Artykuł metodologiczny

Kompleksowe podejście do izolacji mikrobiologicznej z tuneli ropnego zapalenia gruczołu krokowego

DOI:

10.3791/67630

⸱

7 lutego 2025

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Dr. Phillip Frost Department of Dermatology and Cutaneous Surgery, University of Miami Miller School of Medicine

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Prezentujemy metodę skutecznego izolowania wybrednych i beztlenowych organizmów z dróg zatokowych skóry (tuneli) w tkankach wyciętych od pacjentów z ropnym zapaleniem stawów włosowych.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Hidradenitis Suppurativa (HS) to wyniszczający stan charakteryzujący się bolesnymi guzkami i ropniami, postępującymi do dróg zatokowych (tuneli) w warstwach skóry właściwej, powodując znaczny dyskomfort, cuchnące wydzieliny, oszpecenia, przykurcze i blizny, które poważnie obniżają jakość życia. HS jest związany ze zmianami w mikrobiomie skóry, wpływając na regulację immunologiczną i obronę skóry przed szkodliwymi bakteriami. Pomimo jego rozpowszechnienia, udział mikrobiomu HS w patologii choroby i ograniczona odpowiedź na leczenie pozostają w dużej mierze nieznane. Do tej pory wiele badań sekwencjonowania 16S rRNA na tkance HS osiągnęło jedynie ziarnistość na poziomie rodzaju, identyfikując wzrost beztlenowców Gram-ujemnych i spadek komensali skórnych. Głębsze zrozumienie dysbiozy mikrobiologicznej u osób z HS jest niezbędne do optymalizacji strategii leczenia. Wymaga to dwutorowego podejścia do oceny mikrobiomu HS, w tym izolacji gatunków bakterii, które często nie są wykorzystywane w badaniach translacyjnych skoncentrowanych na chorobach skóry. Wyizolowanie pojedynczych mikroorganizmów z tkanki HS ma kluczowe znaczenie dla wyjaśnienia roli bakterii w patogenezie HS. W tym miejscu przedstawiamy powtarzalne metody skutecznego izolowania patogenów beztlenowych z tkanki tunelu HS, stanowiąc wstępny i najbardziej krytyczny krok w zrozumieniu roli bakterii w HS. Metoda ta toruje drogę do ukierunkowanych badań nad udziałem drobnoustrojów w HS oraz do opracowania bardziej skutecznych, spersonalizowanych strategii leczenia, które dotyczą złożonego obciążenia mikrobiologicznego tego przewlekłego schorzenia.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Hidradenitis Suppurativa (HS) to powszechny stan dermatologiczny charakteryzujący się guzkami i ropniami, które postępują do zatok (tuneli) utworzonych w warstwach skóry i podskórnej, powodując znaczny ból, powodując ropną wydzielinę, oszpecenie i wyniszczające następstwa psychospołeczne1,2. HS nieproporcjonalnie dotyka kobiety i osoby o innym kolorze skóry, zwykle pojawiającym się w późnym okresie dojrzewania lub wczesnej dorosłości2. Poważne objawy fizyczne choroby są potęgowane przez jej głęboki wpływ psychospołeczny, w tym depresję, lęk i izolację społeczną, które mogą poważnie obniżyć jakość życia3. Tunele HS powstające w zaawansowanym stadium choroby znacznie zmniejszają szanse na odpowiedź pacjentów na obecnie zatwierdzoną terapię biologiczną, a wycięcie chirurgiczne pozostaje jedynym podejściem do leczenia4,5.

Wiele badań scharakteryzowało mikrobiom związany z tunelami HS, wykazując rozpowszechnienie patogenów beztlenowych i zmniejszoną obfitość komensali skórnych6,7,8, z ostatnimi badaniami identyfikującymi Porphyromonas spp. (typ I) i Prevotella spp. (IV) w tunelach, wśród innych rodzajów9. Inne badanie wykazało zmienność mikrobiomu HS w zależności od głębokości pobierania próbek tkanki, potwierdzając unikalność składu mikrobiologicznego w tunelu tissue10. Ponadto wykazano, że dysbioza wpływa na odpowiedź immunologiczną w HS, co dodatkowo sugeruje rolę drobnoustrojów w patogenezie choroby11,12,13,14. Chociaż stosowane jest przedłużone ogólnoustrojowe leczenie antybiotykami klindamycyną, ryfampicyną i tetracyklinami, które wykazało zmniejszenie liczby tuneli drenujących u pacjentów dotkniętych chorobą15,16, dane dotyczące opornych na antybiotyki patogenów beztlenowych w HS pozostają nieznane. Do tej pory nie zgłoszono przypadków izolowania szczepów bakteryjnych z tuneli HS, co ogranicza badania nad nowymi terapiami przeciwdrobnoustrojowymi i dogłębną ocenę udziału patogenów w patogenezie choroby HS. Standaryzacja metod izolacji patogenów nie tylko ułatwiłaby prawdziwy wgląd w rolę bakterii w patogenezie HS, ale także pozwoliłaby na przełożenie jej na bardziej ukierunkowane i ulepszone interwencje.

Tutaj zwracamy uwagę na metodę skutecznego izolowania mikroorganizmów z tkanki tunelu HS. Wyizolowanie poszczególnych gatunków bakterii jest kluczowym, początkowym krokiem w zrozumieniu ich roli w patologii HS. Metoda ta toruje drogę do ukierunkowanych badań nad udziałem drobnoustrojów w HS oraz do opracowania bardziej skutecznych, spersonalizowanych strategii leczenia, które zwalczają patogeny bakteryjne w tej przewlekłej chorobie.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ten protokół został zatwierdzony przez Institutional Review Board (IRB) na Uniwersytecie w Miami (protokół #20200187). Świadomą zgodę uzyskuje się od pacjentów (n = 18 lat, średni wiek ± odchylenie standardowe = 30,9 ± 9,4, 12 kobiet, 6 mężczyzn) ze zdiagnozowanymi tunelami HS i/lub ich opiekuna prawnego (opiekunów) przed zabiegiem po wcześniejszym omówieniu badań, aby umożliwić rozwianie wszelkich wątpliwości lub pytań.

1. Pobieranie próbek od pacjentów

  1. Przed przystąpieniem do kontaktu z wyciętą tkanką należy zastosować ścisłe sterylne środki ostrożności, aby zminimalizować ryzyko zanieczyszczenia. Osoba zajmująca się tkanką powinna nosić fartuch laboratoryjny, maskę na twarz i czepek chirurgiczny oraz używać sterylnych rękawiczek i sterylnych narzędzi do obchodzenia się z tkanką.
  2. W celu kontroli sterylności, przed przetworzeniem tkanki należy zanurzyć wstępnie autoklawizowane kleszcze w beztlenowej fiolce transportowej (tabela materiałów).
  3. Pobrać tkankę skórną, chirurgicznie wyciętą za pomocą skalpela lub laseraCO2, z dotkniętych obszarów pacjentów, u których zdiagnozowano tunele HS i natychmiast umieścić ją na sterylnej szalce Petriego za pomocą sterylnych kleszczy do dalszej obróbki.
  4. Będąc w centrum chirurgicznym lub gabinecie przychodni, zidentyfikuj tunele w wyciętej tkance, sondując skórę za pomocą wstępnie autoklawowanych kleszczy, jak pokazano na Rysunek 1A.
  5. Natychmiast po wycięciu tkanki należy wykonać biopsję z wykrakiem o średnicy 6 mm przez skórę zidentyfikowanego tunelu o pełnej grubości i zanurzyć w półstałym buforowanym podłożu ze środkami redukującymi w szklanych fiolkach transportowych systemu beztlenowego, aby zoptymalizować przeżywalność gatunków bakterii beztlenowych do dalszej analizy.
  6. Tkankę tunelową w fiolkach beztlenowych należy przetransportować do laboratorium na lodzie.
  7. Wykonaj przykładową dokumentację zgodnie z poniższym opisem.
    1. W dniu zabiegu należy zebrać informacje o pacjencie, w tym dane demograficzne, wiek, deklarowane przez siebie pochodzenie etniczne/rasę oraz aktualnie przyjmowane leki, bez żadnych identyfikatorów osobistych. Miejsca ciała wyciętej tkanki towarzyszą wykresowi ciała, ponieważ tunele HS mogą występować w wielu miejscach ciała. Zrób zdjęcia wyciętej tkanki z obu stron próbki przed i po przetworzeniu tkanki, dokumentując lokalizację biopsji wygenerowanej z tunelu. Po przybyciu do laboratorium należy zarejestrować zakodowane próbki tkanek bez żadnych identyfikatorów w elektronicznej, bezpiecznej bazie danych.

2. Obróbka skóry HS

  1. Konfiguracja i powlekanie
    1. Noś fartuch laboratoryjny i rękawice oraz zwiąż włosy, aby uniknąć zanieczyszczenia. Wstępnie podgrzej płytki agarowe z krwią, w tym agar z krwią Brucella z kanamycyną i agarem wankomycyny (LKV), agar sojowy z tryptykazą (TSA II) 5% agar z krwią owczą (SB), napar z mózgu i serca (BHI) i agar z alkoholem fenyloetylowym (PEA) z agarem 5% SB do 37 °C w inkubatorze przez 10 minut. Wyczyść komorę bezpieczeństwa biologicznego 70% etanolem przed przetworzeniem tkanki.
    2. Po ogrzaniu płytek agarowych oznacz podstawę lub bok płytki zakodowaną nazwą próbki i datą. Umieść autoklawizowane kleszcze, skalpele, wstępnie wysterylizowane pętle do zaszczepiania i płytki agarowe w komorze bezpieczeństwa biologicznego.
    3. Usunąć biopsję z 6 mm stemplem z fiolki do transportu beztlenowego za pomocą sterylnych kleszczy, zanurzając kleszcze w pożywce. Szybko posiekaj tkankę na małe kawałki, około 1mm2 każdy, za pomocą sterylnego skalpela. Umieść tkankę w sterylnej probówce do mikrowirówki zawierającej 500 μl wzmocnionej pożywki Clostridium (RCM) i krótko wiruj.
      UWAGA: Homogenizacja nie została wykorzystana, ponieważ próbki byłyby wystawione na działanie środowiska tlenowego przez dłuższy czas, co mogłoby prowadzić do dodatkowego napowietrzenia podczas procesu i potencjalnej utraty bakterii beztlenowych.
    4. Używając nowej sterylnej pętli, wykonaj wielokrotne smugi ćwiartkowe zawiesiny tkankowej zawierającej organizmy bakteryjne na płytkach agarowych TSA II 5% SB, LKV, PEA z 5% SB i BHI.
    5. Korzystając z pozostałej zawiesiny tkanek rozdrobnionych, przygotuj zapasy glicerolu, dodając 20% sterylnego glicerolu v/v i 80% zawiesiny tkankowej v/v w kriotubie. Zapasy glicerolu należy przechowywać w temperaturze 80 °C. W przypadku ograniczonej żywotności wyizolowanych bakterii, do powtórzenia izolacji można wykorzystać zapasy tkankowe.
    6. Umieścić wszystkie płytki w inkubatorze w temperaturze 37 °C w komorze beztlenowej dołączonej do opakowania zawierającego CO2 . Sprawdzaj płytki co 2-3 dni, spodziewając się wzrostu beztlenowców 7-14 dni po posiewie. Dokumentuj morfologie kolonii, fotografując płyty.
  2. Bankowanie tkanek
    1. Użyj biopsji dziurkowej o średnicy 8 mm, aby pobrać dodatkowe próbki skóry o pełnej grubości przez tunel i z dala od tunelu w celu pobrania próbki z zatopioną parafiną w formalinie (FFPE) i oceny histologicznej, ponieważ większa próbka tkanki z większym prawdopodobieństwem uchwyci cały tunel.
    2. Zachowaj dodatkowe biopsje dziurkowania 6 mm dla DNA (zamrożone zatrzask), RNA (w RNA później) i izolacji białka (zatrzaskowo zamrożone).
  3. Utrzymanie kolonii
    1. Gdy kolonie zostaną zaobserwowane na oryginalnych płytach, sfotografuj je i zwróć uwagę na wyraźną morfologię kolonii17. Ogólnie rzecz biorąc, należy przewidzieć 10-15 różnych morfologii kolonii (patrz Rysunek 1).
    2. Przygotować wstępnie podgrzane płytki agarowe LKV, BHI, PEA z 5% SB i TSA II 5% SB (tabela materiałów). Oznacz każdą etykietę płytki identyfikatorem próbki, lokalizacją biopsji i datą.
    3. Używając sterylnej końcówki do pipety, podnieś pojedynczą kolonię i rozprowadź ją zygzakowatym ruchem na tym samym typie płytki, na której została wykryta. Następnie, używając tej samej końcówki pipety z kolonią jako matrycy do amplifikacji 16s rDNA PCR, wykonaj poniższe czynności.
    4. Powtórzyć krok 2.3.3, używając kolonii wybranych ze wszystkich typów płytek agarowych z nową sterylną końcówką pipety i inną pojedynczą kolonią o odmiennej morfologii od oryginalnej płytki. Ponownie, natychmiast po smugowaniu, użyj końcówki pipety z pozostałą kolonią, aby zanurzyć ją w dedykowanej płytki PCR, ponieważ zapewni to szablon do amplifikacji PCR.
    5. Powtarzać kroki 2.3.3-2.3.4 dla każdej odrębnej kolonii, aż wszystkie kolonie o określonej morfologii we wszystkich czterech typach płytek agarowych zostaną pokryte prążkami i odpowiednie studzienki PCR zostaną jednocześnie zaszczepione.
    6. Nowo posianione płytki agarowe należy przechowywać w inkubatorze w temperaturze 37 °C w komorze beztlenowej dołączonej do opakowania zawierającego CO2 . Po wzroście kolonii należy upewnić się, że izolowana kolonia jest czysta przed zachowaniem zapasów bakterii (patrz poniżej). Jeżeli posiane kolonie nie są jednorodne, należy powtórzyć krok 2.3.3. Proces ponownego powlekania wykonuj co 4-5 dni, w zależności od wzrostu kolonii, aż kolonie będą jednolite
      7. .
  4. Identyfikacja gatunków bakterii za pomocą sekwencjonowania amplikonów kolonii 16s rDNA
    1. Przygotować płytkę PCR z mieszanką wzorcową składającą się z 2,5 μl 10 μM 16S rDNA V1-V3 do przodu (5' AGAGTTTGATTCCTGGCTCAG-3') i starterów wstecznych (5' AGAGTTTGATTCCTGGCTCAG-3'; 10 μM), 12,5 μL polimerazy 2x Master Mix i 10 μl wody wolnej od mikrobiologicznego DNA na studzienkę, co daje całkowitą objętość 25 μL na kolonię.
    2. Oblicz objętość głównej mieszanki PCR wymaganej do amplifikacji ze wszystkich wybranych kolonii, kontroli ujemnej (bez matrycy) i kontroli pozytywnej - można użyć dowolnego szczepu laboratoryjnego; powszechnie używamy Staphylococcus aureus USA300.
    3. Przynieś płytkę PCR do szafy bezpieczeństwa biologicznego, zakrywając studzienki, aby uniknąć zanieczyszczenia. Do powlekania użyj pojedynczej kolonii ze sterylnej końcówki pipety. Natychmiast ponownie zawiesić kolonię z rygorystycznym wirowaniem w wyznaczonej studzience z wstępnie napełnioną mieszanką główną. Tej samej końcówki pipety należy używać zarówno do podhodowli, jak i do pobierania próbek do PCR.
    4. Powtórzyć krok 2.4.3 dla wszystkich pojedynczych kolonii HS i kontroli dodatniej.
    5. Uruchom PCR z następującym protokołem: 95 °C przez 5 minut dla początkowej denaturacji wymaganej do lizy wybranej kolonii, a następnie 40 cykli po 95 °C przez 15 s, 54 °C przez 1 minutę, użycie końcowego cyklu 4 °C jest opcjonalne. Termocykler może być również używany z tymi samymi ustawieniami programu.
    6. Przeprowadź elektroforezę żelową z amplifikowanymi produktami qPCR, aby zweryfikować rozmiar amplikonu, który ma wynosić 311 pz (Rysunek 2). Oczyść pomyślnie amplifikowany fragment 16s rDNA za pomocą zestawu do oczyszczania PCR zgodnie z instrukcjami producenta.
    7. Wyślij oczyszczony produkt PCR do sekwencjonowania 16S rybosomalnego RNA Sangera przy użyciu starterów 16S rDNA V1-V3 do przodu i do tyłu.
  5. Zapasy bakteryjne
    UWAGA: Wybredne beztlenowce są znane ze swojej ograniczonej żywotności na płytkach agarowych.
    1. Aby zapewnić zachowanie szczepu przed uzyskaniem wyników sekwencjonowania, które potwierdzą tożsamość gatunku, wygeneruj płytki agarowe z pojedynczej kolonii i potwierdź czystość, aby wygenerować zapasy. Generuj zapasy bezpośrednio z płytki agarowej równolegle z optymalizacją warunków wzrostu w płynnych podłożach.
    2. Aby przygotować bulion z płytki wygenerowanej w kroku 2.3, użyj sterylnej pętli zaszczepiającej o średnicy 6 mm, aby zebrać jak najwięcej jednorodnych kolonii. Następnie energicznie ponownie zawieś bakterie w 800 μl RCM z 20% sterylnym glicerolem w krioprobunkach i przechowuj je w temperaturze -80 °C, aby utworzyć wywar bakteryjny.
      UWAGA: Ten krok zapewnia terminowe zachowanie wybrednych patogenów przed uzyskaniem charakterystyki przez sekwencjonowanie danych.
    3. Przeprowadź optymalizację wzrostu płynnej kultury i generowania stad z pojedynczej kolonii po potwierdzeniu klasyfikacji szczepu.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W tym badaniu opisujemy protokół izolacji i charakterystyki bakterii beztlenowych z tuneli HS. Protokół ten jest nowatorski i godny uwagi ze względu na stworzenie potencjału do testowania funkcji i zjadliwości tych bakterii przy użyciu modeli infekcji skóry in vitro, ex vivo i in vivo w celu zwiększenia naszej wiedzy na temat udziału drobnoustrojów w patogenezie HS. Po pierwsze, zidentyfikowaliśmy tunele z wyciętej skóry, badając je sterylnymi kleszczami (Rysunek 1A). Odróżn...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W niniejszej pracy przedstawiono nowatorską metodę izolacji i utrzymania bakterii kolonizujących tunele HS. Ta powtarzalna metoda nie tylko pozwoli na dogłębne scharakteryzowanie szczepów obecnych w tych patologicznych strukturach, ale także umożliwi późniejsze badania funkcjonalne badające rolę określonych drobnoustrojów w patogenezie HS. Kluczowe etapy protokołu obejmują pobieranie i transport tkanek w podłożach beztlenowych, co ułatwia zachowanie żywotnych, wybrednych mikroorganizmów z tuneli HS. Podobnie jak w przypa...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie zgłaszają konfliktu interesów.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ta praca była wspierana przez R01AR083385 (IP, MTC, HLT), P50MD017347 (TG, IP, HLT) oraz grant badawczy HS Foundation Danby (TG). Prace te były dodatkowo wspierane przez grant NIH 1S1OD023579-01 dla domu skanera slajdów VS120 w University of Miami Miller School of Medicine Analytical Imaging Core Facility.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Dziurkacz 6mm biospyINTEGRA33-36Możliwość zastosowania innego producenta
stempel 8mm INTEGRA33-37Możliwość zastosowania innego dostawcy
Agaroza Sigma AldrichA9539Inni dostawcy mogą być używane
Komory beztlenowe BD260672
Beztlenowe media transportoweSystemy beztlenoweAS-911
Agar do infuzji mózguSystemy beztlenoweAS-6426
CO2 gaspakBD260678
Difco Wzmocnione podłoże Clostridium218081
GlicerolSIGMAG5516-1LMożna stosować innych dostawców
Płytki PCR z twardą skorupąBIO-RADHSP9601Można stosować innych dostawców
Inkubator VWRSymphonyMożna użyć dowolnego inkubatora z kalibracją
Pętle inokulacyjneVWR76544-926Można stosować
innych dostawców Agar LKVHARDY DiagnostykaA60
Mikrobiologiczna woda bez DNAQiagen338132
Nunc CryoTubeThermo naukowy 377267Można korzystać z innych dostawców
PCR (CFX Connect Real Time System)BIO-RADCFX Connect Optics Module Można użyć zwykłego Themocyklera 
Agar grochowy HARDY DiagnosticsA93
Q5 High Fidelity 2X Master MixBioLabsM0492S
QIAquick Zestaw do oczyszczania PCRQIAGEN28104
Wzmocnione podłoże clostridiaBD218081
Cienkie kleszczeMillipore SigmaF4017Można użyć innych dostawców
Tryptikaza Agar sojowy (TSA II) z 5% krwiąowcząTermo 221261
, , serca naukowy

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Gonzalez-Lopez, M. A. Hidradenitis suppurativa. Med Clin. 162 (4), 182-189 (2024).
  2. Revankar, R., Murrell, D. F., Murase, J. E. Shedding light on the impact of hidradenitis suppurativa on women and their families: A focus of the international journal of women's dermatology. Int J Womens Dermatol. 7 (5Part B), 661-663 (2021).
  3. Gooderham, M., Papp, K. The psychosocial impact of hidradenitis suppurativa. J Am Acad Dermatol. 73 (5 Suppl 1), S19-S22 (2015).
  4. Frew, J. W., et al. Clinical response rates, placebo response rates, and significantly associated covariates are dependent on choice of outcome measure in hidradenitis suppurativa: A post hoc analysis of pioneer 1 and 2 individual patient data. J Am Acad Dermatol. 82 (5), 1150-1157 (2020).
  5. Bechara, F. G., et al. Efficacy and safety of adalimumab in conjunction with surgery in moderate to severe hidradenitis suppurativa: The sharps randomized clinical trial. JAMA Surg. 156 (11), 1001-1009 (2021).
  6. Williams, S. C., Frew, J. W., Krueger, J. G. A systematic review and critical appraisal of metagenomic and culture studies in hidradenitis suppurativa. Exp Dermatol. 30 (10), 1388-1397 (2021).
  7. Guet-Revillet, H., et al. The microbiological landscape of anaerobic infections in hidradenitis suppurativa: A prospective metagenomic study. Clin Infect Dis. 65 (2), 282-291 (2017).
  8. Riverain-Gillet, E., et al. The surface microbiome of clinically unaffected skinfolds in hidradenitis suppurativa: A cross-sectional culture-based and 16s rrna gene amplicon sequencing study in 60 patients. J Invest Dermatol. 140 (9), 1847-1855.e6 (2020).
  9. Ring, H. C., et al. The microbiome of tunnels in hidradenitis suppurativa patients. J Eur Acad Dermatol Venereol. 33 (9), 1775-1780 (2019).
  10. Pardo, L. M., et al. Bacterial microbiota composition in hidradenitis suppurativa differs per skin layer. J Invest Dermatol. 144 (2), 426-430.e5 (2024).
  11. Jiang, S. W., Whitley, M. J., Mariottoni, P., Jaleel, T., Macleod, A. S. Hidradenitis suppurativa: Host-microbe and immune pathogenesis underlie important future directions. JID Innov. 1 (1), 100001(2021).
  12. Navrazhina, K., et al. Epithelialized tunnels are a source of inflammation in hidradenitis suppurativa. J Allergy Clin Immunol. 147 (6), 2213-2224 (2021).
  13. Williams, S. C., et al. Gram-negative anaerobes elicit a robust keratinocytes immune response with potential insights into hs pathogenesis. Exp Dermatol. 33 (5), e15087(2024).
  14. Chopra, D., et al. Innate immunity and microbial dysbiosis in hidradenitis suppurativa - vicious cycle of chronic inflammation. Front Immunol. 13, 960488(2022).
  15. Van Straalen, K. R., et al. External validation of the ihs4-55 in a european antibiotic-treated hidradenitis suppurativa cohort. Dermatology. 239 (3), 362-367 (2023).
  16. Molinelli, E., et al. Systemic antibiotic therapy in hidradenitis suppurativa: A review on treatment landscape and current issues. Antibiotics. 12 (6), 978(2023).
  17. Andersson, T., Lood, R. 16S rRNA sequencing: A PCR-based technique to identify bacterial species. JoVE Sci Edu Database Microbiol. , e10510(2023).
  18. Nebo, I. D., Frew, J. W., Gudjonsson, J. E., Petukhova, L. Tissue comparability and bias in hidradenitis suppurativa transcriptomic studies. Proc Natl Acad Sci. 121 (23), e2404503121(2024).
  19. Naik, H. B., Piguet, V. Standardizing hidradenitis suppurativa skin microbiome research: The methods matter. J Invest Dermatol. 140 (9), 1688-1690 (2020).
  20. Ocker, L., Abu Rached, N., Seifert, C., Scheel, C., Bechara, F. C. Current medical and surgical treatment of hidradenitis suppurativa-a comprehensive review. J Clin Med. 11 (23), 7240(2022).
  21. Zouboulis, C. C., Hou, X., Von Waldthausen, H., Zouboulis, K. C., Hossini, A. M. Hs 3d-seboskin model enables the preclinical exploration of therapeutic candidates for hidradenitis suppurativa/acne inversa. Pharmaceutics. 15 (2), 619(2023).
  22. Koumaki, D., et al. Antimicrobial resistance trends in hidradenitis suppurativa lesions. J Clin Med. 13 (14), 4246(2024).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

mikrobiom sk rypatogeny beztlenoweizolacja gatunk w bakteryjnychdysbioza mikrobiologicznaschorzenia sk rybeztlenowce Gram ujemnekomensale sk rysekwencjonowanie 16S rRNA
Film wkrótce dostępny

Powiązane artykuły