Tutaj prezentujemy protokół przeprowadzania śródskórnej inokulacji Mycobacterium avium w uchu myszy w niskiej dawce, aby odzwierciedlić warunki podobne do ekspozycji.
Artykuł metodologiczny
Śródskórne inokulowanie Mycobacterium avium w uchu myszy
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
W przeciwieństwie do naturalnych ekspozycji na prątki niegruźlicze (NTM) lub infekcji, których patologia opiera się na wolno replikującym się organizmie, infekcja aerozolem w modelu mysim może powodować zwiększoną proliferację wzrostu bakterii w płucach. Przewlekłe infekcje aerozolowe i ogólnoustrojowe można leczyć lekami przeciwprątkowymi, które mogą również odzwierciedlać wcześniejszą ekspozycję, ale procedury te są długotrwałe i mniej reprezentatywne dla naturalnych ekspozycji. Celem tego protokołu jest opracowanie mniej inwazyjnego mysiego modelu warunków podobnych do ekspozycji na NTM, które są bardziej translacyjne. W tym miejscu opisujemy metodę śródskórnego prowokowania myszy przedklinicznych przez tkankę ucha przy użyciu Mycobacterium avium (M. avium) w celu naśladowania ekspozycji i umożliwienia odpowiedzi immunologicznej na bakterie bez oczywistej choroby. W artykule opisano metodę śródskórnej iniekcji ucha i potwierdzono obecność trwałego i opanowanego zakażenia prątkami, co daje dalsze możliwości badania odpowiedzi immunologicznej w tym modelu in vivo.
Wprowadzenie
Prątki niegruźlicze (NTM) to rosnąca lista gatunków, która obejmuje podzbiór bakterii chorobotwórczych, które często są trudne do wyleczenia1,2. NTM można znaleźć w źródłach środowiskowych, takich jak gleba, woda i aerozole wodne3,4,5. Pomimo zgłaszanych trendów sugerujących wzrost zakażeń NTM, jako grupa, są one rutynowo zgłaszane w mniej niż 20 stanach w całych Stanach Zjednoczonych.6,7. Osoby z określonymi chorobami współistniejącymi, w tym osoby z mukowiscydozą lub osoby przyjmujące leki immunosupresyjne, są narażone na zwiększone ryzyko produktywnego zakażenia patogennymi gatunkami NTM2. Zakłada się jednak, że osoby zdrowe mają powtarzające się i ciągłe narażenie na NTM ze źródeł środowiskowych, co nie prowadzi do silnych lub przewlekłych infekcji. Istnieją pewne dowody na to, że ekspozycja na NTM może "warunkować" ogólną odpowiedź immunologiczną na antygeny prątków w szczepieniach8, wynikach po ekspozycji na inne prątki i testach diagnostycznych9, ale do tej pory przedkliniczne modelowanie tego rodzaju ekspozycji było trudne.
Przewlekłe infekcje płuc10 i terapie, które są wykorzystywane do badań skuteczności szczepionek specyficznych dla patogenów, nie reprezentują stosunkowo nieszkodliwego narażenia środowiskowego i przypuszczalnie różnych wynikających z nich odpowiedzi immunologicznych. Przewlekłe infekcje, na przykład, mogą wywołać poważne uszkodzenie tkanki i rozsianą chorobę10. Ostatnio podjęto działania mające na celu wypełnienie tej luki badawczej, w tym model mysi zapewniający ekspozycję na NTM za pośrednictwem wody pitnej, z lab11, gdzie odpowiedź immunologiczna na tę ekspozycję została poddana dalszym szczegółowym badaniom. Gruźlica utajona (TB) to kolejny stan chorobowy zakażenia prątkami, który był trudny do modelowania u zwierząt przedklinicznych. Laboratorium Kaufmanna było pionierem śródskórnych infekcji ucha M. tuberculosis u myszy C57BL/612 i NOS2-/-13 w celu naśladowania utajonego zakażenia gruźlicą, reaktywacji i scharakteryzowania mechanizmów niedotlenienia ziarniniaków. Nemeth i in. wykorzystali zawarty w nim śródskórny model ucha, aby naśladować wcześniejszą ekspozycję na M. tuberculosis, charakteryzując różne odpowiedzi immunologiczne, w celu określenia, w jaki sposób wpłynęło to na późniejsze wyniki prowokacji14. Model ucha śródskórnego został z powodzeniem opisany przy użyciu 104 jednostek tworzących kolonie (CFU) szczepów M. tuberculosis H37Rv i Erdman, ale do tej pory nie został przetestowany przy użyciu izolatów NTM.
Ogólnym celem tej metody jest stworzenie powtarzalnego modelu prowokacji NTM, który ogranicza chorobę spowodowaną innymi drogami prowokacji, które mogą być dalej badane w odniesieniu do odpowiedzi immunologicznej na ekspozycję. Narażenie wrażliwych myszy C57BL/6 na wysokie dawki M. avium w wodzie pitnej powoduje więcej stanów podobnych do infekcji niż ekspozycje11. W związku z tym uzasadnieniem dla opracowania tej techniki jest wcześniejsze sukcesy przy użyciu M. tuberculosis jako organizmu prowokującego dla skóry właściwej ucha o stosunkowo wyższej dawce prowokacyjnej12,13,14. W tym przypadku naszym celem była ocena, czy model może być z powodzeniem zaadaptowany do izolatu M. avium przy połowie stężenia bakterii podawanego wcześniej zgłoszonego12,13,14 (102 CFU). Oczekujemy, że postęp w kierunku nowych modeli ekspozycji na NTM, a nie infekcji, pomoże odpowiedzieć na nierozstrzygnięte pytania biologiczne dotyczące tego wpływu na zdrowie i przyszłą dynamikę infekcji/szczepień.
Protokół
Samice C57BL/6 zostały zakupione w laboratorium dostarczającym modele badawcze w wieku 6-7 tygodni. Myszy były trzymane w obiekcie dla zwierząt Seattle Children's Research Institute (SCRI) o poziomie bezpieczeństwa biologicznego 2 (BSL-2) w warunkach wolnych od patogenów i były traktowane zgodnie z protokołami eksperymentalnymi, które zostały zatwierdzone przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt SCRI (IACUC). Wszystkie metody zostały przeprowadzone zgodnie z odpowiednimi wytycznymi i przepisami dotyczącymi dobrostanu zwierząt. Instytut działa na podstawie certyfikatu USDA #91-R-0061 i PHS Assurance #A4337-01. Szczegółowe informacje na temat odczynników i sprzętu użytego w badaniu są wymienione w Tabeli Materiałów.
1. Przygotowanie preparatów bakteryjnych do inokulacji
- W komorze bezpieczeństwa biologicznego sprzyjającej pracy bakterii wyjąć fiolkę z Mycobacterium avium (ATCC 25291) z miejsca przechowywania w temperaturze -80 °C i rozmrozić w temperaturze pokojowej.
UWAGA: Stężenia wyjściowe M. avium są określane z wyprzedzeniem, jako najlepszą praktykę w przypadku wszystkich materiałów podstawowych, poprzez posiewanie seryjnych rozcieńczeń na płytkach agarowych 7H10 i liczenie jednostek tworzących kolonie (CFU). - Używając igły o końcówce o rozmiarze 26 G, ponownie zawiesić próbkę podstawową, przesuwając płyn w górę i w dół strzykawki o pojemności 1,0 ml 10 razy lub więcej, aby uzyskać jednolitą zawiesinę.
- Sprawdzić stężenie M. avium poprzez posiew 100 μl seryjnych rozcieńczeń zawiesiny w skali 1:10 na płytkach agarowych 7H10. Inkubować płytki przez 3 tygodnie w temperaturze 37 °C i policzyć kolonie, aby upewnić się, że stężenia inokulum są dokładne.
- Dostosować stężenie M. avium do preferowanej dawki, rozcieńczając próbkę sterylnym PBS. Przechowywać w temperaturze pokojowej do momentu, gdy będzie gotowy do użycia.
UWAGA: W tym eksperymencie użyto 102 jtk na dawkę 10 μL.
2. Przygotowanie i znieczulenie zwierząt
- Przed podaniem znieczulenia należy przygotować ciepłą powierzchnię, taką jak poduszka grzewcza, na której można trzymać klatki zaszczepionych myszy w celu regulacji temperatury ich ciała podczas rekonwalescencji.
- Wstrzyknąć koktajl ketaminy (100 mg / ml) i ksylazyny (20 mg / ml) myszom drogą dootrzewnową.
- Po znieczuleniu wykonaj szczypanie palca u nogi, aby upewnić się, że myszy są wystarczająco znieczulone do manipulacji procedurą.
- Smar do oczu nakładać obustronnie.
3. Platforma do szczepienia i przygotowanie materiałów
- Użyj piankowej tablicy, aby stworzyć półkę, na której mysz może się ustabilizować podczas manipulowania.
UWAGA: Taśma dwustronna pomoże przytrzymać ucho na platformie w płaskiej orientacji. Klej nie może być zbyt mocny, aby zachować zdrowie tkanek ucha. - Ustaw podświetlaną lupę, aby zobaczyć platformę.
- Zbierz w pobliżu sterylną strzykawkę Hamilton i działający preparat M. avium.
4. Inokulacja skóry właściwej ucha
- Umieść mysz w pozycji leżącej na półce w taki sposób, aby ucho można było umieścić na taśmie dwustronnej.
- Użyj delikatnego nacisku, aby spłaszczyć ucho na taśmie i upewnij się, że ucho się nie porusza.
UWAGA: Chusteczki nasączone alkoholem można stosować na uszy przed wstrzyknięciem, aby ograniczyć zanieczyszczenie krzyżowe i zakażenie komensalami skóry po zakażeniu. Jednak takich zakażeń nie zaobserwowano w badaniach pilotażowych bez użycia chusteczek nasączonych alkoholem. - Pobrać 10 μl preparatu M. avium zawierającego 100 jtk jtk do sterylnej strzykawki Hamiltona.
UWAGA: Zamieszaj zawiesinę M. avium przed pobraniem objętości 10 μl, aby upewnić się, że jest jednorodna. - Trzymaj platformę w jednej ręce, a strzykawkę Hamiltona w drugiej, upewniając się, że skośna strona igły jest skierowana do góry (Rysunek 1).
- Umieścić strzykawkę Hamilton pod skórą właściwą ucha, wywierając bardzo lekki nacisk. Upewnij się, że igła nie przechodzi całkowicie przez cienką tkankę ucha.
- Po umieszczeniu igły na miejscu, stopniowo i powoli wciskać tłok strzykawki.
- Obserwuj kolor ucha podczas podawania.
UWAGA: Pomyślne podanie objawi się nieprzezroczystym uniesieniem w miejscu wstrzyknięcia, jak bańka. - Po pełnym podaniu dawki sprawdź, czy ucho myszy i taśma nie mają oznak wycieku.
UWAGA: Jeśli dojdzie do wycieku, do przeciwnego ucha można podać szacunkową utraconą dawkę. Zwierzę powinno być co najmniej oznakowane i zarejestrowane jako możliwe, że podano mu dawkę mniejszą niż docelowa. - Gdy dawkowanie się powiedzie, upewnij się, że mysz zostanie umieszczona z powrotem w klatce domowej, aby była wystawiona na działanie ciepłej powierzchni podczas monitorowania, dopóki nie obudzi się ze znieczulenia.
5. Ocena obciążenia bakteryjnego
- Eutanazja zwierząt zgodnie z protokołami zatwierdzonymi przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt.
- W tym przypadku eutanazja jest dokonywana przy użyciu co najmniej dwóch metod na ofiarę. W przypadku tej procedury wybrane są dwie metody: uduszenie CO2 i zwichnięcie szyjki macicy.
- Najpierw przedłuż rurkę, aby dozować gaz CO2 do klatki domowej myszy i podawaj gaz, aż nie będzie już oznak ruchu myszy. Uważaj, aby użyć klatki, która nie pozwoli na wyciek gazu.
- Następnie zwichnąć kręgi szyjne poprzez ręczną manipulację.
- Sekcja uszu zwierząt z prowokacją M. avium cztery tygodnie po ekspozycji (28 dni, zgodnie z wcześniejszymi badaniami12). Wypreparuj uszy 2 myszy za pomocą sterylnych narzędzi. Włóż uszy do stożkowych probówek zawierających bufor CFU (PBS + 0,05% Tween80) i użyj homogenizatora tkankowego do homogenizacji, aż do utworzenia jednolitej zawiesiny. Niekwestionowane uszy są również przetwarzane i służą jako kontrole.
UWAGA: Można użyć dowolnych punktów czasowych i narządów będących przedmiotem zainteresowania po ekspozycji. Do tego eksperymentu pobrano również płuca, śledzionę, drenujący węzeł chłonny i narządy mózgu. - Dodać 100 μl homogenatu do 700 μl buforu CFU w bloku głębokiej studzienki w rozcieńczeniu 1:8-krotnie. Powtórz w całym bloku, aby uzyskać co najmniej 5 seryjnych rozcieńczeń. Dodać 50-100 μl czystego homogenatu lub seryjnych rozcieńczeń (zastosowano tutaj rozcieńczenia od 0 do 5) do trzech płytek agarowych 7H10, równomiernie rozprowadzić za pomocą rozsiewaczy T i inkubować w temperaturze 37 °C z 5% CO2 przez 2-3 tygodnie.
- Policz jednostki tworzące kolonie (CFU) i przekształć je w log10 do celów analizy w arkuszu kalkulacyjnym.
Wyniki
Wykorzystano opisany powyżej protokół, aby ustalić, czy można opracować powtarzalny model zakażenia NTM, przyjmując skórę małżowiny usznej jako drogę infekcji lub ekspozycji. Uszy pobrano od dwóch zwierząt w 28. dniu po zakażeniu, poddano homogenizacji i wysiano zgodnie z opisem na selektywne podłoże 7H10 dla prątków. Zaobserwowano obecność M. avium do 28. dnia w uszach zakażonych śródskórnie oraz brak M. avium w uchu niepoddanym zakażeniu (Rycina 2).
Choć do 28 dni po infekcji nie zaobserwowaliśmy rozprzestrzeniania się patogenu do ucha nienarażonego, inni badacze wykorzystujący ten model skóry ucha do modelowania utajonej gruźlicy odnotowali rozsiew do innych odległych narządów14. Postawiliśmy hipotezę, że zastosowanie niższej dawki wyzwalacza oraz izolatu M. avium może ograniczyć rozsiew w późniejszych punktach czasowych, co może lepiej odzwierciedlać ekspozycję versus przewlekłą infekcję. W związku z tym dokonano eutanazji grup n=5 myszy narażonych na M. avium w 28., 56., 90. i 132. dniu po infekcji. Następujące organy poddano homogenizacji zgodnie z protokołem opisanym dla tkanek ucha: płuca, śledziona, drenujący węzeł chłonny (DLN) i mózg. Ta droga narażenia doprowadziła do sporadycznego rozsiewu w czasie, przy czym mniej niż połowa zwierząt wykazała policzalne CFU w badanych organach w 56. lub 90. dniu po infekcji (Tabela 1). Do 132 dni po narażeniu u wszystkich myszy wykryto M. avium w śledzionach (n = 5/5 ocenianych zwierząt), jednak w tym punkcie czasowym wydawały się one przenosić minimalną ilość (n = 1/5 w DLN) lub nie przenosić wcale (n = 0/5 w płucach lub mózgu) bakterii w innych organach (Tabela 1).
Rysunek 1: Orientacja igły z otworem skierowanym do góry.Przed wprowadzeniem igły jej otwór musi być skierowany do góry, aby prawidłowo podać inokulum. Aby zobaczyć powiększoną wersję tego rysunku, kliknij tutaj.
Rycina 2: Kolonizacja tkanki ucha przez M. avium 28 dni po zakażeniu. Samice myszy C57BL/6 zostały zakażone w uchu dawką 102 CFU Mycobacterium avium. Ucho zakażone (+) porównano z uchem niepoddanym działaniu patogenu (-) w 28. dniu; przedstawiono n=2 osobnicze zwierzęta z jednego eksperymentu, gdzie każde zwierzę oznaczono innym kolorem i symbolem. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.
| Czas (dzień) | Log10 CFU w organach | |||
| Płuca | Śledziona | DLN | Mózg | |
| 28 | 3.08, ND, ND, ND, ND | 2.81, ND, ND, ND, ND | ND, ND, ND, ND, ND | 0.78, 0.90, ND, ND, ND |
| 56 | 2.30, ND, ND, ND, ND | 1.53, 3.43, ND, ND, ND | 2.78, ND, ND, ND, ND | 1.20, ND, ND, ND, ND |
| 90 | ND, ND, ND, ND, ND | 0.60, 3.35, 3.26, ND, ND | ND, ND, ND, ND, ND | 0.60, ND, ND, ND, ND |
| 132 | ND, ND, ND, ND, ND | 4.03, 3.58, 3.58, 4.03, 3.69 | 2.41, ND, ND, ND, ND | ND, ND, ND, ND, ND |
| DLN = drenujący węzeł chłonny, ND = nie wykryto | ||||
Tabela 1: Rozprzestrzenianie się M. avium z ucha w czasie po zakażeniu. Płuca, śledziona, drenujący węzeł chłonny (DLN) oraz mózg pobrano od n=5 myszy w każdym punkcie czasowym po zakażeniu. Homogenaty tkanek wysiano na płytki i oceniono pod kątem wzrostu bakterii. Liczbę CFU w organach przedstawiono jako wartości przekształcone log10 w przypadkach, gdy bakterie zostały policzone, oraz jako niewykryte (ND), gdy nie zaobserwowano CFU przy żadnym wysianym stężeniu. Dane z przebiegu czasowego są reprezentatywne dla jednego eksperymentu.
Dyskusja
Tutaj pokazaliśmy, jak w sposób powtarzalny prowokować myszy prątkami w zamkniętym śródskórnym modelu ucha. Podczas wykonywania tej procedury należy bezwzględnie przestrzegać środków ostrożności dotyczących sterylności i unikać zranień igłą. W przypadku tej metody zaszczepiania bardzo ważne jest, aby mieć odpowiednią stację konfiguracyjną i dobre oświetlenie, aby zapewnić, że przestrzeń skóry właściwej jest ukierunkowana i nie zostanie całkowicie przebita przez ucho. Jeśli tak się stanie, w zależności od badania, można wykonać drugą próbę w drugim uchu. Nieleczone uszy w tej samej myszy mogą być również używane jako kontrola dla każdej myszy. Metoda ta powinna być dostępna dla badaczy o minimalnych potrzebach sprzętowych lub czasowych. Poświęcenie myszy i czasu na trening pomaga w zwiększeniu skuteczności szczepienia w protokole. Najczęstszymi błędami w tej technice jest niewchodzenie strzykawką do przestrzeni śródskórnej (i przebijanie przez ucho) lub zbyt szybkie wciskanie strzykawki, powodujące niespójne podawanie lub wysunięcie igły z przestrzeni śródskórnej. Dobre oświetlenie i powiększenie mogą pomóc w prawidłowym ustawieniu igły do inokulacji.
Wykorzystujemy metodologię dla warunków "podobnych" do ekspozycji NTM. Zdecydowana większość M. avium znajduje się w uchu lub DLN. Ograniczeniem tej metodologii jest jednak to, że u wszystkich zwierząt ocenianych w ciągu 132 dni po prowokacji zaobserwowano rozprzestrzenianie się do narządów ogólnoustrojowych, a mianowicie śledziony. Może istnieć próg inokulacji bakteryjnej, który może zmniejszyć ilość lub częstotliwość rozprzestrzeniania się, co można osiągnąć za pomocą badania miareczkowania. Procedura ta umożliwia modyfikację zarówno organizmu, na przykład innych gatunków NTM, jak i dostarczonej dawki, w zależności od pytania badawczego.
Zachowania ludzkie (brak odpowiedniego uzdatniania wody pitnej, zanieczyszczenie środowiska, palenie tytoniu), zwiększona liczba osób z pogarszającym się stanem zdrowia z powodu15 roku życia i innych chorób współistniejących, brak odpowiednich badań diagnostycznych oraz zmiany klimatyczne16 mogą odgrywać rolę we wzroście liczby zakażeń NTM, a tendencja ta prawdopodobnie będzie się nasilać w najbliższej przyszłości. Proponujemy, aby modele takie jak dostarczanie błony śluzowej przez wodę pitną11 lub śródskórne infekcje ucha z NTM u myszy dawały możliwość określenia, jaki wpływ będzie miała ta rosnąca ekspozycja na późniejsze szczepienia i skuteczność szczepionki. Chociaż dostosowaliśmy tę metodologię modelu zamkniętego ucha dla M. avium, proponujemy, że może być ona z powodzeniem stosowana dla innych gatunków NTM jako technika ekspozycji.
Oświadczenia
Autorzy oświadczają, że nie mają konfliktu interesów.
Podziękowania
Autorzy wyrażają swoją wdzięczność zaangażowanemu personelowi wiwarium za wyjątkową opiekę nad zwierzętami podczas tego badania. Autorzy pragną również podziękować laboratorium Henao-Tamayo na Uniwersytecie Stanowym Kolorado za udostępnienie szczepu M. avium użytego w tym badaniu. Autorzy pragną podziękować członkom laboratoriów Aderem i Urdahl w Seattle Children's Research Institute za szkolenie w zakresie oryginalnej metodologii. Projekt ten został sfinansowany w całości lub w części z funduszy federalnych z Narodowego Instytutu Alergii i Chorób Zakaźnych, Narodowych Instytutów Zdrowia, Departamentu Zdrowia i Opieki Społecznej, na podstawie umowy nr 75N93021C00029 (dla RNC) oraz grantów R01AI125160 i R01AI183642 (dla RNC i SLB).
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| 0,05% Strzykawka Tween80 | Sigma | P6224 | |
| 1 ml | Fisher | 15-823-434 | |
| 7H10 trójpłytki agarowe | Moltox | 21-40S234 | |
| 26G igła | Fisher | NC0981254 | |
| Szafa bezpieczeństwa biologicznego | Nuaire | NU-543-400 | |
| Inkubator CO2 | Fisher Scientific | 15-103-0513 | |
| Taśma dwustronna | Scotch | 3136 | |
| Hamilton 701N strzykawka mikrolitrowa | Fisher | 14-824-16 | |
| Końcówki dookólne do tkanek twardych | Fisher | 15-340-102 | |
| Poduszka grzewcza | Kent Scientific | HTP-1500 | |
| Igła do insuliny | Fisher | NC1551333 | |
| Ketamina | Patterson Veterinary | 07-890-8598 | |
| Podświetlane szkło powiększające | Brightech | B07MMZ27QK | |
| PBS | ThermoFisher | 10010072 | |
| Homogenizator tkanek | Omni | TH115 | |
| Stojak do homogenizatora tkanek | Omni | S1000 | |
| Ksylazyna | Patterson Weterynaryjny | 07-808-1947 |
Bibliografia
- Abdelaal, H. F. M., et al. Mycobacterium abscessus: It's Complex. Microorganisms. 10 (7), (2022).
- Baldwin, S. L., et al. The complexities and challenges of preventing and treating nontuberculous mycobacterial diseases. PLoS Negl Trop Dis. 13 (2), p. e0007083(2019).
- Falkinham, J. O. 3rd Environmental sources of nontuberculous mycobacteria. Clin Chest Med. 36 (1), 35-41 (2015).
- Honda, J. R. Environmental sources and transmission of nontuberculous mycobacteria. Clin Chest Med. 44 (4), 661-674 (2023).
- Pfaller, S., et al. Occurrence revisited: Mycobacterium avium and Mycobacterium intracellulare in potable water in the USA. Appl Microbiol Biotechnol. 106 (7), 2715-2727 (2022).
- Mercaldo, R. A., et al. Environmental risk of nontuberculous mycobacterial infection: Strategies for advancing methodology. Tuberculosis (Edinb). 139, 102305(2023).
- Marshall, J. E., et al. Nontuberculous mycobacteria testing and culture positivity in the United States. BMC Infect Dis. 24 (1), 288(2024).
- Ghasemi, F., et al. Effects of non-tuberculous mycobacteria on BCG vaccine efficacy: A narrative review. J Clin Tuberc Other Mycobact Dis. 36, 00451(2024).
- Njagi, L. N., et al. Attenuated tuberculin skin test responses associated with Mycobacterium intracellulare sputum colonization in an adolescent TB prevalence survey in Western Kenya. Tuberculosis (Edinb). 147, 102514(2024).
- Larsen, S. E., et al. Subunit vaccine protects against a clinical isolate of Mycobacterium avium in wild type and immunocompromised mouse models. Scientific Reports. 11 (1), 9040-9040 (2021).
- Dutt, T. S., et al. Mucosal exposure to non-tuberculous mycobacteria elicits B cell-mediated immunity against pulmonary tuberculosis. Cell Rep. 41 (11), 111783(2022).
- Kupz, A., et al. A Mouse Model of Latent Tuberculosis Infection to Study Intervention Strategies to Prevent Reactivation. PLoS One. 11 (7), e0158849(2016).
- Reece, S. T., et al. Serine protease activity contributes to control of Mycobacterium tuberculosis in hypoxic lung granulomas in mice. J Clin Invest. 120 (9), 3365-3376 (2010).
- Nemeth, J., et al. Contained Mycobacterium tuberculosis infection induces concomitant and heterologous protection. PLoS Pathogens. 16 (7), e1008655(2020).
- Jarchow-MacDonald, A., et al. Changing Incidence and Characteristics of Nontuberculous Mycobacterial Infections in Scotland and Comparison With Mycobacterium tuberculosis Complex Incidence (2011 to 2019). Open Forum Infect Dis. 10 (1), ofac665(2023).
- Thomson, R. M., et al. Influence of climate variables on the rising incidence of nontuberculous mycobacterial (NTM) infections in Queensland, Australia 2001-2016. Sci Total Environ. 740, 139796(2020).
Przedruki i uprawnienia
