Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Badanie metabolicznych połączeń mózgu za pomocą dynamicznej pozytonowej tomografii emisyjnej 2-deoksy-2-[18F]fluoro-D-glukozy na poziomie pojedynczego obiektu

968 wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/67458

⸱

24 stycznia 2025

 ,  ,  ,  , 
1IBiTech MEDISIP Infinity Lab, Department of Electronics and Information Systems, Ghent University, 24BRAIN, Department of Neurology, Ghent University Hospital

W tym artykule

Podsumowanie

Akwizycja danych z dynamicznej pozytonowej tomografii emisyjnej (PET) i rekonstrukcja w przedziałach czasowych pozwala na analizę metabolicznej łączności mózgu na poziomie pojedynczego podmiotu. Opisujemy metodę pozyskiwania [18F]FDG dynamicznych danych PET mózgu szczura i uzyskania macierzy połączeń poprzez ekstrakcję krzywych czasowo-aktywnych o interesujących nas objętościach.

Streszczenie

Do dnia dzisiejszego, metaboliczne połączenia mózgu są głównie badane na poziomie grupy poprzez pozyskiwanie danych ze statycznej pozytonowej tomografii emisyjnej (PET) wielu osób. Nasze grupy badawcze badają obecnie zmiany w łącznościach metabolicznych w wielu punktach czasowych po krwotoku śródmózgowym na poziomie wewnątrzosobniczym u szczurów. Aby zbadać wewnątrzosobniczą metaboliczną łączność mózgu, potrzebne są czasowe informacje o wychwytywaniu znacznika w różnych regionach mózgu, co można osiągnąć za pomocą dynamicznego PET. W tej publikacji podajemy szczegółowy opis naszego protokołu pozyskiwania i analizy danych.

Dynamiczne dane PET mózgu szczura są pozyskiwane na dedykowanym przedklinicznym systemie PET przy użyciu 2-deoksy-2-[18F]fluoro-D-glukozy ([18F]FDG) jako znacznika. Znacznik jest wstrzykiwany dożylnie w bolusie na początku skanowania PET. Podczas 60-minutowej akwizycji zwierzętom podaje się sedomidynę medetomidyny.

Po przejęciu, dane PET są rekonstruowane w trzydziestu 2-minutowych przedziałach czasowych za pomocą iteracyjnego algorytmu rekonstrukcji (Maximum-Probability Expectation-Maximization). Parcelowany atlas składający się z wielu objętości zainteresowania (VOI) służy do wyodrębniania krzywych aktywności czasowej każdego VOI, które są następnie wykorzystywane do obliczenia współczynnika korelacji Pearsona między każdą parą VOI.

Ten dynamiczny protokół PET umożliwia ocenę różnic w łączności metabolicznej między dwoma pojedynczymi skanami, a nie między grupami skanów. Podejście to pozwala na badanie zmian w łącznościach metabolicznych u jednego pacjenta w różnych punktach czasowych lub na porównanie łączności metabolicznej danej osoby z normalną bazą danych. Takie porównania mogą być przydatne do śledzenia postępu choroby lub pomocy w diagnozowaniu zaburzeń neurologicznych charakteryzujących się zaburzoną komunikacją między regionami mózgu, takich jak padaczka lub demencja.

Wprowadzenie

Pozytonowa tomografia emisyjna (PET) jest techniką obrazowania molekularnego powszechnie używaną zarówno w badaniach, jak i w warunkach klinicznych. Ze względu na rozwój różnych znaczników PET, PET może być używany do badania patofizjologii choroby oraz monitorowania postępu choroby i odpowiedzi na leczenie1. Jednym z najczęściej stosowanych radioznaczników jest 2-deoksy-2-[18F]fluoro-D-glukoza ([18F]FDG), który pozwala na obrazowanie metabolizmu glukozy, co wskazuje na aktywację komórkową. Jest wykorzystywany w onkologii do diagnozy, oceny stopnia zaawansowania i prognozowania; w neurologii, często w kontekście chorób neurodegeneracyjnych, takich jak demencja; a w kardiologii, aby zdiagnozować stany takie jak sarkoidoza, by wymienić tylko kilka przykładów1,2,3.

Ocena metabolicznej łączności mózgu, uzyskana z [18F]FDG danych PET, odnosi się do funkcjonalnych relacji między wychwytem znacznika w różnych regionach mózgu. Podejście to umożliwia obliczenie "macierzy połączeń" poprzez wybór zestawu regionów mózgu, które mogą dostarczyć informacji na temat tego, jak różne części mózgu oddziałują na siebie i funkcjonują razem. Ten rodzaj analizy jest szczególnie przydatny do badania funkcji mózgu w zdrowiu i chorobie, w tym w stanach takich jak demencja, epilepsja i inne zaburzenia neurologiczne4,5.

Pierwsze badanie oceniające metaboliczne połączenia mózgu sięga już lat 80-tych XX wieku6, ale badacze badali głównie strukturalne połączenia mózgu, znane również jako "konektom"7, za pomocą obrazowania metodą rezonansu magnetycznego ważonego dyfuzją (DW-MRI). Co więcej, łączność funkcjonalna wykorzystująca techniki takie jak funkcjonalny rezonans magnetyczny (fMRI), elektroencefalografia (EEG) i magnetoencefalografia (MEG) jest szeroko badana od wielu dziesięcioleci8,9.

Ostatnio powróciło zainteresowanie badaniem metabolicznej łączności mózgu za pomocą [18F]FDG PET, nie tylko samodzielnie, ale także w połączeniu z innymi formami połączeń mózgowych10. Jednak ze względu na nieodłączną "statyczną" naturę obrazów PET (w przeciwieństwie do np. funkcjonalnego rezonansu magnetycznego), zdecydowana większość wyników opartych na PET sieci mózgowych opiera się na analizie na poziomie grupy, gdzie korelacje między regionami mózgu są obliczane na poziomie międzyosobniczym. To ograniczenie uniemożliwia wewnątrzobiektową analizę obrazów PET, co jest niezbędne w badaniach podłużnych, które mogą śledzić zmiany w czasie w obrębie tej samej osoby4. W związku z tym opracowanie metod umożliwiających analizę pojedynczych obiektów, takich jak dynamiczna łączność molekularna oparta na PET, jest ważnym kierunkiem badawczym w badaniach mózgu nad zaburzeniami sieci, ponieważ otwiera drzwi do zastosowania analizy sieci molekularnych w praktyce klinicznej. W związku z tym w naszym badaniu przedklinicznym wykorzystano dynamiczne dane PET.

Nasze grupy badawcze obecnie przeprowadzają badanie, które bada zmiany w połączeniach metabolicznych po krwotoku śródmózgowym na poziomie wewnątrzmózgowym w wielu punktach czasowych przy użyciu modelu kolagenazy szczurów11. Aby zbadać wewnątrzosobniczą metaboliczną łączność mózgu, potrzebne są czasowe informacje o wychwytywaniu znacznika w różnych obszarach mózgu, które można uzyskać za pomocą dynamicznego PET. W poniższych sekcjach podajemy szczegółowy opis protokołu gromadzenia i analizy danych.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie procedury zostały przeprowadzone zgodnie z wytycznymi europejskimi (dyrektywa 2010/63/EU), a protokół został zatwierdzony przez lokalny Komitet Etyczny ds. Zwierząt Uniwersytetu w Gandawie (ECD 23/33). W badaniu wzięto pod uwagę dwunastu szczurów rasy Sprague Dawley (sześć samic, sześciu samców). Obrazy PET uzyskano zgodnie z poniższym protokołem w wielu punktach czasowych, od 2 tygodni przed do 18 tygodni po wywołanym krwotoku do wnętrza mózgu. W chwili pierwszego skanowania wszystkie zwierzęta miały 18 tygodni życia, a samice ważyły 244,8 ± 10,1 g (średnia ± SD), podczas gdy samce ważyły 363,6 ± 13,3 g.

Upewnij się, że materiałami promieniotwórczymi mogą posługiwać się wyłącznie przeszkolone osoby. Dawkę napromienienia dla personelu i zwierząt należy utrzymywać na możliwie najniższym poziomie (ALARA).

1. Pozyskiwanie danych

UWAGA: Szczegóły dotyczące preklinicznego obrazownika PET oraz oprogramowania używanego do pozyskiwania danych znajdują się w Tabeli materiałów. Obrazownik to skaner PET złożony z 45 detektorów (ułożonych w 5 pierścieni), obejmujący osiowe pole widzenia (FOV) o długości 13 cm i poprzeczne pole widzenia (FOV) o średnicy 7,6 cm, wykorzystujący kryształy LYSO i detektory SiPM. System charakteryzuje się rozdzielczością przestrzenną na poziomie 850 µm, czułością 12% oraz rozdzielczością energetyczną 12,6%12. Poniższe kroki zostały opracowane z uwzględnieniem tych parametrów.

  1. Odwiń zwierzęta z pożywienia przez 6–14 godz. przed skanowaniem, usuwając całe pokarmy z ich klatki. Gdy zwierzę przejdzie odpowiedni okres głodówki, rozpocznij przygotowania do pozyskiwania danych w następujący sposób.
  2. Włącz podkład grzewczy i pozwól mu nagrzać się do 30–35 °C.
  3. Znieczul zwierzę izofluranem, umieszczając je w komorze do znieczulenia gazowego wypełnionej 5% izofluranem w medycznym O2 przy przepływie 2000 mL/min. Pomóż utrzymać temperaturę ciała zwierzęcia, umieszczając lampę grzewczą w odległości 30 cm od komory. Gdy częstość oddychania spadnie do 0,5–1 oddechów na sekundę, potwierdź odpowiednią głębokość znieczenia, sprawdzając brak odruchu cofania łapy na ucisk padaczka łapy.
  4. Zważ zwierzę.
  5. Umieść zwierzę na podkładzie grzewczym. Użyj klosza nosowego do podania 2% izofluranu w medycznym O2 przy przepływie 500 mL/min. Dostosuj dawkę izofluranu w razie potrzeby, aby utrzymać odpowiednie znieczenie. Nałóż środek do smarowania oczu, aby zapobiec wyschnięciu rogówki.
  6. Ogol fragment szyi zwierzęcia pomiędzy łopatkami.
  7. Przygotowanie żyły ogonowej do wstrzyknięcia znacznika:
    1. Odwróć zwierzę na lewy lub prawy bok i użyj lampy grzewczej, aby ogrzać jego ogon, powodując rozszerzenie naczyń.
    2. Weź około 20 cm rurki BTPE-10. Za pomocą chwytaka do igieł, złam trzpień igły 30 G i włóż 1–2 mm jej tylnej części do rurki PE. Napełnij strzykawkę insuliny o pojemności 1 mL roztworem soli fizjologicznej i włóż koniuszek igły 3–5 mm do rurki PE. Wstępnie napełnij rurkę PE solą fizjologiczną ze strzykawki i pozostaw strzykawkę z solą fizjologiczną podłączoną do rurki PE.
    3. Wyczyść ogon zwierzęcia alkoholem. Usuń lampę grzewczą.
    4. Wsuń koniuszek igły rurki PE do bocznej żyły ogonowej. Potwierdź poprawne umiejscowienie igły: obserwuj wpływanie krwi do rurki PE przy cofnięciu tłoka, brak oporu podczas wstrzykiwania oraz powstawanie podskórnej guzki (wskazującej na wstrzyknięcie pozawenożne) w miejscu wstrzyknięcia. Jeśli wprowadzenie nie powiedzie się, usuń igłę z ogona i spróbuj ponownie w bardziej przyśrodkowym odcinku.
    5. Umocuj igłę kroplą szybkiego kleju w miejscu wkłucia i przyklej taśmą rurkę PE do ogona.
      ​UWAGA: Unikaj ruchu rurki PE. Jeśli w dowolnym momencie krew wpłynie do rurki PE, natychmiast przepłucz ją solą fizjologiczną, aby zapobiec zatkaniu.
  8. Przejdź do sedymentacji medetomidyną:
    1. Umieść zwierzę w pozycji leżącej na brzuchu na podkładzie grzewczym. Nałóż ponownie środek do smarowania oczu, jeśli to konieczne.
    2. Przygotuj rurkę PE (40–100 cm) do połączenia z pompą infuzyjną umieszczoną blisko skanera PET. Za pomocą chwytaka do igieł, złam trzpień igły 30 G i włóż 1–2 mm jej tylnej części do rurki PE. Napełnij strzykawkę plastikową o pojemności 1 mL z igłą 30 G co najmniej 0,2 mL medetomidyny (na jedno zwierzę) i włóż koniuszek igły 3–5 mm do rurki PE. Wstępnie napełnij rurkę PE medetomidyną ze strzykawki.
    3. Umieść strzykawkę z medetomidyną w pompie infuzyjnej. Włącz pompę i wybierz odpowiednią strzykawkę, klikając Znajdź strzykawkę | BD Plastic | 1 mL.
    4. Wstrzykuj bolusy o objętości 0,005 mL za pomocą pompy, aż pojawi się kropla na drugim końcu rurki PE. Upewnij się, że w rurce PE nie ma pęcherzyków powietrza.
    5. Wsuń igłę rurki PE 2–3 mm podskórnie pomiędzy łopatkami zwierzęcia. Umocuj igłę kroplą szybkiego kleju w miejscu wkłucia i delikatnie przyklej taśmą rurkę PE do grzbietu zwierzęcia.
    6. Wstrzyknij bolus o objętości v medetomidyny (prędkość: 3 mL/min) na podstawie masy ciała zwierzęcia:
      Równanie prędkości v=d*m/c, diagram wzoru matematycznego do badań edukacyjnych.
      Gdzie d = 0,05 mg/kg (dawka medetomidyny w mg na kg masy ciała zwierzęcia), m to masa ciała zwierzęcia w kg, a c to stężenie medetomidyny w mg/mL.
    7. Przerwij podawanie izofluranu 10 min po wstrzyknięciu bolusu medetomidyny, dostosowując dawkę izofluranu w razie potrzeby, aby utrzymać stabilne znieczenie w tym okresie oczekiwania.
      UWAGA: Izofluran połączony z medetomidyną znacząco spowalnia częstość oddychania zwierzęcia. Konieczne jest bliskie monitorowanie aż do zakończenia podawania izofluranu.
    8. Pięć minut po zakończeniu podawania izofluranu rozpocznij ciągłą infuzję medetomidyny w tempie:
      rcont = r • m
      Gdzie r = 0,1 mg/(kg·h); ilość medetomidyny w mg na masę ciała zwierzęcia w kg/h), a m to masa ciała zwierzęcia w kg.
      ​UWAGA: Przed rozpoczęciem skanowania wymagany jest dodatkowy 25-minutowy okres wyrównawczy po rozpoczęciu infuzji ciągłej (czyli 30 min po zakończeniu podawania izofluranu), aby upewnić się, że układ zwierzęcia jest wolny od izofluranu. W tym czasie wykonaj następujące kroki.
  9. Pozycjonowanie zwierzęcia w skanerze PET:
    1. Przygotuj stół skanera, umieszczając na nim podkład grzewczy, czujnik ciśnienia i bibułę. Użyj czujnika do monitorowania częstości oddychania zwierzęcia, a bibuły do wchłaniania moczu wydalanego przez zwierzę.
      UWAGA: Z powodu medetomidyny zwierzę zazwyczaj wydala duże ilości moczu.
    2. Delikatnie przenieś zwierzę na stół skanera, upewniając się, że linia z medetomidyną i cewnik żyłowy ogonowy są bezpieczne. Ustaw głowę zwierzęcia jak najprościej, używając klosza nosowego w razie potrzeby. Po poprawnym ustawieniu umocuj głowę taśmą.
    3. Włącz podkład grzewczy i sprawdź, czy system monitorowania częstości oddychania działa poprawnie, dostosowując położenie czujnika ciśnienia w razie potrzeby.
  10. Od 10 do 5 minut przed rozpoczęciem skanowania PET napełnij strzykawkę insuliny około 20 MBq 2-deoksy-2-[18F]fluoro-D-glukozy ([18F]FDG) rozcieńczonej w 0,1–0,8 mL roztworu soli fizjologicznej.
    ​OSTRZEŻENIE: Fluor-18 (18F) to radioizotop fluoru o okresie półrozpadu 109,8 min. Przestrzegaj lokalnych zasad bezpieczeństwa radiacyjnego podczas pracy z materiałami radioaktywnymi.
  11. Otwórz oprogramowanie skanera i skonfiguruj następujące parametry skanowania: wybierz 18F jako izotop (istotne dla korekty rozpadu), wprowadź pomierzoną aktywność strzykawki zawierającej znacznik (w MBq zmierzoną przez kalibrator dawki) oraz czas pomiaru (informacja ta zostanie zapisana w metadanych, co jest konieczne do przeliczenia danych na inne jednostki, takie jak wartości standardowego wychwytu). Wybierz protokół Ogólny i zaznacz opcję Automatyczne sortowanie po akwizycji. Ustaw czas skanowania na 1 h i dostosuj obszar zainteresowania (ROI), aby obejmował cały mózg szczura (zazwyczaj pozycja 2–5).
  12. Gdy minie 30 min od momentu zakończenia podawania izofluranu, rozpocznij skanowanie PET:
    1. Ponownie potwierdź poprawne umiejscowienie w żyłę, wykonując aspirację, a następnie wstrzykując niewielką ilość soli fizjologicznej, jak opisano w kroku 1.7.4.
    2. Wymień strzykawkę z solą fizjologiczną na strzykawkę ze znacznikiem. Podczas usuwania strzykawki z rurki PE może dojść do wpływu krwi do rurki PE, wypierającej sól fizjologiczną. Szybko włóż igłę strzykawki ze znacznikiem, nie przebijając rurki PE.
    3. Rozpocznij skanowanie za pomocą oprogramowania skanera.
    4. Gdy akwizycja się rozpocznie, wstrzyknij znacznik jako bolus w czasie około 0,5–2 s. Natychmiast wymień pustą strzykawkę ze znacznikiem na strzykawkę z solą fizjologiczną i przepłucz rurkę PE około 0,1 mL soli fizjologicznej. Użyj bibuły, aby zebrać ewentualne krople znacznika, które mogą wyciec podczas wymiany strzykawek.
      UWAGA: Liczba zliczeń wyświetlana przez oprogramowanie skanera powinna szybko wzrosnąć do 4,5–6,5 Mcps po wstrzyknięciu znacznika. Liczba zliczeń początkowo znacznie poniżej 4 Mcps, która potem rośnie, wskazuje na (częściowe) wstrzyknięcie pozawenożne.
    5. Oceń pozostałą aktywność, która nie została wstrzyknięta do zwierzęcia, mierząc aktywność strzykawki ze znacznikiem oraz potencjalnie skażonej bibuły i rękawic. Wprowadź tę aktywność oraz czas pomiaru do oprogramowania skanera, aby została zapisana w metadanych.
      ​UWAGA: Typowa pozostała aktywność wynosi 0,1–1,5 MBq, w zależności od ilości znacznika, który uciekł podczas wymiany strzykawki ze znacznikiem na strzykawkę z solą fizjologiczną.
  13. Po zakończeniu skanowania wysuń stół ze zwierzęciem ze skanera.
    UWAGA: Zwierzę może reagować na bodźce lub obudzić się przed zahamowaniem działania medetomidyny. Postępuj ostrożnie z zwierzęciem i bądź gotowy na nagłe ruchy podczas kolejnych kroków. Pamiętaj również, że zwierzę jest radioaktywne. Dąż do wykonania poniższych kroków tak szybko i ostrożnie, jak to możliwe.
  14. Usuń igłę i rurkę PE z ogona zwierzęcia za pomocą chwytaka do igieł. Przyłóż bibułę lub opatrunek do miejsca wkłucia, aby zatrzymać ewentualne krwawienie.
  15. Przerwij podawanie medetomidyny i usuń igłę oraz rurkę PE z szyi zwierzęcia.
  16. Umieść zwierzę w klatce wolnej od innych zwierząt, używając bibuły, aby zebrać (radioaktywny) mocz, który może być wydalany podczas przemieszczania zwierzęcia. Wstrzyknij podskórnie 1 mL soli fizjologicznej w jego grzbiet za pomocą strzykawki insuliny o pojemności 1 mL, aby wspomóc nawodnienie.
  17. Przeciwdziałaj sedymentacji za pomocą podskórnej iniekcji atypamezolu.
    1. Oblicz odpowiednią objętość v za pomocą następującego równania:
      Równanie prędkości v=d*m/c, diagram wzoru matematycznego do badań edukacyjnych.
      Gdzie d = 0,5 mg/kg, tj. dawka medetomidyny w mg na kg masy ciała zwierzęcia, m to masa zwierzęcia w kg, a c to stężenie atypamezolu w mg/mL.
    2. W przypadku zwierząt o małej masie ciała, które powodują małe obliczone objętości, rozcieńcz atypamezol solą fizjologiczną, aby umożliwić dokładniejszą dawkę. Napełnij strzykawkę insuliny 4 • v atypamezolu i 12 • v solą fizjologiczną. Wstrzyknij 1/4 powstałego roztworu podskórnie w grzbiet zwierzęcia w pobliżu szyi.
  18. Obserwuj zwierzę wizualnie aż do jego obudzenia, co powinno trwać 1–5 min. Gdy zwierzę będzie w stanie utrzymać się w pozycji pionowej i swobodnie się poruszać, umieść je z powrotem w klatce grupowej. Udostępnij zwierzęciu pokarm i wodę.

2. Odtworzenie danych i sprawdzanie jakości

UWAGA: W oparciu o dostępne w naszym badaniu sprzętu i oprogramowanie, wszystkie dane PET skorygowano pod kątem rozpadu radionuklidu, a uzyskane sinogramy odtworzono przy użyciu trójwymiarowego algorytmu optymalizacji metodą maksymalnej wiarygodności z uporządkowanymi podzbiorami (OSEM-3D), wykorzystując okno 30% wokół piku fotoelektrycznego 511 keV. Oprogramowanie do rekonstrukcji OSEM wykorzystało domyślne ustawienia: 10 podzbiorów z 20 milionami zdarzeń na podzbiór. Obrazy odtworzono w macierzy poprzecznej 192 x 192 x 384 z sześciennymi wokselami o rozmiarze 0,4 mm. Korekcji tłumienia nie przeprowadzono.

  1. Aby potwierdzić skuteczność wstrzyknięcia środka znacznikowego, sprawdź szybkość zliczeń zarejestrowaną w trakcie 60-minutowego pomiaru (tj. krzywą czasowo-aktywnościową (TAC)). Upewnij się, że w ciągu pierwszej minuty pomiaru, bezpośrednio po wstrzyknięciu środka znacznikowego, występuje szczyt.
  2. Rekonstrukcja statyczna: Przeprowadź rekonstrukcję zebranych danych przy użyciu algorytmu OSEM z 30 iteracjami, izometryczną wielkością wokseli 400 µm oraz oknem energetycznym 30% ustawionym na centrum fotopeaku 511 keV.
  3. Po zakończeniu rekonstrukcji sprawdź otrzymany obraz pod kątem obecności artefaktów.
  4. Rekonstrukcja dynamiczna: Przeprowadź rekonstrukcję zebranych danych na trzydzieści ramek czasowych po 2 minuty, stosując te same ustawienia, co w przypadku rekonstrukcji statycznej.

3. Analiza danych

UWAGA: Poniższe kroki 3.1 i 3.2 wykonuje się w środowisku oprogramowania biomedycznego przeznaczonego do ilościowej analizy danych PET, przy użyciu narzędzia Image Registration and Fusion Tool (PFUS) oraz narzędzia General Kinetic Modeling Tool (PKIN).

  1. W PFUS:
    1. Na podstronie Wczytaj obrazy wejściowe:
      1. Wczytaj plik DICOM z rekonstrukcją dynamiczną, używając przycisku Wczytaj dane wejściowe lub przeciągając i upuszczając plik na płótno. Użyj kontroli wyświetlania obrazu ogólnego w prawym górnym rogu, aby poruszać się między warstwami i ramkami czasowymi oraz dostosować pasek kolorów. W razie potrzeby dostosuj orientację obrazu do orientacji standardowej, używając przycisku Zmień orientację obrazu wejściowego w prawym pasku bocznym.
      2. Przycinanie i uśrednianie ramek: Kliknij strzałkę w prawym dolnym rogu, aby wyświetlić ukryte kontrolki sumowania i przycinania, a następnie zaznacz opcję Przycięcie. Na płótnie zdefiniuj granice przycinania, dostosowując krawędzie i przesuwając środek pola przycinania; upewnij się, że całe mózgowe pole oraz niewielki margines zawierający części oczu i rdzenia kręgowego są uwzględnione. Gdy pole przycinania zostanie poprawnie zdefiniowane, kliknij przycisk przycięcia, aby przyciąć obraz. Oblicz uśrednioną wagowo czasowo ramkę dla wszystkich ramek czasowych, klikając pomarańczowy przycisk uśrednienia i poczekaj, aż wynik zostanie automatycznie dodany do obrazów wejściowych, co da łącznie dwa obrazy wejściowe: przycięte dane dynamiczne z ramkami czasowymi oraz przyciętą uśrednioną wagowo czasowo tę samą daną.
      3. Wybierz Deformacja jako Metodę dopasowania lub naciśnij przycisk, jeśli została już wybrana, aby przejść do normalizacji opartej na szablonie.
    2. Na podstronie Odniesienie i dopasowanie:
      1. Wybierz uśredniony wagowo czasowo obraz jako obraz wejściowy (zazwyczaj jest on automatycznie wybierany z poprzedniego kroku).
      2. Wczytaj odniesienie, klikając przycisk, aby wybrać szablon normalizacji jako obraz odniesienia. Wybierz Szczur FDG (W. Schiffer).
      3. Dopasuj obraz wejściowy do szablonu, klikając przycisk Dopasowanie wejścia | Wejście: Dostosuj ręcznie w prawym pasku bocznym. Przesuń i obróć obraz wejściowy, aby w przybliżeniu dopasować go do szablonu. Upewnij się, że wybrany został Szczur jako gatunek, a metoda rejestracji to Deformacja, a następnie kliknij przycisk Dopasuj bieżący, aby przejść do następnej podstrony.
    3. Na podstronie Wynik dopasowania:
      1. Sprawdź wynik i w razie potrzeby ręcznie dostosuj dopasowanie. Kliknij Zastosuj bieżącą transformację do wszystkich, aby również dopasować obraz wejściowy składający się z ramek czasowych.
      2. Kliknij zielony przycisk VOI, aby przejść do następnego kroku przetwarzania.
    4. Na podstronie Analiza VOI:
      1. Wybierz obraz zawierający ramki czasowe jako obraz A w menu w prawym dolnym rogu.
      2. Przejdź do zakładki Szablon i wybierz Px Szczur (W. Schiffer) w zakładce Atras lub wczytaj niestandardowy atlas, a następnie wybierz żądane objętości. Aby zastosować VOI, kliknij przycisk Kontur u dołu.
      3. Kliknij przycisk nad zakładką Szablon, aby obliczyć TAC i wysłać je do narzędzi PKIN.
  2. W PKIN:
    1. W prawym dolnym rogu wybierz TAC jako Typ wyświetlania, aby zwizualizować TAC w kBq/mL dla wcześniej wybranych VOI.
    2. Kliknij prawym przyciskiem myszy na płótno z TAC i wybierz Tabela wartości widocznych krzywych. Skopiuj tabelę do arkusza kalkulacyjnego w celu dalszej analizy.
  3. Oblicz korelację Pearsona dla wszystkich par VOI, używając danych z szóstej do ostatniej ramki czasowej (= 10–60 min po rozpoczęciu skanowania), aby uzyskać macierz korelacji. Skrypt w Pythonie o nazwie „correlation_matrix.py” realizujący to zadanie znajduje się w Dodatkowym pliku 1.
  4. Sprawdź, czy korelacja Pearsona jest istotna, używając statystyki testu t: wzór statystyki t, t= r√(n-1)/√(1-r²), równanie do analizy statystycznej w badaniach. z n - 2 stopniami swobody, gdzie r to współczynnik korelacji Pearsona, a n = 25 to liczba ramek czasowych użytych do obliczenia korelacji Pearsona. Zastosuj odpowiednią poprawkę na wielokrotne porównania i porównaj statystykę z wartością krytyczną dwustronnego rozkładu t (p = 0,05) z n - 2 stopniami swobody. Uznaj korelację Pearsona między dwoma VOI za istotną, jeśli skorygowana wartość testu t jest mniejsza niż wartość krytyczna.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Po zakończeniu skanowania można zbadać TAC wykrytej szybkości podczas akwizycji, aby sprawdzić poprawność wstrzyknięcia i wychwytu znacznika. Rysunek 1 przedstawia TAC uzyskany z całego FOV skanera po prawidłowym wstrzyknięciu znacznika i akwizycji (panel A) oraz TAC uzyskany po częściowym wstrzyknięciu pozajutrowym znacznika (panel B). W przypadku sukcesu szybkość zliczeń gwałtownie rośnie po wstrzyknięciu znacznika i osiąga szczyt w ciągu pierwszych 4 min, a następnie stop...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Przedstawiony tutaj protokół prowadzi użytkowników przez proces pozyskiwania dynamicznych danych PET w ciągu 1 godziny przy użyciu [18F]FDG jako znacznika u szczurów. Na koniec uzyskuje się macierz korelacji VOI, którą można wykorzystać do oceny połączeń metabolicznych na poziomie jednego podmiotu. Doświadczeni badacze mogą dostosować protokół do swoich specyficznych potrzeb w różnych punktach, na przykład używając innego radioznacznika, czasu akwizycji lub szerokości ram czasowych do rekonstrukcji obrazu i wy...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają do ujawnienia żadnych konfliktów interesów.

Podziękowania

Ta praca została wsparta grantem badawczym z Flamandzkiej Fundacji Badawczej [G027422N].

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
AntisedanOrion PharmaChlorowodorek atypamezolu 5 mg/ml
strzykawka insulinowa BD Micro-Fine+ 1 mlBD3248270,33 mm (29G) x 12,7 mm
BD Microlance 3 igły 30 G x 1/2"BD30400030 G x 1/2"; 0,3 x 13 mm
Strzykawka BD Plastipak 1 mlBD303172do pompy infuzyjnej
BTPE-10 Rurka polietylenowaInstech0,11x,024 cala (.28x60 mm)
DomitorOrion Pharma1070499Chlorowodorek medetymidyny 1 mg / ml
Fusion 100 pompa infuzyjnaChemyx Inc.07100Dostępny nowszy model: Fusion 100X
Isoflutek 1000 mg/gAliviraIsoflurane
MOLECUBES β-CUBE z oprogramowaniem CUBEFLOWMOLECUBES NVPrzedkliniczny skaner PET
PMOD Wersja oprogramowania 4.4 Bruker Corporationhttp://www.pmod.com; kwantyfikacja danych PET
Sól fizjologicznaB. Braun394496NaCl 0,9%
Vidisic żel pod oczyVidisicCarbomerum 980 2 mg/g

Bibliografia

  1. Wilson, H., Pagano, G., Politis, M. Dementia spectrum disorders: lessons learnt from decades with PET research. J Neural Transm. 126 (3), 233-251 (2019).
  2. Singnurkar, A., Poon, R., Metser, U. Comparison of 18F-FDG-PET/CT and 18F-FDG-PET/MR imaging in oncology: a systematic review. Ann Nucl Med. 31 (5), 366-378 (2017).
  3. Youssef, G., et al. The use of 18F-FDG PET in the diagnosis of cardiac sarcoidosis: a systematic review and metaanalysis including the Ontario experience. J Nucl Med. 53 (2), 241-248 (2012).
  4. Carli, G., Tondo, G., Boccalini, C., Perani, D. Brain molecular connectivity in neurodegenerative conditions. Brain Sci. 11 (4), 433(2021).
  5. Sala, A., Perani, D. Brain molecular connectivity in neurodegenerative diseases: Recent advances and new perspectives using positron emission tomography. Front Neurosci. 13, 617(2019).
  6. Horwitz, B., Duara, R., Rapoport, S. I. Intercorrelations of glucose metabolic rates between brain regions: Application to healthy males in a state of reduced sensory input. J Cereb Blood Flow Metab. 4 (4), 484-499 (1984).
  7. Sporns, O., Tononi, G., Kötter, R. The human connectome: A structural description of the human brain. PLOS Comput Biol. 1 (4), e42(2005).
  8. Biswal, B., Zerrin Yetkin, F., Haughton, V. M., Hyde, J. S. Functional connectivity in the motor cortex of resting human brain using echo-planar MRI. Magn Reson Med. 34 (4), 537-541 (1995).
  9. Sanchez-Catasus, C. A., et al. Use of nuclear medicine molecular neuroimaging to model brain molecular connectivity. PET and SPECT in neurology. Diercke, R. A. J. O., de Vries, E. F. J., van Waarde, A., Leenders, K. L. , Springer. Cham. 181-207 (2021).
  10. Wehrl, H. F., et al. Simultaneous PET-MRI reveals brain function in activated and resting state on metabolic, hemodynamic and multiple temporal scales. Nat Med. 19 (9), 1184-1189 (2013).
  11. Rosenberg, G. A., Mun-Bryce, S., Wesley, M., Kornfeld, M. Collagenase-induced intracerebral hemorrhage in rats. Stroke. 21 (5), 801-807 (1990).
  12. Krishnamoorthy, S., et al. Performance evaluation of the MOLECUBES β-CUBE - a high spatial resolution and high sensitivity small animal PET scanner utilizing monolithic LYSO scintillation detectors. Phys Med Biol. 63 (15), 155013(2018).
  13. Schiffer, W. K., Mirrione, M. M., Dewey, S. L. Optimizing experimental protocols for quantitative behavioral imaging with 18F-FDG in rodents. J Nucl Med. 48 (2), 277-287 (2007).
  14. Fueger, B. J., et al. Impact of animal handling on the results of 18F-FDG PET studies in mice. J Nucl Med. 47 (6), 999-1006 (2006).
  15. Gold, M. E. L., Norell, M. A., Budassi, M., Vaska, P., Schulz, D. Rapid 18F-FDG uptake in brain of awake, behaving rat and anesthetized chicken has implications for behavioral PET studies in species with high metabolisms. Front Behav Neurosci. 12, 115(2018).
  16. Miranda, A., et al. PET imaging of freely moving interacting rats. NeuroImage. 191, 560-567 (2019).
  17. Miranda, A., et al. Awake 18F-FDG PET imaging of memantine-induced brain activation and test-retest in freely running mice. J Nucl Med. 60 (6), 844-850 (2019).
  18. Jahreis, I., Bascuñana, P., Ross, T. L., Bankstahl, J. P., Bankstahl, M. Choice of anesthesia and data analysis method strongly increases sensitivity of 18F-FDG PET imaging during experimental epileptogenesis. PLOS ONE. 16 (11), e0260482(2021).
  19. Pawela, C. P., et al. A protocol for use of medetomidine anesthesia in rats for extended studies using task-induced BOLD contrast and resting-state functional connectivity. NeuroImage. 46 (4), 1137-1147 (2009).
  20. Rubinov, M., Sporns, O. Complex network measures of brain connectivity: Uses and interpretations. NeuroImage. 52 (3), 1059-1069 (2010).
  21. Engel, J., et al. Connectomics and epilepsy. Curr Opin Neurol. 26 (2), 186(2013).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Dynamiczne PETPET z użyciem FDGanaliza pojedynczego obiektuobrazowanie mózgu szczurakrzywe aktywności w czasiemodel krwotoku wewnątrzczaszkowegokorelacja Pearsonaprzedkliniczne PETpobór glukozy przez mózg
Badanie metabolicznych połączeń mózgu za pomocą dynamicznej pozytonowej tomografii emisyjnej 2-deoksy-2-[18F]fluoro-D-glukozy na poziomie pojedynczego obiektu
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.