Artykuł metodologiczny

5/6 Nefrektomia przy użyciu ostrej bipolektomii przez laparotomię w linii środkowej u szczurów

DOI:

10.3791/67322

⸱

4 kwietnia 2025

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of General, Visceral and Transplantation Surgery, Heidelberg University Hospital, 2Department of Urology and Urosurgery, University Medical Center Mannheim, Medical Faculty of the University of Heidelberg, 3Division of Intelligent Systems and Robotics in Urology (ISRU), German Cancer Research Center (DKFZ) Heidelberg, 4DKFZ Hector Cancer Institute at the University Medical Center Mannheim, 5Department of Urology, University Hospital Leipzig

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ten manuskrypt wprowadza ustandaryzowany protokół dla nefrektomii 5/6 poprzez ostrą bipolektomię poprzez laparotomię w linii środkowej na modelu szczurzym, mający na celu wywołanie stanu niewydolności nerek poprzez redukcję miąższu nerki z dużą precyzją metodyczną i niskim ryzykiem błędu technicznego.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Przewlekła choroba nerek (PChN) dotyka ponad 10% światowej populacji, licząc ponad 800 milionów osób na całym świecie. Postępy w leczeniu PChN wywarły znaczący wpływ na wyniki leczenia pacjentów. Podczas gdy w przeszłości PChN była często uważana za wyrok śmierci, a wielu pacjentów ulega powikłaniom schyłkowej niewydolności nerek, obecnie coraz częściej leczy się ją jako chorobę przewlekłą dzięki dostępności dializ i przeszczepów nerek, a także nowym osiągnięciom farmaceutycznym, takim jak inhibitory SGLT2 lub niesteroidowi antagoniści receptora mineralokortykoidowego.

Jednak wciąż rośnie zapotrzebowanie na dalsze badania nad procesami patofizjologicznymi i potencjalnymi interwencjami terapeutycznymi. Wiarygodne modele biologiczne odgrywają kluczową rolę w ułatwianiu tych badań. Biorąc pod uwagę wieloaspektowy charakter choroby nerek, która obejmuje nie tylko biologię komórki, ale także mikroanatomię naczyń krwionośnych i sygnalizację hormonalną, odpowiedni model musi posiadać poziom złożoności biologicznej, który może zaoferować tylko model zwierzęcy, co sprawia, że gryzonie są oczywistym wyborem.

Ten rękopis dostarcza zatem skomplikowanego, systematycznego protokołu chirurgicznego zmniejszania miąższu nerki poprzez laparotomię w linii środkowej oraz łączoną całkowitą i częściową nefrektomię u szczurów w celu przeżycia jak i nieprzeżycia. Podkreśla kluczową rolę precyzyjnych technik chirurgicznych w zapewnianiu spójnych i wiarygodnych wyników. Najlepszymi przykładami potencjalnych zastosowań tego modelu są badania biomolekularne i farmaceutyczne, a także rozwój innowacyjnych metod obrazowania śródoperacyjnego, takich jak obrazowanie hiperspektralne, w celu obiektywnej wizualizacji i różnicowania wad nerkowych.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Przewlekła choroba nerek (PChN) jest postępującym stanem, który dotyka znaczną część światowej populacji. Charakteryzuje się stopniową utratą funkcji hormonalnej i filtracyjnej nerek w miarę upływu czasu, co prowadzi do gromadzenia się produktów przemiany materii i płynów w organizmie oraz braku równowagi w układzie hormonalnym. Ostatnie dane sugerują, że od 9,1% do 13,4% światowej populacji (od 700 milionów do miliarda ludzi) ma CKD1. Częstość występowania PChN wzrasta wraz z wiekiem, dotykając około 34% osób w wieku 65 lat lub starszych w Stanach Zjednoczonych, w porównaniu do 12% u osób w wieku 45-64 lat i 6% u osób w wieku 18-44 lat2.

Dlatego PChN jest znaczącym czynnikiem przyczyniającym się do globalnego obciążenia chorobami i śmiertelnością. Wczesne wykrywanie i leczenie PChN mają kluczowe znaczenie dla spowolnienia jej postępu i zmniejszenia ryzyka powikłań, takich jak choroby układu krążenia, niedokrwistość, a ostatecznie schyłkowa niewydolność nerek, która wymaga dializ lub przeszczepu nerki w celu przeżycia3.

Interwencje terapeutyczne w końcowym stadium PChN przeszły niezwykłą ewolucję w ciągu ostatnich kilku dekad. Historycznie rzecz biorąc, leczenie schyłkowej PChN ograniczało się do leczenia podtrzymującego, a dializa pojawiła się jako metoda podtrzymująca życie w latach 60. Od tego czasu poczyniono znaczne postępy w technikach dializy, w tym opracowano bardziej biokompatybilne błony, poprawiono dostęp naczyniowy i wprowadzono dializę otrzewnową 4. Ponadto przeszczep nerki okazał się optymalnym sposobem leczenia schyłkowej PChN, oferując lepsze przeżycie i jakość życia w porównaniu z dializą5. Niedobór narządów od dawców pozostaje jednak poważnym wyzwaniem, które napędza badania nad nowymi strategiami, takimi jak ksenotransplantacja i metody medycyny regeneracyjnej. Co więcej, leczenie schyłkowych powikłań związanych z PChN, takich jak wtórna nadczynność przytarczyc, zostało ulepszone dzięki wprowadzeniu środków kalcymimetycznych, takich jak etelkalcetyd, które skutecznie modulują poziom parathormonu6.

Pomimo tych postępów, poszukiwanie bardziej skutecznych i ukierunkowanych terapii trwa, napędzane przez trwające badania nad mechanizmami molekularnymi leżącymi u podstaw końcowej progresji PChN i związanych z nią chorób współistniejących. W związku z tym PChN nadal stanowi poważny problem w opiece nad pacjentem, co powoduje ciągłą potrzebę szeroko zakrojonych badań nad procesami biomedycznymi i podejściami terapeutycznymi. Solidne modele biologiczne są niezbędne do ułatwienia takich badań. Biorąc pod uwagę wieloaspektowy charakter PChN, który obejmuje różne aspekty, od biologii komórkowej po międzynarządową sygnalizację endokrynną, anatomię funkcjonalną naczyń krwionośnych i reologię, idealny model musi posiadać poziom złożoności biologicznej, który może zapewnić tylko kompleksowy organizm modelowy. W związku z tym gryzonie stają się preferowanym modelem ze względu na ich zdolność do skutecznego obejmowania tych różnych wymiarów biologicznych.

Model pozostałości nerki po nefrektomii 5/6 służy jako powszechne narzędzie w badaniach nad PChN w eksperymentach na szczurach i myszach, ze względu na stabilną indukcję niewydolności nerek7,8,9,10,11,12,13,14. Model ten polega na usunięciu jednej całej nerki i 2/3 drugiej. Stworzenie resztki nerki można osiągnąć poprzez chirurgiczną resekcję biegunów nerkowych, zwaną modelem polektomii, lub poprzez podwiązanie górnych i dolnych segmentowych tętnic nerkowych, co skutkuje zawałem bieguna7,15,16,17,18,19,20.

Chociaż ten model nefrektomii 5/6 z polektomią jest sprawdzoną techniką, został on wprowadzony tylko jako przejrzysty i zrozumiały protokół z grzbietowo-bocznym dostępem zaotrzewnowym21. Dostęp ten może być korzystny w przypadku jednostronnego zabiegu z redukcją miąższu nerkowego tylko po jednej stronie lub w przypadku zabiegu dwuetapowego z odstępem czasowym wynoszącym kilka dni w celu zwiększenia przeżycia pooperacyjnego zwierzęcia22. Jednak zastosowanie laparotomii w linii środkowej ma wyraźne zalety w porównaniu z konwencjonalną boczną drogą dostępu zaotrzewnowego.

Stosując pojedyncze nacięcie w linii środkowej brzucha, chirurg uzyskuje niezakłócony dostęp do całej jamy brzusznej, ułatwiając tym samym wszechstronną eksplorację i manipulację narządami wewnątrz jamy brzusznej. To rozszerzone pole chirurgiczne nie tylko usprawnia procedurę nefrektomii, ale także umożliwia jednoczesne wykonywanie dodatkowych interwencji, które mogą być wymagane w przypadku określonych protokołów eksperymentalnych, na przykład zabiegów na moczowodach, takich jak podwiązanie, resekcja lub rekonstrukcja, które mogą być niezbędne do badania patofizjologii uropatii obturacyjnej. Co więcej, podejście to pozwala na jednoczesną resekcję lub manipulację innych narządów jamy brzusznej, takich jak wątroba, śledziona czy przewód pokarmowy, rozszerzając w ten sposób zakres badań eksperymentalnych nad interakcjami wielonarządowymi lub modelami chorób ogólnoustrojowych.

Ponadto, podejście do laparotomii w linii środkowej ułatwia budowę przewodu jelita krętego lub pęcherza moczowego, zabieg chirurgiczny, który polega na stworzeniu przekierowania moczu za pomocą segmentu jelita krętego, co jest szczególnie istotne w badaniach nad dysfunkcją pęcherza moczowego lub technikami urologii rekonstrukcyjnej. Ta wszechstronność w łączeniu nefrektomii z innymi interwencjami chirurgicznymi w tym samym polu operacyjnym nie tylko usprawnia protokoły eksperymentalne, ale także minimalizuje skumulowany uraz chirurgiczny i związane z nim ryzyko dla zwierząt. Dlatego w przypadku jednoetapowej obustronnej operacji nerki lub jednoczesnych dodatkowych zabiegów wewnątrzbrzusznych, preferowaną opcją powinien być dostęp brzuszny poprzez laparotomię w linii środkowej.

Obecnie nie ma żadnej publikacji ani protokołu opisującego tę strategię chirurgiczną. Dlatego w niniejszej pracy naszym celem jest przedstawienie szczegółowego przewodnika proceduralnego dotyczącego przeprowadzania resekcji nerki i chirurgicznej indukcji PChN za pomocą laparotomii w linii środkowej u szczurów, mającego zastosowanie zarówno w badaniach dotyczących przeżycia, jak i bez przeżycia. Ten eksperymentalny model tworzy regulowane środowisko sprzyjające badaniu złożonej dynamiki PChN, naśladując klinicznie istotne scenariusze. Protokół ten został specjalnie zaprojektowany, aby zilustrować technikę chirurgiczną. Interwencja została zatem przeprowadzona w warunkach niezapewniających przeżycia na jednorodnej grupie 10 samców szczurów. Ponieważ nie było żadnego istotnego powodu do porównania z interwencją wyjściową lub alternatywną, włączenie grupy kontrolnej nie było konieczne. Nefrektomia 5/6 wyraźnie odnosi się do zakresu chirurgicznej resekcji miąższu. Z pewnością przekłada się to na zmniejszenie funkcjonalne w sensie zmniejszenia współczynnika filtracji kłębuszkowej. Nie można jednak przewidzieć dokładnego stopnia funkcjonalnego, ale będzie on musiał być mierzony indywidualnie dla każdego zwierzęcia, na przykład za pomocą klirensu inuliny lub kwasu p-aminohippurowego23,24 w razie potrzeby.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszystkie procedury opisane w tym dokumencie zostały przeprowadzone w akredytowanych obiektach i uzyskały zgodę Komitetu ds. Opieki nad Zwierzętami i Użytkowania Zwierząt (IACUC) Rady Regionalnej Badenii-Wirtembergii w Karlsruhe, Niemcy (35-9185.81/G-62/23). Ze zwierzętami doświadczalnymi obchodzono się zgodnie z protokołami instytucjonalnymi i niemieckimi przepisami dotyczącymi dobrostanu zwierząt, a także zgodnie z wytycznymi określonymi przez Radę Wspólnoty Europejskiej (2010/63/UE) i wytycznymi ARRIVE. Samce szczurów Sprague Dawley o początkowej masie ciała 400 g wykorzystano po 1-tygodniowym okresie aklimatyzacji.

1. Znieczulenie i analgezja

  1. Narkotyzuj model szczura wybranymi farmaceutykami. Aby postępować zgodnie z tym protokołem, należy przeprowadzić lotną indukcję sedacji izofluranem, a następnie wstrzyknięcie dootrzewnowe ketaminy w stężeniu 100 mg/kg masy ciała w celu znieczulenia dysocjacyjnego i ksylazyny w stężeniu 4 mg/kg masy ciała. Osiągnąć analgezję za pomocą podskórnych wstrzyknięć w ilości 5 mg/kg masy ciała karprofen.
    UWAGA: Szczegółowy protokół można znaleźć w cytowanej literaturze25.
  2. Zapewnij odpowiednią głębokość przeciwbólową, szukając odruchów bólowych podczas testu szczypania palca u nogi za pomocą kleszczy chirurgicznych i regularnie oceniaj głębokość znieczulenia podczas zabiegu.
  3. Nałóż lubrykant okulistyczny na oczy, aby zapobiec wysuszeniu rogówki.

2. Przygotowanie procedury

  1. Przygotuj miejsce operacji ze wszystkimi wymaganymi materiałami i narzędziami, w tym ligaturami z polifilamentu, silikonowymi pętlami naczyń, zaciskami overholt, precyzyjnymi nożyczkami i kleszkami, a także plastrami hemostatycznymi pociętymi na kawałki o wymiarach 0,8 x 0,6 cm (Rysunek 1A-G). Przygotuj aparat do chirurgicznego naświetlania gryzoni, poduszkę grzewczą i haczyki do przygotowania chirurgicznego, jak określono w cytowanej literaturze25.
  2. Ogol długość pożądanego dostępu, zdezynfekuj miejsce operacyjne za pomocą trzech naprzemiennych peelingów z 70% etanolem i wacikami do szorowania na bazie jodu lub chlorheksydyny ruchami okrężnymi, a następnie osiągnij odpowiednie natlenienie poprzez wdychanie 100% tlenu za pomocą maski na twarz noworodka (Rysunek 1H-J). Przykryj resztę ciała na zewnątrz miejsca chirurgicznego zasłonami, aby uniknąć zanieczyszczenia.
    UWAGA: Reprezentatywne zwierzę, które zostało użyte do uzyskania obrazów postaci, nie zostało udrapowane, aby umożliwić lepszą wizualizację anatomicznych punktów orientacyjnych.
  3. Wykonaj mini-laparotomię środkową poprzez początkowe środkowe nacięcie skóry na pożądanej długości brzucha ~3 cm, a następnie nieco mniejsze nacięcie powięzi wzdłuż linii białej (Rysunek 1K-M).
  4. Osiągnij chirurgiczne odsłonięcie nerki za pomocą okładów chirurgicznych i haczyków do przygotowania chirurgicznego (Rysunek 1N-O). Miąższ nerki należy dotykać wyłącznie atraumatycznymi narzędziami przygotowawczymi, takimi jak zwilżony wacik lub zwilżony kompres za pomocą kleszczy lub zacisków overholt.

figure-protocol-1
Rysunek 1: Instrumenty eksperymentalne, materiały i ustawienia. (A) Wymagane narzędzia chirurgiczne; B) ligatura z polifilamentu; (C) silikonowa pętla naczynia; (D) nożyczki do precyzyjnego przygotowania. (E-G) Plaster hemostatyczny pokrojony na kawałki o wymiarach 0,8 x 0,6 cm. (H-J) Model szczura ogolony i dotleniony z maską na twarz. Reprezentatywne zwierzę, które zostało użyte do uzyskania obrazów postaci, nie zostało udrapowane, aby umożliwić lepszą anatomiczną wizualizację punktów orientacyjnych. (K,L) Środkowe nacięcie skóry na pożądanej długości brzucha ~3 cm. (M) Mediana mini-laparotomii; (N) odsłonięcie lewej nerki za pomocą kompresu chirurgicznego, haczyków do przygotowania chirurgicznego i metalowego stojaka; (O) analogiczne odsłonięcie prawej nerki i resekcja powięzi Gerota. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

3. Częściowa nefrektomia

  1. Odsłoń odpowiednią nerkę, chwyć tłuszcz okołonerkowy, który jest przyczepiony do cienkiej powięzi Geroty, i zastosuj pewne napięcie, aby miejscowo podnieść powięź z miąższu nerki (Rysunek 2A,B.2).
  2. Naciąć i podważyć powięź ostrym końcem jednej krawędzi nożyc i kontynuować podłużne rozcięcie powięzi Geroty (Rysunek 2B).
  3. Wykonaj usuwanie powięzi Geroty za pomocą zamkniętych nożyczek, stopniowo podważając powięź wokół miąższu i składając torebkę powięziową przyśrodkowo - opcjonalnie częściowo ją wycinając (Rysunek 2C).
  4. Zawiesić wnękę nerki za pomocą silikonowej pętli naczynia dla lepszej kontroli naczyniowej (Ryc. 2D).
  5. Umieść końcówkę kleszczyków w przestrzeni zaotrzewnowej, aby ustabilizować nerkę, aby uniknąć ucieczki nerki grzbietowej podczas procesu cięcia i wykonaj ostrą czaszkę 1/3 polektomii nerkowej jednym precyzyjnym ukierunkowanym pociągnięciem nożyczek (Rysunek 2E).
    UWAGA: Linia preparacji powinna być wybrana w drodze oceny klinicznej tak, aby oddzielała narząd w 1/3 wysokości narządu czaszkowo i doogonowo.
  6. Osiągnij hemostazę, nakładając plaster hemostatyczny, uciskając ręcznie, uciskając za pomocą narzędzi lub napinając wnękę za pomocą silikonowej pętli naczynia, skutecznie zmniejszając przepływ krwi w wnęce (Rysunek 2F-J).
    UWAGA: Hemostazę regularnie osiągano poprzez jednoczesne pociągnięcie pętli naczyniowej i nałożenie plastra hemostatycznego na 2,5-3 min.
  7. Następnie wykonaj doogonową ostro 1/3 polektomii nerki w analogiczny sposób (Ryc. 2K-N). W przypadku obu pociągnięć nożycowych należy dążyć do lekko kątowanej płaszczyzny rozwarstwienia, która pozostawi więcej miąższu nerki po stronie wnęki i mniej tkanki po stronie bocznej, aby uniknąć niezamierzonego uszkodzenia wnęki i zmniejszyć wyciek moczu z układu miedniczno-kalicznego (Rysunek 2O). Jeśli pożądana jest wyższa standaryzacja precyzyjnej resekcji miąższu 5/6, należy zważyć resekat całkowitej nefrektomii po stronie przeciwległej, opisaną poniżej, zważyć resekty częściowej nefrektomii 2/3 i powtórzyć sekcję w technice "krojenia salami", aż do uzyskania dokładnie 2/3 masy.

figure-protocol-2
Rysunek 2: Częściowa nefrektomia. (A) Chirurgiczne odsłonięcie jednej nerki. (B) Podłużne nacięcie powięzi Geroty za pomocą ostrych nożyczek. (C) odgłuszenie powięzi Geroty za pomocą zamkniętych nożyczek. (D) Zawiesie wnęki nerki za pomocą silikonowej pętli naczynia. (E) Ostra czaszka 1/3 polektomia przy użyciu nożyczek i kleszczy jako wskazówek. (F) Osiągnięcie hemostazy poprzez nałożenie plastra hemostatycznego; (G) osiągnięcie hemostazy poprzez ręczne wyciskanie; (H-J) osiągnięcie hemostazy poprzez ucisk za pomocą narzędzi i napięcie wnęki przez silikonową pętlę naczynia. (K-N) Ogonowa ostra 1/3 polektomia w analogii. (O) Schematyczne przedstawienie zalecanych płaszczyzn rozwarstwienia w celu uniknięcia niezamierzonych obrażeń wnęki (czarne linie). Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

4. Nefrektomia całkowita

  1. Zmobilizuj nerkę analogicznie do kroków opisanych powyżej i tuneluj wnękę nerki za pomocą zacisków overholt (Rysunek 3A,B).
  2. Zawiesić wnękę nerki za pomocą ligatury polifilamentowej i umieścić bezpieczny węzeł ślizgowy na wnęce nerki bliżej naczyń brzusznych, aby zatkać przepływ krwi przez nerki i moczowód (Rysunek 3C,D).
  3. Ostro rozetnij wnękę nożyczkami i usuń nerkę (Rysunek 3E,F).
  4. Kontrola hemostazy i odcięcie końców ligatury (Rysunek 3G-J).

figure-protocol-3
Rysunek 3: Nefrektomia całkowita. (A) Chirurgiczne odsłonięcie przeciwległej nerki; (B) analogiczne usunięcie powięzi Geroty i tunelowanie wnęki nerki za pomocą zacisków overholt; (C) zawiesie wnęki za pomocą ligatury polifilamentowej. (D) Umieszczenie przesuwnej ligatury węzłowej na wnęce nerki; (E,F) ostre rozwarstwienie wnęki za pomocą nożyczek i usunięcie nerki; (G-I) kontrola hemostazy i przecięcie końców ligatury. (J) Schematyczne przedstawienie zalecanej wysokości ligatury (linia przerywana) i płaszczyzny rozwarstwienia (linia). Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

5. Zamknięcie ściany brzucha

  1. Umieść szew narożny na powięzi brzusznej za pomocą szwu z polifilamentu (Rysunek 4A-D).
  2. Kontynuuj zszywanie powięzi brzusznej za pomocą szwu biegowego z ~2 mm tkanki chwytanej przy każdym ugryzieniu i około 4 mm między ugryzieniami (Rysunek 4E-I).
  3. Zszyj warstwę skórną za pomocą pojedynczych szwów z ~3 mm tkanki chwytanej przy każdym ugryzieniu i ~6 mm między ugryzieniami (Rysunek 4J-Q).

figure-protocol-4
Rysunek 4: Zamknięcie ściany brzucha. (A-D) Założenie szwu narożnego na powięź brzuszną za pomocą szwu polifilamentowego. (E-I) Szew biegowy powięzi brzusznej; (J-Q) zszywanie warstwy skórnej za pomocą pojedynczych szwów. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

6. Dalsze kroki

  1. W zależności od pożądanego scenariusza, celu badawczego i pożądanego stopnia niewydolności nerek należy rozważyć odchylenia od tego protokołu, w tym zmianę ilości wyciętego miąższu nerki, na przykład jednostronną nefrektomię całkowitą (nefrektomia 3/6), obustronną nefrektomię całkowitą (nefrektomia 6/6), monopolektomia jednostronna (nefrektomia 1/6), monopolektomia obustronna (nefrektomia 2/6), jednostronna bipolektomia (nefrektomia 2/6) i obustronną bipolektomię (nefrektomia 4/6).
  2. Ogólnie rzecz biorąc, albo poddać zwierzęta eutanazji przez ostrą kardiektomię bez uprzedniego zamknięcia ściany brzucha w przypadku zastosowań niezwiązanych z przeżyciem, albo przeprowadzić stopniowe zamykanie brzucha, jak opisano powyżej, w przypadku planowanych eksperymentów dotyczących przeżycia z obserwacjami.
  3. W przypadku zastosowań survivalowych należy utrzymywać sterylne warunki przez cały czas trwania operacji. Przed zabiegiem należy aseptycznie przygotować skórę w miejscu operacji, używając zarówno peelingu (na bazie jodu lub chlorheksydyny), jak i alkoholu. Dla każdego zwierzęcia należy użyć świeżego, autoklawowanego zestawu narzędzi.
  4. Po operacji należy monitorować zwierzę, aż będzie wystarczająco przytomne, aby utrzymać leżący mostek i izolować je do czasu pełnego wyzdrowienia.
  5. Jako leczenie pooperacyjne zwierzęcia należy obejmować codzienne wizyty personelu medycznego, a także pooperacyjne leczenie bólu za pomocą podskórnych wstrzyknięć 5 mg/kg masy ciała karprofenu 2x dziennie przez 2 dni.
  6. Korzystaj z arkuszy wyników z jasno określonymi kryteriami zakończenia na czas do pełnej rekonwalescencji pooperacyjnej. Użyj Rat Grimace Scale26 lub Body Condition Score27 z cytowanej literatury. Zakończ eksperyment, jeśli wynik grymasu ≥ 6 lub wynik kondycji ciała = 1 po zastosowaniu karprofenu. Dodatkowo zakończyć w przypadku powikłania chirurgicznego, takiego jak zakażenie rany pooperacyjnej lub niewydolność zamykania ścian brzucha.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ten protokół został przeprowadzony na 10 samcach szczurów (średnia waga 398 ± 35 g) w warunkach bez przeżycia, a zabieg został przeprowadzony przez rezydenta chirurgicznego trzeciego roku. Wskaźnik sukcesu określony jako przeżycie powyżej 20 minut po zamknięciu ściany brzucha wynosił 100%. Średni czas trwania preparatu od nacięcia skóry do jej zamknięcia wynosił 18 min 34 s ± 7 min 31 s.

Niestety, ze względu na nieprzeżywalność tego manuskryptu, nie ma danych na temat pooperacyjnej funkcji ner...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

PChN definiuje się jako uszkodzenie nerek lub upośledzoną czynność nerek przez co najmniej 3 miesiące, niezależnie od przyczyny28,29. Uszkodzenie nerek obejmuje anomalie patologiczne w nerce natywnej lub przeszczepionej, zidentyfikowane za pomocą obrazowania, biopsji lub wydedukowane na podstawie markerów klinicznych, takich jak zwiększona albuminuria (stosunek albuminy do kreatyniny > 30 mg/g lub 3,4 mg/mmol) lub zmiany w osadzie moczu. Zmniejszona czynność nere...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają do zadeklarowania konfliktu interesów.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Nie było specjalnego finansowania dla tego projektu. Autorzy dziękują, że usługa przechowywania danych SDS@hd wspierana przez Ministerstwo Nauki, Badań Naukowych i Sztuki Badenii-Wirtembergii (MWK) oraz Niemiecką Fundację Badawczą (DFG) poprzez dotacje INST 35/1314-1 FUGG i INST 35/1503-1 FUGG. Ponadto autorzy wyrażają wdzięczność za wsparcie ze strony NCT (Narodowe Centrum Chorób Nowotworowych w Heidelbergu, Niemcy) poprzez ustrukturyzowany program podoktorski i program Chirurgii Onkologicznej. Wyrażamy również uznanie dla wsparcia ze środków państwowych zatwierdzonego przez Sejm Kraju Związkowego Badenii-Wirtembergii dla Innovation Campus Health + Life Science Alliance Heidelberg Mannheim w ramach ustrukturyzowanego programu postdoc dla Alexandra Studiera-Fischera: Sztuczna inteligencja w zdrowiu (AIH) - współpraca DKFZ, EMBL, Uniwersytet w Heidelbergu, Szpital Uniwersytecki w Heidelbergu, Szpital Uniwersytecki w Mannheim, Centralny Instytut Zdrowia Psychicznego, oraz Instytut Badań Medycznych im. Maxa Plancka. Ponadto dziękujemy za wsparcie ze strony DKFZ Hector Cancer Institute przy Uniwersyteckim Centrum Medycznym w Mannheim. Honorarium za publikację potwierdzamy wsparcie finansowe Deutsche Forschungsgemeinschaft w ramach programu finansowania "Open Access Publikationskosten" oraz Uniwersytetu w Heidelbergu.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
kleszcze atraumatyczne do przygotowaniaAesculapFB395RDE BAKEY ATRAUMATA kleszcze atraumatyczne, proste
zaciski overholtAesculapBJ012RBABY-MIXTER zacisk preparująco-ligaturowy, wygięty, kaniula 180 mm
BD (Beckton, Dickinson)301300BD Microlance 3 kaniula 20 G
pręty mocującelegefirm‎ 500343896kamertony używane jako metalowe pręty mocujące w kształcie litery Y poduszka
grzewczaRoyal GardineerIP67Poduszka grzewcza Royal Gardineer Rozmiar S, 20
Watt plastikowa rurka perfuzorowaM. Schilling GmbHS702NC150rurka łącząca COEX 150 cm
polifilamentowyCovidienCL-769Covidien Polysorb Pleciony szew wchłanialny 2-0
Nożyczkido przygotowania 75 cmNożyczki do preparatu AesculapBC177RJAMESON, wygięte, model drobny,/, 150 mm (6")
uszczelniające łatka hemostatuBaxter1506257Hemopatch Uszczelnienie Hemopatch Baxter 45 x 90 mm
silikonowa opaska pętelkowa do naczyńSERAG WIESSNERSL26opaska pętelkowa do naczyń 2,5 mm czerwona
Spraque Dawley szczurJanvier LabsRN-SD-MSpraque Dawley
szczur stalowy płytaMaschinenbau Feld GmbHC010206Blacha ocynkowana, 40 x 50 cm, grubość 4,0 mm
Klips YasargilAesculapFE795KYASARGIL System klipsów do tętniaka
Phynox Tymczasowy (standardowy) klips
Aplikator YasargilAesculapFE558KYASARGIL Aplikator do tętniaków z klipsem
Phynox (Standard)
szew silikonowa

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Kovesdy, C. P. Epidemiology of chronic kidney disease: An update 2022. Kidney Int Suppl (2011). 12 (1), 7-11 (2022).
  2. Sundström, J., et al. Prevalence, outcomes, and cost of chronic kidney disease in a contemporary population of 2·4 million patients from 11 countries: The careme ckd study. Lancet Reg Health Eur. 20, 100438(2022).
  3. Webster, A. C., Nagler, E. V., Morton, R. L., Masson, P. Chronic kidney disease. Lancet. 389 (10075), 1238-1252 (2017).
  4. Fassett, R. G. Current and emerging treatment options for the elderly patient with chronic kidney disease. Clin Interv Aging. 9, 191-199 (2014).
  5. Tarun, T., et al. Updates on new therapies for patients with ckd. Kidney Int Rep. 9 (1), 16-28 (2024).
  6. Dudar, I., Shifris, I., Dudar, S., Kulish, V. Current therapeutic options for the treatment of secondary hyperparathyroidism in end-stage renal disease patients treated with hemodialysis: A 12-month comparative study. Pol Merkur Lekarski. 50 (299), 294-298 (2022).
  7. Adam, R. J., Williams, A. C., Kriegel, A. J. Comparison of the surgical resection and infarct 5/6 nephrectomy rat models of chronic kidney disease. Am J Physiol Renal Physiol. 322 (6), F639-F654 (2022).
  8. Huang, Y., et al. The impact of senescence on muscle wasting in chronic kidney disease. J Cachexia Sarcopenia Muscle. 14 (1), 126-141 (2023).
  9. Makhloufi, C., et al. Assessment of thrombotic and bleeding tendency in two mouse models of chronic kidney disease: Adenine-diet and 5/6th nephrectomy. TH Open. 4 (2), e66-e76 (2020).
  10. Liu, J., Lilly, M. N., Shapiro, J. I. Targeting na/k-atpase signaling: A new approach to control oxidative stress. Curr Pharm Des. 24 (3), 359-364 (2018).
  11. Laget, J., et al. Cafeteria diet-induced obesity worsens experimental CKD. Nutrients. 15 (15), 3331(2023).
  12. Gritter, M., et al. Chronic kidney disease increases the susceptibility to negative effects of low and high potassium intake. Nephrol Dial Transplant. 39 (5), 795-807 (2024).
  13. Bovée, D. M., et al. Dietary salt modifies the blood pressure response to renin-angiotensin inhibition in experimental chronic kidney disease. Am J Physiol Renal Physiol. 320 (4), F654-F668 (2021).
  14. Vettoretti, S., et al. Renal endothelial function is associated with the anti-proteinuric effect of ace inhibition in 5/6 nephrectomized rats. Am J Physiol Renal Physiol. 310 (10), F1047-F1053 (2016).
  15. Zhang, Y., Kompa, A. R. A practical guide to subtotal nephrectomy in the rat with subsequent methodology for assessing renal and cardiac function. Nephrology (Carlton). 19 (9), 552-561 (2014).
  16. Ibrahim, H. N., Hostetter, T. H. The renin-aldosterone axis in two models of reduced renal mass in the rat. J Am Soc Nephrol. 9 (1), 72-76 (1998).
  17. Griffin, K. A., Picken, M., Bidani, A. K. Method of renal mass reduction is a critical modulator of subsequent hypertension and glomerular injury. J Am Soc Nephrol. 4 (12), 2023-2031 (1994).
  18. Garber, S. L., et al. Effect of relaxin in two models of renal mass reduction. Am J Nephrol. 23 (1), 8-12 (2003).
  19. Griffin, K. A., Picken, M. M., Churchill, M., Churchill, P., Bidani, A. K. Functional and structural correlates of glomerulosclerosis after renal mass reduction in the rat. J Am Soc Nephrol. 11 (3), 497-506 (2000).
  20. Vavrinec, P., et al. Vascular smooth muscle function of renal glomerular and interlobar arteries predicts renal damage in rats. Am J Physiol Renal Physiol. 303 (8), F1187-F1195 (2012).
  21. Van Koppen, A., Verhaar, M. C., Bongartz, L. G., Joles, J. A. 5/6th nephrectomy in combination with high salt diet and nitric oxide synthase inhibition to induce chronic kidney disease in the lewis rat. J Vis Exp. (77), e50398(2013).
  22. Wang, X., et al. A mouse 5/6th nephrectomy model that induces experimental uremic cardiomyopathy. J Vis Exp. (129), e55825(2017).
  23. Harvey, A. M., Malvin, R. L. Comparison of creatinine and inulin clearances in male and female rats. Am J Physiol. 209 (4), 849-852 (1965).
  24. Gloff, C. A., Benet, L. Z. Differential effects of the degree of renal damage on p-aminohippuric acid and inulin clearances in rats. J Pharmacokinet Biopharm. 17 (2), 169-177 (1989).
  25. Studier-Fischer, A., et al. Endotracheal intubation via tracheotomy and subsequent thoracotomy in rats for non-survival applications. J Vis Exp. (205), e66684(2024).
  26. Sotocinal, S. G., et al. The rat grimace scale: A partially automated method for quantifying pain in the laboratory rat via facial expressions. Mol Pain. 7, 55(2011).
  27. Hickman, D. L., Swan, M. Use of a body condition score technique to assess health status in a rat model of polycystic kidney disease. J Am Assoc Lab Anim Sci. 49 (2), 155-159 (2010).
  28. Levey, A. S., et al. Definition and classification of chronic kidney disease: A position statement from kidney disease: Improving global outcomes (kdigo). Kidney Int. 67 (6), 2089-2100 (2005).
  29. Wilson, S., Mone, P., Jankauskas, S. S., Gambardella, J., Santulli, G. Chronic kidney disease: Definition, updated epidemiology, staging, and mechanisms of increased cardiovascular risk. J Clin Hypertens (Greenwich). 23 (4), 831-834 (2021).
  30. Dobaria, V., et al. Clinical and financial impact of chronic kidney disease in emergency general surgery operations. Surg Open Sci. 10, 19-24 (2022).
  31. Copur, S., et al. Novel strategies in nephrology: What to expect from the future. Clin Kidney J. 16 (2), 230-244 (2022).
  32. Pradhan, N., Dobre, M. Emerging preventive strategies in chronic kidney disease: Recent evidence and gaps in knowledge. Curr Atheroscler Rep. 25 (12), 1047-1058 (2023).
  33. Dietrich, M., et al. Hyperspectral imaging for perioperative monitoring of microcirculatory tissue oxygenation and tissue water content in pancreatic surgery - an observational clinical pilot study. Perioper Med (Lond). 10 (1), 42(2021).
  34. Stone, L. Kidney xenotransplantation. Nat Rev Urol. 20 (11), 641-641 (2023).
  35. Xu, H., He, X. Developments in kidney xenotransplantation. Front Immunol. 14, 1242478(2023).
  36. Dos Santos, R. M. N. Kidney xenotransplantation: Are we ready for prime time. Curr Urol Rep. 24 (6), 287-297 (2023).
  37. Nasci, V. L., et al. Mir-21-5p regulates mitochondrial respiration and lipid content in h9c2 cells. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 316 (3), H710-H721 (2019).
  38. Nickel, F., et al. Optimization of anastomotic technique and gastric conduit perfusion with hyperspectral imaging and machine learning in an experimental model for minimally invasive esophagectomy. Eur J Surg Oncol. S0748-7983 (23), 00444-00454 (2023).
  39. Seidlitz, S., et al. Robust deep learning-based semantic organ segmentation in hyperspectral images. Med Image Anal. 80, 102488(2022).
  40. Studier-Fischer, A., et al. Icg-augmented hyperspectral imaging for visualization of intestinal perfusion compared to conventional icg fluorescence imaging: An experimental study. Int J Surg. 109 (12), 3883-3895 (2023).
  41. Studier-Fischer, A., et al. Heiporspectral - the heidelberg porcine hyperspectral imaging dataset of 20 physiological organs. Sci Data. 10 (1), 414(2023).
  42. Studier-Fischer, A., et al. Spectral organ fingerprints for machine learning-based intraoperative tissue classification with hyperspectral imaging in a porcine model. Sci Rep. 12 (1), 11028(2022).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Subtotalna nefrektomiamodel niewydolno ci nerekprzewlek a choroba nerekoperacja nerki szczuraresekcja mi szu nerkowegoplaster hemostatycznydyssekcja powi zi Gerotyocena perfuzji nerek

Powiązane artykuły