Artykuł metodologiczny

Kwantyfikacja mikro- i nanoplastików na bazie politereftalanu adypinianu butylenu z gleby za pomocą spektroskopii magnetycznego rezonansu jądrowego protonów

DOI:

10.3791/67471

⸱

6 czerwca 2025

 ,  ,  , 
1Department of Biosystems Engineering and Soil Science, University of Tennessee-Knoxville, 2Department of Chemistry, University of Tennessee-Knoxville

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Metoda ilościowego oznaczania mikro- i nanoplastików pochodzących z politereftalanu adypinianu butylenu w glebie za pomocą spektroskopii magnetycznego rezonansu jądrowego jest opisana tutaj. Technika ta stanowi ulepszenie istniejącej metodologii, ponieważ obejmuje kwantyfikację nanoplastików i można ją łatwo dostosować do masowego przetwarzania próbek środowiskowych.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Metoda odzyskiwania i ilościowego określania mikro- i nano-plastików (MP i NP) powstających w glebie podczas biodegradacji jest potrzebna do dokładnej oceny degradacji i wpływu na środowisko produktów z tworzyw sztucznych ulegających biodegradacji. Obecność MP i NP w glebie może zmieniać właściwości gleby, takie jak zachowanie agregacji, lub mieć toksyczny wpływ na faunę i florę gleby. Istniejące metody odzyskiwania MP nie zawsze są odpowiednie do pomiaru polimerów biodegradowalnych, takich jak politereftalan adypinianu butylenu (PBAT); niektóre powszechne procedury trawienia z użyciem kwasów lub utleniaczy mogą niszczyć biodegradowalne MP na bazie PBAT. Metody identyfikacji, takie jak spektroskopia mikro-FTIR i mikro-Ramana, są również ograniczone przez minimalny rozmiar cząstek, które można odzyskać i przeanalizować. W związku z tym opracowano tę metodę w celu ekstrakcji i ilościowego określenia PBAT z gleby w celu oceny udziału masowego MP i NP w glebie bez chemicznego przekształcania PBAT. W protokole do selektywnego wydobycia PBAT z gleby stosuje się roztwór chloroformu i metanolu. Rozpuszczalnik jest odparowywany z ekstraktu, a następnie ekstrakt jest ponownie rozpuszczany w deuterowanym chloroformie. Ekstrakt jest analizowany za pomocą spektroskopii magnetycznego rezonansu jądrowego protonów (1H-QNMR) pod parametrami ilościowymi w celu ilościowego określenia ilości PBAT w każdej próbce. Skuteczność ekstrakcji rozpuszczalnikiem dla PBAT waha się od 76% w zacienionej glebie gliniastej do 45% w glebie piaszczysto-gliniastej Elkhorn. Odzysk PBAT może być zmniejszony w przypadku materiałów fotooksydowanych w porównaniu z materiałami nieskazitelnymi i może być zmniejszony w glebach o dużej zawartości gliny. Wydajność ekstrakcji nie zależy od stężenia PBAT w zakresie testowym, ale zaobserwowano niższą wydajność ekstrakcji dla NP niż dla MP. Wyniki kwantyfikacji PBAT były porównywalne z kwantyfikacją degradacji tworzywa sztucznego poprzez pomiar skumulowanego oddychania gleby w laboratoryjnym badaniu inkubacyjnym.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Metody pomiaru zanieczyszczenia MP w glebie są niezbędne do zrozumienia zakresu zanieczyszczenia plastikiem w glebach na całym świecie1, źródła zanieczyszczenia plastikiem2, oraz potencjalne rozwiązania3. Gleby rolne są wyjątkowo narażone na zanieczyszczenie tworzywami sztucznymi: od 2021 r. w rolnictwie zużywa się ponad 15 milionów ton metrycznych tworzyw sztucznych rocznie4, w tym 2,5 miliona ton ściółki z tworzywa sztucznego5. Ściółka z tworzywa sztucznego jest używana w bliskim kontakcie z glebą, ponownie stosowana raz lub więcej razy w roku6 i może być trudna do całkowitego usunięcia z gleby po okresie użytkowania7. Jednym z kluczowych obszarów, w którym potrzebne są metody pomiaru MP, jest ocena biodegradowalnych produktów z tworzyw sztucznych, takich jak biodegradowalne ściółki z tworzywa sztucznego do stosowania w systemach warzywnych8.

Biodegradowalne produkty z tworzyw sztucznych w glebie są obiecującą alternatywą dla konwencjonalnych tworzyw sztucznych stosowanych w rolnictwie, ponieważ mogą wyeliminować zanieczyszczenie gleby plastikiem przez ściółkowanie plastikiem, jeśli działają zgodnie z przeznaczeniem. W 2022 r. na całym świecie wyprodukowano mniej niż 1 milion ton metrycznych biodegradowalnego tworzywa sztucznego, przy czym spodziewany jest szybki wzrost w branży9. Cztery najpopularniejsze polimery biodegradowalne, kwas polimlekowy (PLA), skrobia polimeryzowana, polihydroksyalkaniany (PHA) i politereftalan adypinianu butylenu (PBAT), są stosowane komercyjnie lub eksperymentalnie w rolniczych biodegradowalnych ściółkach z tworzyw sztucznych10. Pomimo ich obietnic, degradacja tych biodegradowalnych produktów z tworzyw sztucznych w warunkach polowych jest zmienna11. Podczas gdy niektóre badania nad biodegradowalną degradacją ściółki z tworzywa sztucznego w terenie koncentrowały się na fragmentach makroplastiku11, ocena całkowitej degradacji materiałów z tworzyw sztucznych wymaga zdolności do odzyskiwania MP i NP z gleby. Kwantyfikacja mikrodrobin plastiku z gleby jest również ważna dla oceny potencjalnego negatywnego wpływu zanieczyszczeń MP na ekosystemy glebowe12.

Niektóre powszechnie używane techniki identyfikacji i kwantyfikacji MP obejmują analizę wizualną, mikro-transformowaną spektroskopię w podczerwieni (μFTIR), spektroskopię mikro-Ramanowską (μRaman), chromatografię gazową-spektroskopię mas (GCMS w tym pirolizę GCMS i desorpcję ekstrakcji termicznej GCMS) oraz analizę termograwimetryczną13. Inne rozwijające się techniki obejmują spektroskopię bliskiej podczerwieni do pomiaru MP in situ w glebach14, ekstrakcję estryfikacją metylu kwasów tłuszczowych do analizy GCMS15 oraz spektroskopia magnetycznego rezonansu jądrowego16. Aż 90% badań kwantyfikujących MP w glebie wykorzystywało analizę wizualną (samodzielnie lub w połączeniu z innymi technikami) do identyfikacji cząstek plastiku, podczas gdy 77% wykorzystywało techniki spektroskopii FTIR, Ramana lub GCMS17. Opracowanie i ujednolicenie różnorodnych technik kwantyfikacji MP może pomóc w rozszerzeniu zdolności społeczności naukowej do udzielania odpowiedzi na różnorodne pytania badawcze dotyczące mikroplastiku18. Istnieją trzy ogólne podejścia do przygotowania próbek gleby w celu ilościowego określenia mikrodrobin plastiku: 1) oddzielanie niezmienionych pojedynczych cząstek mikroplastiku od gleby (np. przez separację gęstości), 2) ekstrakcja przekształconego tworzywa sztucznego lub materiału polimerowego (np. przez rozpuszczenie) lub 3) analiza gleby luzem. Zarówno spektroskopia μFTIR, jak i μRamana wymaga oddzielenia poszczególnych MP od gleby, zanim będzie można je chemicznie zidentyfikować19, podczas gdy piro-GCMS można przeprowadzić na izolowanych cząstkach plastiku oddzielonych od gleby lub gleby luzem20. Oddzielenie biodegradowalnych MP od gleby może być trudne, ponieważ niektóre procesy fermentacyjne używane do usuwania materii organicznej z gleby mogą degradować lub w inny sposób chemicznie zmieniać biodegradowalne polimery, w tym PBAT21. Zarówno spektroskopia mikroramanowska, jak i spektroskopia μFTIR mają również limit rozdzielczości przestrzennej: cząstki muszą być większe niż 10-20 μm dla μFTIR i 1 μm dla μRamana (jeśli pojedyncze cząstki tak małe mogą być przygotowane do analizy)19,22. Techniki te mogą zapewnić chemiczną identyfikację polimerów MP, a obrazowanie spektroskopowe może być wykorzystane do pomiaru rozmiaru MP22. Wszystkie rodzaje piro-GCMS są ograniczone tym, że próbki są niszczone podczas analizy.

NMR został z powodzeniem wykorzystany do scharakteryzowania składników gleby i zanieczyszczeń23, do ilościowego określenia MPS16,24,25,26, oraz do oceny degradacji PBAT i innego polimeru, polistyrenu27,28. Spektroskopia H-NMR 1Spektroskopia H-NMR wytwarza widma, w których powierzchnia każdego piku widmowego jest wprost proporcjonalna do liczby wodorów w próbce; Pozwala to na ilościowe określenie składników składowych w próbce29. NMR jest cenną techniką analityczną do ilościowego oznaczania niektórych MP, w tym PBAT, w glebie, ponieważ pozwala na jednoczesną kwantyfikację i identyfikację, nadaje się do złożonych i zanieczyszczonych mieszanin i nie wymaga chemicznie identycznych wzorców referencyjnych30,31. Spektroskopia NMR ekstraktu rozpuszczalnikowego może oznaczać ilościowo MP lub NP mniejsze niż te, które można przetworzyć do oznaczania ilościowego μFTIR, μRamana lub GCMS. Pomimo tych zalet, ilościowe podejścia NMR nadal zapewniają niższą czułość niż destrukcyjne podejścia oparte na spektroskopii mas32.

Proponowana metoda, opisana na diagramie Rysunek 1, opisuje proces przetwarzania i analizy próbek gleby zawierających PBAT - w tym nano-rozmiarowych tworzyw BBAT. W metodzie tej polimer PBAT jest ekstrahowany z próbek gleby poprzez wstrząsanie glebą mieszaniną chloroformu i metanolu. Ekstrakty rozpuszczalnikowe zawierające PBAT są suszone, a następnie ponownie rozpuszczane w deuterowanym chloroformie z dodatkiem wewnętrznego kalibru. Spektroskopię NMR przeprowadza się na ekstraktach przy użyciu parametrów ilościowych. Powstałe widma są analizowane w celu ilościowego określenia PBAT poprzez porównanie obszaru dopasowanych pików odpowiadających atomom wodoru PBAT i cząsteczkom kalibru. W tej metodzie zastosowano metodę ekstrakcji rozpuszczalnikiem i spektroskopii magnetycznego rezonansu jądrowego protonów (1H-NMR) zademonstrowaną przez Nelsona i wsp.33. Celem było zastosowanie metody odpowiedniej do przetwarzania próbek w skali środowiskowej (~100 g gleby) oraz do równoległego przetwarzania wielu próbek bez specjalistycznego sprzętu do ekstrakcji.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Zbieranie i przygotowanie gleby

UWAGA: Sprzęt do pobierania próbek i przetwarzania nie powinien zawierać polimeru PBAT ani jego składników, aby uniknąć zanieczyszczenia próbki. Inne materiały polimerowe niekoniecznie zakłócają ilościowe oznaczanie PBAT z gleby. Na przykład polietylen i polipropylen nie wytwarzają pików widmowych w chloroformie 1H-NMR, które zakłócają kwantyfikację PBAT34, ale politereftalan etylenu z jego grupą tereftalanów najprawdopodobniej zakłócałby 35, podobnie jak inne poliestry. Teksty referencyjne, takie jak Brandolini i Hills34, mogą być używane do wyznaczania widm 1H-NMR różnych polimerów i badania przesiewowego nakładających się pików z pikami PBAT używanymi do kwantyfikacji (opisanej poniżej).

  1. Dla każdej próbki należy zebrać co najmniej 100 g ekwiwalentu suchej masy gleby. Określ wielkość próbki gleby na podstawie oczekiwanego stężenia tworzyw sztucznych, aby zebrać reprezentatywną próbkę i homogenizować glebę, aby w razie potrzeby pobrać podpróbkę36.
    UWAGA: Systemy glebowe są z natury niejednorodne37, podobnie jak rozkłady zanieczyszczeń (np. MP) w ich obrębie38. Istnieje również zmienność związana z metodami stosowanymi do pomiaru stężeń zanieczyszczeń39. W związku z tym zaleca się stworzenie projektu próbkowania lub projektu eksperymentalnego, który obejmuje próbki powtórzone jako narzędzie do szacowania niepewności i zbierania reprezentatywnych objętości próbek na podstawie stężenia tworzywa sztucznego40. Udokumentowano, że stężenia MP w glebie wahają się od bliskiego zeru do 1 x 107 elementów na kg gleby, przy czym większość miejsc zawiera mniej niż 10 000 elementów na kg gleby41. Teoretyczna reprezentatywna objętość podstawowa może wynosić od 23 m2 przy stężeniu MP wynoszącym 10 elementów na metr kwadratowy do 0,02 m2, gdy stężenie MP wynosi 10 000 elementów na metr kwadratowy36.
    1. Aby zwiększyć efektywną powierzchnię pobierania próbek z terenu polowego, jednocześnie minimalizując ilość gleby, która musi zostać przetworzona, należy zebrać glebę z dużego obszaru (np. 1 m2), a następnie użyć metody ćwiartkowania w celu homogenizacji i konsolidacji próbki (np. do 500 g gleby)36.
    2. W metodzie ćwiartowania ułóż ziemię z dużej powierzchni na plandece lub innej powierzchni, dokładnie wymieszaj za pomocą łopaty, a następnie podziel na ćwiartki. Zatrzymać jedną czwartą próbki i odrzucić pozostałe trzy czwarte. Powtarzaj ten proces, aż próbka osiągnie pożądany rozmiar.
  2. Przesiej glebę przez sito o oczkach 2 mm. Całkowicie wyczyść sito i miskę wyłapującą między próbkami gleby.
  3. Wysuszyć ziemię na powietrzu, a następnie przechowywać w szczelnie zamkniętych workach na próbki. Sucha gleba może być przechowywana w tym stanie przed ekstrakcją PBAT.

2. Ekstrakcja PBAT z gleb

UWAGA: Chloroform jest lotny i toksyczny. Przechowuj go w ciemności w bursztynowym szkle, z dala od utleniaczy. Podczas pracy z nim należy nosić odpowiednie rękawice, okulary ochronne i odzież ochronną. Używaj go tylko w dygestorium. Metanol jest łatwopalny, lotny i toksyczny. Przechowuj metanol w ognioodpornej szafce. Podczas pracy z metanolem należy nosić odpowiednie rękawice, okulary ochronne i odzież ochronną. Z metanolem należy obchodzić się tylko w dygestorium. Szkło może pęknąć i spowodować obrażenia. Nosić okulary ochronne podczas pracy ze szkłem. Unikaj dotykania potłuczonego szkła gołymi rękami. Zamiast tego posprzątaj potłuczone szkło za pomocą odpornych na przecięcie rękawic, szczypiec, miotły lub innego narzędzia.

UWAGA: Chloroform nie jest kompatybilny z większością tworzyw sztucznych i metali. Upewnij się, że wszystkie materiały są kompatybilne (np. szkło lub politetrafluoroetylen, tworzywo PTFE).

  1. W dygestorium przygotować 100 ml mieszaniny chloroformu (trichlorometanu (trichlorometanu) o sile 90:10 v/v; CHCl3) i metanolu (CH3OH) na próbkę, która ma być ekstrahowana. Na przykład, aby wyekstrahować z 5 próbek, wymieszaj 450 ml chloroformu z 50 ml metanolu.
  2. Dodaj 100 g suchej gleby, 100 ml roztworu chloroformu i metanolu oraz 20 szklanych kulek do szklanego słoika ekstrakcyjnego. Szczelnie uszczelnij słoiki ekstrakcyjne pokrywkami wyłożonymi PTFE, aby żadne opary rozpuszczalnika nie mogły wydostać się ze słoików.
    UWAGA: PBAT jest wysoce rozpuszczalny w chloroformie; Zastosowano mieszaninę chloroformu i metanolu, ponieważ metanol może tworzyć wiązania wodorowe z substancjami rozpuszczonymi, konkurując z mineralnymi i organicznymi składnikami gleby oraz zwiększając odzysk PBAT z gleby33.
  3. Użyj stołu do wytrząsania, aby potrząsać słoikami ekstrakcyjnymi przez 8 godzin przy 200 obr./min. Po wstrząśnięciu pozwól glebie w słoikach ekstrakcyjnych osiąść przez co najmniej 4 godziny.
  4. Oddziel ekstrakt z gleby. W dygestorium odkręć słoik ekstrakcyjny i przenieś ciecz pipetą przez wysokiej jakości filtr papierowy o wielkości porów 11 μm do oznaczonego czystego szklanego słoika. Zapisać objętość rozpuszczalnika odzyskanego ze słoika ekstrakcyjnego. Unikaj przenoszenia ciał stałych z gleby wraz z ekstraktem; W razie potrzeby zostaw kilka ml rozpuszczalnika.
    UWAGA: Bibuła filtracyjna przeznaczona jest do usuwania dużych kawałków materii organicznej z roztworu rozpuszczalnika.
  5. Wysuszyć ekstrakty, pozostawiając je w dygestorium, aż rozpuszczalnik całkowicie odparuje. Może to potrwać do 24 godzin. Wysuszyć również glebę w dygestorium. Gdy gleba całkowicie wyschnie, wyrzuć ją.
  6. Po wyschnięciu ekstraktów zakryj każdy słoik z próbką i przechowuj je w chłodnym, ciemnym i suchym miejscu, aż będą potrzebne.

3. Zbiór widm NMR

UWAGA: Deuterowany chloroform stwarza takie samo ryzyko i wymaga takich samych środków ostrożności jak protonowany chloroform opisany powyżej.

  1. Dodaj wewnętrzny califrant42 do próbki. Za pomocą wagi zważyć 1,00 mg 1,4-dimetoksybenzenu (DMB; C6H14O) do każdego słoika na próbkę zawierającego wysuszony ekstrakt.
  2. Zawiesić próbkę w deuterowanym chloroformie (CDCl3; trichloro(deutero)metan). W dygestorium za pomocą mikropipety dodać 500 μl deuterowanego chloroformu do słoika z wysuszonym ekstraktem próbki.
  3. Zakręć słoik i wstrząśnij, aby rozpuścić suszony ekstrakt, delikatnie stukając słoikiem o dłoń lub blat, około 10 razy z każdej strony. Następnie użyj czystej końcówki pipety, aby przenieść płyn do probówki NMR.
  4. Powtórzyć kroki 3.2 i 3.3 z dodatkowymi 500 μl deuterowanego chloroformu, dodając drugą porcję próbki do tej samej probówki NMR co pierwsza. Drugie płukanie ma na celu zapewnienie całkowitego rozpuszczenia i odzyskania wysuszonego ekstraktu z pojemnika.
  5. Zakryj probówkę NMR i przechowuj ją przez 3 dni przed pobraniem widm NMR. Odpowiedni czas przechowywania będzie zależał od szybkości parowania rozpuszczalnika z probówki NMR. Próbki należy analizować wkrótce po ich przygotowaniu za pomocą deuterowanego chloroformu.
  6. Do transportu probówek NMR do spektrometru należy użyć uchwytu przeznaczonego do podtrzymywania długich, delikatnych probówek. Zazwyczaj mają one podparcie w pobliżu podstawy i górnej części rury. Podczas transportu utrzymuj rurki w pozycji pionowej.
  7. Korzystając ze spektrometru NMR 500 MHz, zbierz widmo protonowe 1H o kącie impulsu 90°29, szerokość impulsu 8 μs33, czas opóźnienia 25 s (określony przez eksperyment odzyskiwania inwersji29,43), 262 tys. punktów na skan i 32 skany kompozytowe29,44 od 12 do -2 ppm przez 25 min całkowitego czasu działania.
    UWAGA: Użyliśmy spektrometru Bruker Neo 500 MHz z sondą zoptymalizowaną pod kątem szerokopasmowego dostępu i automatycznym samplerem w kontrolowanej temperaturze 300 K. Można użyć innych podobnych spektrometrów. W przypadku korzystania z instrumentu o innym natężeniu pola magnetycznego, odpowiedni czas opóźnienia można obliczyć na podstawie czasu relaksacji T1 dla PBAT i 1,4-dimetoksybenzenu za pomocą eksperymentu odzyskiwania inwersyjnego29,43.
  8. Po uruchomieniu próbki zapisz, prześlij lub uzyskaj dostęp do danych spektralnych w razie potrzeby.
    Sprawdź dane spektralne. Sprawdź, czy wszystkie piki PBAT użyte do oznaczania ilościowego są wyraźnie rozwiązane, jeśli są obecne. Do oznaczania ilościowego należy użyć pików PBAT 5 (8,10 ppm), 6 (4,44 ppm), 6' (4,38 ppm), 3' (4,15 ppm) i 3 (4,09 ppm) (szczegóły w tabeli 1). Do oznaczania ilościowego należy również użyć pików DMB A (6,84 ppm) i B (3,77 ppm) (szczegóły w Tabeli 2). Zwróć szczególną uwagę na 6, 6', 3' i 3 szczyty PBAT, które pojawiają się bardzo blisko siebie i mogą się na siebie nakładać.
  9. Jeżeli niektóre piki nie są wyraźnie rozdzielone, należy rozcieńczyć próbkę. Połączyć 100 μl próbki i 500 μl deuterowanego chloroformu w czystej probówce NMR i ponownie uruchomić próbkę z tymi samymi parametrami określonymi w kroku 3.7.

4. Analiza widm NMR w celu ilościowego określenia PBAT

UWAGA: Analiza spektralna może być przeprowadzona w dowolnym momencie po pobraniu. Preferowane jest analizowanie danych w tym samym dniu, w którym generowane są widma, aby zapewnić, że próbki są nadal dostępne do ponownego uruchomienia w przypadku jakichkolwiek problemów.

  1. Otwórz plik FID utworzony przez spektrometr w oprogramowaniu do przetwarzania NMR FID (użyliśmy MestreNova z MestreLab, inne opcje, ale dostępne są inne opcje).
  2. Zastosuj poszerzenie linii do widm: W oprogramowaniu do przetwarzania FID wybierz Szablon przetwarzania w menu Przetwarzanie, a następnie przejdź do sekcji Apodizacja. Wybierz model wykładniczy o wielkości 0,5 Hz i pierwszym punkcie 0,5 Hz.
  3. Zastosuj automatyczną korekcję fazy, klikając przycisk Automatyczna korekcja fazy w menu Przetwarzanie. Zastosuj automatyczną korekcję linii bazowej, klikając przycisk Automatyczna korekta linii bazowej w menu Przetwarzanie.
  4. Użyj dekonwolucji pików, aby dopasować zmierzone piki widmowe: na karcie Analiza w oprogramowaniu do przetwarzania widm, w sekcji Dopasowanie, kliknij przycisk Nowe dopasowanie. Użyj kursora, aby kliknąć widma z przesunięciem 8.5 ppm, a następnie przeciągnij kursor do przesunięcia 3.0 i zwolnij.
  5. Kliknij opcję Tabela dopasowania linii w sekcji Dopasowanie, aby wyświetlić wszystkie dopasowane szczyty.
  6. Zachowaj piki użyte do oznaczania ilościowego zgodnie z opisem w Tabeli 1 i Tabeli 2 i oznaczone w Rysunek 2. W oznaczaniu ilościowym należy użyć pików PBAT 5 (8,10 ppm), 6 (4,44 ppm), 6' (4,38 ppm), 3' (4,15 ppm) i 3 (4,09 ppm) (szczegóły w tabeli 1), a także pików DMB A (6,84 ppm) i B (3,77 ppm). Atomy wodoru, które odpowiadają każdemu pikowi wymienionemu w Tabeli 1 i Tabeli 2, są oznaczone na schematach strukturalnych w Rysunek 3, z Rysunek 3A przedstawiający strukturę dwóch dimerów PBAT, Rysunek 3B pokazujący, jak pozycja dimerów w polimerze oddziałuje w celu zmiany przesunięcia piku wodoru z monomeru 1,4-butanodiolu, oraz Rysunek 3C przedstawiający strukturę DMB.
  7. Usuń wszystkie inne szczyty z dopasowania, zaznaczając niechciane szczyty i klikając przycisk Usuń szczyt.
  8. Użyj tabeli dopasowania, aby skopiować obszar każdego piku do aplikacji arkusza kalkulacyjnego w celu obliczeń (zdecydowaliśmy się użyć arkusza kalkulacyjnego).
  9. Aby skopiować obszary pików do arkusza kalkulacyjnego, najpierw zaznacz wszystkie informacje o pikach w tabeli dopasowania linii. Następnie kliknij prawym przyciskiem myszy i wybierz Kopiuj z menu podręcznego. Wklej dane do arkusza kalkulacyjnego.
  10. Obliczyć liczbę moli DMB dodanych do próbki, nDMB, używając równania
    figure-protocol-1
    gdzie mDMB jest masą DMB dodanego do próbki w gramach (sugerowane 1,00 mg), a MMDMB jest masą molową DMB (138,17 g/mol).
  11. Obliczyć liczbę moli dimeru tereftalanu butylenu PBAT w próbce, nBT, używając równania
    figure-protocol-2
    gdzie A5 jest zmierzoną powierzchnią piku PBAT 5, AA jest zmierzoną powierzchnią piku A DMB, a AB jest zmierzoną powierzchnią piku B DMB. Jednostki powierzchni wytworzone przez oprogramowanie do analizy spektralnej są dowolne.
  12. Obliczyć liczbę moli dimeru adypinianu butylenu PBAT w próbce, nBA, używając równania
    figure-protocol-3
    gdzie A3 jest zmierzonym obszarem piku PBAT 3, A3' jest zmierzonym obszarem piku PBAT 3', A6 jest zmierzonym obszarem piku PBAT 6', a A6' jest zmierzonym obszarem piku PBAT 6'. Jednostki powierzchni wytworzone przez oprogramowanie do analizy spektralnej są dowolne.
  13. Obliczyć masę PBAT w odzyskanej próbce, mPBAT, stosując równanie
    figure-protocol-4
    gdzie MMBA jest masą molową dimeru BA z PBAT (200 g/mol), a MMBT jest masą molową dimeru BT z PBAT (220 g/mol).
  14. Jeśli w próbce znajdowała się znana ilość PBAT, wówczas procent odzysku, η, można obliczyć dla próbki jako miarę wydajności ekstrakcji zgodnie z równaniem
    figure-protocol-5
  15. Obliczyć stężenie PBAT w próbce, CPBAT, stosując równanie
    figure-protocol-6
    gdzie msucha gleba jest masą suchej gleby użytej do produkcji ekstraktu (0,1 kg), Vodzyskany rozpuszczalnik jest objętością rozpuszczalnika odzyskanego z gleby w kroku 2.4, a Vsovlent dodany jest początkową ilością rozpuszczalnika dodanego do próbki gleby (100 ml).

5. Przygotowanie krzywej kalibracyjnej do oznaczania ilościowego PBAT z określonej gleby

UWAGA: Krzywa kalibracyjna utworzona na podstawie próbek gleby z dodanymi znanymi ilościami PBAT dostarczy użytecznych informacji o tym, jak PBAT jest ekstrahowany i odzyskiwany z danej gleby. Ekstrakcja nie jest taka sama dla wszystkich gleb lub wszystkich form PBAT. Podejrzewamy, że wydajność ekstrakcji zależy od zawartości gliny glebowej i materii organicznej33 i zalecamy utworzenie krzywej kalibracyjnej dla każdej serii gleby i horyzontu zainteresowania. Krzywą kalibracyjną można utworzyć przed lub po przetworzeniu nieznanych próbek tą metodą.

  1. Zbierz i przygotuj równowartość 2,5 kg suchej gleby, jak opisano w krokach 1.1-1.3.
  2. Określić zakres, który ma być objęty krzywą wzorcową; maksymalne stężenie PBAT użyte w krzywej wzorcowej powinno być wyższe niż najwyższe stężenie PBAT wśród nieznanych próbek.
  3. Przygotuj lub uzyskaj wystarczającą ilość tworzywa PBAT do stworzenia 5 kolczastych próbek ze 100 g gleby o 0%, 25%, 50%, 75% i 100% maksymalnego stężenia (łącznie 25 próbek). Na przykład, jeśli 40 mg/kg jest pożądanym maksymalnym stężeniem, do stworzenia wzbogaconych próbek potrzebne będzie łącznie 50 mg BBAT.
  4. Przygotować 25 próbek po 100 g gleby każda. Próbki należy przesadzić, ważąc tworzywo sztuczne na bazie PBAT i dodając je do próbek gleby w zalecanych dawkach. Na przykład, jeśli 40 mg/kg PBAT jest pożądanym maksymalnym stężeniem, należy utworzyć 5 próbek bez PBAT, 5 próbek z 1 mg PBAT, 5 próbek z 2 mg PBAT, 5 próbek z 3 mg PBAT i 5 próbek z 4 mg PBAT. Po dodaniu PBAT do gleby dobrze wymieszaj.
  5. Wyodrębnij PBAT z 25 wzbogaconych próbek, a następnie zbierz widma NMR z ekstraktów i przeanalizuj powstałe widma zgodnie z opisem w krokach od 2.1 do 4.16.
  6. Zidentyfikuj równanie krzywej kalibracyjnej dla PBAT w tej glebie, wykonując regresję liniową między zmierzoną ilością PBAT w każdej próbce wzbogaconej a rzeczywistą ilością PBAT dodaną w narzędziu do analizy statystycznej. Użyliśmy arkusza kalkulacyjnego. Jeśli w próbkach wzbogaconych bez dodatku PBAT nie zostanie wykryty żaden PBAT, należy wymusić b = 0 w regresji.
    UWAGA: Test regresji liniowej ocenia siłę liniowej zależności między dwiema ciągłymi zmiennymi numerycznymi x i y, zgodnie z zależnością y = mx + b. Wartości m i b, które najlepiej pasują do danych, są obliczane przez test. Współczynnik r2 testu regresji opisuje, jak ściśle skorelowane są ze sobą dwie zmienne.
  7. Zbadać istotną zależność między wydajnością ekstrakcji a stężeniem PBAT za pomocą narzędzia do analizy statystycznej. Obliczyć wydajność ekstrakcji PBAT z wzbogaconych próbek jako
    figure-protocol-7
  8. Użyj narzędzia do analizy statystycznej, aby obliczyć prawdopodobieństwo, że obserwowane dane mogą wystąpić losowo bez korelacji między wydajnością ekstrakcji a stężeniem PBAT. Jeśli ta wartość p jest większa niż z góry określony próg istotności, α, to nie odrzuca hipotezy zerowej, że nie ma związku między dwiema zmiennymi. W takim przypadku można założyć, że wydajność ekstrakcji jest stała dla wszystkich stężeń PBAT w badanym zakresie. Jeśli hipoteza zerowa zostanie odrzucona, opisany tutaj model liniowy może nie być najlepszym sposobem modelowania danych.
  9. Użyj równania regresji liniowej krzywej kalibracyjnej, aby oszacować ilość PBAT w nieznanych próbkach przetwarzanych tą metodą. Jeśli zmienna x regresji była rzeczywistą ilością PBAT w próbkach wzbogaconych krzywą kalibracyjną, zmienna y była zmierzoną ilością PBAT, a b było ustawione na 0, to
    figure-protocol-8
    UWAGA: Zawartość PBAT w powtórzonych próbkach oszacowana za pomocą równania krzywej kalibracyjnej może być wykorzystana do wygenerowania przedziału ufności dla ilości PBAT w danej glebie lub, jeśli można obliczyć średnią i przedział ufności dla stężeń PBAT w ekstraktach z kontrprób, wówczas krzywą kalibracyjną można zastosować do oszacowania stężenia PBAT w glebie. Każda kolejność operacji daje ten sam przedział ufności dla zawartości PBAT w glebie. Na przykład rozważmy ekstrakty z 10 powtórzonych próbek, które mają stężenia PBAT 10, 5, 2, 4, 10, 11, 2, 6, 8 i 5 mg/kg oraz równanie krzywej kalibracyjnej y (zmierzone PBAT w ekstrakcie) = 0,75 x (prawdziwy PBAT w glebie). Stężenia PBAT w glebie w każdej kontrpróbie można oszacować na 13, 7, 3, 5, 13, 15, 3, 8, 11 i 7 mg/kg. Wtedy średnie stężenie PBAT w glebie oszacowano by na 8,4 mg/kg z odchyleniem standardowym 4,4 mg/kg. Jeżeli najpierw oblicza się średnią i odchylenie standardowe dla stężeń ekstraktu PBAT (10, 5, 2, 4, 10, 11, 2, 6, 8 i 5), oblicza się średnią 6,3 mg/kg i odchylenie standardowe 3,3 mg/kg. Następnie krzywą kalibracyjną można zastosować zarówno do średniej, jak i odchylenia standardowego, aby oszacować stężenie PBAT w glebie: średnia 8,4 mg/kg, odchylenie standardowe 4,4 mg/kg.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Aby ocenić skuteczność tej metody w ilościowym oznaczaniu polimeru PBAT z gleby, skonstruowano krzywe kalibracyjne, ekstrahując PBAT z próbek wzbogaconych stworzonych z trzech różnych gleb. Dla każdej z trzech gleb (szczegóły w tabeli 3) gleba została przepuszczona przez sito o średnicy 2 mm, a następnie wysuszona na powietrzu. Próbki wzbogacone utworzono przez dodanie 0, 9, 18, 27 lub 36 mg MP na bazie PBAT do 100 g suchej gleby (po 5 powtórzeń każdej z nich). Odpowiada to 0, 63, 126, 189 lub 252 mg/kg ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Proponujemy metodę ekstrakcji rozpuszczalnikiem PBAT z gleby w połączeniu z 1H-NMR w celu ilościowego określenia PBAT w ekstrakcie. Kluczowymi elementami procesu ekstrakcji są technika i sprzęt do ekstrakcji, rozpuszczalnik używany do ekstrakcji oraz wymagania czasowe. Zdecydowaliśmy się na zastosowanie techniki ekstrakcji, która wymaga stosunkowo prostego i niedrogiego sprzętu (szklane słoiki, szklane kulki i stół do wytrząsania) w porównaniu z ekstrakcją Soxhleta i przyspieszoną ekstrakcją rozpuszczalnikową ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy oświadczają, że nie są im znane żadne konkurencyjne interesy finansowe ani powiązania osobiste, które mogłyby mieć wpływ na pracę opisaną w tym artykule.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dziękuję USDA-NIFA za sfinansowanie tego projektu poprzez przyznanie SMS numeru 2020-67019-31167 oraz programowi University of Tennessee Strategic Planning Research Initiatives (SPRINT) za wewnętrzny grant DGH i SMS. Fundatorzy nie odgrywali żadnej roli w projektowaniu badania, gromadzeniu danych, analizie, interpretacji, pisaniu raportów ani w podejmowaniu decyzji o przesłaniu artykułu do publikacji.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
1,4-dimetoksybenzenArcos Organics 99%+AC115411000 1 mg na próbkę
Butelka ze szkła bursztynowego z pokrywką wyłożoną PTFE (1 L)Kimble5223253C-26chloroform wielokrotnego użytku
; trichlorometanFisher ChemicalAA43685M6 90 ml na próbkę; Fisher Optima
Deuterowany chlorform; trichloro(deuterio)metanSigma Aldrich10342000251 ml na próbkę; minimum 99,8% deuterowane; stabilizowane srebrem
Koraliki szklane (średnica 3 mm)Propper Manufacturing300060020 na próbkę
Szklane słoiki ekstrakcyjne z pokrywką wyłożoną PTFE (objętość ~250 ml)Kimble5510858B2 na próbkę, wielokrotnego użytku
Butla z podziałką, 1 L, polipropylenNalgene3662-1000wielokrotnego użytku
Butla z podziałką, 500 mL, polipropylenNalgene3662-0500wielokrotnego użytku
Fisher ChemicalA412-4 20 ml na próbkę; certyfikowany ACS
Mikropipeta o zakresie 0,5 - 1 mlFisher Scientific3123000063NMR wielokrotnego użytku
Brukern/a500 MHz
instrument Rurka NMR (wysokość 7 cali, wysoka przepustowość)WilmadWG-1000-71 na próbkę
Wytrząsarka platformowaEppendorf, Excella E5 M1355-0000wielorazowa
polietylenowa końcówka do pipet (objętość 10 ml)Eppendorf224920981 na próbkę, jednorazowa
Polipropylenowe końcówki do mikropipet (objętość 1 ml)Fisher Scientific02-707-5103 na próbkę, jednorazowa
PółmikrowagaMettler Toledo30532226wielokrotnego
metanol spektrometr użytku

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Andrady, A. L. The plastic in microplastics: A review. Mar Pollut Bull. 119 (1), 12-22 (2017).
  2. Fakour, H., et al. Quantification and analysis of microplastics in farmland soils: Characterization, sources, and pathways. Agriculture. 11 (4), 330(2021).
  3. Wang, K., et al. Impact of long-term conventional and biodegradable film mulching on microplastic abundance, soil structure and organic carbon in a cotton field. Environ Pollut. 356, 124367(2024).
  4. Plastics Europe Plastics - the Facts. , Plastics Europe. Available from: https://plasticseurope.org/knowledge-hub/plastics-the-facts-2022/ (2022).
  5. Assessment of agricultural plastics and their sustainability: A call for action. , Food Agriculture Organization. Rome. (2021).
  6. Beriot, N., et al. Intensive vegetable production under plastic mulch: A field study on soil plastic and pesticide residues and their effects on the soil microbiome. Sci Total Environ. 900, 165179(2023).
  7. Liu, E. K., He, W. Q., Yan, C. R. White revolution to white pollution - Agricultural plastic film mulch in China. Environ Res Lett. 9 (9), 091001(2014).
  8. Sintim, H. Y., et al. Release of micro- and nanoparticles from biodegradable plastic during in situ composting. Sci Total Environ. 675, 686-693 (2019).
  9. Skoczinski, P., et al. Bio-based building blocks and polymers - Global capacities, production and trends 2023-2028. Indust Biotech. 20 (2), 52-59 (2024).
  10. Hayes, D. G., et al. Effect of diverse weathering conditions on the physicochemical properties of biodegradable plastic mulches. Polymer Testing. 62, 454-467 (2017).
  11. Li, C., et al. Effects of biodegradable mulch on soil quality. Appl Soil Ecol. 79, 59-69 (2014).
  12. Wang, F., Wang, Q., Adams, C. A., Sun, Y., Zhang, S. Effects of microplastics on soil properties: Current knowledge and future perspectives. J Hazardous Mater. 424, 127531(2021).
  13. Möller, J. N., Löder, M. G. J., Laforsch, C. Finding microplastics in soils: A review of analytical methods. Environ Sci Technol. 54 (4), 2078-2090 (2020).
  14. Paul, A., Wander, L., Becker, R., Goedecke, C., Braun, U. High-throughput NIR spectroscopic (NIRS) detection of microplastics in soil. Environ Sci Pollut Res. 26 (8), 7364-7374 (2019).
  15. Wortman, S. E., Jeske, E., Samuelson, M. B., Drijber, R. A new method for detecting micro-fragments of biodegradable mulch films containing poly(butylene adipate-co-terephthalate) (PBAT) in soil. J Environ Quality. 51 (1), 123-128 (2021).
  16. Peez, N., et al. Quantitative analysis of PET microplastics in environmental model samples using quantitative 1H-NMR spectroscopy: Validation of an optimized and consistent sample clean-up method. Anal Bioanal Chem. 411 (28), 7409-7418 (2019).
  17. Praveena, S. M., Aris, A. Z., Singh, V. Quality assessment for methodological aspects of microplastics analysis in soil. Trend Environ Anal Chem. 34, e00159(2022).
  18. Primpke, S., et al. Critical assessment of analytical methods for the harmonized and cost-efficient analysis of microplastics. Appl Spectro. 74 (9), 1012-1047 (2020).
  19. Käppler, A., et al. Analysis of environmental microplastics by vibrational microspectroscopy: FTIR, Raman or both. Anal Bioanal Chem. 408 (29), 8377-8391 (2016).
  20. Watteau, F., Dignac, M. F., Bouchard, A., Revallier, A., Houot, S. Microplastic detection in soil amended with municipal solid waste composts as revealed by transmission electronic microscopy and pyrolysis/GC/MS. Front Sustainable Food Syst. 2, 407866(2018).
  21. Pfohl, P., et al. Microplastic extraction protocols can impact the polymer structure. Microplastics Nanoplastics. 1 (1), 1-13 (2021).
  22. Xu, J. L., Thomas, K. V., Luo, Z., Gowen, A. A. FTIR and Raman imaging for microplastics analysis: State of the art, challenges and prospects. Trend Anal Chem. 119, 115629(2019).
  23. Cardoza, L. A., Korir, A. K., Otto, W. H., Wurrey, C. J., Larive, C. K. Applications of NMR spectroscopy in environmental science. Prog Nucl Magnetic Resonance Spectr. 45 (3-4), 209-238 (2004).
  24. Peez, N., Rinesch, T., Kolz, J., Imhof, W. Applicable and cost-efficient microplastic analysis by quantitative 1H-NMR spectroscopy using benchtop NMR and NoD methods. Magnetic Resonance Chem. 60 (1), 172-183 (2022).
  25. Günther, M., Imhof, W. Simultaneous quantification of microplastic particles by non-deuterated (NoD) 1 H-qNMR from samples comprising different polymer types. Analyst. 148 (5), 1151-1161 (2023).
  26. Papini, G., Petrella, G., Cicero, D. O., Boglione, C., Rakaj, A. Identification and quantification of polystyrene microplastics in marine sediments facing a river mouth through NMR spectroscopy. Marine Pollut Bull. 198, 115784(2024).
  27. Herrera, R., Franco, L., Rodríguez-Galán, A., Puiggalí, J. Characterization and degradation behavior of poly(butylene adipate-co-terephthalate)s. J Polymer Sci Part A. 40 (23), 4141-4157 (2002).
  28. Mauel, A., Pötzschner, B., Meides, N., Siegel, R., Strohriegl, P., Senker, J. Quantification of photooxidative defects in weathered microplastics using 13 C multiCP NMR spectroscopy. RSC Adv. 12 (18), 10875-10885 (2022).
  29. Bharti, S. K., Roy, R. Quantitative 1H NMR spectroscopy. Trend Anal Chem. 35, 5-26 (2012).
  30. Li, X., Hu, K. Quantitative NMR Studies of Multiple Compound Mixtures. Ann Rep NMR Spectro. 90, 85-143 (2017).
  31. Simmler, C., Napolitano, J. G., McAlpine, J. B., Chen, S. N., Pauli, G. F. Universal quantitative NMR analysis of complex natural samples. Curr Opinion Biotechnol. 25, 51-59 (2014).
  32. Giraudeau, P. Challenges and perspectives in quantitative NMR. Magnetic Reason Chem. 55 (1), 61-69 (2017).
  33. Nelson, T. F., Remke, S. C., Kohler, H. P. E., McNeill, K., Sander, M. Quantification of Synthetic Polyesters from Biodegradable Mulch Films in Soils. Environ Sci Technol. 54, 266-275 (2020).
  34. Brandolini, A. J., Hills, D. D. NMR spectra of polymers and polymer additives. , CRC Press. Boca Raton. (2000).
  35. Matsuda, H., Asakura, T., Miki, T. Triad sequence analysis of poly(ethylene/butylene terephthalate) copolymer using 1H NMR. Macromolecules. 35 (12), 4664-4668 (2002).
  36. Yu, Y., Flury, M. How to take representative samples to quantify microplastic particles in soil. Sci Total Environ. 784, 147166(2021).
  37. Cambardella, C. A., et al. Field-scale variability of soil properties in central Iowa soils. Soil Sci Soc Am J. 58, 1501-1511 (1994).
  38. Ramsey, M. H., Argyraki, A. Estimation of measurement uncertainty from field sampling: Implications for the classification of contaminated land. Sci Total Environ. 198 (3), 243-257 (1997).
  39. Desaules, A. Critical evaluation of soil contamination assessment methods for trace metals. Sci Total Environ. 426, 120-131 (2012).
  40. Pennock, D., Yates, T., Braidek, J. Soil Sampling Designs. Soil Sampl Meth Anal. , 25-38 (2006).
  41. Büks, F., Kaupenjohann, M. Global concentrations of microplastics in soils - A review. SOIL. 6 (2), 649-662 (2020).
  42. Bowen, M., O'Neill, I., Pringuer, M. Quantitiative Applications of Nuclear Magnetic Resonance in Pharmaceutical Analysis. Proc Soc Anal Chem. , 294-297 (1974).
  43. Frank, O., Kreissl, J. K., Daschner, A., Hofmann, T. Accurate determination of reference materials and natural isolates by means of quantitative 1H NMR spectroscopy. J Agri Food Chem. 62 (12), 2506-2515 (2014).
  44. Malz, F., Jancke, H. Validation of quantitative NMR. J Pharma Biomed Anal. 38 (5), 813-823 (2005).
  45. Astner, A. F., et al. Forming micro-and nano-plastics from agricultural plastic films for employment in fundamental research studies. J Vis Exp. (185), e641112(2022).
  46. Anunciado, M. B., et al. Effect of environmental weathering on biodegradation of biodegradable plastic mulch films under ambient soil and composting conditions. J Polymer Environ. 29 (9), 2916-2931 (2021).
  47. Deshoulles, Q., et al. Hydrolytic degradation of biodegradable poly(butylene adipate-co-terephthalate) (PBAT) - Towards an understanding of microplastics fragmentation. Polymer Degrad Stability. 205, 110122(2022).
  48. Zhang, Y., et al. Aging significantly increases the interaction between polystyrene nanoplastic and minerals. Water Res. 219, 118544(2022).
  49. Peez, N., Janiska, M. C., Imhof, W. The first application of quantitative 1H NMR spectroscopy as a simple and fast method of identification and quantification of microplastic particles (PE, PET, and PS). Anal Bioanal Chem. 411 (4), 823-833 (2019).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Microplastic QuantificationNano plastic QuantificationPBAT ExtractionSoil BiodegradationProton NMR SpectroscopySolvent ExtractionChloroform MethanolSoil MicroplasticsBiodegradable PlasticsEnvironmental Monitoring

Powiązane artykuły