Ten artykuł wprowadza ustandaryzowaną procedurę kontrolowanego, odwracalnego malperfuzji narządów trzewnych w modelach szczurzych. Celem jest wywołanie tych stanów nieprawidłowej perfuzji z wysokim stopniem pewności metodologicznej i kontroli, przy jednoczesnym zachowaniu prostoty technicznej i odporności na błędy.
Artykuł metodologiczny
Kontrolowane odwracalne niedokrwienie tętnic trzewnych, przekrwienie żył i połączona malperfuzja poprzez laparotomię w linii środkowej u szczurów
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Oprócz sepsy i nowotworów złośliwych, nieprawidłowe działanie jest trzecią najczęstszą przyczyną degradacji tkanek i głównym patomechanizmem różnych schorzeń medycznych i chirurgicznych. Pomimo znaczących osiągnięć, takich jak operacja pomostowania, zabiegi wewnątrznaczyniowe, pozaustrojowe utlenowanie błon i sztuczne substytuty krwi, wada uszkodzenia tkanek, zwłaszcza narządów trzewnych, pozostaje palącym problemem w opiece nad pacjentem. Zapotrzebowanie na dalsze badania nad procesami biomedycznymi i możliwymi interwencjami jest duże. Wiarygodne modele biologiczne mają ogromne znaczenie dla umożliwienia tego rodzaju badań. Ze względu na wieloczynnikowe aspekty badań nad perfuzją tkanek, które obejmują nie tylko biologię komórki, ale także mikroanatomię naczyń krwionośnych i reologię, odpowiedni model wymaga stopnia złożoności biologicznej, który może zapewnić tylko model zwierzęcy, co sprawia, że gryzonie są oczywistym modelem z wyboru. Wadę perperfuzji tkankowej można podzielić na trzy odrębne stany: (1) izolowane niedokrwienie tętnic, (2) izolowane przekrwienie żylne i (3) skojarzone malperfuzja. W artykule przedstawiono szczegółowy protokół krok po kroku kontrolowanej i odwracalnej indukcji tych trzech typów malperfuzji trzewnej poprzez laparotomię w linii środkowej i zaciskanie aorty brzusznej i żyły głównej u szczurów, podkreślając znaczenie precyzyjnej metodyki chirurgicznej w celu zagwarantowania jednolitych i wiarygodnych wyników. Najlepszymi przykładami możliwych zastosowań tego modelu jest opracowanie i walidacja innowacyjnych metod obrazowania śródoperacyjnego, takich jak obrazowanie hiperspektralne (HSI), w celu obiektywnej wizualizacji i różnicowania wad zespolenia narządów żołądkowo-jelitowych, ginekologicznych i urologicznych.
Wprowadzenie
Choć skutki niedostatecznej perfuzji tkanek w formie miejscowych lub systemowych stanów zaburzeń ukrwienia są znane od dawna, pozostają one jedną z głównych przyczyn zachorowalności i śmiertelności zarówno w Stanach Zjednoczonych, jak i w Europie1. Stany te stanowią trzecią najczęstszą przyczynę degradacji tkanek, po zmianach nowotworowych i zapaleniu septycznym, jednak charakteryzują się znacznie szerszym spektrum przyczyn niż dwie pozostałe2.
Spektrum to obejmuje mechanizmy miejscowe, takie jak migotanie przedsionków z zatorowością przeciwzakrzepową, skurcz naczyń oraz rozwarstwienie jatrogenne lub urazowe, a także mechanizmy ogólnoustrojowe, takie jak niewydolność serca lub wstrząs, sepsa, hipowolemia oraz zjawisko „ukradzionego przepływu” (steal phenomena). Te różnorodne mechanizmy leżą u podłoża wielu schorzeń wymagających leczenia internistycznego i chirurgicznego. Znaczna zapadalność i śmiertelność związane z tymi stanami sprawiły, że przez dziesięciolecia uwaga medycyny była skupiona na procedurach przywracania przepływu krwi do tkanek z niedokrwieniem, aby zapobiec martwicy i przywrócić funkcję narządów3.
Podejmowane wysiłki badawcze doprowadziły do opracowania różnorodnych rozwiązań farmaceutycznych, medycznych i chirurgicznych mających na celu przywrócenie fizjologicznej perfuzji narządów, w tym postępów w chirurgii pomostowania4, procedur wewnątrznaczyniowych5, pozaustrojowej oksigenacji membranowej6,7, maszynowej perfuzji narządów podczas transplantacji8 oraz sztucznych substytutów krwi9.
Mimo tych znaczących postępów, malperfuzja, zwłaszcza organów trzewnych, pozostaje palącym problemem w opiece nad pacjentami, a zapotrzebowanie na dalsze badania nad procesami biomedycznymi i strategiami ratunkowymi jest wysokie. Ważną rolę w umożliwieniu tego typu badań odgrywają wiarygodne modele biologiczne. Ze względu na wieloczynnikowy charakter badań nad perfuzją tkanek, obejmujących nie tylko biologię komórki, ale także mikroanatomię naczyniową i reologię, odpowiedni model wymaga stopnia złożoności biologicznej, który może zapewnić jedynie kompletny organizm modelowy, co czyni gryzonie oczywistym wyborem modelowym.
Nieprawidłowe ukrwienie tkanek można podzielić na trzy odrębne stany: izolowane niedokrwienie tętnicze, izolowaną zastojową niewydolność żylną oraz złożone zaburzenia ukrwienia10. Klinicznie istotne scenariusze dla tych stanów obejmują (1) Niedokrwienie tętnicze: migotanie przedsionków z zatorowością przeciwzakrzepową, zatory septyczne, skurcz naczyń, jatrogenne lub urazowe rozwarstwienie lub zaciskanie naczyń, niewydolność serca lub wstrząs, rozwarstwienie aorty, sepsę i hipowolemię, krytyczną niedrożność tętniczą spowodowaną uciskiem zewnętrznym, zatorowość tętnicy płucnej, przewlekłe zamykające choroby naczyń tętniczych lub zjawisko „ukradzionego przepływu”; (2) Zastój żylny: jatrogenne lub urazowe rozwarstwienie lub zaciskanie naczyń, niewydolność serca, włóknienie lub marskość wątroby, niedrożność żylną spowodowaną uciskiem zewnętrznym, zakrzepicę żylną, niewydolność żylną oraz zespół Budda-Chiariego; (3) Złożone zaburzenia ukrwienia: kombinacje powyższych stanów oraz zaawansowane stadia wspomnianych schorzeń, takie jak wtórny zastój żylny wynikający z włóknienia indukowanego niedokrwieniem lub wtórne niedokrwienie tętnicze spowodowane retencją indukowaną zastojem, a także specyficzne stany narządowe, takie jak zapalenie niedokrwienne (np. niedokrwienne zapalenie jelita grubego)11,12.
Niniejszy artykuł ma na celu przedstawienie modelowej procedury krok po kroku w celu wywołania kontrolowanego, odwracalnego niedokrwienia tętniczego trzewnego, zastoju żylnego oraz złożonej zaburzenia ukrwienia via laparotomią pośrodkową u szczurów, zarówno w badaniach z przeżyciem, jak i bez przeżycia zwierząt, co przedstawiono na Rysunku 1. Model eksperymentalny zapewnia kontrolowane warunki do badania wieloaspektowej dynamiki niedokrwienia tętniczego, zastoju żylnego oraz ich połączonych następstw, symulując istotne klinicznie scenariusze spotykane w różnych stanach chorobowych.
Rysunek 1: Przegląd protokołu. Schematyczne przedstawienie anatomii naczyniowej szczura oraz wskazanie miejsca zakładania zacisku (szara strzałka). (A) Perfuzja fizjologiczna. (B) Niedokrwienie tętnicze. (C) Zastój żylny. (D) Złożone zaburzenie perfuzji. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.
Protokół
Wszystkie opisane tutaj prace z udziałem zwierząt były prowadzone w akredytowanych placówkach i zostały zatwierdzone przez Instytucjonalny Komitet Opieki i Wykorzystania Zwierząt (IACUC) Rady Regionalnej Badenii-Wirtembergii w Karlsruhe w Niemczech (35-9185.81/G-62/23). Zwierzęta doświadczalne były traktowane zgodnie ze standardami instytucjonalnymi, niemieckimi przepisami dotyczącymi wykorzystywania i opieki nad zwierzętami, dyrektywami Rady Wspólnot Europejskich (2010/63/EU) oraz wytycznymi ARRIVE. Do badań wykorzystano samce szczurów Sprague Dawley o masie 400 g, po tygodniowej aklimatyzacji. Szczegóły dotyczące odczynników i sprzętu użytych w tej badaniu znajdują się w Tabeli materiałów.
1. Znieczulenie i analgezja
- Zanurz szczura w narkozie, stosując leki zgodnie z protokołami instytucjonalnymi. Do indukcji sedacji zaleca się izofluran, a następnie wstrzyknięcie do.p. 100 mg/kg masy ciała ketaminy i 4 mg/kg masy ciała ksylazyny. Dodatkowo można zastosować analgezyjkę poprzez wstrzyknięcie s.c. 5 mg/kg masy ciała karprofenu. Szczegóły znajdują się w pracy Studier-Fischer et al.13.
- Nałożyć maść oftalmiczną na oczy, aby zapobiec ich wysuszeniu.
- Upewnić się, że głębokość znieczulenia jest odpowiednia, przeprowadzając test uszczypnięcia palca za pomocą kleszczyków chirurgicznych.
- Regularnie oceniać i dostosowywać głębokość anestezji w trakcie operacji.
2. Przygotowanie procedury
- Przygotuj stół zabiegowy z wszystkimi wymaganymi materiałami i instrumentami, w tym z mikroklamrami naczyniowymi z możliwością zwalniania oraz aplikatorem (Rysunek 2A-C), tępą kleszczykami Overholta, nożyczkami do precyzyjnych preparacji oraz pęsetą.
- Przygotuj haki do preparacji chirurgicznej, zginając kaniule pod kątem 135° w odległości 1 cm od końcówki, a następnie połącz je z plastikowymi rurkami perfuzyjnymi poprzez złącze Luer-lock, aby umożliwić przyłożenie napięcia za pomocą chirurgicznego kleszczyka typu mosquito (Rysunek 2D,E).
- Przygotuj aparat do chirurgicznego odsłaniania tkanek gryzoni, obejmujący pręty mocujące w kształcie litery Y oraz matę grzewczą, zgodnie z opisem w pracy Studier-Fischer et al.13.
- Zapewnij odpowiednie natlenienie poprzez inhalację 100% tlenu z użyciem maski twarzowej dla noworodków (Rysunek 2F).
Rysunek 2: Ustawienie eksperymentalne i zwierzęce. (A) Wymagane instrumenty i materiały chirurgiczne. (B,C) Zwalniany zacisk mikro naczyniowy i aplikator. (D,E) Zgięta kaniula połączona z rurką perfuzyjną służy jako hak do preparacji chirurgicznej. (F,G) Model szczura z maską tlenową i ogolony. (H) Cięcie skórne na całej długości brzucha. (I-M) resekcja wyrostka miecza i hemostaza. (N-Q) Mobilizacja wątroby i dyssekcja więzadła okrągłego wątroby (strzałka 1). (R) Zastosowanie haków preparacyjnych i metalowych statywów w celu odsłonięcia organów po laparotomii. (S) Pełna ekspozycja trzewna głównych naczyń brzusznych przy użyciu haków tępych (strzałka 2), silikonowych pętli naczyniowych (strzałka 3) i kompresu chirurgicznego (strzałka 4). (T,U) Aorta brzuszna i żyła główna. (V) Atraumatyczne instrumenty preparacyjne. (W) Nawilżony tampon z bawełny (strzałka 5). (X) Nawilżony kompres w kleszczykach (strzałka 6) i tępe zaciski Overholta (strzałka 7). Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.
3. Przygotowanie chirurgiczne
- Ogolić miejsce dostępu chirurgicznego do laparotomii w linii środkowej (Rysunek 2G). Wykonać nacięcie skóry na pożądanej długości brzucha, t.j. około 7 cm (Rysunek 2H), poszerzyć laparotomię poprzez rozcięcie powięzi i przymocować do skóry haki chirurgiczne z dołączonymi plastikowymi rurkami oraz kleszczyki chirurgiczne typu mosquito. Wyeksponować pole operacyjne za pomocą haków chirurgicznych, przykładając napięcie do tkanek.
- Upewnić się, że otrzewna jest rozcięta w kierunku kranio-centralnym tylko do kilku milimetrów poniżej początku mostka, pozostawiając część otrzewnej nienaruszoną. Umieścić fragment kompresu chirurgicznego pod mostkiem (Rysunek 2I) i wyciąć wyrostek mieczykowaty silnymi nożyczkami materiałowymi. Przyłożyć ucisk do miejsca resekcji za pomocą kompresu chirurgicznego, aby uzyskać wystarczającą hemostazę w tym dobrze ukrwionym obszarze (Rysunek 2I-M).
- Zmobilizować wątrobę w kierunku grzbietowo-ogonowym, aby odsłonić więzadło okrągłe wątroby (Rysunek 2N), a następnie rozciąć więzadło (Rysunek 2O-Q).
- W celu kontroli hemostazy, w zależności od miejsca planowanego zaciskania głównych naczyń, przeprowadzić pełną ekspozycję trzewną głównych naczyń brzusznych (Rysunek 2R) i założyć pętle silikonowe na naczynia (Rysunek 2S-U). Należy używać wyłącznie atraumatycznych instrumentów preparacyjnych (Rysunek 2V), takich jak zwilżone tampony bawełniane (Rysunek 2W), zwilżony kompres w kleszczach oraz tępe kleszczyki Overholta (Rysunek 2X).
4. Przygotowanie i zaklemowanie aorty brzusznej w celu wywołania niedokrwienia tętniczego
- Przeprowadź lewostronną medializację narządów górnego brzucha, używając atraumatycznych narzędzi preparacyjnych, aby uzyskać dostęp do lewej tętnicy nadnerczowej (Rysunek 3A-D).
- Zidentyfikuj pulsujący obszar, zazwyczaj przyśrodkowo w stosunku do kranialnego przedłużenia lewej tętnicy nadnerczowej, co wskazuje na przebieg aorty (Rysunek 3E). Przesuń się przez tkankę miękką, używając kleszczyków Overholta do rozczepiania tępego, aby uzyskać dostęp do aorty brzusznej (Rysunek 3F,G).
- Utwórz tunel wokół aorty brzusznej na jej najbardziej kranialnym odcinku, używając tępych kleszczyków Overholta (Rysunek 3H-L), a następnie załóż na aortę silikonową pętlę naczyniową (Rysunek 3M-T).
- Za pomocą silikonowej pętli nałóż odpowiedni mikronaczyniowy zacisk do tętniaka, aby lekko wysunąć aortę brzusznie, a następnie poprowadź zacisk mikronaczyniowy wzdłuż pętli silikonowej, aby zapewnić izolowane zakleszczenie aorty (Rysunek 3U). W zależności od postawionego pytania badawczego zacisk mikronaczyniowy można ponownie zwolnić.
Rysunek 3: Przygotowanie i zaklemowanie aorty brzusznej. (A) Ekspozycja narządów trzewnych. (B-E) Medializacja narządów górnego odcinka brzusznego w lewo przy użyciu atraumatycznych narzędzi preparacyjnych w celu uzyskania dostępu do lewej tętnicy nadnerczowej. (F,G) Tępa dyssekcja przyśrodkowo od lewej tętnicy nadnerczowej w miejscu pulsacji (szara strzałka) w celu uzyskania dostępu do aorty brzusznej. (H-L) Tworzenie tunelu wokół aorty brzusznej przy użyciu tępych kleszczyków Overholta. (M-T) Założenie pętli z silikonowej taśmy naczyniowej na aortę. (U) Założenie zwalnialnego mikro naczyniowego zacisku do tętniaków przy wykorzystaniu pętli silikonowej jako prowadnicy. (V-Z) Wizualizacja tętnicy kłaczkowatej (pomarańczowa) w odniesieniu do aorty (czerwona) i silikonowej pętli naczyniowej. Kliknij tutaj, aby zobaczyć powiększoną wersję tego rysunku.
5. Przygotowanie i zaklemowanie nadwątrobowego odcinka żyły głównej brzusznej w celu wywołania zastoju żylnego
- Uwolnić wątrobę, przesuwając ją w prawo za pomocą atraumatycznych narzędzi preparacyjnych, ostro przeciąć więzadła wątrobowe i dalej zlateralizować wątrobę (Rysunek 4A-C).
- Otworzyć przestrzeń za wrotną w okolicy lewej nóżki przepony, używając tępych kleszczy Overholta (Rysunek 4D-G).
- Utworzyć tunel wokół żyły głównej dolnej za pomocą tępych kleszczy Overholta (Rysunek 4H-K) i zapętlić żyłę główną dolną przy użyciu silikonowych pętli naczyniowych (Rysunek 4L-O).
- Założyć odpowiedni mikronaczyniowy zacisk do tętniaków, wykorzystując pętlę silikonową do lekkiego wysunięcia żyły głównej dolnej w stronę brzyszną, a następnie poprowadzić zacisk wzdłuż pętli silikonowej, aby zapewnić izolowane zaklemowanie żyły głównej dolnej (Rysunek 4R).
Rycina 4: Przygotowanie i zaklemowanie nadwątrobowego odcinka żyły głównej brzusznej. (A) Odsłonięcie kranialnych narządów trzewnych. (B) Mobilizacja wątroby z ochroną tkanek i ostra dyssekcja więzadeł wątrobowych przy użyciu atraumatycznych instrumentów preparacyjnych. (C) Lateralizacja wątroby. (D-G) Otwarcie przestrzeni zawątrobowej i preparacja przy lewej nóżce przepony. (H-K) Tunelizacja żyły głównej (kolor niebieski) za pomocą tępych kleszczyków Overholta. (L-O) Założenie pętli z silikonowych więzadeł naczyniowych na żyłę główną. (P,Q) Zastosowanie naciągu w celu tymczasowego ograniczenia przepływu krwi w żyle głównej. (R) Założenie zwalnialnego mikronaczyniowego zacisku do tętniaków z wykorzystaniem silikonowej pętli jako prowadnicy. Aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny, kliknij tutaj.
6. Zaklemowanie aorty brzusznej i nadwątrobowej żyły głównej brzusznej w celu przeprowadzenia połączonej malperfuzji
- Wykonuj powyższe kroki, aż aorta i żyła główna zostaniey owinięte silikonowymi pętlami naczyniowymi. Przystąp do założenia mikrochirurgicznych klem do tętniaka na oba naczynia, ponownie wykorzystując pętlę silikonową jako prowadnicę. Zaleca się najpierw zaklemowanie aorty i zminimalizowanie czasu do następnego zaklemowania żyły głównej do zaledwie kilku sekund.
UWAGA: W zależności od pożądanego scenariusza i celu badawczego, malperfuzję można kontynuować lub przerwać po określonym czasie; zwierzęta mogą zostać poddane eutanazji poprzez gwałtowną kardiektomię (zgodnie z zatwierdzonymi protokołami instytucjonalnymi) w przypadku zastosowań bez przeżycia, lub poddane stopniowemu zamknięciu jamy brzusznej za pomocą szwów chirurgicznych w przypadku planowanych obserwacji i eksperymentów z przeżyciem. W niniejszym badaniu zwierzęta zostały poddane eutanazji.
Wyniki
Protokół ten przeprowadzono na 10 samcach szczurów (średnia masa 403 g ± 26 g) w warunkach nieprzeżywalnych. Wskaźnik sukcesu zdefiniowano jako przeżywalność powyżej 20 min po zaciskaniu tętniczym, zaciskaniu żylnym oraz zaciskaniu łączonym przez 5 min z 10 min reperfuzji, z czego każdy parametr wyniósł 100%. Średni czas przygotowania od nacięcia skóry do zawieszenia obu naczyń na silikonowych pętlach wynosił 11 min 45 s ± 3 min 23 s.
W celu walidacji 4 różnych stanów malperfuzji, parametry wskaźnikowe dla natlenienia (StO2) i perfuzji (NIR) zmierzono za pomocą obrazowania hiperspektralnego (HSI) w 5 narządów trzewnych (Rysunek 5).
Rycina 5: Walidacja modelu złej perfuzji. (A,B) Ilościowe oznaczenie wartości oksygenacji i perfuzji HSI dla czterech różnych stanów perfuzji i pięciu różnych organów trzewnych przy n = 10 zwierzętach. (C-F) Obrazy RGB i obrazy indeksowane kolorystycznie z zapisów HSI zawierające organy trzewne w 4 różnych stanach perfuzji. Słupki błędu oznaczają odchylenie standardowe. Pasek skali przedstawia 5 cm. Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tej ryciny.
Wartości podano w jednostkach dowolnych i wykazały one istotny spadek w stanach zaburzeń perfuzji w porównaniu ze stanem fizjologicznym narządu (Tabela 1). Wyniki hiperspektralne były zgodne z niedawnymi publikacjami wskazującymi, że żywotność i perfuzja tkanki mogą być oceniane przy użyciu specyficznych dla danego narządu wartości odcięcia StO2 HSI, które odpowiadały wartościom zaobserwowanym w niniejszym badaniu14,15. Przykładowo dla żołądka wartości te wynosiły 64,1% (±9,4%) dla perfuzji fizjologicznej, 43,1% (±7,4%) dla niedokrwienia tętniczego, 40,5% (±5,4%) dla zastoju żylnego oraz 39,3% (±4,5%) dla połączonych zaburzeń perfuzji.
Ponieważ były to eksperymenty bez przeżywalności, nie dysponujemy danymi eksperymentalnymi dotyczącymi długoterminowych wyników u zwierząt. Jednakże inne badania wykazują przeżywalność na poziomie 100% i 57% w ciągu 24 h dla szczurów, u których zastosowano 30-minutowe i 60-minutowe zaciskanie tętnicy krezkowej górnej16,17, co skutecznie skorelowano z poziomem białka szoku cieplnego 70 (Heat Shock Protein 70) w surowicy. W związku z tym może to być potencjalna metoda oceny wyników w przyszłych badaniach przeżywalności w zależności od czasu zaciskania.
| parametr | organ | poziom wyjściowy | niedokrwienie tętnicze | zastój żylny | połączona malperfuzja |
| StO2 | żołądek | 64.1% (±9.4%) | 43.1% (±7.4%) | 40.5% (±5.4%) | 39.3% (±4.5%) |
| jelito cienkie | 78.4% (±5.1%) | 44.8% (±5.5%) | 38.0% (±7.9%) | 41.9% (±6.9%) | |
| okrężnica | 74.6% (±5.0%) | 56.0% (±6.3%) | 51.3% (±4.1%) | 51.8% (±2.9%) | |
| wątroba | 39.5% (±9.7%) | 16.9% (±2.6%) | 9.5% (±0.8%) | 9.3% (±1.1%) | |
| nerka | 71.0% (±3.8%) | 26.3% (±3.0%) | 18.6% (±2.5%) | 21.2% (±2.6%) | |
| NIR (bliska podczerwień) | żołądek | 20.0% (±9.3%) | 8.3% (±6.7%) | 6.8% (±5.1%) | 7.5% (±8.1%) |
| jelito cienkie | 38.6% (±17.4%) | 12.9% (±11.0%) | 6.3% (±6.5%) | 5.7% (±5.9%) | |
| okrężnica | 12.6% (±13.7%) | 5.3% (±8.7%) | 3.8% (±7.5%) | 2.6% (±4.7%) | |
| wątroba | 40.4% (±13.1%) | 0.3% (±0.7%) | 0.0% (±0.1%) | 0.0% (±0.0%) | |
| nerka | 10.4% (±5.2%) | 0.0% (±0.0%) | 0.0% (±0.1%) | 0.0% (±0.0%) |
Tabela 1: Parametry tkanek. Wartości natlenienia HIS StO2 oraz perfuzji NIR w jednostkach umownych dla 5 narządów trzewnych i 4 różnych stanów perfuzji.
Dyskusja
Podczas gdy sama choroba okluzyjna tętnic obwodowych (PAOD), jako najbardziej widoczny przedstawiciel stanów wad perperfuzji tkanek, występuje już na poziomie około 7%, dotykając około 8,5 miliona dorosłych w samych Stanach Zjednoczonych18, malperfuzja tkanek w ogóle jest istotnym patomechanizmem w większości schorzeń chirurgicznych i medycznych. W związku z tym odpowiednie i powtarzalne modele zwierzęce są absolutnie niezbędne, aby odpowiedzieć na nowe pytania badawcze w tej dziedzinie.
Trzy dynamiczne sytuacje naczyniowe, które wymagają odrębnego zbadania, to niedokrwienie tętnic, przekrwienie żylne i połączona wada perperfuzji. Indukując izolowane niedokrwienie tętnic, naukowcy mogą precyzyjnie określić czasowy i przestrzenny postęp niedotlenienia tkanek, badając kaskady molekularne związane z uszkodzeniem niedokrwienno-reperfuzyjnym, apoptozą komórkową i reakcjami zapalnymi. Utrudniając drenaż żylny, często pomijany aspekt patologii naczyniowej, naukowcy mogą badać wzajemne zależności między rozbieżnościami w dopływie tętniczym i odpływie żylnym, rzucając światło na patofizjologię zakrzepicy żylnej, obrzęku tkanek związanego z przekrwieniem i dysfunkcji mikrokrążenia. Łącząc obie te patologiczne sytuacje, można zbadać dyssynergistyczne środowisko skojarzonej malperfuzji, odzwierciedlające złożoną patofizjologię spotykaną w zespołach klinicznych, takich jak ostre niedokrwienie krezki i niedokrwienne zapalenie jelita grubego.
Poza wyjaśnieniem podstawowych mechanizmów patofizjologicznych, zdolność do wywoływania niedokrwienia tętnic trzewnych, przekrwienia żylnego i połączonej wadyfuzji u szczurów służy jako niezbędna platforma do oceny skuteczności interwencji farmakologicznych, technik chirurgicznych, nowych strategii terapeutycznych i innowacyjnych metod obrazowania, zwłaszcza takich jak HSI 14,19,20,21,22. Model ten jest zatem kluczowym elementem w dostarczaniu wymaganej biologicznej prawdy o tkankach potrzebnych do wykorzystania pełnego potencjału HSI w ocenie tkanek i identyfikacji stanów perfuzji. Wykorzystując tę konfigurację eksperymentalną, naukowcy mogą przyspieszyć przełożenie wyników przedklinicznych na klinicznie wykonalne strategie, ostatecznie zmniejszając zachorowalność i śmiertelność związaną z różnymi zaburzeniami naczyniowymi i perfuzyjnymi.
Ilustrująco, naukowcy mogą wykorzystać ten model do zbadania skuteczności środków farmakologicznych ukierunkowanych na szlaki uszkodzenia niedokrwienno-reperfuzyjnego, takich jak przeciwutleniacze, środki przeciwzapalne i rozszerzające naczynia krwionośne, określając w ten sposób ich potencjalną użyteczność w praktyce klinicznej23,24. Ponadto model ten ułatwia ocenę nowatorskich podejść chirurgicznych, takich jak techniki rewaskularyzacji krezki i zabiegi dekompresyjne żył, dostarczając bezcennych informacji na temat ich wykonalności, bezpieczeństwa i długoterminowej skuteczności25,26.
Co więcej, ta eksperymentalna struktura umożliwia naukowcom zbadanie skomplikowanych zależności między dysfunkcją naczyń krwionośnych a współistniejącymi chorobami ogólnoustrojowymi, takimi jak cukrzyca, nadciśnienie i miażdżyca, ilustrując w ten sposób skomplikowaną sieć połączonych ze sobą szlaków patofizjologicznych koordynujących postęp choroby naczyniowej27,28.
Chociaż istnieje kilka publikacji na temat selektywnej wady, jaką ma pojedynczy narząd, taki jak wątroba 29,30,31 lub nerka, u szczurów32,33 brakuje literatury naukowej dotyczącej wad spod kontroli całych wnętrzności u szczurów i wyraźnie nie ma metodycznego protokołu. Takie jest zatem twierdzenie tego manuskryptu. Do ograniczeń prezentowanej techniki zalicza się przede wszystkim inwazyjność zabiegu oraz, w zależności od czasu trwania malperfuzji, kolejne zakrzepice narządowe oraz dysfunkcję, która może prowadzić do wystąpienia dolegliwości pooperacyjnych poprzez niewydolność wielonarządową lub zespół ciasnoty brzusznej 34,35,36. Staranne planowanie i projektowanie, w zależności od pytania badawczego, może pomóc zrównoważyć wymagany czas trwania malperfuzji i jej patofizjologiczne konsekwencje.
Podczas rozwiązywania typowych problemów napotkanych podczas zabiegu należy zwrócić uwagę na następujące punkty i zalecenia: (1) Należy wcześniej zapewnić dokładne przygotowanie sprzętu i leków, aby zminimalizować przerwy podczas zabiegu; (2) Skrupulatnie wykonuj kontrolę hemostatyczną, starannie przygotowując i preparując płaszczyzny naczyniowe. Rozważ użycie bipolarnych kleszczy hemostatycznych do hemostazy elektrycznej, jeśli są dostępne; (3) Zminimalizuj uraz tkanek za pomocą narzędzi nieurazowych, takich jak nawilżone waciki lub nawilżony kompres chirurgiczny z kleszczami podczas kontaktu z miąższem wątroby; (4) Około 20% zwierząt doświadczyło rozlanego powierzchownego krwawienia z miąższu wątroby z powodu delikatnych warunków tkankowych. Jednak krwawienie ustało we wszystkich przypadkach przy lekkim ucisku i cierpliwości. Zalecenia te mają na celu zwiększenie skuteczności procedury i zminimalizowanie powikłań podczas indukcji malperfuzji w modelach szczurzych.
Podczas resekcji mieczykowatej w celu poprawy dostępu do żyły kawalerskiej należy upewnić się, że otrzewna grzbietowa do przejścia między mieczykowatym a mostkiem pozostaje nienaruszona na przestrzeni kilku milimetrów. Miejsce resekcji mieczykowatego będzie twarde i ostre, co może spowodować uraz powierzchownego miąższu wątroby. Dlatego zaleca się, aby otrzewna zamostkowa doogonowo była mobilizowana za pomocą kleszczy i skutecznie owinięta wokół kikuta kostnego, zakrywając go i wspierając hemostazę. Haczyki do przygotowania chirurgicznego należy przeszyć przez brzuszną ścianę brzuszną czaszki z napięciem czaszki, tak aby pokrycie otrzewnowe kikuta mieczykowatego pozostało na swoim miejscu.
Podczas preparowania więzadła sierpowego należy zachować ostrożność, aby przypadkowo nie spowodować jatrogennego uszkodzenia żyły wątrobowej, ponieważ może to być śmiertelne dla zwierzęcia. Ze względu na wysokie ryzyko krwawienia podczas przygotowania naczyniowego, zaleca się, aby większość przygotowań chirurgicznych była wykonywana poprzez rozprowadzanie za pomocą zacisków overholt, a nie przy użyciu ostrych narzędzi preparacyjnych. Dodatkowo silikonowe pętle naczyń należy zwilżyć przed użyciem, aby zmniejszyć tarcie powierzchniowe i zminimalizować ryzyko urazu tkanki.
Podczas zakładania klamry mikronaczyniowej tętniaka ważne jest, aby uwidocznić dokładną anatomię naczyń krwionośnych. Na przykład tętnica trzewna wywodzi się bardzo czaszkowo z aorty brzusznej. Jeśli pożądana jest niedrożność celiakii, na przykład w celu zbadania wad perperfuzji wątrobowej, tętnicę trzewną należy uwidocznić w odniesieniu do aorty i pętli naczynia silikonowego. Gwarantuje to, że tętnica trzewna jest włączona do zaciśniętej tkanki naczyniowej (ryc. 2V-Z). Był jeden przypadek, w którym zacisk został początkowo przypadkowo umieszczony doogonowo do tętnicy trzewnej. Jednak zostało to szybko rozpoznane z powodu brakującego spadku wartości StO2 w wątrobie i pomyślnie przeprowadzono prawidłowe ponowne zaciskanie.
Najbardziej niebezpiecznym etapem przygotowań jest drążenie tunelu w żyle kawalerowej. Ten krok wymaga delikatnych ruchów i cierpliwości, a zaciski overholt należy rozsuwać tylko wtedy, gdy masz pewność, że nie ma kontaktu z żyłą kasową. Ocena tego może być trudna, ponieważ żyła główna będzie wyglądać jak cienka, beznaczynkowa tkanka łączna po lekkim ucisku, powodując zniknięcie zawartej krwi w obu kierunkach. Istnieje również ryzyko przypadkowego otwarcia opłucnej i powstania odmy opłucnowej podczas zbyt długiego tunelowania żyły jaśnej. Może to być poważne i zagrażające życiu powikłanie, zwłaszcza, że zwierzę spontanicznie oddycha i nie można podjąć żadnych inwazyjnych środków oddechowych. Stwierdzono, że pomocne jest lekkie wycofanie narzędzi przygotowawczych i kontynuowanie bardziej doogonowo, aby uniknąć tego powikłania. W przypadku istotnej hemodynamicznie i widocznej odmy opłucnowej z wybrzuszeniem przepony wątrobowej, jako strategię ratunkową można zalecić jednorazowe nakłucie przezprzeponowe i aspirację uwięzionego powietrza za pomocą igły 30 G i małej strzykawki. Technika ta została z powodzeniem zastosowana u jednego zwierzęcia, aby uratować je śródoperacyjnie.
Na koniec należy zachować szczególną ostrożność podczas zakładania klamer mikronaczyniowych, aby uniknąć włączenia otaczającej tkanki łącznej, co mogłoby prowadzić do niewystarczającej niedrożności pożądanego naczynia.
Chociaż protokół ten ma służyć jako przewodnik krok po kroku dotyczący globalnej wady uszkodzenia trzewnego, miejsce zaciskania można dostosować zgodnie z konkretnym pytaniem badawczym ze względu na rozległe przygotowanie i mobilizację naczyń przedstawioną na rycinie 1T-V. W związku z tym, wyselekcjonowana wada perperfuzji grup narządów lub pojedynczych narządów jest również opcją przy wyborze miejsca zaciskania dalej wzdłuż drzewa naczyniowego, takiego jak selektywne zaciskanie pnia trzewnej w przypadku niedokrwienia wątroby. Oferując szczegółową i powtarzalną metodologię, protokół ten ułatwia ustandaryzowane podejście do kontrolowanego odwracalnego niedokrwienia tętnic, przekrwienia żylnego i połączonej wad fuzji w modelach szczurzych, co prowadzi do poprawy wiarygodności danych, solidności, niezależności badaczy i porównywalności w przyszłych badaniach na zwierzętach. W związku z tym stanowi niezastąpione narzędzie w arsenału badań biomedycznych, oferując wgląd w złożone zależności między upośledzeniem naczyń krwionośnych, uszkodzeniem tkanek i interwencjami terapeutycznymi. Wykorzystując wszechstronność tej eksperymentalnej konfiguracji, naukowcy mogą badać tajemnice patofizjologii naczyń krwionośnych, wykuwając nowe granice w medycynie translacyjnej i ostatecznie poprawiając wyniki leczenia pacjentów w dziedzinie zdrowia naczyń krwionośnych.
Podziękowania
Autorzy dziękują, że usługa przechowywania danych SDS@hd wspierana przez Ministerstwo Nauki, Badań i Sztuki Badenii-Wirtembergii (MWK) oraz Niemiecką Fundację Badawczą (DFG) poprzez granty INST 35/1314-1 FUGG i INST 35/1503-1 FUGG. Ponadto autorzy wyrażają wdzięczność za wsparcie ze strony NCT (Narodowe Centrum Chorób Nowotworowych w Heidelbergu, Niemcy) poprzez ustrukturyzowany program podoktorski i program Chirurgii Onkologicznej. Wyrażamy również uznanie dla wsparcia ze środków państwowych zatwierdzonego przez Sejm Kraju Związkowego Badenii-Wirtembergii dla Innovation Campus Health + Life Science Alliance Heidelberg Mannheim w ramach ustrukturyzowanego programu postdoc dla Alexandra Studiera-Fischera: Sztuczna inteligencja w zdrowiu (AIH) - współpraca DKFZ, EMBL, Uniwersytet w Heidelbergu, Szpital Uniwersytecki w Heidelbergu, Szpital Uniwersytecki w Mannheim, Centralny Instytut Zdrowia Psychicznego, oraz Instytut Badań Medycznych im. Maxa Plancka. Ponadto dziękujemy za wsparcie ze strony DKFZ Hector Cancer Institute przy Uniwersyteckim Centrum Medycznym w Mannheim. Na poczet opłaty za publikację dziękujemy za wsparcie finansowe ze strony Deutsche Forschungsgemeinschaft w ramach programu finansowania "Open Access Publikationskosten" oraz Uniwersytetu w Heidelbergu.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| Kleszcze atraumatyczne preparacyjne | Aesculap | FB395R | DE BAKEY ATRAUMATA Kleszcze atraumatyczne, proste |
| zacisk overholt | Aesculap | BJ012R | BABY-MIXTER zacisk preparatyczno-ligaturowy, wygięty, 180 mm |
| Kaniula | BD (Beckton, Dickinson) | 301300 | BD Microlance 3 kaniula 20 G |
| Pręty mocujące | legefirm | 500343896 | Kamertony używane jako metalowe pręty mocujące w kształcie litery Y |
| Poduszka grzewcza | Royal Gardineer | IP67 | Poduszka grzewcza Royal Gardineer Rozmiar S, 20 Watt |
| Plastikowa rurka perfuzorowa | M. Schilling GmbH | S702NC150 | rurka łącząca COEX 150 cm |
| Silikonowa opaska pętelkowa do naczyń | SERAG WIESSNER | SL26 | silikonowa opaska pętelkowa do naczyń 2,5 mm czerwona |
| Spraque Dawley szczur | Janvier Labs | RN-SD-M | Spraque Dawley rat |
| Blacha stalowa | Maschinenbau Feld GmbH | C010206 | Blacha ocynkowana, 40 x 50 cm, grubość 4,0 mm |
| Klips Yasargil | Aesculap | FE795K | YASARGIL System klipsów do tętniaka Phynox Tymczasowy (standardowy) klips |
| Aplikator Yasargil | Aesculap | FE558K | YASARGIL Aplikator do tętniaków Aplikator Phynox (Standard) |
Bibliografia
- Carden, D. L., Granger, D. N. Pathophysiology of ischemia-reperfusion injury. J Pathol. 190 (3), 255-266 (2000).
- Balkwill, F., Mantovani, A. Inflammation and cancer: Back to Virchow. Lancet. 357 (9255), 539-545 (2001).
- Cruz, R. J., Garrido, A. G., Ribeiro, C. M., Harada, T., Rocha-E-Silva, M. Regional blood flow distribution and oxygen metabolism during mesenteric ischemia and congestion. J Surg Res. 161 (1), 54-61 (2010).
- Leng, G. C., Davis, M., Baker, D. Bypass surgery for chronic lower limb ischemia. Cochrane Database Syst Rev. 3, Cd002000(2000).
- Droc, I., Calinescu, F. B., Droc, G., Blaj, C., Dammrau, R. Aortic stenting. Minim Invasive Ther Allied Technol. 24 (5), 296-304 (2015).
- Le Gall, A., et al. Veno-arterial-ecmo in the intensive care unit: From technical aspects to clinical practice. Anaesth Crit Care Pain Med. 37 (3), 259-268 (2018).
- Napp, L. C., Kühn, C., Bauersachs, J. ECMO in cardiac arrest and cardiogenic. Herz. 42 (1), 27-44 (2017).
- Sousa Da Silva, R. X., Weber, A., Dutkowski, P., Clavien, P. A. Machine perfusion in liver transplantation. Hepatology. 76 (5), 1531-1549 (2022).
- Sen Gupta, A. Bio-inspired nanomedicine strategies for artificial blood components. Wiley Interdiscip Rev Nanomed Nanobiotechnol. 9 (6), 1464(2017).
- Lu, D., et al. Intramuscular microvascular flow sensing for flap monitoring in a porcine model of arterial and venous occlusion. J Reconstr Microsurg. 39 (3), 231-237 (2023).
- Nguyen, G. K., et al. Novel biomarkers of arterial and venous ischemia in microvascular flaps. PLoS One. 8 (8), e71628(2013).
- Redlin, M., et al. How near-infrared spectroscopy differentiates between lower body ischemia due to arterial occlusion versus venous outflow obstruction. Ann Thorac Surg. 91 (4), 1274-1276 (2011).
- Studier-Fischer, A., et al. Endotracheal intubation via tracheotomy and subsequent thoracotomy in rats for non-survival applications. J Vis Exp. (205), e66684(2024).
- Nickel, F., et al. Optimization of anastomotic technique and gastric conduit perfusion with hyperspectral imaging and machine learning in an experimental model for minimally invasive esophagectomy. Eur J Surg Oncol. , 106908(2023).
- Barberio, M., et al. Quantitative fluorescence angiography versus hyperspectral imaging to assess bowel ischemia: A comparative study in enhanced reality. Surgery. 168 (1), 178-184 (2020).
- Doukas, P., et al. Onset of adverse abdominal events due to intestinal ischemia-reperfusion injury after aortic cross-clamping is associated with elevated hsp70 serum levels in the early postoperative phase. Int J Mol Sci. 23 (23), 15063(2022).
- Mine, Y., et al. Heat shock protein 70 messenger RNA in rat leukocytes elevates after severe intestinal ischemia-reperfusion. J Surg Res. 242, 342-348 (2019).
- Criqui, M. H., et al. Lower extremity peripheral artery disease: Contemporary epidemiology, management gaps, and future directions: A scientific statement from the American Heart Association. Circulation. 144 (9), e171-e191 (2021).
- Seidlitz, S., et al. Robust deep learning-based semantic organ segmentation in hyperspectral images. Med Image Anal. 80, 102488(2022).
- Studier-Fischer, A., et al. Icg-augmented hyperspectral imaging for visualization of intestinal perfusion compared to conventional icg fluorescence imaging: An experimental study. Int J Surg. 109 (12), 3883-3895 (2023).
- Studier-Fischer, A., et al. Heiporspectral - the heidelberg porcine hyperspectral imaging dataset of 20 physiological organs. Scientific Data. 10 (1), 414(2023).
- Studier-Fischer, A., et al. Spectral organ fingerprints for machine learning-based intraoperative tissue classification with hyperspectral imaging in a porcine model. Sci Rep. 12 (1), 11028(2022).
- Mallick, I. H., Yang, W., Winslet, M. C., Seifalian, A. M. Ischemia-reperfusion injury of the intestine and protective strategies against injury. Dig Dis Sci. 49 (9), 1359-1377 (2004).
- Malekinejad, Z., et al. Prazosin treatment protects brain and heart by diminishing oxidative stress and apoptotic pathways after renal ischemia-reperfusion. Drug Res (Stuttg). 72 (6), 336-342 (2022).
- Feldman, Z. M., et al. Inferior mesenteric artery revascularization can supplement salvage of mesenteric ischemia. J Vasc Surg Cases Innov Tech. 9 (3), 101041(2023).
- Munley, J. A., et al. Chronic mesenteric ischemia-induced intestinal dysbiosis resolved after revascularization. J Vasc Surg Cases Innov Tech. 9 (2), 101084(2023).
- Lejay, A., et al. Ischemia reperfusion injury, ischemic conditioning and diabetes mellitus. J Mol Cell Cardiol. 91, 11-22 (2016).
- Huang, D., et al. Macrovascular complications in patients with diabetes and prediabetes. Biomed Res Int. 2017, 7839101(2017).
- Liu, A., et al. Hmgb1 in the ischemic and non-ischemic liver after selective warm ischemia/reperfusion in rats. Histochem Cell Biol. 135 (5), 443-452 (2011).
- Koc, S., Dogan, H. O., Karatas, O., Erdogan, M. M., Polat, V. Mitochondrial homeostasis and mast cells in experimental hepatic ischemia-reperfusion injury of rats. Turk J Gastroenterol. 33 (9), 777-784 (2022).
- Chu, M. J., Vather, R., Hickey, A. J., Phillips, A. R., Bartlett, A. S. Impact of ischaemic preconditioning on experimental steatotic livers following hepatic ischemia-reperfusion injury: A systematic review. HPB (Oxford). 17 (1), 1-10 (2015).
- Chang, M. W., et al. Sitagliptin protects rat kidneys from acute ischemia-reperfusion injury via upregulation of GLP-1 and GLP-1 receptors. Acta Pharmacol Sin. 36 (1), 119-130 (2015).
- Boys, J. A., Toledo, A. H., Anaya-Prado, R., Lopez-Neblina, F., Toledo-Pereyra, L. H. Effects of dantrolene on ischemia-reperfusion injury in animal models: A review of outcomes in heart, brain, liver, and kidney. J. Investig Med. 58 (7), 875-882 (2010).
- Orihashi, K. Mesenteric ischemia in acute aortic dissection. Surg Today. 46 (5), 509-516 (2016).
- Byard, R. W. Acute mesenteric ischemia and unexpected death. J Forensic Leg Med. 19 (4), 185-190 (2012).
- Łagosz, P., Sokolski, M., Biegus, J., Tycinska, A., Zymlinski, R. Elevated intra-abdominal pressure: A review of current knowledge. World J Clin Cases. 10 (10), 3005-3013 (2022).
Przedruki i uprawnienia
