieść mysz z powrotem w klatce domowej i wyczyść aparat.
  4. Test labiryntu Elevated plus
    UWAGA: Aby uzyskać szczegółowe informacje, zapoznaj się z poprzednim raportem32.
    1. Przygotuj samice myszy badanych, labirynt na podwyższeniu plus, 75% etanolu i ręczniki papierowe.
      UWAGA: Labirynt składa się z dwóch prostopadłych pasów startowych (50 cm nad podłogą), każdy z dwoma ramionami (30 cm długości × 5 cm szerokości). Jeden zestaw ma ścianki o wysokości 15 cm (zamknięte ramiona), podczas gdy drugi zestaw jest otwarty. Obszar centralny ma od 5 cm × 5 cm.
    2. Skonfiguruj system śledzenia wideo i zdefiniuj otwarte ramiona, zamknięte ramiona i obszar centralny.
    3. Oczyść labirynt 75% etanolem.
    4. Delikatnie umieść mysz na środku labiryntu, skierowaną twarzą do otwartego ramienia. Zezwalaj na swobodną eksplorację przez 5 min.
      UWAGA: Użyj palety, aby zminimalizować stres podczas układania.
    5. Rejestruj czas spędzony w każdym ramieniu za pomocą systemu śledzenia.
      UWAGA: Jeśli mysz wypadnie z labiryntu, wyklucz jej dane.
    6. Umieść mysz z powrotem w klatce domowej i dokładnie wyczyść labirynt.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Aby zbadać, czy ekspozycja na MISS indukuje zmiany behawioralne przypominające depresję, samice myszy C57BL/6J (n = 16 na grupę; liczebność próby określona poprzez analizę mocy, patrz Supplementary File 1 oraz Supplementary File 2) poddane paradygmatowi MISS oceniano za pomocą testu preferencji sacharozy oraz testu zawieszenia za ogon, które oceniają odpowiednio kluczowe objawy depresji – anhedonię oraz beznadziejność behawioralną (Rycina 3A...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Coraz więcej badań koncentruje się na opracowywaniu specyficznych dla kobiet modeli zaburzeń psychicznych przy użyciu paradygmatów przewlekłego stresu porażki społecznej (CSDS) 11,13,14. Na przykład, w dwóch niedawno ustalonych modelach samic CSDS, agresja samców wobec samic myszy była sztucznie indukowana przez powlekanie samic myszy męskim moczem lub przez chemogenetyczną aktywację brzuszno-bocznego podziału brzuszno-przyśrodk...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy deklarują brak sprzecznych interesów.

Podziękowania

Niniejsze badanie było wspierane przez Narodową Fundację Nauk Przyrodniczych Chin (31970937 i 82271255), Program Zespołu Innowacyjnego i Przedsiębiorczego Prowincji Jiangsu, Kluczowy Program Badawczo-Rozwojowy Prowincji Jiangsu (BE2023690) oraz Podyplomowy Program Badań i Innowacji Praktyki Prowincji Jiangsu (KYCX22_2932, KYCX23_2952).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
75% alkoholAladdinA171299-500 mlSłuży do sterylizacji i czyszczenia sprzętu i narzędzi laboratoryjnych
Butelka z wylewką kulkowąWykonana na zamówieniebutelka na wodę pitną (50 ml) z gumowym korkiem z dzióbkiem kulkowym do testu preferencji sacharozy
C57BL/6J samice myszy  Beijing Vital River Laboratory Animal Technology Co., Ltd219samice myszy C57BL/6J w wieku 7-8 tygodni są używane jako myszy przedmiotowe, a myszy w wieku 10-14 tygodni są używane jako kandydaci na zwycięzców
Samce myszy C57BL/6J Samice myszy C57BL / 6J w wieku 7-8 tygodni są używane jako myszy badane, a myszy w wieku 10-14 tygodni są używane jako kandydaci na zwycięzców219samców myszy C57BL / 6J w wieku 8-16 tygodni jako intruzi do agresywnych badań przesiewowych CD1.
Podwyższony plus labiryntWykonany na zamówienie-Podwyższony labirynt plus składa się z prostopadłych, przecinających się podwyższonych pasów startowych (50 cm nad podłogą). Każdy pas startowy ma dwa przeciwległe ramiona (30 cm długości i 5 cm szerokości). Jeden z pasów startowych ma wysokie ściany (15 cm wysokości, zamknięte ramiona), a drugi nie ma wysokich ścian (otwarte ramiona). Obszar przecięcia nazywany jest obszarem centralnym (5 cm i razy 5 cm)
Samce myszy CD-1 na emeryturze  Beijing Vital River Laboratory Animal Technology Co., Ltd201Samiec emerytowanych myszy hodowlanych CD-1 w wieku 4-6 miesięcy jako kandydaci na agresora
Pudełko testowe na otwartym poluWykonane na zamówieniebiałe akrylowe otwarte pudełko (L i razy; W i czasy; H: 40 cm i razy; 40 cm i razy; 40 cm) do testu w terenie
Pokrywa perforowanaPrzezroczysta pokrywa perforowana na zamówienie (L & razy; W i czasy; H: 8 cm i razy; 8 cm i razy; 5,5 cm) do ochrony samic przed bezpośrednim kontaktem fizycznym z myszami CD1 (z 5 & razy; 5 otworami w górnym suficie i 3 & razy; 5 otworami w ścianach bocznych, każdy otwór ma średnicę 0,5 cm)
RękawWykonany nazamówienie-Nieprzezroczystyplastikowy rękaw (L & razy; W i czasy; H: 14 cm i razy; 10 cm i razy; 20 cm) do trzymania myszy w stłoczeniu
Standardowa klatka na myszy z górną częścią z drutu stalowegoSuzhou Fengshi Laboratory Equipment Co., Ltd.FS-SAGIVC-X30Standardowa klatka na mysz (L & razy; W i czasy; H: 37 cm i razy; 16 cm i razy; 12 cm) z górną częścią z drutu stalowego 
SacharozaSigmaV900116Służy do przygotowania 1% roztworu sacharozy w teście preferencji sacharozy
Pudełko do zawieszania ogonaWykonane na zamówieniebiałe akrylowe pudełko (H i razy; W i czasy; D: 55 cm i razy; 60cm i razy; 12cm) do testu zawieszenia ogona   
Przezroczyste tuby akrylowePrzezroczyste tuby akrylowe wykonane na zamówienie o średnicy wewnętrznej 26 mm: 30 mm długości do konkurencji rurowej, 10 mm długości do adaptacji rury.
System śledzenia wideo (SMART V3.0)Panlab76-0695Służy do śledzenia, rejestrowania i analizowania trajektorii aktywności i czasu trwania ruchów myszy

Bibliografia

  1. Mental disorders. , WHO. https://www.who.int/news-room/fact-sheets/detail/mental-disorders (2025).
  2. Huang, Y., et al. Prevalence of mental disorders in China: A cross-sectional epidemiological study. Lancet Psychiatry. 6 (3), 211-224 (2019).
  3. Kulkarni, J. Why depression in women is so misunderstood. Nature. 608 (7924), S54(2022).
  4. Labonté, B., et al. Sex-specific transcriptional signatures in human depression. Nat Med. 23 (9), 1102-1111 (2017).
  5. Bangasser, D. A., Cuarenta, A. Sex differences in anxiety and depression: Circuits and mechanisms. Nat rev neurosci. 22 (11), 674-684 (2021).
  6. Najt, P., Fusar-Poli, P., Brambilla, P. Co-occurring mental and substance abuse disorders: A review on the potential predictors and clinical outcomes. Psychiatry Res. 186 (2-3), 159-164 (2011).
  7. Marcus, S. M., et al. Sex differences in depression symptoms in treatment-seeking adults: Confirmatory analyses from the sequenced treatment alternatives to relieve depression study. Compr Psychiatry. 49 (3), 238-246 (2008).
  8. Khan, A., Brodhead, A. E., Schwartz, K. A., Kolts, R. L., Brown, W. A. Sex differences in antidepressant response in recent antidepressant clinical trials. J Clin Psychopharmacol. 25 (4), 318-324 (2005).
  9. Beery, A. K., Zucker, I. Sex bias in neuroscience and biomedical research. Neurosci Biobehav Rev. 35 (3), 565-572 (2011).
  10. Lopez, J., Bagot, R. C. Defining valid chronic stress models for depression with female rodents. Biol Psychiatry. 90 (4), 226-235 (2021).
  11. Harris, A. Z., et al. A novel method for chronic social defeat stress in female mice. Neuropsychopharmacology. 43 (6), 1276-1283 (2018).
  12. Iniguez, S. D., et al. Vicarious social defeat stress induces depression-related outcomes in female mice. Biol Psychiatry. 83 (1), 9-17 (2018).
  13. Takahashi, A., et al. Establishment of a repeated social defeat stress model in female mice. Sci Rep. 7 (1), 12838(2017).
  14. Newman, E. L., et al. Fighting females: Neural and behavioral consequences of social defeat stress in female mice. Biol Psychiatry. 86 (9), 657-668 (2019).
  15. Trainor, B. C., et al. Sex differences in social interaction behavior following social defeat stress in the monogamous California mouse (Peromyscus californicus). PLoS One. 6 (2), 17405(2011).
  16. Logan, R. W. Adapting social defeat stress for female mice using species-typical interfemale aggression. Biol Psychiatry. 86 (9), e31-e32 (2019).
  17. Chai, H., et al. Antidepressant effects of rhodomyrtone in mice with chronic unpredictable mild stress-induced depression. Int J Neuropsychopharmacol. 22 (2), 157-164 (2019).
  18. Baker, S., Bielajew, C. Influence of housing on the consequences of chronic mild stress in female rats. Stress. 10 (3), 283-293 (2007).
  19. Ayuob, N. N., Firgany, A. E. L., El-Mansy, A. A., Ali, S. Can ocimum basilicum relieve chronic unpredictable mild stress-induced depression in mice. Exp Mol Pathol. 103, 153-161 (2017).
  20. Cavigelli, S. A., et al. Timing matters: The interval between acute stressors within chronic mild stress modifies behavioral and physiologic stress responses in male rats. Stress. 21 (5), 453-463 (2018).
  21. D'aquila, P. S., Brain, P., Willner, P. Effects of chronic mild stress on performance in behavioural tests relevant to anxiety and depression. Physiol Behav. 56 (5), 861-867 (1994).
  22. Erburu, M., et al. Chronic mild stress and imipramine treatment elicit opposite changes in behavior and in gene expression in the mouse prefrontal cortex. Pharmacol Biochem Behav. 135, 227-236 (2015).
  23. Grippo, A. J., Moffitt, J. A., Johnson, A. K. Evaluation of baroreceptor reflex function in the chronic mild stress rodent model of depression. Psychosom Med. 70 (4), 435-443 (2008).
  24. Becker, C., et al. Repeated social defeat-induced depression-like behavioral and biological alterations in rats: Involvement of cholecystokinin. Mol Psychiatry. 13 (12), 1079-1092 (2008).
  25. Bondar, N., et al. Molecular adaptations to social defeat stress and induced depression in mice. Mol Neurobiol. 55 (4), 3394-3407 (2018).
  26. Golden, S. A., Covington, H. E., Berton, O., Russo, S. J. A standardized protocol for repeated social defeat stress in mice. Nat Protoc. 6 (8), 1183-1191 (2011).
  27. Costi, S., Han, M. H., Murrough, J. W. The potential of KCNQ potassium channel openers as novel antidepressants. CNS Drugs. 36 (3), 207-216 (2022).
  28. Costi, S., et al. Impact of the KCNQ2/3 channel opener ezogabine on reward circuit activity and clinical symptoms in depression: Results from a randomized controlled trial. Am J Psychiatry. 178 (5), 437-446 (2021).
  29. Friedman, A. K., et al. KCNQ channel openers reverse depressive symptoms via an active resilience mechanism. Nat Commun. 7, 11671(2016).
  30. Tan, A., et al. Effects of the KCNQ channel opener ezogabine on functional connectivity of the ventral striatum and clinical symptoms in patients with major depressive disorder. Mol Psychiatry. 25 (6), 1323-1333 (2020).
  31. Wang, H. R., et al. Kcnq channels in the mesolimbic reward circuit regulate nociception in chronic pain in mice. Neurosci Bull. 37 (5), 597-610 (2021).
  32. Zhai, X., et al. Multiple integrated social stressnduces depressive-like behavioral and neural adaptations in female C57bl/6j mice. Neurobiol Dis. 190, 106374(2024).
  33. Zhang, G., et al. Neural and molecular investigation into the paraventricular thalamic-nucleus accumbens circuit for pain sensation and non-opioid analgesia. Pharmacol Res. 191, 106776(2023).
  34. Fan, Z., et al. Using the tube test to measure social hierarchy in mice. Nat Protoc. 14 (3), 819-831 (2019).
  35. Zhang, H., et al. Alpha1- and beta3-adrenergic receptor-mediated mesolimbic homeostatic plasticity confers resilience to social stress in susceptible mice. Biol Psychiatry. 85 (3), 226-236 (2019).
  36. Krishnan, V., et al. Molecular adaptations underlying susceptibility and resistance to social defeat in brain reward regions. Cell. 131 (2), 391-404 (2007).
  37. Vialou, V., et al. Serum response factor promotes resilience to chronic social stress through the induction of deltafosb. J Neurosci. 30 (43), 14585-14592 (2010).
  38. Yohn, C. N., et al. Chronic non-discriminatory social defeat is an effective chronic stress paradigm for both male and female mice. Neuropsychopharmacol. 44 (13), 2220-2229 (2019).
  39. SMART VIDEO TRACKING Software. , https://www.Panlab.Com/en/products/smart-video-tracking-software-panlab (2025).
  40. Cho, J. R., et al. Dorsal raphe dopamine neurons modulate arousal and promote wakefulness by salient stimuli. Neuron. 94 (6), 1205-1219.e8 (2017).
  41. Liu, Y., et al. Protective effects of luteolin on cognitive impairments induced by psychological stress in mice. Exp Biol Med (Maywood). 238 (4), 418-425 (2013).
  42. Senst, L., Baimoukhametova, D., Sterley, T. L., Bains, J. S. Sexually dimorphic neuronal responses to social isolation. Elife. 5, e18726(2016).
  43. Gh, W. Comparative psychology monographs. Hunter, W. S. 2, 1-27 (1923).
  44. Burke, A. W., Broadhurst, P. L. Behavioural correlates of the oestrous cycle in the rat. Nature. 209 (5019), 223-224 (1966).
  45. Van Doeselaar, L., et al. Chronic social defeat stress in female mice leads to sex-specific behavioral and neuroendocrine effects. Stress. 24 (2), 168-180 (2021).
  46. Zhao, W., et al. Behaviors related to psychiatric disorders and pain perception in c57bl/6j mice during different phases of estrous cycle. Front Neurosci. 15, 650793(2021).
  47. Becker, J. B., Prendergast, B. J., Liang, J. W. Female rats are not more variable than male rats: A meta-analysis of neuroscience studies. Biol Sex Differ. 7, 34(2016).
  48. Prendergast, B. J., Onishi, K. G., Zucker, I. Female mice liberated for inclusion in neuroscience and biomedical research. Neurosci Biobehav Rev. 40, 1-5 (2014).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Konkurencja spo ecznazast pcza pora ka spo ecznastres zwi zany z przeludnieniemizolacja spo ecznatest preferencji do sacharozytest zawieszenia za ogonlabirynt krzy owy elevated plus maze
Wieloraki zintegrowany model stresu społecznego dla zaburzeń psychicznych u samic myszy C57BL/6J
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki Korzystania

Zasady

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.