Artykuł metodologiczny

Ustalenie i walidacja szczurzego modelu tętniczego nadciśnienia płucnego związanego ze zwłóknieniem płuc

DOI:

10.3791/67747

⸱

23 maja 2025

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1State Key Laboratory of Respiratory Diseases, National Center for Respiratory Medicine, Guangdong Key Laboratory of Vascular Diseases, National Clinical Research Center for Respiratory Diseases, Guangzhou Institute of Respiratory Health, the First Affiliated Hospital of Guangzhou Medical University, 2Department of Critical Care Medicine, The Third Affiliated Hospital of Guangzhou Medical University, 3GMU-GIBH Joint School of Life Sciences, Guangzhou Medical University, 4Guangzhou laboratory, Guangzhou International Bio Island

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Tutaj przedstawiono metodę wywoływania tętniczego nadciśnienia płucnego związanego ze zwłóknieniem płuc (PF-PH) model szczurzy poprzez wstrzykiwanie bleomycyny do dróg oddechowych. Zapewniamy również podejście krok po kroku do walidacji tego modelu zwierzęcego.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Pacjenci ze zwłóknieniem płuc są narażeni na większe ryzyko rozwoju nadciśnienia płucnego, co jest powikłaniem o złym rokowaniu. W chwili obecnej mechanizm tego powiązania jest nadal słabo poznany. Główną przeszkodą dla postępu w tej dziedzinie jest brak wiarygodnego modelu zwierzęcego, który replikowałby PF-PH. Badanie to miało na celu ustalenie stabilnego modelu szczurzego PF-PH. Szczury były poszczone przez noc przed interwencją. W znieczuleniu pentobarbitalem sodu (45 mg/kg) tchawicę intubowano rurką PE50 wprowadzoną na głębokość 3 cm (odległość od głośni do rurki). Bleomycynę (BLM) podawano dotchawicowo w pojedynczej dawce (5 mg/kg, rozpuszczona w 0,2 ml 0,9% NaCl). Po wstrzyknięciu szczury zostały natychmiast obrócone, aby zapewnić równomierne rozprowadzenie BLM. Po 35 dniach od wstrzyknięcia BLM szczury wykazywały postępujące upośledzenie czynności płuc oraz zwiększone ciśnienie skurczowe prawej komory i przerost prawej komory, ujawniając patologiczne cechy nadciśnienia płucnego. Zapewniamy ogólną i wiarygodną metodę ustalenia szczurzego modelu PF-PH.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Nadciśnienie płucne (PH) spowodowane śródmiąższową chorobą płuc (ILD) jest powszechne klinicznie, z szacowaną częstością występowania od 10% do 80% u pacjentów z idiopatycznym zwłóknieniem płuc (IPF), a także często występuje u innych zwłóknieniowych ILD1,2. Liczne badania wykazały, że rozwój PH wiąże się ze znaczną zachorowalnością i zmniejszonym przeżyciem3,4,5. W porównaniu z tętniczym nadciśnieniem płucnym (PAH) grupy 1, patogeneza tętniczego nadciśnienia płucnego związanego ze zwłóknieniem płuc (PF-PH) pozostaje słabo poznana6. Celem stworzenia zwierzęcego modelu PF-PH u szczurów jest zapewnienie wiarygodnych ram dla badań naukowych nad zwłóknieniem płuc związanym z nadciśnieniem płucnym oraz zbadanie potencjalnych możliwości klinicznych zastosowań terapeutycznych.

Bleomycyna jest klasycznym induktorem zwłóknienia płuc, szeroko stosowanym w modelach zwierzęcych7. Dalsze badania przeprowadzone przez Blackburn et al.8 i nasze laboratory9 wykazały, że bleomycyna może również wywoływać typowe patologiczne cechy nadciśnienia płucnego, takie jak podwyższone ciśnienie skurczowe prawej komory (RVSP) i przerost prawej komory. Mechanistycznie bleomycyna indukuje zwłóknienie miąższu płuc, niedotlenienie naczyń krwionośnych i zmniejszenie gęstości łożyska naczyniowego płuc, prowadząc w ten sposób do rozwoju nadciśnienia płucnego6. Dodatkowo zaobserwowaliśmy znaczną utratę komórek śródbłonka naczyń płucnych począwszy od 7 dnia leczenia bleomycyną, przy czym utrata ta stopniowo pogarszała się w trakcie eksperymentu9. Zjawisko to sugeruje, że dysfunkcja śródbłonka naczyń płucnych wywołana bleomycyną może odgrywać potencjalną rolę w inicjacji i progresji nadciśnienia płucnego.

Z powodu śródmiąższowego zwłóknienia płuc, pacjenci z IPF są w stanie niedotlenienia przez długi czas, a zmiany kompensacyjne zachodzą w naczyniach krążeniowo-oddechowych, co prowadzi do nadciśnienia płucnego6. Wykorzystanie modeli zwierzęcych może pomóc nam lepiej zrozumieć mechanizmy leżące u podstaw idiopatycznego zwłóknienia płuc u ludzi związanego z nadciśnieniem płucnym. Chociaż model ten nie może w pełni symulować patologicznych cech chorób u ludzi, nadal może dostarczyć cennych informacji. Istnieje wiele modeli eksperymentalnych symulujących zwłóknienie płuc, takich jak infuzja bleomycyny w drodze oddechowej w pojedynczej dawce, dostarczanie wektorów wirusowych transformujących czynników wzrostu oraz narażenie na krzemionkę8,10. Obecnie model BLM jest najczęściej stosowanym i scharakteryzowanym modelem, ponieważ można go łatwo indukować w krótkim czasie i ma wysoką powtarzalność. Ponadto czasowe zmiany w zwłóknieniu płuc oceniano w mysim modelu bleomycyny, w którym zaobserwowano zwiększoną ekspresję markerów zwłóknienia i genów związanych z patologią choroby, takich jak Col1A1 i Col1A2, w dniach 15-218. Zmiany sercowo-naczyniowe, takie jak przerost prawej komory serca i znaczny wzrost RVSP, wykryto w dniu 3311 lub później. W tym samym czasie nasze laboratorium wcześniej oceniało zmiany parametrów PH i PF modeli szczurzych wywołane przez bleomycin9. Odkryliśmy, że oprócz cech zwłóknienia płuc (PF), takich jak postępujące upośledzenie czynności płuc i odkładanie się kolagenu u szczurów, typowe cechy nadciśnienia płucnego (PH) pojawiały się stopniowo w ciągu 7 do 35 dni po pojedynczym wkropleniu bleomycyny w drogach oddechowych. RVSP i indeks Fultona wykazały wzrost zależności od czasu. Obecnie w literaturze opisano różne zwierzęta ze zwłóknieniem płuc. Niektórzy eksperci sugerowali, że modele szczurów wykazywały wyraźniejszą reakcję zwłóknieniową niż modele mysie12. Dlatego, aby lepiej zbadać postęp zwłóknienia płuc w połączeniu z nadciśnieniem płucnym, kluczem jest model szczurzy indukowany bleomycyną.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Eksperymenty na zwierzętach opisane w tym badaniu zostały zatwierdzone przez Komitet ds. Opieki nad Zwierzętami i Użytkowania Pierwszego Szpitala Stowarzyszonego Uniwersytetu Medycznego w Kantonie (numer zatwierdzenia etycznego: 2018-456).

1. Pozyskiwanie szczurów doświadczalnych

  1. Podziel szczury na dwie grupy: normalną grupę kontrolną i grupę modelową, z 7 szczurami w każdej grupie. Do badania wykorzystano 10-tygodniowe samce szczurów rasy Sprague-Dawley (SD) o wadze od 200 ± 20 g

2. Indukcja modelu szczurzego PF-PH

  1. Aby zapobiec zachłyśnięciu się podczas zabiegu, szczury powinny pościć przez noc przed modelowaniem.
  2. Znieczulenie szczurów poprzez dootrzewnowe wstrzyknięcie pentobarbitalu sodu (45 mg/kg) w celu zapewnienia dokładności i bezpieczeństwa zabiegu oraz zminimalizowania bólu i stresu u zwierząt. Potwierdź poziom znieczulenia chirurgicznego przez brak reakcji na szczypanie palców u stóp. W tym samym czasie nałóż maść na oczy szczurów, aby zapobiec wysuszeniu.
  3. Zaintubować tchawicę szczura za pomocą rurki PE50 wprowadzonej na głębokość 3 cm (odległość od głośni do końca rurki).
  4. Za pomocą strzykawki o pojemności 1 ml (26 G) pobrać 0,2 ml bleomycyny (5 mg/kg, rozpuszczonej w 0,2 ml 0,9% NaCl). Strzykawkę zawierającą BLM należy wstrzyknąć do dróg oddechowych przez kaniulę w postaci pojedynczej dawki. W przypadku szczurów w grupie kontrolnej należy podać dotchawiczo sterylną sól fizjologiczną (0,2 ml). Podczas tego procesu szczury nie potrzebują środków przeciwbólowych.
  5. Aby zapewnić równomierne rozprowadzenie bleomycyny, ułóż szczura w pozycji leżącej, delikatnie przytrzymaj i powoli obracaj. Zalecany kąt obrotu to 30°-45°, naprzemiennie w jedną stronę. Każdy obrót należy utrzymać przez 10-15 s, powtarzać 3x-4x.
  6. Umieść szczury na poduszkach grzewczych, aby pomóc utrzymać temperaturę ciała i ściśle monitorować ich stan. Obserwuj, kiedy szczury zaczynają poruszać się samodzielnie i przenieś zwierzęta z poduszki grzewczej do osobnej klatki w celu odzyskania sił.
  7. Po 5 tygodniach od wstrzyknięcia BLM oceń szczury, aby określić, czy model PF-PH można z powodzeniem ustalić przy użyciu metod takich jak monitorowanie echokardiograficzne, pomiary hemodynamiczne i analiza histologiczna.

3. Monitorowanie echokardiograficzne

  1. Znieczulenie szczurów za pomocą 4% izofluranu. Usuń sierść szczura za pomocą kremu do depilacji i nałóż żel ultradźwiękowy na jego klatkę piersiową.
  2. Oceń parametry funkcjonalne i strukturalne prawego serca u szczurów za pomocą sondy ultradźwiękowej 250 MHz. Aby uzyskać najlepszy widok komory w długiej osi, umieść sondę po lewej stronie linii środkowej klatki piersiowej zwierzęcia.
  3. Zgodnie z indywidualną anatomią, obróć sondę o 15° w kierunku przeciwnym do ruchu wskazówek zegara względem lewej linii przymostkowej, z siekaczem skierowanym w stronę prawego ramienia i wyreguluj osie x i y w trybie B tak, aby całe serce znajdowało się w środku pola widzenia.
  4. Wybierz Kolor, aby wyświetlić kolor przepływu krwi w celu odróżnienia tętnicy płucnej (sygnał przepływu krwi w tętnicy płucnej w tej pozycji jest niebieski).
  5. Wybierz tryb PW (PW Doppler), umieść linię próbkowania pod zastawką płucną i obróć pokrętło kąta PW, aby wyregulować kierunek linii pobierania próbek tak, aby kierunek pobierania próbek był równoległy do kierunku przepływu krwi w tętnicy płucnej (około 25°). Naciśnij ponownie PW i uzyskaj czas przyspieszenia/wyrzutu przepływu krwi w tętnicy płucnej (PAT/PET). Zmierz co najmniej pięć cykli pracy serca i uśrednij. Użyj opcji Cine, aby zapisać obraz.
  6. Dostosuj zwierzę do niskiej głowy i wysokiej stopy, umieść sondę ultradźwiękową na wierzchołku serca zwierzęcia i skieruj ultradźwięki wzdłuż wierzchołka serca, aby uzyskać czterokomorową powierzchnię sieczną. Wyreguluj osie x i y w trybie B, aby upewnić się, że cztery komory serca są widoczne.
  7. Wyświetl linię pomiarową 2x, przytrzymując tryb M i umieść ją na styku pierścienia zastawki trójdzielnej i wolnej ścianki prawej komory. Zmierz odległość przemieszczenia zastawki trójdzielnej (TAPSE) w ciągu co najmniej trzech cykli pracy serca i zachowaj ją w Cine.
  8. Umieść sondę na linii środkowej prawego obojczyka klatki piersiowej zwierzęcia i wyreguluj kąt między sondą a wcięciem na klatce piersiowej zwierzęcia na około 45°. Dostosuj obraz w trybie B, aby widoczna była prawa komora i przegroda międzykomorowa.
  9. Wybierz M-Mode, aby wyświetlić linię pomiarową 2x i umieść linię pomiarową na środku przegrody międzykomorowej. Linia pobierania próbek była prostopadła do wolnej ściany prawej komory. Zapisz obraz, aby uzyskać grubość prawej ściany wolnej komory.

4. Oszacowanie czynności płuc

  1. Otwórz oprogramowanie PFT i sprawdź, czy urządzenie zostało rozpoznane. Kalibruj zgodnie z instrukcją sprzętu, aby zapewnić dokładność czujników przepływu i czujników ciśnienia. Ustaw parametry testowe w oprogramowaniu PFT, takie jak częstość oddechów, objętość oddechowa, czas trwania testu itp.
  2. Tryb wykrywania zwierząt to tryb badań na szczurach. Włącz przełącznik głównego przyrządu sterującego i upewnij się, że przełącznik każdego sygnału amplifier jest w pozycji wyłączonej.
  3. Ustaw przepływ powietrza w zależności od masy ciała zwierzęcia. Odkręć nakrętkę regulującą przepływ powietrza ssącego i ustaw wdech na 5. Odkręć nakrętkę regulującą wydech przepływu powietrza i ustaw powolny wydech na -4. Ustaw wartość ciśnienia na 60 cm H2O, a następnie skalibruj przyrząd zgodnie z kolejnością przepływu FRC, przepływu, wysokiego przepływu i ciśnienia w płucach z błędem mniejszym niż 0.5%.
  4. Znieczulić szczury przez wstrzyknięcie dootrzewnowe pentobarbitalu sodu (45 mg/kg), jak w kroku 2.2. Przetnij skórę wzdłuż środka szyi i oddziel mięśnie warstwa po warstwie.
  5. W odsłoniętej górnej części tchawicy szyjnej wykonaj poziome nacięcie między pierścieniami chrząstki tchawicy. Szybko włóż metalową kaniulę do nacięcia tchawicy, upewniając się, że kaniula jest prawidłowo umieszczona i bezpieczna. Użyj nici jedwabnych 4-0, aby przymocować kaniulę do tchawicy, zapobiegając jej ślizganiu się lub przemieszczaniu. Umieść szczura w przedziale dla zwierząt PFT i podłącz kaniulę tchawicy do interfejsu kanału przepływu powietrza na zewnątrz instrumentu.
  6. Kliknij przycisk Start i sprawdź natężoną pojemność życiową (FVC) i dynamiczną podatność płuc. Aby zapewnić spójność danych, rejestruj każdy wskaźnik co najmniej 3 razy.
  7. Po zakończeniu testu dane są zapisywane i eksportowane do oprogramowania analitycznego. Użyj oprogramowania statystycznego do analizy danych i porównania parametrów funkcji płuc w różnych grupach.

5. Pomiary hemodynamiczne i histologiczne

  1. Wykrywanie ciśnienia skurczowego prawej komory (RVSP)
    1. Znieczulić szczury przez wstrzyknięcie dootrzewnowe pentobarbitalu sodu (45 mg/kg), jak w kroku 2.2. Upewnij się, że szczur został odpowiednio znieczulony, szczypiąc palec u nogi, aby upewnić się, że szczur nie reaguje. Przymocuj brzuch szczura do góry na stole doświadczalnym i nałóż krem pod oczy szczura, aby zapobiec wysuszeniu.
    2. Wykonaj nacięcie (około 4 cm) po prawej stronie szyi za pomocą nożyczek chirurgicznych i oddziel żyłę szyjną zewnętrzną za pomocą kleszczy mikrochirurgicznych. Delikatnie oddziel żyły o długości około 1 cm za pomocą mikrokleszczy i wprowadź dwie linie chirurgiczne na dystalnym i bliższym końcu.
    3. Przed intubacją zanurzyć probówkę PE50 w soli fizjologicznej zawierającej 1% heparyny sodowej lub EDTA na co najmniej 30 minut. Wyreguluj rejestrator fizjologiczny, aby przywrócić ciśnienie do linii 0 i dostosuj zakres ciśnienia do 0-150 mmHg.
    4. Podwiązać dystalny koniec żyły szyjnej zewnętrznej nicią jedwabną 4-0, delikatnie podnieś bliższą linię chirurgiczną i umieść ją na dystalnej ścianie żyły. Użyj małych nożyczek, aby wykonać małe nacięcie (około 0,3 mm). Po wprowadzeniu rurki PE50 do żyły szyjnej zewnętrznej, użyj nici jedwabnej 4-0 do podwiązania cewnika wraz z żyłą szyjną zewnętrzną, aby zapobiec wyciekowi krwi.
    5. Obserwuj przebieg ciśnienia żylnego na rejestratorze. Powoli wepchnij cewnik do prawego przedsionka, a widoczny jest prawy przebieg przedsionka o amplitudzie około 0-5 mmHg. Po tym, jak cewnik kontynuuje postęp od prawego przedsionka do prawej komory, można zobaczyć przebieg ciśnienia w prawej komorze. Gdy ciśnienie jest stabilne, rejestruj RVP przez 5 minut, a dane są zapisywane i analizowane za pomocą oprogramowania analitycznego.
  2. Wykrywanie indeksu Fultona
    1. Po wykryciu RVSP, po znieczuleniu izofluranem (5%, 2 l/minO2), należy poddać szczury eutanazji poprzez wykrwawienie.
    2. Po torakotomii usuń nienaruszone serce szczura za pomocą pęsety. Odetnij nożyczkami małżowinę uszną i tkankę łączną w pobliżu serca.
    3. Przeciąć wolną ścianę prawej komory wzdłuż tętnicy płucnej. Ta tkanka to prawa komora (RV). Pozostałe tkanki to lewa komora plus przegroda międzykomorowa (LV+S). Po rozdzieleniu osuszyć powierzchnię prawej komory (RV) i lewej komory wraz z przegrodą międzykomorową (LV+S) bibułą filtracyjną i zważyć oddzielnie za pomocą wagi analitycznej. Po zarejestrowaniu masy prawej komory (RV) i lewej komory plus przegrody międzykomorowej (LV+S) należy obliczyć stosunek masy prawej komory do lewej komory plus przegrody komorowej (RV/(LV+S)).
  3. Barwienie histologiczne
    1. Po otwarciu klatki piersiowej za pomocą strzykawki o pojemności 10 ml pobrać 3 ml soli fizjologicznej. Włożyć strzykawkę do tętnicy płucnej i powoli wstrzykiwać sól fizjologiczną, aby przepłukać płuca, usuwając krew i inne pozostałości.
    2. Użyj nożyczek, aby wypreparować prawy płat dodatkowy i prawy przedni płat płuca. Umieść te dwa płaty płuc w 4% formalinie w celu utrwalenia, aby zachować morfologię i strukturę tkanki. Szybko umieść pozostałe trzy płaty płuca (takie jak lewe płuco, prawy środkowy płat i prawy tylny płat) w ciekłym azocie w celu zamrożenia, gotowe do kolejnych eksperymentów.
    3. Usuń nadmiar tłuszczu i tkanki łącznej z powierzchni tkanki płucnej, aby upewnić się, że bloki tkanek są czyste i schludne. Przyciąć płaty płuc w małe bloki o wymiarach 5 mm x 5 mm x 3 mm. Umieść przycięte bloki tkanek w suszarce i stopniowo odwadniaj je za pomocą gradientowej serii alkoholu (60%, 70%, 80%, 90%, 100%).
    4. Zanurz tkankę płucną w ksylenie na 2 godziny, aby uzyskać przezroczystość. Po usunięciu namocz go w stopionej parafinie w temperaturze 56-58 °C przez 2 godziny, aby zapewnić całkowitą infiltrację. Następnie umieść tkankę w formie, ustawiając ją powierzchnią tnącą skierowaną w dół w celu późniejszego cięcia.
    5. Pokrój blok wosku na mikrotom o grubości 4-8 μm13 i przechowuj go w temperaturze pokojowej w celu patologicznego barwienia.
    6. Wykonaj barwienie trichromowe Eosin i Massona14.

6. Wykrywanie hydroksyproliny (HYP)

  1. Zważyć 30-100 mg tkanki płucnej w szklanej probówce. Dodać 2 ml roztworu kwasu solnego (6 mol/l) i trawić w temperaturze 110 °C w piecu przez 2-6 godzin, aż nie będą widoczne duże grudki.
  2. Po schłodzeniu dostosować wartość pH do zakresu 6-8 za pomocą 1 ml roztworu NaOH (10 mol/l), a następnie skondensować wodę destylowaną do 4 ml roztworu. Na koniec odwirować w temperaturze 28,620 x g w temperaturze 25 °C przez 20 minut i pobrać sklarowany nad osadem.
  3. Rozgrzej czytnik mikropłytek przez 30 minut, ustaw długość fali na 560 nm i wyzeruj przyrząd za pomocą wody destylowanej.
  4. Rozcieńczyć roztwór wzorcowy wodą destylowaną, aby przygotować roztwory wzorcowe o stężeniach 30, 15, 7,5, 3,75, 1,875, 0,938, 0,469 i 0,234 μg/ml.
  5. Pobrać 60 μl supernatantu próbki i wymieszać ją z 60 μl odczynnika A, a następnie odstawić w temperaturze pokojowej na 20 minut.
  6. Dodać 60 μl odczynnika B i 120 μl wody destylowanej. Umieścić zmieszany roztwór w łaźni wodnej o temperaturze 60 °C na 20 minut. Postępować zgodnie z tymi samymi krokami dla każdego stężenia roztworów wzorcowych (np. 30, 15, 7,5, 3,75, 1,875, 0,938, 0,469, 0,234 μg/ml) i odpowiednio wykonać operacje.
  7. Po odstawieniu w temperaturze pokojowej na 15 minut pobrać 200 μl roztworu z płytki 96-dołkowej, aby wykryć wartość absorpcji światła przy długości fali 560 nm. Wykreślić krzywą wzorcową ze stężeniem roztworów wzorcowych jako osi x i zmierzonymi wartościami jako osią y, otrzymując równanie y=kx+b. Zastąp zmierzoną wartość próbki w równaniu, aby określić stężenie próbki.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Zwłóknienie płuc wywołane bleomycyną u szczurów
Bleomycyna została opisana jako klasyczny induktor zwłóknienia płuc w modelach zwierzęcych7. W tym przypadku oceniano wskaźniki zwłóknienia płuc po stymulacji BLM. Po pierwsze, po 35 dniach leczenia BLM przeprowadziliśmy testy czynności płuc i stwierdziliśmy, że zarówno FVC (Figura 1E), jak i dynamiczna podatność płuc (Figura 1F) w grupie modelowej były znacznie zmniejszone. Wyniki te jedno...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Idiopatyczne zwłóknienie płuc jest postępującą, śmiertelną chorobą, której mediana przeżycia wynosi 2-3 lata od rozpoznania, co sugeruje ponure rokowanie9. Nadciśnienie płucne jest częstą chorobą współistniejącą z IPF, która szybko pogarsza IPF wraz z pogorszeniem rokowania15. Co więcej, możliwości terapeutyczne IPF-PH7 były ograniczone. W związku z tym konieczne jest głębsze zrozumienie mechanizmów molekularnych leżących u podstaw PF-PH, co może sta...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie posiadają żadnych istotnych informacji finansowych.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ta praca była częściowo wspierana przez granty z Narodowej Fundacji Nauk Przyrodniczych Chin (82370063, 82170069, 82120108001, 82241012), Programu Badawczo-Rozwojowego Narodowego Laboratorium Guangzhou (GZNl2023A02013), Narodowego Kluczowego Programu Badawczo-Rozwojowego Chin (2022YFE0131500), Departamentu Nauki i Technologii Guangdong (2024A1515011208, 2022A1515012052, 2024A1515013104, 202102020019, 202201020538, 202201010069, 2023A03J0334), Niezależny Projekt Państwowego Kluczowego Laboratorium Chorób Układu Oddechowego (SKlRD-Z-202513), Guangdong Medical Research Foundation (A2023379) Uniwersytet Medyczny w Kantonie oraz plan wzmocnienia badań naukowych w GMU i otwartych funduszy badawczych z Szóstego Szpitala Stowarzyszonego Uniwersytetu Medycznego w Kantonie (Szpital Ludowy Qingyuan) (202201-101).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
BleomycinMedChemExpressHY-17565A
Środek sprzęgającyHYNAUTBX-CSRH
Utrwalacz formalinyBiosharp)BL401B
Krem do depilacjiLUSENLS-B-TMG-50
Zestaw do barwienia hematoksyliny eozyny (HE)BeyotimeC0189S
IsofluraneRWD Life Science( Chiny)R510-22-10
Masson Trójkolorowy zestaw do farbowaniaBeyotimeC0189S Sól fizjologiczna
normalnaKERONGSLYS-001
BeyotimeFS701-50szt
strzykawka

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Sm, N., et al. Clinical significance of pulmonary hypertension in interstitial lung disease: A consensus statement from the Pulmonary Vascular Research Institute's innovative drug development initiative-Group 3 pulmonary hypertension. Pulm Circ. 12 (3), e12127(2022).
  2. Nathan, S. D., et al. Pulmonary hypertension in chronic lung disease and hypoxia. Eur Resp J. 53 (1), 1801914(2019).
  3. King, C. S., Shlobin, O. A. The Trouble With Group 3 Pulmonary Hypertension in Interstitial Lung Disease. Chest. 158 (4), 1651-1664 (2020).
  4. Meyer, K. C. Pulmonary fibrosis, part I: epidemiology, pathogenesis, and diagnosis. Expert Rev Respir Med. 11 (5), 343-359 (2017).
  5. Raghu, G., et al. Idiopathic Pulmonary Fibrosis (an Update) and Progressive Pulmonary Fibrosis in Adults: An Official ATS/ERS/JRS/ALAT Clinical Practice Guideline. Am J Respir Critic Care Med. 205 (9), e18-e47 (2022).
  6. Ruffenach, G., Hong, J., Vaillancourt, M., Medzikovic, L., Eghbali, M. Pulmonary hypertension secondary to pulmonary fibrosis: clinical data, histopathology and molecular insights. Respir Res. 21 (1), 303(2020).
  7. Li, S., Shi, J., Tang, H. Animal models of drug-induced pulmonary fibrosis: an overview of molecular mechanisms and characteristics. Cell Biol Toxicol. 38 (5), 699-723 (2022).
  8. Karmouty-Quintana, H., et al. Deletion of ADORA2B from myeloid cells dampens lung fibrosis and pulmonary hypertension. FASEB J. 29 (1), 50-60 (2015).
  9. Jiang, Q., et al. Dysregulation of BMP9/BMPR2/SMAD signalling pathway contributes to pulmonary fibrosis and pulmonary hypertension induced by bleomycin in rats. Br J Pharmacol. 178 (1), 203-216 (2021).
  10. Degryse, A. L., Lawson, W. E. Progress toward improving animal models for idiopathic pulmonary fibrosis. Am J Med Sci. 341 (6), 444-449 (2011).
  11. Collum, S. D., et al. Inhibition of hyaluronan synthesis attenuates pulmonary hypertension associated with lung fibrosis. Br J Pharmacol. 174 (19), 3284-3301 (2017).
  12. Ye, X., et al. Animal models of acute exacerbation of pulmonary fibrosis. Respir Res. 24 (1), 296(2023).
  13. León-Mancilla, B., et al. Three-Dimensional Collagen Matrix Scaffold Implantation as a Liver Regeneration Strategy. J Vis Exp. (172), e62697(2021).
  14. Oldham, S., Rivera, C., Boland, M. L., Trevaskis, J. L. Incorporation of a Survivable Liver Biopsy Procedure in Mice to Assess Non-alcoholic Steatohepatitis (NASH) Resolution. J Vis Exp. (146), e59130(2019).
  15. Jiang, Q., et al. Nephrectomy and high-salt diet inducing pulmonary hypertension and kidney damage by increasing Ang II concentration in rats. Respir Res. 25 (1), 288(2024).
  16. Moore, B. B., Hogaboam, C. M. Murine models of pulmonary fibrosis. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 294 (2), L152-L160 (2008).
  17. Jenkins, R. G., et al. An Official American Thoracic Society Workshop Report: Use of Animal Models for the Preclinical Assessment of Potential Therapies for Pulmonary Fibrosis. Am J Respir Cell Mol Biol. 56 (5), 667-679 (2017).
  18. Lahm, T., et al. The effects of estrogen on pulmonary artery vasoreactivity and hypoxic pulmonary vasoconstriction: Potential new clinical implications for an old hormone. Crit Care Med. 36 (7), 2174-2183 (2008).
  19. Chen, Y., et al. Tetramethylpyrazine: A promising drug for the treatment of pulmonary hypertension. Br J Pharmacol. 177 (12), 2743-2764 (2020).
  20. Zheng, Q., et al. Established pulmonary hypertension in rats was reversed by a combination of a HIF-2α antagonist and a p53 agonist. Br J Pharmacol. 179 (5), 1065-1081 (2022).
  21. Chen, J., et al. Upregulation of mechanosensitive channel Piezo1 involved in high shear stress-induced pulmonary hypertension. Thrombo Res. 218, 52-63 (2022).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

indukcja bleomycynci nienie w prawej komorzefunkcja p ucprzebudowa naczy p ucnychintubacja tchawicywymuszona pojemno yciowabarwienie histologiczne

Powiązane artykuły