Glej jelitowy staje się coraz bardziej rozpoznawalny ze względu na swoją rolę w homeostazie jelit i procesach chorobowych, w tym powikłaniach pooperacyjnych. Pacjenci koni powracający do zdrowia po laparotomii zwiadowczej w nagłych wypadkach cierpią na wysokie ryzyko wystąpienia stanów zapalnych pooperacyjnych, co podkreśla znaczenie ustalenia powtarzalnej hodowli pierwotnych komórek glejowych jelit koni do badania.
Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.
Artykuł metodologiczny
Posiew glejowy jelitowy koni i zastosowanie do badania neuronalnego mechanizmu zapalnego w kolce koni
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Zapalne stany pooperacyjne kolki koni (ostry brzuch) nie tylko przyczyniają się do zwiększenia kosztów klienta, dyskomfortu pacjenta i czasu hospitalizacji, ale w wielu przypadkach okazują się zagrażać życiu. Unikalna populacja komórek jelitowych, glej jelitowy, jest coraz częściej uznawana za swoją rolę w wyczuwaniu środowiska żołądkowo-jelitowego i komunikowaniu się z otaczającymi typami komórek. Interakcje między glejem jelitowym a nabłonkiem jelitowym mogą okazać się kluczowe w ustaleniu, w jaki sposób glej jelitowy koni może zmieniać barierę śluzówkową w celu modulowania stanu zapalnego w zdrowiu i kolce.
Aby zbadać tę interakcję, przedstawiamy metodę tworzenia pierwotnych kultur gleju jelitowego koni z jelita czczego koni i wystawiania tych kultur na stany zapalne, o których wiadomo, że są obecne w kolce. Pierwotne posiewy gleju jelitowego uzyskano od dorosłych koni poddanych eutanazji z przyczyn niezwiązanych z kolką. Kosmki jelitowe i blaszkę właściwą poddano mikropreparowaniu w celu odsłonięcia błony podśluzowej. Wyizolowaną błonę podśluzową poddano trawieniu enzymatycznemu kolagenazą, proteazą i albuminą surowicy bydlęcej przez 2-3 godziny. Następnie, mechaniczna mineralizacja obejmująca wirowanie, pipetowanie i sitka komórkowe (40-100 μm), dała osad używany do posiewu na studzienkach pokrytych poli-L-lizyną o stężeniu 0,05 mg/ml poli-lizyny o stężeniu ~400 000 komórek/300 μl pożywki.
Po konfluencji i pierwszym pasażu, komórki glejowe jelita były następnie wystawione na działanie rekombinowanego IL-1β (0, 10, 25 ng) przez 24 godziny. Aby modelować interakcje nabłonkowo-glejowe w czasie kolki, pożywkę kondycjonowaną przez kontrolny lub leczony glej jelitowy dodano bezpośrednio do zlewających się monowarstw jelita czczego koni podczas pomiaru transnabłonkowego oporu elektrycznego (TEER) przy użyciu dwuelektrodowej komory EndOhm. Dane te pokazują tylko jedno z wielu potencjalnych zastosowań gleju jelitowego koni.
Wprowadzenie
Kolka u koni jest najczęstszą dolegliwością medyczną wymagającą konsultacji w nagłych wypadkach1. Biorąc pod uwagę, że nawet 17% tych koni wymaga korekcji chirurgicznej, wysiłki na rzecz poprawy wyników pooperacyjnych powinny być w czołówce badań medycznych koni 2. Obecnie pacjenci z kolką pooperacyjną doświadczają wysokiego ryzyka wystąpienia kilku zagrażających życiu zaburzeń, w tym sepsy/wstrząsu endotoksemicznego (12,3% pacjentów) i pooperacyjnej niedrożności jelit (13,7% pacjentów)3. Pomimo postępów w leczeniu powikłań pooperacyjnych, nadal istnieje zapotrzebowanie na zaawansowane metody leczenia w celu zapobiegania lub leczenia tych schorzeń.
Ostatnie badania wykazały miejscowy i ogólnoustrojowy stan zapalny pacjentów z kolką4. Na przykład wykazano, że białka prozapalne, takie jak czynnik martwicy nowotworów (TNF) alfa, interleukina 1β (IL-1β), interleukina 6 (IL-6) i białko chemoatraktantu monocytów-1, wykazują znacznie zwiększoną ekspresję w błonie śluzowej jelita kolki w porównaniu z normalną tkanką jelitową4. Z ogólnoustrojowego punktu widzenia wykazano, że zwiększony poziom TNF alfa w tkance jelitowej jest skorelowany ze zwiększonym ryzykiem pooperacyjnego refluksu nosowo-żołądkowego większego niż 2 l, co jest ogólnym pomiarem dysmotoryki pooperacyjnej4. Wiadomo również, że podawanie interleukiny IL-1β i TNF alfa jest w stanie wywołać kliniczne objawy wstrząsu septycznego5.
Potencjalnym wyjaśnieniem stanu zapalnego tkanki jelitowej kolki i jej związku z powikłaniami pooperacyjnymi jest bariera nabłonkowa jelit. W zdrowiu kompleksy połączeń ścisłych łączące pojedynczą warstwę nabłonka walcowatego, który wyściela przewód pokarmowy, stanowią funkcjonalną barierę ograniczającą zawartość światła i jej składniki bakteryjne przed przedostaniem się do przestrzeni podśluzówkowej i krwiobiegu. Jednak wzdęcia i uszkodzenia spowodowane niedrożnością jelit związaną z kolką i manipulacją jelit podczas operacji mogą zakłócić tę funkcję bariery jelitowej.
Jeśli chodzi o funkcjonalne składniki ściany jelita jako całości, wykazano, że podśluzówkowa sieć glejowa jelitowa w obrębie jelitowego układu nerwowego jest kluczowa w patofizjologicznym rozwoju powikłań pooperacyjnych związanych ze szlakami zapalnymi i może stanowić konkretny cel terapeutyczny6,7,8,9. Glej jelitowy jest nie tylko obecny w całym przewodzie pokarmowym, ale działa jako czujniki środowiska jelitowego, wpływa na sygnalizację za pomocą wielu typów komórek ściany jelita i bezpośrednio reguluje barierę jelitową6. W związku z tym uzasadnione jest założenie, że te silne czujniki jelita zostałyby aktywowane przez uraz i stan zapalny i mogłyby wywołać ostrą reakcję, taką jak zmiany w przepuszczalności bariery.
To badanie jest pierwszym, które opisuje hodowlę gleju jelitowego koni, a dokładniej rolę zapalnego gleju jelitowego koni na funkcję bariery jelitowej. W tym artykule przedstawiono metody hodowli pierwotnej podśluzówkowego gleju jelitowego koni i ich odpowiedzi na ekspozycję na zapalną IL-1β, ocenę wpływu produktów glejowych jelitowych po ekspozycji na IL-1β na przepuszczalność monowarstw enterocytów koni oraz możliwą blokadę poprzez zastosowanie surowicy koni.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Protokół
Pierwotne kultury glejowe jelitowe koni uzyskano od trzech koni, które zostały humanitarnie poddane eutanazji przez przedawkowanie barbituranu z powodów niezwiązanych z tym badaniem. Konie wybrane do badań kulturowych były końmi dorosłymi, bez aktualnej historii chorób przewodu pokarmowego.
1. Podśluzówkowa hodowla pierwotna przędowa jelitowa koni
- Wyhoduj monowarstwy nabłonka koni z krypt jelita czczego uzyskanych od trzech oddzielnych dorosłych koni konnych.
- Płytki 24-dołkowe pokryć roztworem powlekającym przez 2 godziny w temperaturze 37 °C lub przez noc w temperaturze pokojowej, umyć je 2x sterylną wodą i przechowywać w temperaturze pokojowej, aż komórki będą gotowe do posiewu.
- Po humanitarnej eutanazji, w ciągu 60 minut, usuń fragment jelita czczego i umieść go w zimnym roztworze Ringera na lodzie.
- Usuń 10-centymetrową część z jelita czczego i otwórz ją na granicy antykrezkowej, aby utrzymać obszary nielimfatyczne w środku tkanki. Przytnij porcję do odcinka o wymiarach około 7 cm x 7 cm. Przed sekcją dobrze wypłucz tkankę w świeżym roztworze Ringera.
- Przypnij tkankę do płytki Petriego pokrytej elastomerem silikonowym w zimnym roztworze Ringera lub PBS śluzówką do góry, rozciągając tkankę tak bardzo, jak to możliwe (Rysunek 1A).
- Usuń kosmki jelitowe za pomocą zakrzywionych kleszczyków (Rysunek 1B), a następnie warstwę blaszki właściwej z obszaru nielimfoidalnego o wymiarach około 5 cm x 5 cm (Rysunek 1C).
UWAGA: Warstwy te łatwo oddzielają się od błony podśluzowej (Rysunek 1B). - Usuń błonę podśluzową w jednym arkuszu, uwalniając ją nożyczkami do mikrodysekcji w jednym rogu i obserwuj naturalną separację, jednocześnie odrywając błonę podśluzową od wewnętrznej okrągłej warstwy mięśni jelita czczego (Rysunek 1D).
- Zmielić zebraną warstwę podśluzówkową na 2-5 mm kawałki i umieścić je w stożkowej probówce o pojemności 50 ml zawierającej 5 ml "Organo-FBS" (Tabela 1), 0,825 mg kolagenazy, 5 mg proteazy i 20 mg albuminy surowicy bydlęcej. Inkubować tkankę przez 2-3 godziny w temperaturze 37 °C w celu trawienia enzymatycznego.
- Po inkubacji dodać 10 ml roztworu "Organo + FBS" o temperaturze pokojowej, aby zatrzymać działanie enzymu. Pipetować mieszaninę tkanek w górę i w dół około 15 razy za pomocą pipety serologicznej o pojemności 10 ml w celu dysocjacji komórek od tkanki, a następnie odwirować w temperaturze 3 000 × g przez 3 minuty w temperaturze pokojowej.
- Odrzucić supernatant i ponownie zawiesić osad za pomocą 10 ml PBS o temperaturze pokojowej, pipetując ponownie około 15 razy w górę i w dół za pomocą pipety serologicznej o pojemności 10 ml w celu oddzielenia komórek od tkanki.
- Odwirować stożkową probówkę o masie 3 000 × g przez 3 minuty w temperaturze pokojowej. Odrzucić supernatant i ponownie zawiesić osad w 10 ml roztworu "Organo + FBS" o temperaturze pokojowej, pipetując w górę i w dół około 15 razy za pomocą pipety serologicznej o pojemności 10 ml w celu oddzielenia komórek od tkanki.
- Przefiltruj komórki szeregowo przez sitko o wielkości porów 100 μm, 70 μm, a następnie 40 μm.
- Odwirować przefiltrowane komórki i pożywki o masie 3 000 × g przez 3 minuty w temperaturze pokojowej. Wyrzucić supernatant i ponownie zawiesić osad w 1 ml "Organo + FBS".
- Wybarwić błękitem trypanowym, aby zidentyfikować żywe komórki i policzyć je za pomocą hemocytometru.
- Wysiewaj około 400 000 komórek w 300 μl "Organo + FBS" w każdym dołku 24-dołkowej płytki i dodaj czynniki wzrostu do każdej studzienki: N2 5 μl / dołek, G5 5 μl / dołek i B27 10 μl / dołek. Umieścić 24-dołkową płytkę w inkubatorze o temperaturze 37 °C z 5% CO2 , aby umożliwić przyleganie komórek. Dwadzieścia cztery godziny później zmień pożywkę na "pożywkę glejową" (Tabela 1) z powyższymi czynnikami wzrostu i zmieniaj co 48 godzin (Rysunek 2).
2. Cytologia immunofluorescencyjna
- Wyhoduj komórki glejowe jelitowe z hodowli pierwotnej (P0) (krok 2.1.14) do 70-80% zbiegu i przeprowadź je raz (P1).
- Utrwalić komórki kultury pierwotnej (P0) w studzienkach za pomocą 4% paraformaldehydu przez 5 minut przed zastosowaniem 0,1% azydku PBS.
- Przygotować roztwór nasycający składający się z azydku PBS, 4% surowicy osła i 0,5% Triton-X. Dodać 300 μl roztworu nasyconego do studzienek, aby przepuszczalność komórek przez 2 godziny w temperaturze pokojowej.
- Dodać pierwszorzędowe przeciwciało dla markera glejowego, kwaśnego białka fibrylarnego gleju (GFAP) i pierwszorzędowe przeciwciało dla markera fibroblastów, aktyny alfa mięśni gładkich, w rozcieńczeniach 1:1,000 w roztworze nasycającym do inkubacji przez noc w temperaturze 4 oC.
- Przemyć 3x PBS przed dodaniem drugorzędowego przeciwciała przeciwko królikowi IgG Alexa Fluor 594 i koziej anty-mysiej IgG Alexa Flour 488 w rozcieńczeniu 1:500 w roztworze nasycającym przez 2-3 godziny.
- Wybarwić jądra 4',6-diamidino-2-fenyloindolem (DAPI) w rozcieńczeniu 1:1,000 w PBS przez 5 minut.
- Po trzech przemyciach PBS przechowuj komórki w 0,1% azydku PBS.
3. Podśluzówkowa ekspozycja na pierwotną hodowlę IL-1β koniowatych
- Gdy komórki z pierwszego pasażu (P1) osiągną 70-80% konfluencji, należy przeprowadzić eksperyment ekspozycji na IL-1β. Wystawić studzienki na działanie 0 ng, 10 ng i 25 ng IL-1β przez 24 godziny. Po upływie 24 godzin należy przechowywać pożywki z każdej studzienki w temperaturze -80 °C.
4. Hodowla organoidów koni do produkcji monowarstw enterocytów
UWAGA: Zgodnie z protokołem Stewart et al. opublikowanym w 2018 roku, bankowane krypty jelitowe koni i pąki, które zostały poddane kriobankowaniu, zostały rozszerzone do badań enteroidów 2D10.
- Użyj około 700-1,000 pąków/fragmentów krypty (40 000-50 000 komórek po dysocjacji na pojedyncze komórki) na wkładkę transwell. Pokryj wkładki transwell 42 μl 0,05% Matrigel przed dodaniem enterocytów. Pozostawić Matrigel do utrwalenia na wkładce poprzez inkubację przez 1 godzinę w temperaturze 37 oC. Odessać dodatkowe podłoże i pozostawić transwelle do wyschnięcia przez 30 minut bez przykrycia. Dodać 200 μl pożywki DMEM-F12 do każdej wkładki transwell i przechowywać płytkę w temperaturze 37 °C do czasu użycia.
- Umyj paszteciki Matrigel zawierające organoidy PBS, a następnie wystawij je na działanie 500 μl Cell Recovery na lodzie. Odpipetuj je wielokrotnie, aby zapewnić pełne pobranie komórek do probówki o pojemności 15 ml.
- Odwirować probówkę o stężeniu 300 × g przez 5 minut w temperaturze 4 °C, usunąć supernatant i zawiesić osad komórkowy w docelowej objętości pożywki z komórek macierzystych nabłonka jelitowego (IESC). Oblicz objętość docelową, mnożąc żądaną liczbę monowarstw przez 200 μl podłoża. (Tabela 1).
- Wstępnie pokryć strzykawkę o pojemności 1 ml w pożywce IESC i odessać zawiesinę komórek przez igłę 16 G. Zastąp igłę 16 G igłą 28 G i wyrzuć przez nią zawiesinę komórek, aby ułatwić rozdzielenie organoidów.
- Umieść 200 μl powstałej zawiesiny komórek po stronie wierzchołkowej powlekanych transwelli i 500 μl IESC, jak również wcześniej opisane czynniki wzrostu po podstawowej stronie wkładki transwell10. Zmieniaj pożywkę i czynniki wzrostu co 24-48 godzin, aż do osiągnięcia konfluencji. Zdefiniuj konfluencję jako gęstość komórek odpowiadającą TEER wynoszącemu 1 000 omówxcm2,11. Aby zapoznać się z pomiarem, patrz krok 5.1.
5. Przepuszczalność monowarstwy enterocytów koni po ekspozycji na cytokiny zapalne i produkty glejowe jelitowe koni
- Użyj dwuelektrodowej komory pomiarowej TEER, aby określić ilościowo TEER na monowarstwach i ustalić odczyt bazowy na każdej przepuszczalnej membranie transwell. Upewnij się, że media IESC i transwell mają 15 minut na osiągnięcie temperatury pokojowej przed wykonaniem pomiarów. Napełnij kubek hodowlany 1.5 ml pożywki IESC i upewnij się, że we wkładzie transwell znajduje się dokładnie 200 μl pożywki, tak aby przewody płynu pasowały do siebie w momencie pomiaru.
- Wystawić podstawno-boczny aspekt wkładek transwell na działanie cytokin zapalnych 25 ng IL-1β, 10 ng i 25 ng interleukiny 6 (IL-6) na studzienkę lub produktów glejowych kultur wystawionych na działanie 10 ng lub 25 ng IL-1β. Wystawić podstawno-boczny aspekt kontrolnych wkładek transwell na działanie pożywki glejowej i pożywki glejowej z kultur nienarażonych na IL-1β.
- Mierz TEER przez 45 minut w odstępach 10-15 minut, umieszczając każdy transwell w kubku hodowlanym.
6. Statystyki
- Oblicz zmianę fałdu TEER każdej transwella dla punktów czasowych: 0, 10, 20, 30 i 45 min.
- Korzystając z wybranego oprogramowania (patrz tabela materiałów), porównaj korelacje między zmniejszonym TEER a bazolateralną ekspozycją na IL-1β (25 ng), IL-6 (10 ng, 25 ng i 100 ng) oraz pożywkę glejową (wystawioną na 0 ng IL-1β, 10 ng IL-1β i 25 ng IL-1β) w celu kontrolowania pożywek za pomocą niesparowanego jednostronnego testu t.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Wyniki
Mikrosekcja jelita czczego konia do warstwy podśluzówkowej (Rycina 1) z następującym trawieniem enzymatycznym i mechanicznym pozwoliła na uzyskanie żywych kultur komórek glei jelitowej konia. Komórki wykazywały pleomorfizm z przewagą komórek wrzecionowatych, co jest zgodne z obrazem glei jelitowej u innych gatunków (Rycina 2A). Kultury były pozytywne pod kątem selektywnego markera glejowego, białka kwaśnego włókienstwa glejowego (GFAP), przy niskim stopniu zanie...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Dyskusja
Celem pracy było opracowanie powtarzalnej metody hodowli pierwotnej podśluzówkowego gleju jelitowego koni i wykazanie jej zastosowania do modelowania interakcji nabłonkowo-glejowych w czasie kolki. Izolacja i hodowla gleju jelitowego, która jest nowością u koni, okazała się korzystna w zrozumieniu szlaków chorób jelitowych w modelach świń i gryzoni oraz u ludzi 6,7,13,14. Badanie tej populacji ...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Oświadczenia
Autorzy nie mają do ujawnienia żadnych konfliktów interesów.
Podziękowania
Autorzy chcieliby podziękować Fundacji Morris Animal za finansowanie tego projektu.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| 1 M bufor HEPES | Gibco | 15630-080 | |
| 10 mM HEPES | Life Technologies | 15630-106 | |
| 2 mM GlutaMAX | Life Technologies | 25050-061 | |
| 4' 6-Diaminidino-2-Phenylindol | Invitrogen | D3571 | |
| Advanced DMEM/F12 | Life Technologies | 12634-010 | |
| Alfa przeciwciało aktynowe mięśni gładkich | Abcam | 7817 | |
| Amfoterycyna B | Sigma | AA9529 | 4,4 g / ml podwielokrotności podstawowe, stężenie końcowe 1,1 i mikro; g / mL |
| Anty-Anti-Micotic 1x | Gibco | 15240-096 | |
| B27 | Gibco | 12587010 | |
| Albumina surowicy bydlęcej | Sigma | AA3311 | |
| BSA 50 mg/ml roztwór podstawowy | Sigma | A3311 | |
| CaCL2 | ACROS Organiics | 206791000 | Składnik obrączkarza koni ' s Bulion 1: połączyć z innymi składnikami, następnie dodać 100 ml tego bulionu do cylindra z podziałką i rozcieńczyć do 1 litra wodą dejonizowaną. Dostosuj pH do 7,4 za pomocą 5% CO2, Połącz z Equine Ringer' s Zapas 2, aby ukończyć " Dzwonek' Rozwiązanie". |
| Kolagenaza | Sigma | 9891 | |
| DMEM-F12 media | Thermo Fisher | 11320033 | |
| Donkey anty-królik IgG Alexa Fluor 594 | Invitrogen | 21207 | |
| EVOM EndOhm dwuelektrodowa komora pomiarowa TEER | Precision Instruments | EVM-EL-03-01 | |
| EVOM Instrukcja dla TEER Measurement | World Precision Instruments | EVM-MT-03-01 | |
| G5 | Gibco | 17503012 | |
| Roztwór gentamycyny | Sigma | G1272 | Stężenie końcowe 20 &mikro; g/mL |
| Przeciwciało GFAP | Abcam | 4674 | |
| Koza anty-mysie IgG Alexa Fluor 488 | Invitrogen | 28175 | |
| IL-1β ELISA | Thermo Fisher | ESIL1B | |
| KCl | Thermo Fisher | P330-500 | Składnik Ringera dla koni" s Bulion 1: połączyć z innymi składnikami, następnie dodać 100 ml tego bulionu do cylindra z podziałką i rozcieńczyć do 1 litra wodą dejonizowaną. Dostosuj pH do 7,4 za pomocą 5% CO2, Połącz z Equine Ringer' s Zapas 2, aby ukończyć " Dzwonek' Rozwiązanie". |
| Roztwór L-glutaminy | Corning | 25-00-Cl | |
| Matrigel | BD Bioscience | 354277 | |
| MgCl2 | Thermo Fisher | M33-500 | Składnik Ringera dla koni s Bulion 1: połączyć z innymi składnikami, następnie dodać 100 ml tego bulionu do cylindra z podziałką i rozcieńczyć do 1 litra wodą dejonizowaną. Dostosuj pH do 7,4 za pomocą 5% CO2, Połącz z Equine Ringer' s Zapas 2, aby ukończyć " Dzwonek' Rozwiązanie". |
| N2 | Gibco | 17502048 | |
| Na2HPO4 | Thermo Fisher | BP332-1 | Składnik Ringera dla koni s Bulion 2: połączyć z innymi składnikami, następnie dodać 100 ml tego bulionu do cylindra miarowego i rozcieńczyć do 1 litra wodą dejonizowaną. Dostosuj pH do 7,4 za pomocą 5% CO2, Połącz z Equine Ringer' s Zapas 1, aby wykonać kompletne " Dzwonek' Rozwiązanie". |
| NaCl | Thermo Fisher | S271-10 | Składnik Ringera dla koni" s Bulion 1: połączyć z innymi składnikami, następnie dodać 100 ml tego bulionu do cylindra z podziałką i rozcieńczyć do 1 litra wodą dejonizowaną. Dostosuj pH do 7,4 za pomocą 5% CO2, Połącz z Equine Ringer' s Zapas 2, aby ukończyć " Dzwonek' Rozwiązanie". |
| NaH2PO4 | Thermo Fisher | BP329-500 | Składnik Ringera dla koni" s Bulion 2: połączyć z innymi składnikami, następnie dodać 100 ml tego bulionu do cylindra miarowego i rozcieńczyć do 1 litra wodą dejonizowaną. Dostosuj pH do 7,4 za pomocą 5% CO2, Połącz z Equine Ringer' s Zapas 1, aby wykonać kompletne " Dzwonek' Rozwiązanie". |
| NaHCO3 | Thermo Fisher | S637-212 | Składnik Ringera dla koni" s Bulion 2: połączyć z innymi składnikami, następnie dodać 100 ml tego bulionu do cylindra miarowego i rozcieńczyć do 1 litra wodą dejonizowaną. Dostosuj pH do 7,4 za pomocą 5% CO2, Połącz z Equine Ringer' s Zapas 1, aby wykonać kompletne " Dzwonek' Rozwiązanie". |
| Roztwór pióra/paciorkowca | Gemini | 400-109 | |
| Poli-L-lizyna | Sigma | P2636 | 0,5 mg / ml w 1x bufor boranowy |
| Oprogramowanie Prism | GraphPad | ||
| Proteaza | Sigma | P4630 | |
| Roztwór wodorowęglanu sodu | Sigma | S8761 | 7,5% roztwór podstawowy |
Bibliografia
- Tinker, M. K., et al. Prospective study of equine colic incidence and mortality. Equine Vet J. 29 (6), 448-453 (1997).
- Morton, A. J., Blikslager, A. T. Surgical and postoperative factors influencing short-term survival of horses following small intestinal resection: 92 cases (1994-2001). Equine Vet J. 34 (5), 450-454 (2002).
- French, N. P., Smith, J., Edwards, G. B., Proudman, C. J. Equine surgical colic: risk factors for postoperative complications. Equine Vet J. 34 (5), 444-449 (2002).
- Lisowski, Z. M., Lefevre, L., Mair, T. S., Clark, E. L., Hudson, N. P. H., Hume, D. A., Pirie, R. S. Use of quantitative real-time PCR to determine the local inflammatory response in the intestinal mucosa and muscularis of horses undergoing small intestinal resection. Equine Vet J. 54 (1), 52-62 (2022).
- Sheats, M. K. A comparative review of equine SIRS, sepsis, and neutrophils. Front Vet Sci. 6, 69(2019).
- Mazzotta, E., Villalobos-Hernandez, E. C., Fiorda-Diaz, J., Harzman, A., Christofi, F. L. Postoperative ileus and postoperative gastrointestinal tract dysfunction: pathogenic mechanisms and novel treatment strategies beyond colorectal enhanced recovery after surgery protocols. Front Pharm. 11, 583422(2020).
- Stoffels, B., et al. Postoperative ileus involves interleukin-1 receptor signaling in enteric glia. Gastroenterology. 146 (1), 176-187 (2014).
- Yu, Y. B., Li, Y. Q. Enteric glial cells and their role in the intestinal epithelial barrier. World J Gastroenterol. 20 (32), 11273-11280 (2014).
- Savidge, T. C., et al. Enteric glia regulate intestinal barrier function and inflammation via release of S-nitrosoglutathione. Gastroenterology. 132 (4), 1344-1358 (2007).
- Stewart, A. S., Freund, J. M., Gonzalez, L. M. Advanced three-dimensional culture of equine intestinal epithelial stem cells. Equine Vet J. 50 (2), 241-248 (2018).
- Hellman, S. Generation of equine enteroids and enteroid-derived 2D monolayers that are responsive to microbial mimics. Vet Res. 52 (1), 108(2021).
- Al-Sadi, R., et al. Interleukin-6 modulation of intestinal epithelial tight junction permeability is mediated by JNK pathway activation of claudin-2 gene. PLoS One. 9 (3), e85345(2014).
- Ochoa-Cortes, F., et al. Enteric glial cells: A new frontier in neurogastroenterology and clinical target for inflammatory bowel diseases. Inflamm Bowel Dis. 22 (2), 433-449 (2016).
- Ziegler, A. L., et al. Enteric glial cell network function is required for epithelial barrier restitution following intestinal ischemic injury in the early postnatal period. Am J Physiol Gastrointest Liver Physiol. 326 (3), G228-G246 (2024).
- Grubišić, V., Gulbransen, B. D. Enteric glia: the most alimentary of all glia. J Physiol. 595 (2), 557-570 (2017).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Przedruki i uprawnienia
