Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

5/6 Nefrektomia przy użyciu ostrej bipolektomii przez laparotomię w linii środkowej u szczurów

2.4K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/67322

⸱

4 kwietnia 2025

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of General, Visceral and Transplantation Surgery, Heidelberg University Hospital, 2Department of Urology and Urosurgery, University Medical Center Mannheim, Medical Faculty of the University of Heidelberg, 3Division of Intelligent Systems and Robotics in Urology (ISRU), German Cancer Research Center (DKFZ) Heidelberg, 4DKFZ Hector Cancer Institute at the University Medical Center Mannheim, 5Department of Urology, University Hospital Leipzig

W tym artykule

Podsumowanie

Ten manuskrypt wprowadza ustandaryzowany protokół dla nefrektomii 5/6 poprzez ostrą bipolektomię poprzez laparotomię w linii środkowej na modelu szczurzym, mający na celu wywołanie stanu niewydolności nerek poprzez redukcję miąższu nerki z dużą precyzją metodyczną i niskim ryzykiem błędu technicznego.

Streszczenie

Przewlekła choroba nerek (PChN) dotyka ponad 10% światowej populacji, licząc ponad 800 milionów osób na całym świecie. Postępy w leczeniu PChN wywarły znaczący wpływ na wyniki leczenia pacjentów. Podczas gdy w przeszłości PChN była często uważana za wyrok śmierci, a wielu pacjentów ulega powikłaniom schyłkowej niewydolności nerek, obecnie coraz częściej leczy się ją jako chorobę przewlekłą dzięki dostępności dializ i przeszczepów nerek, a także nowym osiągnięciom farmaceutycznym, takim jak inhibitory SGLT2 lub niesteroidowi antagoniści receptora mineralokortykoidowego.

Jednak wciąż rośnie zapotrzebowanie na dalsze badania nad procesami patofizjologicznymi i potencjalnymi interwencjami terapeutycznymi. Wiarygodne modele biologiczne odgrywają kluczową rolę w ułatwianiu tych badań. Biorąc pod uwagę wieloaspektowy charakter choroby nerek, która obejmuje nie tylko biologię komórki, ale także mikroanatomię naczyń krwionośnych i sygnalizację hormonalną, odpowiedni model musi posiadać poziom złożoności biologicznej, który może zaoferować tylko model zwierzęcy, co sprawia, że gryzonie są oczywistym wyborem.

Ten rękopis dostarcza zatem skomplikowanego, systematycznego protokołu chirurgicznego zmniejszania miąższu nerki poprzez laparotomię w linii środkowej oraz łączoną całkowitą i częściową nefrektomię u szczurów w celu przeżycia jak i nieprzeżycia. Podkreśla kluczową rolę precyzyjnych technik chirurgicznych w zapewnianiu spójnych i wiarygodnych wyników. Najlepszymi przykładami potencjalnych zastosowań tego modelu są badania biomolekularne i farmaceutyczne, a także rozwój innowacyjnych metod obrazowania śródoperacyjnego, takich jak obrazowanie hiperspektralne, w celu obiektywnej wizualizacji i różnicowania wad nerkowych.

Wprowadzenie

Przewlekła choroba nerek (PChN) jest postępującym stanem, który dotyka znaczną część światowej populacji. Charakteryzuje się stopniową utratą funkcji hormonalnej i filtracyjnej nerek w miarę upływu czasu, co prowadzi do gromadzenia się produktów przemiany materii i płynów w organizmie oraz braku równowagi w układzie hormonalnym. Ostatnie dane sugerują, że od 9,1% do 13,4% światowej populacji (od 700 milionów do miliarda ludzi) ma CKD1. Częstość występowania PChN wzrasta wraz z wiekiem, dotykając około 34% osób w wieku 65 lat lub starszych w Stanach Zjednoczonych, w porównaniu do 12% u osób w wieku 45-64 lat i 6% u osób w wieku 18-44 lat2.

Dlatego PChN jest znaczącym czynnikiem przyczyniającym się do globalnego obciążenia chorobami i śmiertelnością. Wczesne wykrywanie i leczenie PChN mają kluczowe znaczenie dla spowolnienia jej postępu i zmniejszenia ryzyka powikłań, takich jak choroby układu krążenia, niedokrwistość, a ostatecznie schyłkowa niewydolność nerek, która wymaga dializ lub przeszczepu nerki w celu przeżycia3.

Interwencje terapeutyczne w końcowym stadium PChN przeszły niezwykłą ewolucję w ciągu ostatnich kilku dekad. Historycznie rzecz biorąc, leczenie schyłkowej PChN ograniczało się do leczenia podtrzymującego, a dializa pojawiła się jako metoda podtrzymująca życie w latach 60. Od tego czasu poczyniono znaczne postępy w technikach dializy, w tym opracowano bardziej biokompatybilne błony, poprawiono dostęp naczyniowy i wprowadzono dializę otrzewnową 4. Ponadto przeszczep nerki okazał się optymalnym sposobem leczenia schyłkowej PChN, oferując lepsze przeżycie i jakość życia w porównaniu z dializą5. Niedobór narządów od dawców pozostaje jednak poważnym wyzwaniem, które napędza badania nad nowymi strategiami, takimi jak ksenotransplantacja i metody medycyny regeneracyjnej. Co więcej, leczenie schyłkowych powikłań związanych z PChN, takich jak wtórna nadczynność przytarczyc, zostało ulepszone dzięki wprowadzeniu środków kalcymimetycznych, takich jak etelkalcetyd, które skutecznie modulują poziom parathormonu6.

Pomimo tych postępów, poszukiwanie bardziej skutecznych i ukierunkowanych terapii trwa, napędzane przez trwające badania nad mechanizmami molekularnymi leżącymi u podstaw końcowej progresji PChN i związanych z nią chorób współistniejących. W związku z tym PChN nadal stanowi poważny problem w opiece nad pacjentem, co powoduje ciągłą potrzebę szeroko zakrojonych badań nad procesami biomedycznymi i podejściami terapeutycznymi. Solidne modele biologiczne są niezbędne do ułatwienia takich badań. Biorąc pod uwagę wieloaspektowy charakter PChN, który obejmuje różne aspekty, od biologii komórkowej po międzynarządową sygnalizację endokrynną, anatomię funkcjonalną naczyń krwionośnych i reologię, idealny model musi posiadać poziom złożoności biologicznej, który może zapewnić tylko kompleksowy organizm modelowy. W związku z tym gryzonie stają się preferowanym modelem ze względu na ich zdolność do skutecznego obejmowania tych różnych wymiarów biologicznych.

Model pozostałości nerki po nefrektomii 5/6 służy jako powszechne narzędzie w badaniach nad PChN w eksperymentach na szczurach i myszach, ze względu na stabilną indukcję niewydolności nerek7,8,9,10,11,12,13,14. Model ten polega na usunięciu jednej całej nerki i 2/3 drugiej. Stworzenie resztki nerki można osiągnąć poprzez chirurgiczną resekcję biegunów nerkowych, zwaną modelem polektomii, lub poprzez podwiązanie górnych i dolnych segmentowych tętnic nerkowych, co skutkuje zawałem bieguna7,15,16,17,18,19,20.

Chociaż ten model nefrektomii 5/6 z polektomią jest sprawdzoną techniką, został on wprowadzony tylko jako przejrzysty i zrozumiały protokół z grzbietowo-bocznym dostępem zaotrzewnowym21. Dostęp ten może być korzystny w przypadku jednostronnego zabiegu z redukcją miąższu nerkowego tylko po jednej stronie lub w przypadku zabiegu dwuetapowego z odstępem czasowym wynoszącym kilka dni w celu zwiększenia przeżycia pooperacyjnego zwierzęcia22. Jednak zastosowanie laparotomii w linii środkowej ma wyraźne zalety w porównaniu z konwencjonalną boczną drogą dostępu zaotrzewnowego.

Stosując pojedyncze nacięcie w linii środkowej brzucha, chirurg uzyskuje niezakłócony dostęp do całej jamy brzusznej, ułatwiając tym samym wszechstronną eksplorację i manipulację narządami wewnątrz jamy brzusznej. To rozszerzone pole chirurgiczne nie tylko usprawnia procedurę nefrektomii, ale także umożliwia jednoczesne wykonywanie dodatkowych interwencji, które mogą być wymagane w przypadku określonych protokołów eksperymentalnych, na przykład zabiegów na moczowodach, takich jak podwiązanie, resekcja lub rekonstrukcja, które mogą być niezbędne do badania patofizjologii uropatii obturacyjnej. Co więcej, podejście to pozwala na jednoczesną resekcję lub manipulację innych narządów jamy brzusznej, takich jak wątroba, śledziona czy przewód pokarmowy, rozszerzając w ten sposób zakres badań eksperymentalnych nad interakcjami wielonarządowymi lub modelami chorób ogólnoustrojowych.

Ponadto, podejście do laparotomii w linii środkowej ułatwia budowę przewodu jelita krętego lub pęcherza moczowego, zabieg chirurgiczny, który polega na stworzeniu przekierowania moczu za pomocą segmentu jelita krętego, co jest szczególnie istotne w badaniach nad dysfunkcją pęcherza moczowego lub technikami urologii rekonstrukcyjnej. Ta wszechstronność w łączeniu nefrektomii z innymi interwencjami chirurgicznymi w tym samym polu operacyjnym nie tylko usprawnia protokoły eksperymentalne, ale także minimalizuje skumulowany uraz chirurgiczny i związane z nim ryzyko dla zwierząt. Dlatego w przypadku jednoetapowej obustronnej operacji nerki lub jednoczesnych dodatkowych zabiegów wewnątrzbrzusznych, preferowaną opcją powinien być dostęp brzuszny poprzez laparotomię w linii środkowej.

Obecnie nie ma żadnej publikacji ani protokołu opisującego tę strategię chirurgiczną. Dlatego w niniejszej pracy naszym celem jest przedstawienie szczegółowego przewodnika proceduralnego dotyczącego przeprowadzania resekcji nerki i chirurgicznej indukcji PChN za pomocą laparotomii w linii środkowej u szczurów, mającego zastosowanie zarówno w badaniach dotyczących przeżycia, jak i bez przeżycia. Ten eksperymentalny model tworzy regulowane środowisko sprzyjające badaniu złożonej dynamiki PChN, naśladując klinicznie istotne scenariusze. Protokół ten został specjalnie zaprojektowany, aby zilustrować technikę chirurgiczną. Interwencja została zatem przeprowadzona w warunkach niezapewniających przeżycia na jednorodnej grupie 10 samców szczurów. Ponieważ nie było żadnego istotnego powodu do porównania z interwencją wyjściową lub alternatywną, włączenie grupy kontrolnej nie było konieczne. Nefrektomia 5/6 wyraźnie odnosi się do zakresu chirurgicznej resekcji miąższu. Z pewnością przekłada się to na zmniejszenie funkcjonalne w sensie zmniejszenia współczynnika filtracji kłębuszkowej. Nie można jednak przewidzieć dokładnego stopnia funkcjonalnego, ale będzie on musiał być mierzony indywidualnie dla każdego zwierzęcia, na przykład za pomocą klirensu inuliny lub kwasu p-aminohippurowego23,24 w razie potrzeby.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie procedury z udziałem zwierząt opisane w niniejszym dokumencie zostały przeprowadzone w akredytowanych placówkach i uzyskały zatwierdzenie instytucjonalnego komitetu ds. opieki i wykorzystania zwierząt (IACUC) Rady Regionalnej Badenii-Wirtembergii w Karlsruhe w Niemczech (35-9185.81/G-62/23). Zwierzęta doświadczalne były traktowane zgodnie z protokołami instytucjonalnymi i w zgodności z niemieckim ustawodawstwem dotyczącym dobrostanu zwierząt, a także zgodnie z wytycznymi Rady Wspólnot Europejskich (2010/63/EU) oraz wytycznymi ARRIVE. Wykorzystano samce szczurów rasy Sprague Dawley o początkowej masie 400 g po 1-tygodniowym okresie aklimatyzacji.

1. Znieczulenie i analgezja

  1. Z narkozuj model szczura, stosując wybrany preparat farmaceutyczny. Aby postępować zgodnie z niniejszym protokołem, przeprowadź indukcję sedacji za pomocą izofluranu, a następnie wykonaj doodbrzuszną iniekcję ketaminy w dawce 100 mg/kg masy ciała w celu uzyskania anestezji dysocjacyjnej oraz ksylazyny w dawce 4 mg/kg masy ciała. Analgezję zapewnij poprzez podskórne iniekcje karprofenu w dawce 5 mg/kg masy ciała.
    UWAGA: Szczegółowy protokół znajduje się w cyteliteraturze25.
  2. Upewnij się, że głębokość analgezji jest odpowiednia, sprawdzając odruchy bólowe podczas testu ucisku palca kleszczykami chirurgicznymi, a w trakcie procedury regularnie oceniaj głębokość znieczulenia.
  3. Nanieś do oczu smar oftalmiczny, aby zapobiec wysychaniu rogówki.

2. Przygotowanie procedury

  1. Przygotować pole operacyjne wraz ze wszystkimi niezbędnymi materiałami i instrumentami, w tym wielonitkowymi szwami, silikonowymi pętlami naczyniowymi, tępymi kleszczykami Overholta, nożyczkami i pęsetami do precyzyjnej preparacji, a także plastrami hemostatycznymi dociętymi do rozmiaru 0,8 x 0,6 cm (Rycina 1A-G). Przygotować aparat do chirurgicznego odsłonięcia tkanek u gryzoni, podgrzewacz oraz haki chirurgiczne zgodnie z opisem w cytowanej literaturze25.
  2. Ogolić obszar planowanego dostępu, zdezynfekować miejsce operacyjne, wykonując trzy naprzemienne przemycia 70% etanolem oraz gazikami nasączonymi jodyną lub chlorheksydyną w ruchach okrężnych, a następnie zapewnić prawidłowe utlenowanie poprzez podanie 100% tlenu przez maskę noworodkową (Rycina 1H-J). Pozostałą część ciała poza polem operacyjnym przykryć sterylnymi chusteczkami, aby uniknąć zanieczyszczeń.
    UWAGA: Zwierzę reprezentacyjne, wykorzystane do wykonania zdjęć, nie zostało przykryte chusteczkami, aby umożliwić lepszą wizualizację punktów anatomicznych.
  3. Wykonać medianową mini-laparotomię, rozpoczynając od nacięcia skóry w linii środkowej na żądanej długości brzusznej wynoszącej ok. 3 cm, a następnie wykonując nieco mniejsze nacięcie powięzi wzdłuż linea alba (Rycina 1K-M).
  4. Odsłonić chirurgicznie nerkę, używając kompresów chirurgicznych i haków do preparacji (Rycina 1N-O). Miąższ nerkowy należy dotykać wyłącznie za pomocą atraumatycznych instrumentów preparacyjnych, takich jak zwilżony patyczek watny lub zwilżony kompres trzymany pęsetą lub tępymi kleszczykami Overholta.

Procedura chirurgiczna u szczura laboratoryjnego; narzędzia, szwy, znieczulenie, nacięcie chirurgiczne i badanie wewnętrzne.
Rysunek 1: Instrumenty, materiały i konfiguracja eksperymentalna. (A) Wymagane narzędzia chirurgiczne; (B) ligatura wielonitkowa; (C) silikonowa pętla naczyniowa; (D) precyzyjne nożyczki preparacyjne. (E-G) Plaster hemostatyczny pocięty na kawałki 0,8 x 0,6 cm. (H-J) Model szczura ogolonego i natlenianego za pomocą maski twarzowej. Reprezentatywne zwierzę wykorzystane do uzyskania obrazów na rysunku nie zostało przykryte sterylną tkaniną, aby umożliwić lepszą wizualizację punktów orientacyjnych anatomicznych. (K,L) Środkowe nacięcie skóry na pożądanej długości brzusznej ok. 3 cm. (M) Środkowa mini-laparotomia; (N) odsłonięcie lewej nerki przy użyciu kompresu chirurgicznego, haków preparacyjnych i metalnego statywu; (O) analogiczne odsłonięcie prawej nerki i resekcja powięzi Geroty. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

3. Częściowa nefrektomia

  1. Odsłoń odpowiednią nerkę, chwyć tłuszcz okołonerkowy przytwierdzony do cienkiej powięzi Geroty i przyłóż niewielką siłę, aby miejscowo oddzielić powięź od miąższu nerkowego (Rysunek 2A,B.2).
  2. Nacinaj i podcinaj powięź ostrym końcem jednego z ramion nożyczek, kontynuując podłużną dyssekcję powięzi Geroty (Rysunek 2B).
  3. Wykonaj tępe odwarstwienie powięzi Geroty za pomocą zamkniętych nożyczek, stopniowo podcinając powięź wokół miąższu i zagina ją przyśrodkowo, opcjonalnie częściowo resekując (Rysunek 2C).
  4. Zabezpiecz wnękę nerki, używając silikonowej pętli naczyniowej w celu lepszej kontroli naczyniowej (Rysunek 2D).
  5. Wprowadź końcówkę kleszczyków do przestrzeni zaotzewnowej, aby ustabilizować nerkę i zapobiec jej przesunięciu grzbietowemu podczas cięcia, a następnie wykonaj kranialną ostrą polectomię 1/3 nerki jednym precyzyjnym, ukierunkowanym ruchem nożyczek (Rysunek 2E).
    UWAGA: Linia dyssekcji powinna zostać wybrana na podstawie oceny klinicznej w taki sposób, aby oddzielić narząd w 1/3 wysokości w części kranialnej i kaudalnej.
  6. Osiągnij hemostazę poprzez zastosowanie plastra hemostatycznego, kompresję manualną, kompresję za pomocą narzędzi tępych lub poprzez napięcie wnęki za pomocą silikonowej pętli naczyniowej, co skutecznie ograniczy przepływ krwi we wnęce (Rysunek 2F-J).
    UWAGA: Hemostazę osiągano regularnie poprzez jednoczesne naciąganie pętli naczyniowej i aplikację plastra hemostatycznego przez 2,5-3 min.
  7. Następnie wykonaj kaudalną ostrą polectomię 1/3 nerki w analogiczny sposób (Rysunek 2K-N). Przy obu cięciach nożyczkami dąż do uzyskania lekko ukośnej płaszczyzny dyssekcji, która pozostawi więcej miąższu nerkowego od strony wnęki i mniej tkanki od strony bocznej, aby uniknąć niezamierzonego uszkodzenia wnęki i zmniejszyć wyciek moczu z układu kielichowo-miedniczkowego (Rysunek 2O). Jeśli wymagana jest wyższa standaryzacja precyzyjnej resekcji 5/6 miąższu, zważ materiale z całkowitej nefrektomii po stronie przeciwległej opisanej poniżej, zważ materiale z częściowej nefrektomii 2/3 i powtarzaj dyssekcję techniką „krojenia jak salami”, aż do uzyskania dokładnie 2/3 masy.

Schemat procedury chirurgicznego przeszczepu nerki; przedstawiono szczegółowe kroki z instrukcjami wizualnymi.
Rysunek 2: Nefrektomia częściowa. (A) Chirurgiczne odsłonięcie jednej nerki. (B) Podłużne nacięcie powięzi Geroty za pomocą ostrych nożyczek. (C) Tępe odwarstwienie powięzi Geroty za pomocą zamkniętych nożyczek. (D) Założenie pętli naczyniowej z silikonu na wnękę nerkową. (E) Górna (kranialna) ostrym cięciem polectomia 1/3 nerki z wykorzystaniem nożyczek i pęsety jako prowadnic. (F) Osiągnięcie hemostazy poprzez zastosowanie patcha hemostatycznego; (G) osiągnięcie hemostazy poprzez kompresję manualną; (H-J) osiągnięcie hemostazy poprzez kompresję przy użyciu tępych instrumentów i napięcie wnęki za pomocą silikonowej pętli naczyniowej. (K-N) Dolna (kaudalna) ostrym cięciem polectomia 1/3 nerki analogicznie. (O) Schematyczne przedstawienie zalecanych płaszczyzn preparacji w celu uniknięcia niezamierzonego uszkodzenia wnęki (czarne linie). Proszę kliknąć tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

4. Nefrektomia całkowita

  1. Uwolnij nerkę, postępując analogicznie do opisanych powyżej kroków, a następnie przeprowadź tunel przez wnękę nerkową za pomocą tępych kleszczyków Overholta (Rysunek 3A,B).
  2. Zażymuj wnękę nerkową za pomocą ligatury z nici wielowłóknistej i zawiąż bezpieczny węzeł przesuwny na wnęce nerkowej, bliżej naczyń brzusznych, aby zamknąć przepływ krwi w nerkach oraz moczowód (Rysunek 3C,D).
  3. Wykonaj ostrą dyssekcję wnęki za pomocą nożyczek i usuń nerkę (Rysunek 3E,F).
  4. Skontroluj hemostazę i odetnij końce ligatury (Rysunek 3G-J).

Sekwencja procedury chirurgicznej na zwierzęciu z nacięciem nerek i etapami szycia; zawiera schemat anatomiczny.
Rysunek 3: Całkowita nefrektomia. (A) Chirurgiczne odsłonięcie przeciwstawnej nerki; (B) analogiczne usunięcie powięzi Geroty i stworzenie tunelu w obrębiu wnęki nerkowej przy użyciu tępych kleszczyków Overholta; (C) założenie pętli na wnękę przy użyciu ligatury wielowłóknistej. (D) Założenie ligatury z węzłem przesuwnym na wnękę nerkową; (E,F) ostra dyssekcja wnęki przy użyciu nożyczek i usunięcie nerki; (G-I) kontrola hemostazy i odcięcie końców ligatury. (J) Schematyczne przedstawienie zalecanej wysokości ligatury (linia przerywana) i płaszczyzny dyssekcji (linia czarna). Kliknij tutaj, aby zobaczyć powiększoną wersję tego rysunku.

5. Zamknięcie ściany brzucha

  1. Wykonaj szew narożny powięzi brzusznej, używając nici wielowłóknistej (Rysunek 4A-D).
  2. Kontynuuj zszywanie powięzi brzusznej szwem ciągłym, obejmując w każdym ściegu około 2 mm tkanki, z zachowaniem odstępu około 4 mm między ściegami (Rysunek 4E-I).
  3. Zszyj warstwę skórną, wykonując pojedyncze szwy, obejmując w każdym ściegu około 3 mm tkanki i zachowując odstęp około 6 mm między ściegami (Rysunek 4J-Q).

Chirurgiczne zamknięcie rany u zwierzęcia, krok po kroku proces szycia, dokumentacja procedury eksperymentalnej.
Rysunek 4: Zamknięcie ściany brzusznej. (A-D) Umieszczenie szwu narożnego na powięzi brzusznej przy użyciu nici wielowłóknistej. (E-I) Szew ciągły powięzi brzusznej; (J-Q) szycie warstwy skórnej za pomocą szwów pojedynczych. Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tego rysunku.

6. Dalsze kroki

  1. W zależności od pożądanego scenariusza, celu badawczego oraz stopnia niewydolności nerek, należy rozważyć odstępstwa od niniejszego protokołu, w tym zmianę ilości resekowanego miąższu nerkowego, na przykład: jednostronną nefrektomię całkowitą (nefrektomia 3/6), obustronną nefrektomię całkowitą (nefrektomia 6/6), jednostronną monopolectomię (nefrektomia 1/6), obustronną monopolectomię (nefrektomia 2/6), jednostronną bipolectomię (nefrektomia 2/6) oraz obustronną bipolectomię (nefrektomia 4/6).
  2. Zasadniczo należy przeprowadzić eutanazję zwierząt poprzez szybką kardiektomię bez uprzedniego zamknięcia ściany brzusznej w przypadku zastosowań bez przeżycia lub wykonać stopniowe zamknięcie brzucha zgodnie z powyższym opisem w przypadku planowanych eksperymentów z przeżyciem i obserwacją.
  3. W przypadku zastosowań z przeżyciem przez cały czas trwania operacji należy zachować warunki sterylne. Przed operacją skórę w miejscu nacięcia należy przygotować aseptycznie, stosując zarówno środek do mycia (na bazie jodu lub chlorheksydyny), jak i alkohol. Dla każdego zwierzęcia należy użyć świeżego, autoklawowanego zestawu narzędzi.
  4. Po operacji należy monitorować zwierzę do momentu, aż odzyska wystarczającą świadomość, by utrzymać pozycję grzbietową, i izolować je aż do pełnego powrotu do zdrowia.
  5. Leczenie pooperacyjne zwierzęcia powinno obejmować codzienne wizyty personelu medycznego oraz leczenie przeciwbólowe w postaci podskórnych iniekcji karprofenu w dawce 5 mg/kg masy ciała 2 razy dziennie przez 2 dni.
  6. Przez cały okres do pełnego powrotu do zdrowia po operacji należy stosować arkusze ocen z jasno określonymi kryteriami zakończenia badania. Należy wykorzystać Rat Grimace Scale26 lub Body Condition Score27 z cytowanej literatury. Eksperyment należy przerwać, jeśli Grimace Score ≥ 6 lub Body Condition score = 1 po podaniu karprofenu. Dodatkowo badanie należy przerwać w przypadku powikłań chirurgicznych, takich jak pooperacyjna infekcja rany lub niewydolność zamknięcia ściany brzusznej.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Protokół ten przeprowadzono na 10 samcach szczurów (średnia masa 398 ± 35 g) w warunkach nieprzeżywalnych, a procedurę wykonał lekarz rezydent chirurgii w trzecim roku specjalizacji. Odsetek sukcesu, zdefiniowany jako przeżywalność powyżej 20 min po zamknięciu ściany brzusznej, wyniósł 100%. Średni czas trwania preparacji od nacięcia skóry do jej zamknięcia wyniósł 18 min 34 s ± 7 min 31 s.

Niestety, ze względu na charakter tej pracy, w której zwierzęta nie przeżyły zabiegu, nie dysponujemy da...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

PChN definiuje się jako uszkodzenie nerek lub upośledzoną czynność nerek przez co najmniej 3 miesiące, niezależnie od przyczyny28,29. Uszkodzenie nerek obejmuje anomalie patologiczne w nerce natywnej lub przeszczepionej, zidentyfikowane za pomocą obrazowania, biopsji lub wydedukowane na podstawie markerów klinicznych, takich jak zwiększona albuminuria (stosunek albuminy do kreatyniny > 30 mg/g lub 3,4 mg/mmol) lub zmiany w osadzie moczu. Zmniejszona czynność nere...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają do zadeklarowania konfliktu interesów.

Podziękowania

Nie było specjalnego finansowania dla tego projektu. Autorzy dziękują, że usługa przechowywania danych SDS@hd wspierana przez Ministerstwo Nauki, Badań Naukowych i Sztuki Badenii-Wirtembergii (MWK) oraz Niemiecką Fundację Badawczą (DFG) poprzez dotacje INST 35/1314-1 FUGG i INST 35/1503-1 FUGG. Ponadto autorzy wyrażają wdzięczność za wsparcie ze strony NCT (Narodowe Centrum Chorób Nowotworowych w Heidelbergu, Niemcy) poprzez ustrukturyzowany program podoktorski i program Chirurgii Onkologicznej. Wyrażamy również uznanie dla wsparcia ze środków państwowych zatwierdzonego przez Sejm Kraju Związkowego Badenii-Wirtembergii dla Innovation Campus Health + Life Science Alliance Heidelberg Mannheim w ramach ustrukturyzowanego programu postdoc dla Alexandra Studiera-Fischera: Sztuczna inteligencja w zdrowiu (AIH) - współpraca DKFZ, EMBL, Uniwersytet w Heidelbergu, Szpital Uniwersytecki w Heidelbergu, Szpital Uniwersytecki w Mannheim, Centralny Instytut Zdrowia Psychicznego, oraz Instytut Badań Medycznych im. Maxa Plancka. Ponadto dziękujemy za wsparcie ze strony DKFZ Hector Cancer Institute przy Uniwersyteckim Centrum Medycznym w Mannheim. Honorarium za publikację potwierdzamy wsparcie finansowe Deutsche Forschungsgemeinschaft w ramach programu finansowania "Open Access Publikationskosten" oraz Uniwersytetu w Heidelbergu.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
kleszcze atraumatyczne do przygotowaniaAesculapFB395RDE BAKEY ATRAUMATA kleszcze atraumatyczne, proste
zaciski overholtAesculapBJ012RBABY-MIXTER zacisk preparująco-ligaturowy, wygięty, kaniula 180 mm
BD (Beckton, Dickinson)301300BD Microlance 3 kaniula 20 G
pręty mocującelegefirm‎ 500343896kamertony używane jako metalowe pręty mocujące w kształcie litery Y poduszka
grzewczaRoyal GardineerIP67Poduszka grzewcza Royal Gardineer Rozmiar S, 20
Watt plastikowa rurka perfuzorowaM. Schilling GmbHS702NC150rurka łącząca COEX 150 cm
polifilamentowyCovidienCL-769Covidien Polysorb Pleciony szew wchłanialny 2-0
Nożyczkido przygotowania 75 cmNożyczki do preparatu AesculapBC177RJAMESON, wygięte, model drobny,/, 150 mm (6")
uszczelniające łatka hemostatuBaxter1506257Hemopatch Uszczelnienie Hemopatch Baxter 45 x 90 mm
silikonowa opaska pętelkowa do naczyńSERAG WIESSNERSL26opaska pętelkowa do naczyń 2,5 mm czerwona
Spraque Dawley szczurJanvier LabsRN-SD-MSpraque Dawley
szczur stalowy płytaMaschinenbau Feld GmbHC010206Blacha ocynkowana, 40 x 50 cm, grubość 4,0 mm
Klips YasargilAesculapFE795KYASARGIL System klipsów do tętniaka
Phynox Tymczasowy (standardowy) klips
Aplikator YasargilAesculapFE558KYASARGIL Aplikator do tętniaków z klipsem
Phynox (Standard)
szew silikonowa

Bibliografia

  1. Kovesdy, C. P. Epidemiology of chronic kidney disease: An update 2022. Kidney Int Suppl (2011). 12 (1), 7-11 (2022).
  2. Sundström, J., et al. Prevalence, outcomes, and cost of chronic kidney disease in a contemporary population of 2·4 million patients from 11 countries: The careme ckd study. Lancet Reg Health Eur. 20, 100438(2022).
  3. Webster, A. C., Nagler, E. V., Morton, R. L., Masson, P. Chronic kidney disease. Lancet. 389 (10075), 1238-1252 (2017).
  4. Fassett, R. G. Current and emerging treatment options for the elderly patient with chronic kidney disease. Clin Interv Aging. 9, 191-199 (2014).
  5. Tarun, T., et al. Updates on new therapies for patients with ckd. Kidney Int Rep. 9 (1), 16-28 (2024).
  6. Dudar, I., Shifris, I., Dudar, S., Kulish, V. Current therapeutic options for the treatment of secondary hyperparathyroidism in end-stage renal disease patients treated with hemodialysis: A 12-month comparative study. Pol Merkur Lekarski. 50 (299), 294-298 (2022).
  7. Adam, R. J., Williams, A. C., Kriegel, A. J. Comparison of the surgical resection and infarct 5/6 nephrectomy rat models of chronic kidney disease. Am J Physiol Renal Physiol. 322 (6), F639-F654 (2022).
  8. Huang, Y., et al. The impact of senescence on muscle wasting in chronic kidney disease. J Cachexia Sarcopenia Muscle. 14 (1), 126-141 (2023).
  9. Makhloufi, C., et al. Assessment of thrombotic and bleeding tendency in two mouse models of chronic kidney disease: Adenine-diet and 5/6th nephrectomy. TH Open. 4 (2), e66-e76 (2020).
  10. Liu, J., Lilly, M. N., Shapiro, J. I. Targeting na/k-atpase signaling: A new approach to control oxidative stress. Curr Pharm Des. 24 (3), 359-364 (2018).
  11. Laget, J., et al. Cafeteria diet-induced obesity worsens experimental CKD. Nutrients. 15 (15), 3331(2023).
  12. Gritter, M., et al. Chronic kidney disease increases the susceptibility to negative effects of low and high potassium intake. Nephrol Dial Transplant. 39 (5), 795-807 (2024).
  13. Bovée, D. M., et al. Dietary salt modifies the blood pressure response to renin-angiotensin inhibition in experimental chronic kidney disease. Am J Physiol Renal Physiol. 320 (4), F654-F668 (2021).
  14. Vettoretti, S., et al. Renal endothelial function is associated with the anti-proteinuric effect of ace inhibition in 5/6 nephrectomized rats. Am J Physiol Renal Physiol. 310 (10), F1047-F1053 (2016).
  15. Zhang, Y., Kompa, A. R. A practical guide to subtotal nephrectomy in the rat with subsequent methodology for assessing renal and cardiac function. Nephrology (Carlton). 19 (9), 552-561 (2014).
  16. Ibrahim, H. N., Hostetter, T. H. The renin-aldosterone axis in two models of reduced renal mass in the rat. J Am Soc Nephrol. 9 (1), 72-76 (1998).
  17. Griffin, K. A., Picken, M., Bidani, A. K. Method of renal mass reduction is a critical modulator of subsequent hypertension and glomerular injury. J Am Soc Nephrol. 4 (12), 2023-2031 (1994).
  18. Garber, S. L., et al. Effect of relaxin in two models of renal mass reduction. Am J Nephrol. 23 (1), 8-12 (2003).
  19. Griffin, K. A., Picken, M. M., Churchill, M., Churchill, P., Bidani, A. K. Functional and structural correlates of glomerulosclerosis after renal mass reduction in the rat. J Am Soc Nephrol. 11 (3), 497-506 (2000).
  20. Vavrinec, P., et al. Vascular smooth muscle function of renal glomerular and interlobar arteries predicts renal damage in rats. Am J Physiol Renal Physiol. 303 (8), F1187-F1195 (2012).
  21. Van Koppen, A., Verhaar, M. C., Bongartz, L. G., Joles, J. A. 5/6th nephrectomy in combination with high salt diet and nitric oxide synthase inhibition to induce chronic kidney disease in the lewis rat. J Vis Exp. (77), e50398(2013).
  22. Wang, X., et al. A mouse 5/6th nephrectomy model that induces experimental uremic cardiomyopathy. J Vis Exp. (129), e55825(2017).
  23. Harvey, A. M., Malvin, R. L. Comparison of creatinine and inulin clearances in male and female rats. Am J Physiol. 209 (4), 849-852 (1965).
  24. Gloff, C. A., Benet, L. Z. Differential effects of the degree of renal damage on p-aminohippuric acid and inulin clearances in rats. J Pharmacokinet Biopharm. 17 (2), 169-177 (1989).
  25. Studier-Fischer, A., et al. Endotracheal intubation via tracheotomy and subsequent thoracotomy in rats for non-survival applications. J Vis Exp. (205), e66684(2024).
  26. Sotocinal, S. G., et al. The rat grimace scale: A partially automated method for quantifying pain in the laboratory rat via facial expressions. Mol Pain. 7, 55(2011).
  27. Hickman, D. L., Swan, M. Use of a body condition score technique to assess health status in a rat model of polycystic kidney disease. J Am Assoc Lab Anim Sci. 49 (2), 155-159 (2010).
  28. Levey, A. S., et al. Definition and classification of chronic kidney disease: A position statement from kidney disease: Improving global outcomes (kdigo). Kidney Int. 67 (6), 2089-2100 (2005).
  29. Wilson, S., Mone, P., Jankauskas, S. S., Gambardella, J., Santulli, G. Chronic kidney disease: Definition, updated epidemiology, staging, and mechanisms of increased cardiovascular risk. J Clin Hypertens (Greenwich). 23 (4), 831-834 (2021).
  30. Dobaria, V., et al. Clinical and financial impact of chronic kidney disease in emergency general surgery operations. Surg Open Sci. 10, 19-24 (2022).
  31. Copur, S., et al. Novel strategies in nephrology: What to expect from the future. Clin Kidney J. 16 (2), 230-244 (2022).
  32. Pradhan, N., Dobre, M. Emerging preventive strategies in chronic kidney disease: Recent evidence and gaps in knowledge. Curr Atheroscler Rep. 25 (12), 1047-1058 (2023).
  33. Dietrich, M., et al. Hyperspectral imaging for perioperative monitoring of microcirculatory tissue oxygenation and tissue water content in pancreatic surgery - an observational clinical pilot study. Perioper Med (Lond). 10 (1), 42(2021).
  34. Stone, L. Kidney xenotransplantation. Nat Rev Urol. 20 (11), 641-641 (2023).
  35. Xu, H., He, X. Developments in kidney xenotransplantation. Front Immunol. 14, 1242478(2023).
  36. Dos Santos, R. M. N. Kidney xenotransplantation: Are we ready for prime time. Curr Urol Rep. 24 (6), 287-297 (2023).
  37. Nasci, V. L., et al. Mir-21-5p regulates mitochondrial respiration and lipid content in h9c2 cells. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 316 (3), H710-H721 (2019).
  38. Nickel, F., et al. Optimization of anastomotic technique and gastric conduit perfusion with hyperspectral imaging and machine learning in an experimental model for minimally invasive esophagectomy. Eur J Surg Oncol. S0748-7983 (23), 00444-00454 (2023).
  39. Seidlitz, S., et al. Robust deep learning-based semantic organ segmentation in hyperspectral images. Med Image Anal. 80, 102488(2022).
  40. Studier-Fischer, A., et al. Icg-augmented hyperspectral imaging for visualization of intestinal perfusion compared to conventional icg fluorescence imaging: An experimental study. Int J Surg. 109 (12), 3883-3895 (2023).
  41. Studier-Fischer, A., et al. Heiporspectral - the heidelberg porcine hyperspectral imaging dataset of 20 physiological organs. Sci Data. 10 (1), 414(2023).
  42. Studier-Fischer, A., et al. Spectral organ fingerprints for machine learning-based intraoperative tissue classification with hyperspectral imaging in a porcine model. Sci Rep. 12 (1), 11028(2022).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Subtotalna nefrektomiamodel niewydolności nerekprzewlekła choroba nerekoperacja nerki szczuraresekcja miąższu nerkowegoplaster hemostatycznydyssekcja powięzi Gerotyocena perfuzji nerek
5/6 Nefrektomia przy użyciu ostrej bipolektomii przez laparotomię w linii środkowej u szczurów
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.