Ten protokół opisuje skuteczną, niechirurgiczną metodę ortotopowego wszczepiania ksenoprzeszczepów pochodzących od pacjentów z rakiem piersi u myszy. Technika ta polega na enzymatycznej dysocjacji guza, a następnie bezpośrednim wstrzyknięciu do poduszek tłuszczowych sutka, co umożliwia implantację o wysokiej przepustowości. Kompleksowa walidacja zapewnia wierność modelu, ułatwiając rygorystyczne badania nad różnymi podtypami raka piersi.
Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.
Artykuł metodologiczny
Wysokoprzepustowa dysocjacja i ortotopowa implantacja ksenoprzeszczepów pochodzących od pacjentów z rakiem piersi
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Ksenoprzeszczepy pochodzące od pacjentów (PDX) dostarczają klinicznie istotnej metody do rekapitulacji typów komórek związanych z nowotworem i mikrośrodowiska guza, co jest niezbędne do poszerzenia wiedzy o raku piersi (BC). Dodatkowo modele PDX umożliwiają badanie skutków ogólnoustrojowych BC, co nie jest możliwe przy użyciu modeli in vitro. Tradycyjne metody wszczepiania ksenoprzeszczepów BC zazwyczaj obejmują znieczulenie i sterylne zabiegi chirurgiczne, które są czasochłonne, inwazyjne i ograniczają skalowalność modeli PDX w badaniach BC. Protokół ten opisuje prostą i skalowalną metodę ortotopowego implantacji BC PDX u myszy. Do wszczepienia PDX użyto mysiego szczepu myszy NOD.Cg-PrkdcscidIl2rgtm1Wjl/SzJ (NSG). Ludzkie próbki BC uzyskane od pacjentów, którzy wyrazili zgodę na IRB, zostały mechanicznie i enzymatycznie zdysocjowane, a następnie ponownie zawieszone w roztworze ekstraktu z błony podstawnej (BME) i RPMI 1640. Zwierzęta krępowano za pomocą chrupania, a następnie nakładano krem do depilacji, aby usunąć włosy z poduszek tłuszczowych przy czwartym sutku pachwinowym, a następnie wstrzykiwano. Około 2 miliony komórek w zawiesinie o objętości 100 μl wstrzyknięto obustronnie ortotopowo do poduszeczek tłuszczowych sutka za pomocą igły 26 G. Warto zauważyć, że nie było wymagane znieczulenie, a całkowity czas zabiegu wynosił poniżej 5 minut, od przygotowania komórek do wstrzyknięcia. Po kilkumiesięcznym okresie wzrostu guzy zostały wycięte i przetworzone w celu uwierzytelnienia. Walidacja obejmowała ocenę statusu receptora za pomocą immunohistochemii ze specyficznymi przeciwciałami dla tradycyjnych receptorów BC (tj. ER, PR, HER2). Morfologię guza potwierdzono za pomocą barwienia hematoksyliną i eozyną (H&E), co zostało zinterpretowane przez patologa. Podobieństwo genetyczne do próbki pobranej od pacjenta zweryfikowano za pomocą sekwencjonowania RNA i analizy krótkich powtórzeń tandemowych (STR). Takie podejście do wszczepiania i walidacji PDX wspiera rygorystyczny rozwój modeli i wysokoprzepustową implantację guza, umożliwiając dobrze prowadzone badania nad różnymi podtypami BC.
Wprowadzenie
Rak piersi (BC) diagnozuje się każdego roku u ponad 2 milionów kobiet na całym świecie1. Aby pogłębić podstawową wiedzę biologiczną na temat BC i skutecznie przełożyć nowe terapie na zatwierdzone metody leczenia, niezbędne są przedkliniczne modele zwierzęce, które zachowują cechy definiujące nowotwory pacjentów. Wykazano, że ksenoprzeszczepy pochodzące od pacjentów (PDX) rekapitulują heterogeniczność guza z wysoką wiernością po wszczepieniu ortotopowym, w tym histopatologię, ekspresję receptorów i aberracje genetyczne2,3,4. Co ważne, zatrzymują również komórki zrębu, które przyczyniają się do mikrośrodowiska guza, takie jak naczynia krwionośne, komórki odpornościowe i fibroblasty związane z rakiem. Chociaż są one stopniowo zastępowane przez mysie komórki zrębu gospodarza z pasażowaniem5. PDX umożliwiają również badanie powikłań ogólnoustrojowych wynikających ze wzrostu guza, takich jak zmęczenie6,7, co nie jest obecnie możliwe przy użyciu modeli in vitro.
Udane wszczepienie BC PDX wymaga jednak szczepu myszy z niedoborem odporności, przy czym najczęściej używanym szczepem jest NSG (NOD.Cg-Prkdcscid Il2rgtm1Wjl/SzJ). Myszy NSG są pozbawione odporności adaptacyjnej i wykazują wysoce wadliwą odporność wrodzoną8. Ingrafpację BC PDX osiągnięto w innych szczepach z niedoborem odporności, takich jak SCID/Beige (CB17.Cg-PrkdcscidLystbg-J/Crl), z podobnymi wskaźnikami wszczepienia4.
Tradycyjne metody wszczepiania BC PDX polegają na chirurgicznym wszczepieniu fragmentu guza do poduszeczki tłuszczowej sutka9, a to podejście prowadzi do udanego wszczepienia w korzystnym tempie. Jednak konieczność sterylnych zabiegów chirurgicznych i stosowania środków znieczulających sprawia, że jest to czasochłonne, co ogranicza liczbę myszy, które można wszczepić w określonym oknie czasowym. Biorąc pod uwagę potencjalne korzyści predykcyjne PDX wynikające z reakcji leków w nowotworach i ich zastosowania w medycynie precyzyjnej10, posiadanie prostego i powtarzalnego przepływu pracy do jednorodnego wszczepiania PDX myszom ma kluczowe znaczenie. Artykuł ten pokazuje dysocjację ludzkich guzów piersi na zawiesinę pojedynczej komórki, a następnie ortotopowe wstrzyknięcie do poduszek tłuszczowych sutków myszy z niedoborem odporności.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Protokół
Ten protokół jest zgodny z wytycznymi ustalonymi przez Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt Uniwersytetu Zachodniej Wirginii (WVU). Samice myszy NOD.Cg-PrkdcscidIl2rgtm1Wjl/SzJ (NSG) w wieku 8 tygodni lub starsze i ważące około 25 g wykorzystano do wstrzykiwań komórek nowotworowych. Tkanka guza raka piersi została pozyskana w Instytucie Raka Uniwersytetu Zachodniej Wirginii (Morgantown, WV) oraz przez NCI Cooperative Human Tissue Network zgodnie z zatwierdzonym protokołem WVU Institutional Review Board oraz WVU Cancer Institute Protocol Review and Monitoring Committee. Uzyskano świadomą pisemną zgodę pacjentów. Wszystkie procedury zostały przeprowadzone w warunkach aseptycznych w komorze bezpieczeństwa biologicznego klasy II, zgodnie z odpowiednimi protokołami dotyczącymi środków ochrony osobistej (PPE). Szczegółowe informacje na temat zwierząt, odczynników i sprzętu użytego w tym badaniu znajdują się w Tabeli Materiałów.
1. Wysokoprzepustowa dysocjacja enzymatyczna tkanki nowotworowej
- Rozmrozić i połączyć enzymy H, R i A z zestawu do dysocjacji guza u człowieka w sterylnej C-probówce. Dodać 200 μl enzymu H, 100 μl enzymu R i 25 μl enzymu A. Doprowadzić końcową objętość do ~5 ml, dodając 4,7 ml sterylnej pożywki RPMI 1640 do probówki C.
UWAGA: Zmodyfikowany Eagle Medium (DMEM) firmy Dulbecco może być używany zamiast RPMI 1640. - Fragmenty guza można wycinać i zamrażać zgodnie z opisem w istniejących protokołach9. Przenieść rozmrożone fragmenty guza i towarzyszącą im pożywkę do zamrażania na jedną połówkę sterylnego naczynia hodowlanego o średnicy 100 mm. Za pomocą sterylnych kleszczyków przenieś fragmenty guza do sterylnej mikroprobówki o pojemności 5 ml.
UWAGA: Sterylna igła podskórna może być używana jako alternatywa dla kleszczy. Zamiast mikroprobówki o pojemności 5 ml można użyć naczynia o średnicy 35 mm. - Przemyj fragmenty guza 1-3 ml sterylnego soli fizjologicznej buforowanej fosforanami (PBS, 1x). Manipulować fragmentami roztworu za pomocą kleszczy, aby zapewnić dokładne usunięcie pozostałego medium zamrażającego.
- Przenieś umyte fragmenty do mikroprobówki o pojemności 2 ml za pomocą kleszczy. Nałóż 1 ml roztworu potrójnego antybiotyku (TAB) na fragmenty guza i inkubuj przez 10 minut w temperaturze pokojowej.
UWAGA: W razie potrzeby ten krok można pominąć. 10x Zapas TAB można wytworzyć przez rozpuszczenie 1% gentamycyny, 1% klindamycyny i 0,5% siarczanu polimyksyny B w sterylnym 1x PBS. Rozcieńczyć do 1x roztwór TAB w sterylnym 1x PBS. - Za pomocą sterylnych kleszczyków przenieś zdezynfekowane fragmenty do nowej mikroprobówki o pojemności 5 ml. Wykonaj drugie płukanie 1-3 ml sterylnego PBS. Przenieść umyte fragmenty do suchej połowy naczynia hodowlanego o średnicy 100 mm z kroku 1.2.
- Za pomocą dwóch sterylnych ostrzy skalpela nr 10 dokładnie zmielić tkankę nowotworową. Przenieś zmielone fragmenty guza na jedno ostrze i umieść je w C-probówce zawierającej przygotowany roztwór enzymu. Mocno zamocuj pokrywę tuby, aż poczujesz ostatnie kliknięcie.
- Odwróć rurkę C kilka razy, aby zapewnić równomierne rozprowadzenie fragmentów guza w roztworze enzymu.
- Umieść rurkę C w dysocjatorze mechanicznym. Odwróć probówkę i upewnij się, że cała zawartość jest zanurzona w medium. Rura będzie w pozycji odwróconej w maszynie.
- Zamocuj rurkę w szczelinie tak, aby wgłębiona część była skierowana w stronę operatora. W razie potrzeby umieść grzejnik wokół rurki.
- Wybierz program 37C_h_TDK_3 z interfejsu ekranu dotykowego. Ten program działa przez 60 minut w temperaturze 37 °C. W przypadku guzów miękkich można zastosować 37C_h_TDK_1 lub 2.
UWAGA: Aby uzyskać największą skuteczność, zaleca się, aby myszy były przygotowane do wstrzyknięcia w tym okresie dysocjacji poprzez nałożenie kremu do depilacji na miejsca wstrzyknięcia. - Po zakończeniu programu dysocjacji sprawdź zawartość probówki. Nie powinny pozostać żadne widoczne fragmenty guza.
UWAGA: Jeśli obecne są fragmenty, może być wymagany dodatkowy czas dysocjacji. W takich przypadkach uruchom program na dodatkowe 20-30 minut. - Po osiągnięciu odpowiedniej dysocjacji należy odwirować probówkę C o masie 200 x g przez 5-8 minut w temperaturze 4 °C w celu osadzenia zdysocjowanych komórek. Ostrożnie usunąć supernatant za pomocą aspiracji próżniowej lub pipety.
- Zawiesić osad komórkowy w 5-10 ml świeżej pożywki RPMI. Przenieś zawiesinę komórek do stożkowej probówki o pojemności 15 ml, aby ułatwić manipulację. Odwirować zawiesinę komórkową o sile 200 x g przez 5-8 minut w temperaturze 4 °C. Ostrożnie odessać supernatant.
UWAGA: Ten krok można pominąć, jeśli osad ogniwa jest mały. W takich przypadkach komórki są ponownie zawieszane bezpośrednio w żądanej objętości pożywki, a następnie łączone z ekstraktem z błony podstawnej (Matrigel) w celu zminimalizowania utraty komórek. - Ponownie zawiesić osad ogniwa w objętości RPMI 1640, co odpowiada połowie pożądanej końcowej objętości wstrzyknięcia. RPMI 1640 i Matrigel zostaną połączone w stosunku 1:1 v/v, z końcową objętością wstrzyknięcia wynoszącą 100 μl na miejsce wstrzyknięcia.
UWAGA: W przypadku wstrzyknięcia dwustronnego u 4 myszy całkowita wymagana objętość wynosi 800 μl. W związku z tym należy ponownie zawiesić ogniwa w co najmniej 400 μl RPMI 1640. Aby uwzględnić potencjalną utratę objętości, zaleca się dodanie dodatkowych 20% do końcowej objętości, przy zachowaniu stosunku 1:1 v/v. Alternatywnie zamiast RPMI 1640 można użyć DMEM lub 1x PBS. - Policz zawieszone komórki za pomocą hemocytometru lub metody automatycznej. Rozcieńczyć w razie potrzeby, aby osiągnąć pożądane stężenie do wstrzykiwań. Sugeruje się punkt wyjścia około 1-2 milionów komórek na miejsce wstrzyknięcia.
- W okrągłodennej probówce wirówkowej o pojemności 2 ml połącz żądaną ilość rozcieńczonej zawiesiny komórek w RPMI z równą objętością Matrigelu. Delikatnie wymieszać zawiesinę, wielokrotnie pipetując, aby zapewnić jednorodność.
UWAGA: Postępując zgodnie z poprzednim krokiem, dodaj 400 μl rozcieńczonej zawiesiny komórek do 400 μl Matrigel. Należy wziąć pod uwagę liczbę igieł do wstrzykiwań, które należy użyć i uwzględnić związane z tym straty objętości. Trzymaj Matrigel na lodzie przez cały czas. Nie rozmrażaj go, dopóki komórki nie zostaną ponownie zawieszone, ponieważ szybko się zestale. Zalecany do przechowywania małych porcji (np. 120 μl) w celu szybkiego rozmrażania i łączenia w probówce o pojemności 2 ml. - Zawiesinę komórkową należy utrzymywać na lodzie do momentu, gdy będzie gotowa do wstrzyknięcia.
2. Ortotopowa pachwinowa poduszeczka tłuszczowa sutka zdysocjowanego PDX
- Określ masę każdej myszy za pomocą skalibrowanej wagi. Nałóż cienką warstwę kremu do depilacji na docelowe miejsce wstrzyknięcia. Za pomocą sterylnego bawełnianego wacika wmasuj krem naprzemiennie w prawo i przeciwnie do ruchu wskazówek zegara, aby ułatwić szybkie usunięcie sierści.
- Usuń nadmiar sierści i kremu do depilacji za pomocą sterylnej gąbki z gazy nasączonej solą fizjologiczną. Zapewnić całkowite usunięcie owłosienia w miejscu wstrzyknięcia.
UWAGA: Nie przekraczaj 60 sekund ekspozycji na krem do depilacji, aby zapobiec podrażnieniu skóry. Myszy można golić przed nałożeniem kremu do depilacji, aby jeszcze bardziej zminimalizować czas ekspozycji. Ten krok można wykonać podczas dysocjacji guza, aby zoptymalizować wydajność czasu i zminimalizować czas przechowywania zawiesiny komórkowej na lodzie.
- Usuń nadmiar sierści i kremu do depilacji za pomocą sterylnej gąbki z gazy nasączonej solą fizjologiczną. Zapewnić całkowite usunięcie owłosienia w miejscu wstrzyknięcia.
- Należy przeprowadzić dokładne oględziny każdej myszy w celu oceny przydatności do wstrzyknięcia. Oceń, czy nie ma żadnych oznak bólu, niepokoju, choroby lub innych przeciwwskazań.
- Za pomocą strzykawki o pojemności 1 ml bez dołączonej igły, delikatnie zassać zawiesinę komórek w górę i w dół, aby zapewnić jednorodność. Podłączyć igłę 26 G do strzykawki o pojemności 1 ml i pobrać żądaną objętość wstrzyknięcia. Usunąć wszelkie pęcherzyki powietrza ze strzykawki poprzez delikatne stukanie lub przesuwanie.
UWAGA: Zaleca się, aby nie przekraczać 600 μl na strzykawkę, aby ułatwić wstrzykiwanie jedną ręką. - Umieścić przygotowaną strzykawkę poziomo na pojemniku z lodem, z igłą skierowaną w kierunku przeciwnym do operatora. Pojemnik z lodem i igłę należy umieścić po tej samej stronie, co ręka dominująca operatora lub preferowana ręka do wstrzykiwania. Wyjmij mysz z obudowy i zdezynfekuj miejsce wstrzyknięcia za pomocą nasączonego alkoholem wacika czyszczącego.
- Bezpiecznie unieruchom, mocno chwytając skórę grzbietową na karku i z tyłu. Zapewnić wystarczające unieruchomienie, aby wyraźnie odsłonić poduszeczki tłuszczowe sutka. Pachwinowa poduszeczka tłuszczowa sutka rozciąga się od sutka do górnej części biodra. Można go zaobserwować jako miękką, różowawą tkankę w opisanym obszarze pod skórą.
UWAGA: Asystent operatora może użyć płaskich kleszczy do uszczypnięcia i uniesienia skóry zawierającej poduszkę tłuszczową. Ta technika pomaga zapewnić, że operator wykonujący wstrzyknięcie skutecznie celuje w poduszeczkę tłuszczową. - Umieść mysz w pozycji leżącej. Włóż igłę (skos do góry) pod kątem 45 stopni, kierując się w stronę biodra około 0,5-1 cm ogonowo do poduszeczki tłuszczowej, dostosowując długość igły.
- Wsuń igłę do poduszki tłuszczowej. W kontrolowany sposób wstrzykiwać żądaną objętość zawiesiny komórek. Wydajna prędkość wtrysku pomoże zminimalizować pobudzenie zwierząt spowodowane długotrwałym unieruchomieniem.
UWAGA: Aby zminimalizować stres zwierząt, maksymalny czas ciągłego ręcznego krępowania nie powinien przekraczać 30 sekund. Jeżeli czas krępowania przekracza 30 s, zwierzę powinno zostać wypuszczone do klatki w celu odzyskania sił przed drugą próbą.
- Wsuń igłę do poduszki tłuszczowej. W kontrolowany sposób wstrzykiwać żądaną objętość zawiesiny komórek. Wydajna prędkość wtrysku pomoże zminimalizować pobudzenie zwierząt spowodowane długotrwałym unieruchomieniem.
- Po wstrzyknięciu obrócić igłę o 180 stopni (skos w dół). Utrzymuj pozycję igły przez krótki czas przed powolnym wycofaniem, aby zminimalizować utratę komórek w miejscu wstrzyknięcia. Jeśli wystąpi krwawienie, w razie potrzeby zastosuj gazę standardową lub gazę hemostatyczną.
- Powtórzyć kroki 2.6 i 2.7 dla przeciwległej poduszeczki tłuszczowej, jeśli wymagane jest obustronne wstrzyknięcie. W przypadku wielu zwierząt w razie potrzeby powtórz kroki 2.2-2.7.
3. Procedury uzupełniające
- Wszystkie ostre przedmioty należy wyrzucać do wyznaczonych pojemników na ostre przedmioty. Całą pozostałą zawartość należy wyrzucić do odpowiednich pojemników na odpady.
- Jeśli krwawienie wystąpi podczas wstrzyknięcia, należy monitorować myszy przez co najmniej 1 godzinę po wstrzyknięciu, aby zapewnić hemostazę.
- Monitoruj masę ciała co tydzień. Oceń objętość guza, gdy wzrost stanie się wyczuwalny.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Wyniki
Niniejsze badanie przedstawia wydajną i nienachirurgiczną metodę ortotopowej implantacji kseroprzeniesień raka piersi pochodzących od pacjentów u myszy. Tkankę guza piersi rozdzielono z wykorzystaniem enzymów specyficznych dla ludzi oraz agitacji mechanicznej, resuspensowano w stosunku 1:1 v/v Matrigel: RPMI 1640, a następnie wstrzyknięto ortotopowo do pachwinowych poduszek tłuszczowych gruczołów piersiowych myszy NSG (Rycina 1 i ...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Dyskusja
W artykule przedstawiono skuteczną, wysokoprzepustową metodę ortotopowego wszczepiania BC PDX do pachwinowych poduszek tłuszczowych sutka myszy z niedoborem odporności. Ten zoptymalizowany przepływ pracy umożliwia pojedynczemu badaczowi wszczepianie PDX dziesiątkom myszy dziennie, wspierając badania na dużą skalę i z odpowiednią mocą. Zdolność do jednoczesnej dysocjacji i implantacji wielu unikalnych PDX umożliwia również precyzyjne podejście onkologiczne. Poza efektywnością czasową, dysocjacja guzów tworzy jednorodną za...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Oświadczenia
Autorzy oświadczają, że nie mają żadnych konfliktów interesów, które mogliby ujawnić.
Podziękowania
Chcielibyśmy podziękować za hojny wkład pacjentów, którzy dostarczyli próbki guza do opracowania PDX. Emidio Pistilli docenia znaczący wcześniejszy wkład Hannah Wilson, MD/PhD. Badania te były wspierane przez następujące organizacje: National Institutes of Arthritis, Musculoskeletal and Skin Diseases (NIAMS) pod numerem nagrody R01AR079445 (Pistilli); WVU Genomics Core Facility (U54GM104942); WVU Animal Model and Imaging Facility (P20GM121322, U54GM104942, P20GM144230, P30GM103488); National Institutes of General Medical Sciences pod numerem nagrody P20GM121322 (Lockman). Rysunek 1 został utworzony za pomocą BioRender.com.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| 1 ml strzykawka tuberkulinowa | BD | 305945 | sterylna |
| 1x sól fizjologiczna buforowana fosforanem, pH 7,4 | Gibco | 10010023 | sterylna |
| probówka do mikrowirówek okrągłodennych 2,0 ml | Eppendorf | 0030123620 | sterylna |
| igła 26 G, ½ in. | BD | 305111 | sterylna |
| mikroprobówka 5,0 ml | Eppendorf | 0030119401 | sterylna |
| 8+ tygodniowa NSG (NOD. Cg-Prkdcscid Il2rgtm1Wjl/SzJ) myszy | The Jackson Laboratory | #005557 | |
| Wkładki nasączone alkoholem | Fisher Scientific | 22-363-750 | sterylny |
| ekstrakt z błony podstawnej (Matrigel) | Cultrex | 3632-005-02 | |
| Aplikatory z bawełnianą końcówką, 6 cali. | Fisher Scientific | 22-029-553 | sterylne |
| zakrzywione kleszcze ze średnimi nieząbkowanymi końcówkami, 152 mm | Mikroskopia elektronowa Sciences | 50-365-845 | sterylny |
| krem do depilacji | Nair | ||
| gentleMACS C Tubes | Miltenyi Biotec | 130-093-237 | |
| gentleMACS Octo dysocjator z grzałkami | Miltenyi Biotec | 130-096-427 | |
| Nr 10 ostrzy skalpela | Fisher Scientific | 12-000-162 | sterylne |
| gąbki z włókniny z gazy, 4x4 cale | Fisher Scientific | 22-028-558 | sterylne |
| RPMI 1640 1x + L-Glutamina | Gibco | 11875093 | sterylny |
| zestaw do dysocjacji nowotworów, człowiek | Miltenyi Biotec | 130-095-929 |
Bibliografia
- Sung, H., et al. Global cancer statistics 2020: GLOBOCAN estimates of incidence and mortality worldwide for 36 cancers in 185 countries. CA Cancer J Clin. 3 (3), 209-249 (2021).
- Hidalgo, M., et al. Patient-derived xenograft models: an emerging platform for translational cancer research. Cancer Discov. 4 (9), 998-1013 (2014).
- DeRose, Y. S., et al. Tumor grafts derived from women with breast cancer authentically reflect tumor pathology, growth, metastasis and disease outcomes. Nat Med. 17 (11), 1514-1520 (2011).
- Zhang, X., et al. A renewable tissue resource of phenotypically stable, biologically and ethnically diverse, patient-derived human breast cancer xenograft models. Cancer Res. 73 (15), 4885-4897 (2013).
- Yoshida, G. J. Applications of patient-derived tumor xenograft models and tumor organoids. J Hematol Oncol. 13 (1), 1-16 (2020).
- Wilson, H. E., et al. Human breast cancer xenograft model implicates peroxisome proliferator-activated receptor signaling as driver of cancer-induced muscle fatigue. Clin Cancer Res. 25 (7), 2336-2347 (2019).
- Wilson, H. E., et al. Skeletal muscle reprogramming by breast cancer regardless of treatment history or tumor molecular subtype. NPJ Breast Cancer. 6 (1), 18(2020).
- Shultz, L. D., et al. Human lymphoid and myeloid cell development in NOD/LtSz-scid IL2Rγnull mice engrafted with mobilized human hemopoietic stem cells. J Immunol. 174 (10), 6477-6489 (2005).
- DeRose, Y. S., et al. Patient-derived models of human breast cancer: Protocols for in vitro and in vivo applications in tumor biology and translational medicine. Curr Protoc Pharmacol. 14, Unit14.23(2013).
- Whittle, J. R., Lewis, M. T., Lindeman, G. J., Visvader, J. E. Patient-derived xenograft models of breast cancer and their predictive power. Breast Cancer Res. 17 (1), 17(2015).
- Fleming, J. M., Miller, T. C., Meyer, M. J., Ginsburg, E., Vonderhaar, B. K. Local regulation of human breast xenograft models. J Cell Physiol. 224 (3), 795-806 (2010).
- Okano, M., et al. Orthotopic implantation achieves better engraftment and faster growth than subcutaneous implantation in breast cancer patient-derived xenografts. J Mammary Gland Biol Neoplasia. 25 (1), 27-36 (2020).
- Ryu, A. H., Eckalbar, W. L., Kreimer, A., Yosef, N., Ahituv, N. Use antibiotics in cell culture with caution: Genome-wide identification of antibiotic-induced changes in gene expression and regulation. Sci Rep. 1 (1), 7533(2017).
- Amens, J. N., Bahçecioglu, G., Zorlutuna, P. Immune system effects on breast cancer. Cell Mol Bioeng. 14 (4), 279-292 (2021).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Przedruki i uprawnienia
