Artykuł metodologiczny

Zabieg chirurgicznego wszczepienia implantu i konfiguracja okablowania do ciągłego, długoterminowego monitorowania EEG/EKG u królików

1.4K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/67620

⸱

24 stycznia 2025

 ,  ,  ,  ,  , 
1Norton College of Medicine, SUNY Upstate Medical University, 2Department of Pharmacology, SUNY Upstate Medical University, 3Department of Medicine-Cardiology, SUNY Upstate Medical University

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

Badanie przedstawia protokół projektowania, produkcji i umieszczania nowatorskiego systemu ciągłego zapisu EEG/EKG u królików. Ten przewodowy system pozwala na ciągłe zapisy EEG/EKG z dziewięciu różnych elektrod na głowie i klatce piersiowej, co ułatwia kompleksową ocenę aktywności elektrycznej w mózgu i sercu.

Streszczenie

Wielosystemowe podejście, które obejmuje ciągłe gromadzenie zapisów elektroencefalogramu (EEG) i elektrokardiogramu (EKG), ułatwia kompleksową ocenę aktywności elektrycznej w mózgu i sercu, szczególnie prowadzącej do i otaczających epizodycznych zdarzeń. Opierając się na naszym poprzednim protokole, który ułatwia zbieranie przerywanych zapisów EEG/EKG od przytomnych, skrępowanych królików, opracowaliśmy protokół ciągłego zbierania zapisów EEG/EKG od nieskrępowanych królików. Ta nowa metoda umożliwia wysokiej jakości zapisy 24 godziny na dobę, 7 dni w tygodniu w klatce inwentarskiej, która rejestruje normalny zakres stanów fizjologicznych i umożliwia królikom swobodne poruszanie się, jedzenie, picie i sen. Umożliwia kompleksową ocenę występowania, częstości występowania i podatności na nieprawidłowości w zapisie EEG/EKG, drgawki, zaburzenia rytmu serca i nagłe zgony. Procedura ta polega na chirurgicznym umieszczeniu elektrod podskórnych oraz zaprojektowaniu i wyprodukowaniu solidnego systemu okablowania, który jest odporny na uszkodzenia przez króliki. Zabieg chirurgiczny obejmuje dwa nacięcia i podskórne tunelowanie dziewięciu elektrod i przewodów, które wychodzą przez specjalnie wykonany port. Zewnętrzne złącze mocuje się do wiązki przewodów, która zawiera elektryczny krętlik, który pozwala na swobodny zakres ruchu królika w całej klatce. Dodatkowo przewody są zamknięte w metalowej osłonie zawieszonej na zwijającym z sufitu klatki królika. Przewody są następnie podłączane do wzmacniacza/digitizera w celu uzyskania wysokiej jakości ciągłych zapisów EEG/EKG.

Wprowadzenie

Wcześniej opracowaliśmy protokół do zbierania ostrych (< 5 godzin) nagrań wideo/EEG/EKG od królików. Polega ona na użyciu dziewięciu podskórnych elektrod EEG i EKG, umieszczeniu królika w unieruchomieniu, a badacz ściśle monitoruje królika przez cały czas trwania zapisu1. Chociaż system ten zapewnia wysokiej jakości zapisy wideo/EEG/EKG, ma kilka ograniczeń. Zaburzenia rytmu serca, napady padaczkowe i inne nieprawidłowości w EEG/EKG mogą być wywoływane przez różne podłoża fizjologiczne i środowiskowe, więc zdarzenia te mogą zostać pominięte podczas prowadzenia zapisów przerywanych. W związku z tym ta platforma rejestracyjna nie ułatwia kompleksowej i dokładnej oceny funkcji elektrycznych układu nerwowo-sercowego w ciągu dnia, podczas różnych stanów fizjologicznych lub w normalnym środowisku utrzymania królików.

Ciągłe monitorowanie wideo/EEG/EKG jest ważne dla oceny funkcji elektrycznych serca i neuronów podczas różnych stanów fizjologicznych. Ułatwia dokładną ocenę częstości występowania i częstości występowania aktywności padaczkowej i arytmii, a także zgodności i progresji wieloukładowych zmian otaczających epizodyczne zdarzenia. Na przykład okołodobowe fluktuacje funkcji autonomicznych, a także zmiany autonomiczne zależne od stresu i aktywności, mają ogromny wpływ na tętno i wskaźniki EKG oraz mogą stanowić wyzwalacz arytmii2,3. W niektórych typach padaczki (np. młodzieńcza padaczka miokloniczna) napady są bardziej prawdopodobne podczas snu lub w ciągu 1-2 godzin od przebudzenia4. Dynamiczne zmiany aktywności elektrycznej w mózgu podczas snu mogą wpływać na podatność, pochodzenie i rozprzestrzenianie się napadów5.

Stres, aktywność i napady motoryczne mogą powodować artefakty mięśniowe i przemieszczenia elektrod, co wpływa na jakość i stabilność nagrań. W szczególności podczas badań pro-drgawkowych króliki doświadczają napadów mioklonicznych, klonicznych, tonicznych i kloniczno-tonicznych. Faza toniczna polega na mimowolnym wysunięciu szyjki, co może przesunąć elektrody szpilkowe, a tym samym przerwać sygnał w krytycznej fazie eksperymentu. W związku z tym tymczasowy system obejmujący elektrody sworzniowe ma krytyczne ograniczenia, którymi należy się zająć. Co więcej, ponieważ króliki są w zamknięciu, udokumentowanie pełnego zakresu objawów motorycznych jest trudne.

Dlatego ważne jest, aby opracować procedurę wszczepiania elektrod do długotrwałych, ciągłych i stabilnych nagrań wielosystemowych, gdy zwierzę znajduje się w swoim normalnym, nieskrępowanym środowisku. Ułatwi to szczegółową ocenę w szerokim zakresie stanów fizjologicznych i w odpowiedzi na czynniki środowiskowe. Będzie również cenny do uchwycenia rzadkich epizodycznych wydarzeń. Ponieważ konfiguracja nie wymaga obecności badacza podczas nagrywania, zwiększa wydajność i przepustowość platformy badawczej. Minimalizuje również częstotliwość przeszkadzania królikom przez ludzi. Wreszcie, ponieważ procedura ta pozwala zwierzętom pozostać w ich naturalnym środowisku inwentarskim przez cały czas nagrywania, poprawia jakość życia królików i poprawia ogólny dobrostan zwierząt.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Badanie przedstawia protokół projektowania, produkcji i umieszczania nowatorskiego systemu ciągłego zapisu EEG/EKG u królików. Protokół został zatwierdzony przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt (IACUC) na Uniwersytecie Medycznym SUNY Upstate. Przestrzegane są wszystkie wymagania IACUC dotyczące dobrostanu zwierząt, wytyczne chirurgiczne i punkty końcowe badania. Badacze i wydział/personel Wydziału Badań Zwierząt Laboratoryjnych w SUNY Upstate przeprowadzają regularne kontrole dobrostanu i ogólnej opieki. Wszelkie urazy, dyskomfort, infekcje lub działania niepożądane są natychmiast usuwane.

1. Budowa zespołu elektrod wszczepialnych

  1. Przeprowadź wewnętrzną produkcję zespołu elektrod wszczepialnych w środowisku sanitarnym, które obejmuje czystą ławkę laboratoryjną, rękawice nitrylowe i maskę zabiegową.
  2. W przypadku adaptacji istniejącej wiązki przewodów z wtyczką szybkozłączną i złączami DIN, należy usunąć męskie i żeńskie końcówki wtyczek (rysunek uzupełniający 1A). Zachowaj wtyczki i długi przewód ze złączami DIN na późniejsze etapy montażu przewodów (rysunek uzupełniający 1B).
  3. Dodaj lub usuń przewody z obu wtyczek i wiązki przewodów w osłonie ze złączami DIN, aby upewnić się, że ma potrzebną liczbę elektrod (9 w tej przykładowej konfiguracji; Rysunek uzupełniający 1A).
  4. Zbierz 5 elektrod EEG (kolory czerwony, pomarańczowy, żółty, zielony i niebieski) i 4 elektrody EKG (kolory, różowy, biały i szary). Używając rurki termokurczliwej i opalarki, zwiąż druty na długościach odpowiednich dla modelu zwierzęcego od głowicy każdej elektrody (rysunek uzupełniający 2A).
    UWAGA: Dla królika nowozelandzkiego białego (w wieku od 1,25 do 13 miesięcy i o wadze od 0,8 do 4,17 kg): przewody EEG znajdują się 25 cm od główki elektrody, czarne i różowe przewody EKG mają 40 cm (lewe ramię i lewa noga), biały przewód EKG ma 35 cm (prawe ramię), a szary drut EKG wynosi 30 cm (lewa noga). Zapewnia to wystarczającą długość, aby tunelować druty i elektrody w żądanym miejscu, a także zapewnia dodatkową długość dla wzrostu i ruchu królika.
  5. Przełóż wiązkę przewodów przez przepust kablowy (rysunek uzupełniający 2B).
    UWAGA: Sterylizacja plazmowa jest wykonywana na zmontowanych implantach przed zabiegiem.
  6. Odetnij bok przewodów od elektrody około 1-1,5 cm od końca przepustu kablowego i zdejmij krótki ~5 mm odcinek powłoki z końców każdego przewodu (rysunek uzupełniający 2B).
  7. Przymocuj jeden koniec złącza doczołowego do każdego przewodu wychodzącego z tulei przepustowej, zaciskając w celu bezpiecznego zamocowania. Umieść kawałek rurki termokurczliwej na każdym przewodzie wtykowym. Włóż odizolowany koniec przewodu z wtyczki do niezaciśniętej strony złącza doczołowego i podłącz go do odpowiedniego przewodu tego samego koloru (Rysunek uzupełniający 2C).
    UWAGA: Nie zaciskaj rurki termokurczliwej, ponieważ może ona rozerwać się i pozostawić odsłonięty przewodzący metal złączy doczołowych. Lutowanie można wykonać zamiast złączy doczołowych, jeśli wybrany przewód jest kompatybilny.
  8. Zakryj i obkurcz każde złącze/złącze doczołowe (bez odsłoniętego metalu) małymi rurkami termokurczliwymi, aby odizolować każdy kanał.
  9. Nasuń kawałek dużej rurki termokurczliwej na wtyczkę do podstawy przepustu kablowego, zakrywając wszystkie przewody i pozostawiając minimalny drut odsłonięty u podstawy wtyczki (rysunek uzupełniający 2D). Użyj opalarki i rękawic ochronnych, aby obkurczyć rurkę.
    UWAGA: Pamiętaj, aby nie obkurczać rurki nad niezbędnym mechanizmem blokującym wtyczkę.
  10. Wygeneruj formę, która służy do kształtowania akrylowej podstawy z boku portu z elektrodami (rysunek uzupełniający 3).
    UWAGA: Użyj stożkowej nasadki probówki o pojemności 50 ml, usuń gwinty szlifierką i wykonaj cztery szczeliny w grupie, a następnie pięć kolejnych szczelin 110°-120° od pierwszej grupy szczelin (rysunek uzupełniający 3A). Wywierć otwór o średnicy 0,5 cala w podstawie formy (nasadka rurki). Nałóż taśmę maskującą na wnętrze formy. Wytnij taśmę ze szczelin.
  11. Opuść zmontowany port z tuleją przepustową do formy z zatyczką (czerwoną) przechodzącą przez otwór w dnie formy. Urządzenie jest na swoim miejscu, gdy przepust kablowy jest osadzony równo z dolną częścią formy (rysunek uzupełniający 3B).
  12. Ułóż druty tak, aby pięć elektrod EEG leżało w pięciu szczelinach po lewej stronie formy, a cztery przewody EKG leżały w czterech szczelinach po prawej stronie formy. Zakryj szczeliny po wewnętrznej stronie formy taśmą maskującą.
  13. W dobrze wentylowanym miejscu wymieszaj akryl dentystyczny w szklanej fiolce, używając dwóch części proszku żywicznego i jednej części płynu żywicznego. Za pomocą pipety transferowej mieszać proszek i płyn, aż mieszanina stanie się lepka, ale nadal będzie przepływać przez pipetę transferową.
  14. Użyj pipety transferowej, aby rozprowadzić mieszaninę akrylową do formy, upewniając się, że wszystkie druty są zakryte. Pozwól, aby akryl zaczął twardnieć, ale zdejmij akrylową podstawę z nakrętki tuby, zanim akryl w pełni stwardnieje.
  15. Spiłuj wszelkie szorstkie krawędzie z akrylowej podstawy portu. Rysunek uzupełniający 3C ilustruje produkt końcowy przewodów osadzonych w akrylu, które przechodzą przez przepust, łączą się z wtyczką i są wszystkie uszczelnione rurkami termokurczliwymi.

2. Zespół wiązki przewodów

  1. Zaopatrz się we wtyczkę, która jest uzupełnieniem wtyczki na porcie. Zaopatrz się w krętlik i zachowaj dziewięć wstępnie podłączonych przewodów z każdej strony (rysunek uzupełniający 4).
  2. Po małej obrotowej stronie przyciąć druty do długości 5 cm i zdjąć 5 mm powłoki z drutu z końca każdego z nich (Rysunek uzupełniający 5A).
  3. Wytnij 2-centymetrowy kawałek małej rurki termokurczliwej i umieść ją na każdym przewodzie wtyczki uzupełniającej (Rysunek uzupełniający 5A).
  4. przewody z wtyczki do przewodu w odpowiednim kolorze po mniejszej stronie krętlika (rysunek uzupełniający 5A).
  5. Dla każdego przewodu nasuń rurkę termokurczliwą na połączenia lutowane. Użyj opalarki, aby przymocować.
  6. Przełóż długi kawałek dużej rurki termokurczliwej przez wtyczkę i przesuń, aby pokryć całą długość wiązki. Rurka termokurczliwa musi być wystarczająco długa, aby zakrywać 2,5 mm korka i jak największą część małego boku krętlika, nie ograniczając jego możliwości obracania się. Użyj opalarki, aby przymocować (rysunek uzupełniający 5B).
  7. Z dużej strony krętlika zdejmij 5 mm powłoki z końca każdego drutu. Nasuń > 45 cm kawałek metalowego poszycia na wiązkę przewodów (najłatwiej jest zacząć od odciętego końca, a nie końca ze złączami DIN) i przechodź, aż przecięte przewody zostaną odsłonięte.
    UWAGA: Wytnij kawałki małych rurek termokurczliwych o długości 2 cm i umieść je na każdym z drutów po dużej stronie krętlika (>rysunek uzupełniający 5B). Wytnij większy kawałek folii termokurczliwej (o długości 5 cm) i nasuń go na całą wiązkę drutów. W kolejnych krokach trzymaj wszystkie rurki termokurczliwe z dala od ciepła/.
  8. Przymocuj przewody z większego końca krętlika do przeciętych drutów elektrody (koniec ze złączami DIN) poprzez skręcanie drutu i (Rysunek uzupełniający 5B).
  9. Przymocuj małą rurkę termokurczliwą za pomocą opalarki na każdym połączeniu. Aby zapobiec uciskowi lub ściskaniu drutów po dużej stronie krętlika, dodaj bardzo duży kawałek samoprzylepnej rurki termokurczliwej bezpośrednio na dużym końcu krętlika (zakrywając 8 mm krętlika) i na drutach (zakrywając 2 cm drutu). Użyj opalarki, aby przymocować (rysunek uzupełniający 5C).
  10. Nasuń metalową osłonę na nowo podłączone przewody i obróć (Rysunek uzupełniający 6A). Jeśli metalowe poszycie nie przesuwa się po krętliku, użyj szczypiec lub szlifierki, aby zdjąć i wygładzić kołnierz krętlika tak, aby ściśle przylegał do metalowego poszycia. Powinno to wymagać od użytkownika przekręcenia poszycia nad krętlikiem.
  11. Kontynuuj skręcanie, aż osłona dotrze do podstawy wtyczki, ale nie będzie hamować obracania się krętlika. Jest to ważne, aby poszycie pozostało przymocowane do krętlika (rysunek uzupełniający 6B).
  12. Rozciągnij metalowe poszycie do maksymalnej długości i zanotuj to miejsce na nylonowym poszyciu/wiązce przewodów.
  13. Wytnij kawałek gumowej rurki o długości 15 mm (średnica zewnętrzna, średnica zewnętrzna) i nasuń go na nylonową folię i wiązkę przewodów (zaczynając od strony złącza DIN, rysunek uzupełniający 6C).
  14. Umieść 3-centymetrowy kawałek dużej rurki termokurczliwej na gumowej rurce. Za pomocą opalarki przymocuj gumę i rurkę termokurczliwą w tym zaznaczonym miejscu. Będzie to działać jako ogranicznik, aby zapobiec przeciąganiu drutów przez metalowe poszycie.
  15. Umieść dwa kawałki rurki termokurczliwej (o długości 1 cm) na nierozciągniętą metalową osłonę w odległości 20 cm i 24 cm od końca wtyczki. Użyj opalarki, aby przymocować (rysunek uzupełniający 6C). Miejsca te są później wykorzystywane do zabezpieczania wspornika zwijacza. Rysunek uzupełniający 7 przedstawia ukończoną wiązkę przewodów, która obejmuje wtyczkę, przewody, krętlik, metalową osłonę, korek i punkty mocowania zwijacza.

3. Zabieg chirurgiczny

  1. Antybiotyki doustne (np. doksycyklina w dawce 5 mg/kg) należy podawać 24 godziny i 48 godzin przed zabiegiem chirurgicznym, a także codziennie przez 5 dni po operacji.
  2. Oblicz dawkę ketaminy (40 mg/kg) i ksylazyny (6 mg/kg) w zależności od masy ciała (brak ograniczeń co do wagi lub płci, ale zaleca się, aby króliki były przynajmniej odsadzone od matki, aby zmniejszyć ryzyko, że matka lub rodzeństwo z miotu zakłócą implant elektrody). Leki te należy podawać we wstrzyknięciu domięśniowym (IM).
  3. Gdy królik jest w pełni uspokojony (nie reaguje na bodźce fizyczne), nałóż ochronny żel nawilżający na oczy królika. Zamknij powieki nad żelem, aby równomiernie rozprowadzić.
  4. Użyj golarki elektrycznej (gruba, a następnie delikatna nasadka), aby usunąć sierść spomiędzy oczu królika do 5 cm ogonowo do dolnego kąta łopatek. Usuń futro wokół prawego boku królika. Kontynuuj golenie brzusznego futra królika od spomiędzy przednich kończyn aż do dolnej granicy żeber.
  5. Rozpocząć wziewne znieczulenie podtrzymujące (2%-3% izofluranu). Zacznij od 1,5-2 l/min (l/min) z jednoczesnym podawaniem tlenu w tempie 1,5 l/min. Umieść weterynaryjną maskę anestezjologiczną, która ściśle przylega do nosa i ust królika. Upewnij się, że gumowa uszczelka jest odpowiednio uszczelniona wokół pyska zwierzęcia, bez naciskania nosa królika na tył maski.
  6. Umieść sondę SpO2 na łapie królika i potwierdź wartości fizjologiczne oraz przebiegi. Ustaw zwierzę po jego lewej stronie, tak aby prawy bok był dostępny. Resztę zabiegu chirurgicznego należy wykonać w technice aseptycznej, która obejmuje założenie sterylnego fartuchu, siatki na włosy, ochraniaczy na buty, maski zabiegowej, szorowania i używania sterylnych rękawiczek. Wysterylizuj wszystkie narzędzia, roztwory i implanty.
    UWAGA: Badacz powinien sprawdzić, czy królik pozostaje ciepły podczas znieczulenia. Zalecany jest podgrzewany stół zabiegowy lub poduszki grzewcze wraz z obłożeniami chirurgicznymi.
  7. Niesterylny asystent chirurgiczny rozprowadza betadynę i alkohol izopropylowy do sterylnych misek. Pokryj obszar betadyną, a następnie alkoholem izopropylowym i powtórz to 3 razy, zaczynając od zamierzonego miejsca operacji i promieniując na zewnątrz w okrągły wzór. Połóż sterylne zasłony na króliku tak, aby zamierzone miejsce operacji było nadal odsłonięte.
  8. Umieść elektrody EKG zgodnie z poniższym opisem.
    1. Wykonaj 4 małe znaki za pomocą markera ze sterylną końcówką w przewidzianych miejscach do umieszczenia elektrody EKG. Zamierzone lokalizacje obejmują górną ścianę klatki piersiowej przyśrodkowo do (1) prawej (RA) i (2) lewej pachy (LA) oraz na (3) prawej (RL) i (4) lewej (LL) przedniej stronie dolnej granicy najniższych żeber (wzdłuż linii środkowej obojczyka; Rysunek uzupełniający 8A). Spowoduje to utworzenie konfiguracji odprowadzeń trójkątnych Einthovena z uziemieniem w odpowiednim dolnym miejscu.
    2. Wykonaj podłużne nacięcie o długości 2,5-3,5 cm na prawym boku zwierzęcia, około 1 cm grzbietowo do prawej przedniej kończyny królika (rysunek uzupełniający 8B).
    3. Za pomocą hemostatyków tępo rozetnij brzusznie, tak aby na całej klatce piersiowej powstała kieszeń podskórna. Upewnij się, że ta kieszeń rozciąga się na cztery zaznaczone miejsca dla każdej z czterech elektrod EKG.
    4. Używając bezigłowego końca szwu monofilamentowego 3-0, zawiąż 3 zestawy węzłów chirurgicznych wokół podstawy elektrody (rysunek uzupełniający 9A). Rysunek uzupełniający 9B ilustruje idealny sposób ładowania igły do hemostatów: chwytając ją u podstawy szwu tak, aby igła była równoległa do długości hemostatów. Ma to na celu pomoc w przeprowadzeniu igły przez kieszeń podskórną bez zaczepienia się o pobliską tkankę.
    5. Przełóż igłę przymocowaną teraz do elektrody przez kieszeń podskórną i opuść skórę w zaznaczonym miejscu (Rysunek uzupełniający 10A). Napinanie skóry za pomocą kleszczy lub szwu i delikatne przesuwanie skóry w górę zwiększa przestrzeń w kieszeni podskórnej i zmniejsza ryzyko zaczepienia igły o tkankę łączną.
    6. Stosować delikatne trakcję, aż elektroda pozostanie w zaznaczonym miejscu (rysunek uzupełniający 10B). Zwolnij trakcję i palpacja, aby sprawdzić, czy elektroda pozostaje na swoim miejscu. Jeśli tkanka łączna uniemożliwia elektrodzie osadzenie się w zaznaczonym miejscu, należy dalej tępo przeciąć ścieżkę drutu i elektrody.
      UWAGA: Przyłożenie nadmiernej siły/trakcji do szwu w celu zachęcenia elektrody do umieszczenia w pożądanym miejscu nie zadziała i może spowodować nadmierne uszkodzenie miejsca szwu lub pęknięcie szwu.
    7. Aby zabezpieczyć elektrodę w zaznaczonym miejscu, przełóż szew monofilamentowy 3-0 i igłę przez skórę królika bezpośrednio przylegającą do miejsca wyjścia szwu (rysunek uzupełniający 11A).
    8. Przeciągnij szew częściowo przez skórę, tak aby pozostała mała pętla (rysunek uzupełniający 11B).
    9. Zawiąż standardowy węzeł chirurgiczny, używając pojedynczego sznurka (z dołączoną igłą) z jednej strony i pętli (tak jakby to był pojedynczy sznurek) z drugiej (rysunek uzupełniający 11C). Powstały krawat powinien przypominać rysunek uzupełniający 11D. Przyciąć pozostały nadmiar szwu.
      UWAGA: Unikaj zbyt ciasnego wiązania szwu zewnętrznego lub tworzenia wgłębień w skórze. W razie potrzeby umieść końcówkę małej pary ostrych nożyczek w węźle, gdy jest on napięty. Pozostawi to luźne mocowanie, co zmniejsza ryzyko późniejszego przerastania elektrody przez skórę.
    10. Powtórz ten proces dla pozostałych elektrod EKG. Nałóż klej chirurgiczny na każdy z zewnętrznych węzłów.
  9. Wykonaj założenie elektrody EEG zgodnie z poniższym opisem.
    1. Obróć zwierzę do pozycji leżącej i upewnij się, że maska anestezjologiczna jest zabezpieczona, a urządzenia do monitorowania fizjologicznego są prawidłowo ustawione. Pokryj obszar betadyną, a następnie alkoholem izopropylowym i powtórz to 3 razy, zaczynając od zamierzonego miejsca operacji i promieniując na zewnątrz w okrągły wzór. Połóż sterylne zasłony na króliku tak, aby zamierzone miejsce operacji było nadal odsłonięte.
    2. Za pomocą sterylnego markera na końcówce umieść pięć małych kropek w przewidzianym miejscu do umieszczenia elektrody EEG w miejscach odniesienia po prawej stronie czołowej (RF), lewej czołowej (LF), prawej potylicznej (RO), lewej potylicznej (LO) i środkowej (Cz) (rysunek uzupełniający 12). Od nacięcia na boku królika sekcję w kierunku dolnego kąta łopatek, a następnie do podstawy głowy.
    3. Wykonaj małe poprzeczne nacięcie na głowie o długości 1,5 cm, rozciągające się między przednią częścią podstawy uszu (ryc. uzupełniający 12). Naciąć ostrożnie, aby uniknąć uszkodzenia mięśni leżących pod spodem.
    4. Tępo wyciąć doogonowo od tego nacięcia, aż zostanie utworzona kieszeń podskórna, która łączy się z nacięciem na boku. Tępo wypreparuj czaszkę, aż na głowie zwierzęcia pojawi się kieszeń podskórna, która rozciąga się do miejsc, w których umieszcza się każdą z elektrod EEG. Uważaj, aby nie przykładać tutaj nadmiernej siły, ponieważ mogą dojść do uszkodzenia oczodołów i kilku mięśni.
    5. Przełóż gumowane hemostatyki przez nacięcie na głowie do nacięcia na boku. Chwyć elektrody EEG (1-2 elektrody na raz), przeciągnij przez kieszeń podskórną i wyjdź w nacięciu na głowie. Powtórz proces wiązania szwu wokół podstawy każdej elektrody, jak opisano wcześniej w kroku 3.8.4 i pokazano na rysunku uzupełniającym 9A.
    6. Umieść i zabezpiecz elektrody EEG. Przełóż igłę przez kieszeń podskórną na głowie i przebij skórę w zaznaczonych miejscach. Pociągnij szew na miejsce i zabezpiecz go metodami opisanymi w krokach protokołu 3.8.7-3.8.9 i zilustrowanymi na rysunku uzupełniającym 11.
    7. Powtórz te czynności dla wszystkich pięciu elektrod. Zaleca się umieszczenie najpierw elektrod czołowych, następnie Cz, a następnie elektrod potylicznych. Nałóż klej chirurgiczny na wszystkie węzły szwów zewnętrznych.
    8. Włóż duże kleszcze do nacięcia na boku, rozłóż kleszcze i podnieś skórę w miejscu oznaczonym dla portu, który jest ogonowy do dolnego kąta łopatek.
    9. Użyj biopsji dziurkacza 6 mm, aby utworzyć okrągły otwór. Delikatnie obracaj ostrze biopsji w dowolnym kierunku, aż otwór zostanie całkowity. Usunąć naciętą skórę w obrębie biopsji stempla (rysunek uzupełniający 13A).
    10. Przykryj wtyczkę przewodu plastikiem/gumą, aby zapobiec przedostawaniu się krwi/tkanek do wtyczki. Przełóż port przez nacięcie na boku i wepchnij stronę zatyczki portu przez otwór wykonany przez biopsję stempla. Rysunek uzupełniający 13B ilustruje port wychodzący ze skóry, a kolory oznaczają przewody, które są tunelizowane pod skórą i biegną do głowy (EEG) i klatki piersiowej (EKG).
    11. Dociśnij skórę do podstawy portu, aby wszystko było napięte. Umieść gumową uszczelkę na porcie i dociśnij, aż przylega do skóry. Wsuń nadmiar drutu do kieszeni podskórnej z tyłu i z boku, uważając, aby stępić wystarczająco dużą kieszeń, aby pomieścić i równomiernie rozprowadzić nadmiar przewodów. Upewnij się, że przewody nie zwijają się w żadnym miejscu ani nie przechodzą bezpośrednio pod portem, ponieważ może to spowodować podrażnienie.
    12. Delikatnie zbliż skórę do siebie i zamknij wszystkie miejsca nacięć za pomocą prostych szwów przerywanych. Nałóż klej chirurgiczny na wszystkie zamykające szwy monofilamentowe 3-0 i wzdłuż nacięć. Poczekaj, aż klej chirurgiczny wyschnie.
      UWAGA: Rozpocznij miareczkowanie wziewnego znieczulenia, a następnie wyłącz je po stwardnieniu akrylu (3.9.14). Trzymaj sondę SpO2 na miejscu przez co najmniej 15 minut w celu monitorowania pooperacyjnego.
    13. Wymieszać proszek akrylowy i płyn w proporcji 2:1 za pomocą pipety transferowej. Mieszaj, aż okaże się, że jest wystarczająco cienki, aby przejść przez pipetę transferową, ale wystarczająco gęsty, aby pozostał w porcie.
    14. Nałóż mieszankę akrylową na zewnętrzną stronę portu, tworząc małą kopułę z akrylu, która uszczelnia miejsce portu ze skórą. Poczekaj, aż akryl stwardnieje. Umieść sterylną gazę w miejscu nacięcia na boku królika i luźno owiń królika folią weterynaryjną (tj. wystarczająco luźną, aby z łatwością zmieściły się 2-3 palce pod folią). Nacięcie na głowie może pozostać odkryte.
    15. Pozwól królikowi dojść do siebie w klatce z wyściółką, kocem i źródłem ciepła. Królik musi być nadzorowany przez cały ten proces. Kiedy królik zaczyna się budzić (drganie nosa, pewne ruchy), należy podać podskórnie dawkę buprenorfiny o przedłużonym uwalnianiu (0,1 mg/kg). Kontynuuj bezpośredni nadzór, dopóki królik nie odzyska przytomności (stanie i samodzielnie porusza się po klatce).
    16. Poczekaj, aż królik się zagoi (co najmniej 72 godziny) przed podłączeniem portu królika do wiązki przewodów w celu zbierania danych.
      UWAGA: Postępuj zgodnie ze wszystkimi odpowiednimi krokami opieki pooperacyjnej, aby zapewnić prawidłowe gojenie i komfort w tym czasie, w tym co najmniej codzienne obserwacje spożycia pokarmu i wody, wypróżnień, oddawania moczu, gojenia się miejsca nacięcia, poziomu energii oraz pojawienia się bólu lub dyskomfortu. Usuń wszystkie szwy w miejscach nacięcia 10 dni po operacji.

4. Pomiar EEG/EKG

  1. Przełóż wiązkę przewodów przez górną środkową część klatki królika (średnica 3/4 cala; Rysunek uzupełniający 14).
  2. Podłącz złącza DIN do odpowiedniego urządzenia monitorującego. Przymocuj linkę zwijacza do górnej części wewnątrz klatki w pobliżu otworu na wiązkę przewodów.
  3. Przedłuż przewód zwijacza za pomocą zacisku na końcu i przymocuj go do wiązki przewodów w miejscu między 2 częściami rurki termokurczliwej (rysunek uzupełniający 15).
  4. Przymocuj przewody do góry na zewnątrz klatki, aby się do niej nie wślizgnęły (Rysunek uzupełniający 14, np. taśma).
  5. Podłącz wtyczkę wiązki przewodów do wtyczki na grzbiecie królika (rysunek uzupełniający 16). Sygnał nagrywania (Rysunek 1).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Stosując tę technikę chirurgiczną, nie było żadnych przypadków śmiertelności w trakcie lub po operacji. Istnieje ryzyko infekcji i niepełnego gojenia się rany, szczególnie jeśli królik drapie się lub gryzie w miejscu nacięcia. Antybiotyki przed/pooperacyjne, przykrycie nacięcia suchym, sterylnym kawałkiem gazy i wyposażenie królika w kamizelkę pomagają chronić miejsce operacji i pozwalają na lepsze gojenie. Wszystkie nagrania są prowadzone w standardowej klatce dla królików, która jest uż...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Przedstawiamy szczegółowy protokół generowania niestandardowej wiązki przewodów, własnej produkcji implantu oraz procedury sterylnego wszczepienia elektrod, przewodów i portu EEG/EKG. Taka konfiguracja ułatwia zbieranie ciągłych, wysokiej jakości zapisów EEG/EKG w sposób wydajny, bezpieczny i finansowo wykonalny. Protokół ten generuje system, w którym zarówno dane EEG, jak i EKG mogą być zbierane u królików bez konieczności stosowania środków ograniczających lub stałego nadzoru. Ciągłe, długoterminowe zapisy EEG i EKG uł...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia. Część informacji zawartych w tym manuskrypcie znajduje się również w pracy magisterskiej pierwszej autorki (Laura Williams) za odpowiednią zgodą.

Podziękowania

Pragniemy podziękować Pradeep Dumpala, DVM PhD, Sarah Blair, MA, oraz personelowi hodowlanemu z SUNY Upstate Medical University za ich poświęcenie i uwagę poświęconą opiece nad królikami. NIH-NINDS (1R61NS133273), Wydział Farmakologii, Uniwersytet Medyczny SUNY

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Folia termokurczliwa 3:1 z klejemN/AWireflyRurka poliolefinowa wyłożona klejem, zaprojektowana tak, aby skurczyć się o 1/3 średnicy po podgrzaniu. Odizoluj elektrody podczas łączenia przewodów i wtyczek, łącząc ze sobą elementy wiązki przewodów
Wkładki chłonne-dowolneWkładki chłonne do zbierania płynów
BD E-Z Scrub 116 Chirurgiczna szczotka/gąbka do szorowania371163BD E-Z Scrub3% PCMX Chirurgiczna szczotka/gąbka do szorowania Do szorowania przed operacją w celu uzyskania techniki aseptycznej
Stemple do biopsji1315ARGENT, McKessonOkrągłe ostrze tnące 6 mm do okrągłego nacięcia portu
Buprenorfina-0,3 mg / ml Buprenorfina Do kontroli bólu pooperacyjnego
Łączniki doczołoweX003C7S38PSVAARCynowany miedziany splot doczołowy 26-22 AWG Nieizolowane złącza doczołowe Łączenie drutów z włókna węglowego od elektrod do wtyczki
Cautery Penhttps://jorvet.com/product/cautery-kit-accessories/Jorgensen Laboratories, Inc.Ręczny długopis kauteryzacyjny Bovie do kontrolowania krwawienia
Tuleja przelotowa koncentrycznegoTULEJA KONCENTRYCZNA WHKomercyjna elektrycznatuleja z tworzywa sztucznego z otworem o średnicy wewnętrznej 6,9 mm i słupkiem 1 cm + słupek Port przewodowy
Kohezyjna foliahttps://healthypets.com/vetone-cohesiant-wrap-blue-2x5yd/AmerisourceBergen4 cale x 5 jardów samoprzylepna Do ochrony ran pooperacyjnych
Jednorazowy skalpel z uchwytemhttps://www.securos.com/Securos Surgical AmerisourceBergenSterylne jednorazowe skalpele do wykonywania nacięć
Elektryczny pierścieńTaidacentHigh Speed Ball Przewodzący pierścień ślizgowy 12-drożne złącze obrotowe z pierścieniem kolektora 2A, elektryczny pierścień ślizgowy umożliwiający swobodny ruch zwierzęcia bez wiązania wiązki przewodów
Eye lublure prohttps://domespharma.us/eye-lube-pro-detailer-final-v6/SentrxŻel smarujący Zapobiega wysuszeniu/uszkodzeniu oczu podczas znieczulenia
GLUture503763World Precision InstrumentMiejscowy klej tkankowy Do zamykania miejsc nacięć 
IsofluraneANADA # 200-129IsospireIsoflurane Do znieczulenia
Alkohol izopropylowy500205VETone70% alkohol izopropylowy Miejscowy środek antyseptyczny
Jet Liquid1403Lang Dental Mfg. Co., Inc.Szybkoutwardzalna żywica akrylowa w płynie Płyn z żywicy akrylowej do uszczelniania tulei i przewodów do portu wyjściowego przewodu.  Służy również do uszczelniania portu do skóry.
Jet Tooth Shade Powder1420Lang Dental Mfg. Co., Inc.Szybko utwardzający się prowizoryczny proszek z żywicy akrylowej do koron i mostów. Dentystyczny proszek akrylowy do uszczelniania tulei i przewodów do portu wyjściowego przewodu. Służy również do uszczelniania portu do skóry.
Ketamina-100 mg / ml Ketamina do uspokojenia
Metalowe poszycie prysznicaHOS-960MWaterpikUltra-elastyczny wymienny metalowy wąż prysznicowy, bardzo długi do ręcznych głowic prysznicowych, 96 cali, chromowany Metalowe poszycie wiązki przewodów
Zestaw elektrod MR Conditional/CT i zestaw przedłużającyMRQW32415RhythmLinkSystem szybkozłączy z wtykami męsko-żeńskimi i 8 przewodami. Wtyczki używane do podłączenia wiązki przewodów portowych.  Przewody i złącza DIN stosowane do wiązki przewodów
Nici monofilamentowe polipropylenowe niebieskieP8665SECUROPRO3-0, FS-2, 18" szew odwrócony do cięcia. Zamknij wszelkie nacięcia chirurgiczne
retraktora‎ 0487-013West Coast Manufacturing CompanyPrzemysłowy chowany bęben z 48-calowym ze stali nierdzewnej, stalowym wspornikiem z tyłu, chromowanym przodem, 8 uncji wycofania, plastikowym zaciskiem węża. Wyciąga nadmiar wiązki przewodów do góry i od zwierzęcia Uszczelka
gumowaE-3603 NSF-51Saint GobainPrzezroczysta rurka gumowa przycięta do szerokości 1,5 cm. Uszczelka do ochrony/konserwacji uszczelki. 
Małe elektrody WebbaSWEBB1215RhythmLink6mm, płaski dysk [WEBB*] elektroda, chlorek srebra, drut, elektrody podskórne
Sterylne lateksowe rękawice chirurgiczne10122AmerisourceBergen, bezpudrowe, zakładane do sterylnej techniki chirurgicznej
Sterylny markerDYNJSM01MedlineSterylny marker, Oznacz miejsca nacięcia/elektrody 
Sterylne obłożenia chirurgiczne z klejem-dowolneSterylne obłożenia chirurgiczne z paskiem samoprzylepnym po jednej stronie, Stwórz stałe sterylne pole 
Weterynaryjne maski anestezjologiczne-dowolneplastikowe stożki z gumowymi uszczelkami do uszczelnienia na króliku ' twarz. Różne rozmiary. Dostarczanie znieczulenia wziewnego
Weterynaryjny peeling chirurgiczny BetadineNDC 67618-154-16BetadinePowidon-jod, 7,5%, Antyseptyczny mydlinek do mycia skóry
Ksylazyna--100 mg / ml Ksylazyna, do uspokojenia
ślizgowy Sterylne rękawiczki lateksowe

Bibliografia

  1. Bosinski, C., Wagner, K., Zhou, X., Liu, L., Auerbach, D. S. Multi-system monitoring for identification of seizures, arrhythmias and apnea in conscious restrained rabbits. J Vis Exp. (169), e62256(2021).
  2. Finlay, M. C., Lambiase, P. D., Ben-Simon, R., Taggart, P. Effect of mental stress on dynamic electrophysiological properties of the endocardium and epicardium in humans. Heart Rhythm. 13 (1), 175-182 (2016).
  3. Shen, M. J., Zipes, D. P. Role of the autonomic nervous system in modulating cardiac arrhythmias. Circulation Res. 114 (6), 1004-1021 (2014).
  4. Xu, L., et al. Juvenile myoclonic epilepsy and sleep. Epilepsy Behav. 80, 326-330 (2018).
  5. Bazil, C. W. Seizure modulation by sleep and sleep state. Brain Res. 1703, 13-17 (2019).
  6. Ryan, J. M., et al. Heart rate and autonomic biomarkers distinguish convulsive epileptic vs. Functional or dissociative seizures. Seizure. 111, 178-186 (2023).
  7. Brunner, M., et al. Mechanisms of cardiac arrhythmias and sudden death in transgenic rabbits with long QT syndrome. J Clin Invest. 118, 2246-2259 (2008).
  8. Edwards, A. G., Louch, W. E. Species-dependent mechanisms of cardiac arrhythmia: A cellular focus. Clin Med Insights Cardiol. 11, 1179546816686061(2017).
  9. Kaha Sciences. , Ad instruments. http://https://www.adinstruments.com/kaha?creative=524197312959&keyword=kaha%20telemetry&matchtype=e&network=g&device=c&gad_source=1&gclid=CjwKCAjw8fu1BhBsEiwAwDrsjJLJeUjMCwMe-kCxFg2QdpP94gaAOd8qS6UBE6iU-IdP2XGxMvbT7hoCDZAQAvD_BwE (2024).
  10. Stellar telemetry. , TSE Systems. https://www.tse-systems.com/products/stellar-implantable-telemetry/ (2024).
  11. Dsi implantable telemetry. , DSI. https://www.datasci.com/products/implantable-telemetry (2024).
  12. Stellar telemetry. , Kruuse televet ii, telemetric ecg & holter. https://kruuse.com/products/consultation/examination/ekg/kruuse-televet-ii-telemetric-ecg-holter (2024).
  13. Mishra, V., Gautier, N. M., Glasscock, E. Simultaneous Video-EEG-ECG monitoring to identify neurocardiac dysfunction in mouse models of epilepsy. J Vis Exp. (131), e57300(2018).
  14. eeg/emg systems. , Pinnacle technology. https://www.pinnaclet.com/eeg-emg-systems.html (2024).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Monitorowanie EEGimplantacja elektrod u kr likaci g y zapis EEGci g y zapis EKGelektrody podsk rneprojekt wi zki przewod wzmienno rytmu sercadetekcja napad w drgawek

Powiązane artykuły