Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Analiza przepływu metabolicznego ex vivo w makrofagach śledziony i serca oraz monocytach szpiku kostnego

1.4K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/67824

⸱

28 marca 2025

 ,  ,  , 
1Department of Physiology and Biophysics, University of Mississippi Medical Center

W tym artykule

Podsumowanie

Tutaj szczegółowo opisujemy metody ekstrakcji makrofagów ze szpiku kostnego, śledziony i serca po zawale serca, a następnie oceny przepływu metabolicznego w żywych komórkach.

Streszczenie

Przeprogramowanie metaboliczne jest cechą charakterystyczną aktywacji monocytów/makrofagów i polaryzacji między stanami pro- i przeciwzapalnymi. Na przykład prozapalne (tj. M1-podobne) monocyty/makrofagi wykazują większą zależność od glikolizy beztlenowej i mniejszą zależność od mitochondrialnej fosforylacji oksydacyjnej, podczas gdy makrofagi przeciwzapalne (podobne do M2) wykazują większą zależność od utleniania glukozy i kwasów tłuszczowych w mitochondriach. W tym miejscu opisujemy szczegółowe protokoły ekstrakcji makrofagów z dwóch głównych rezerwuarów monocytów/makrofagów w organizmie, śledziony i szpiku kostnego, a także uszkodzonych tkanek, takich jak serce, po zawale mięśnia sercowego.

Makrofagi lub monocyty są ekstrahowane metodą sortowania immunomagnetycznego za pomocą mikrogranulek znakowanych przeciwciałami, które łatwo wiążą się z komórkami bez uszczerbku dla ich fenotypów. Wyekstrahowane komórki są następnie hodowane na 96-dołkowych płytkach, a następnie poddawane jest analizie strumienia zewnątrzkomórkowego za pomocą analizatora strumienia metabolicznego. Zarówno glikoliza, jak i mitochondrialna fosforylacja oksydacyjna mogą być mierzone jednocześnie w niewielkiej liczbie komórek (zaledwie 2-3 × 105 komórek). Ta metoda może być łatwo wykonana w ciągu 1 dnia i daje wiarygodne i powtarzalne wyniki. Ostatecznie metody te pomagają lepiej zrozumieć zmiany metaboliczne zachodzące podczas reakcji immunologicznej i zapalnej na urazy i choroby, co może prowadzić do opracowania nowych celów terapeutycznych dla szlaków immunometabolicznych.

Wprowadzenie

Immunometabolizm to kwitnąca dziedzina, która bada rolę metabolicznego przeprogramowania w komórkach odpornościowych w różnych stanach patologicznych chorób i urazów. Makrofagi są kluczową częścią wrodzonego układu odpornościowego, które odgrywają kluczową rolę w stanach zapalnych, odpowiedzi na infekcję, prezentacji antygenu i gojeniu się ran1. Zrozumienie, w jaki sposób makrofagi polaryzują się między podzbiorami pro- i przeciwzapalnymi (podobnymi do M1 i M2) w różnych stanach chorobowych, jest obszarem ciągłych i intensywnych badań. Ostatnie badania zidentyfikowały przeprogramowanie metaboliczne jako kluczowy mechanizm leżący u podstaw polaryzacji makrofagów. Obecny paradygmat jest taki, że ogólnie rzecz biorąc, makrofagi podobne do M1 (które są zazwyczaj podobne do monocytów) polegają bardziej na glikolizie w celu napędzania funkcji prozapalnych, podczas gdy makrofagi podobne do M2 polegają bardziej na mitochondrialnej fosforylacji oksydacyjnej, aby stłumić funkcje prozapalne i napędzać procesy przeciwzapalne2. Zrozumienie, w jaki sposób metabolizm makrofagów zmienia się w różnych stanach chorobowych, może dostarczyć informacji na temat potencjalnych terapii, które można wykorzystać do celowania w szlaki metaboliczne.

Na przykład, nasze laboratorium dokładnie zbadało rolę przeprogramowania metabolicznego makrofagów podczas zawału mięśnia sercowego (MI)3,4,5. Makrofagi odgrywają kluczową rolę w odpowiedzi zapalnej i gojeniu się ran podczas zawału mięśnia sercowego i jako takie ulegają polaryzacji od fenotypów podobnych do M1 w kierunku M2, gdy serce po zawale przechodzi przebudowę w celu utworzenia zastępczej tkanki bliznowatej. Korzystając z opisanych tutaj metod, wykazaliśmy, że polaryzacja ta charakteryzuje się unikalnymi zmianami w metabolizmie glukozy i glutaminy oraz funkcji mitochondriów. Opisujemy metody ekstrakcji makrofagów sercowych, a także makrofagów śledziony i monocytów szpiku kostnego, które można połączyć z analizą strumienia zewnątrzkomórkowego w celu oceny przepływu metabolicznego ex vivo w ciągu jednego dnia. Mamy nadzieję, że opisane metody oferują ustandaryzowane podejście do oceny fenotypów metabolicznych komórek odpornościowych w celu zwiększenia odtwarzalności w laboratoriach badających ten ważny temat.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Poniższe metody opisują protokoły ekstrakcji makrofagów i przeprowadzania analizy ex vivo strumienia metabolicznego z serca po zawale serca, śledziony i szpiku kostnego (Rysunek 1). W przypadku zawału serca i śledziony zastosowana metoda ekstrakcji jest identyczna. Wszystkie protokoły z udziałem myszy zostały zatwierdzone przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt Centrum Medycznego Uniwersytetu Mississippi (Protokół #1371, Mouton).

1. Ekstrakcja makrofagów z zawału serca i śledziony

UWAGA: Ekstrakcja makrofagów tkankowych wykorzystuje strategię selekcji negatywnej do usunięcia najpierw neutrofili, które są oznaczone mikrogranulkami Ly6G, a następnie strategię selekcji pozytywnej do uzyskania makrofagów z mikrogranulkami CD11b3,4,5,6. Wykonując ten protokół, pracuj szybko i utrzymuj komórki w niskiej temperaturze.

  1. Poddać mysz eutanazji zgodnie z AALAC i wytycznymi instytucjonalnymi poprzez przedawkowanie izofluranu, a następnie usunięcie serca.
  2. Szybko usuń serce i śledzionę i zważ tkanki.
  3. Przed badaniem należy przygotować bufor PEB, rozpuszczając EDTA (2 mM) i 0,5% albuminę surowicy bydlęcej (w/v) w soli fizjologicznej buforowanej fosforanami (PBS). Przechowywać w chłodzie.
  4. Umieść serce w zimnym zrównoważonym roztworze soli Hanka (HBSS). Zmiel sterylnym skalpelem na małe kawałki.
  5. Przygotować roztwór wytrawiający zawierający 600 j./ml kolagenazy typu II i 60 μ/ml DNazy typu I. Wymieszać tkankę w 10 ml roztworu trawiącego w probówce do dysocjacji komórek MACS.
    UWAGA: Przygotuj wystarczającą ilość roztworu wytrawiającego, aby użyć 10 ml na każdą tkankę (temperatura pokojowa).
  6. Inkubować tkanki za pomocą dysocjatora komórkowego zgodnie z protokołem producenta. Spowoduje to inkubację tkanki mielonej w temperaturze 37 °C z delikatnym wirowaniem przez ~1 godzinę w celu wytworzenia zawiesiny komórek.
  7. Przenieść zawiesinę do stożkowych probówek o pojemności 15 ml i odwirować przy stężeniu 300 × g przez 10 minut w temperaturze 4 °C.
  8. Zawiesić osad w 1 ml buforu PEB. Aby wytworzyć zawiesinę jednokomórkową, należy nałożyć zawiesinę na filtr 30 μm.
  9. Aby zlizować czerwone krwinki, dodaj 10 ml 1x roztworu do lizy czerwonych krwinek. Inkubować przez 5-10 minut w ciemności w temperaturze 4 °C.
  10. Odwirować zawiesinę o masie 300 × g przez 10 minut w temperaturze 4 °C.
  11. Zawiesić osad w 1 ml PEB i policzyć komórki za pomocą hemacytometru.
  12. Odwirować zawiesinę o stężeniu 300 × g przez 10 minut w temperaturze 4 °C.
  13. Aby usunąć neutrofile, przygotuj mikrogranulki, mieszając 90 μl buforu PEB z 10 μl mikrogranulek anty-Ly6G na 107 komórek. Wymieszać osad komórkowy z zawiesiną mikrogranulek i inkubować przez 10 minut w ciemności w temperaturze 4 °C.
  14. Aby wypłukać niezwiązane mikrogranulki, dodać 10 ml buforu PEB i odwirować w temperaturze 300 × g przez 10 minut w temperaturze 4 °C.
  15. Przygotuj kolumny magnetyczne (MS lub LS) na stojaku magnetycznym. Zwilż kolumny, dodając 0,5-1,0 ml buforu PEB.
    UWAGA: W przypadku tkanek z dużą ilością komórek odpornościowych (np. śledziona) kolumna magnetyczna może łatwo się zatkać i przestać płynąć. Dlatego zalecamy stosowanie kolumn LS do śledziony.
  16. Zawiesić osad komórkowy w 500 μl buforu PEB. Dodaj zawiesinę komórkową do kolumny magnetycznej i pozwól nieznakowanym komórkom (tj. nie-neutrofilom) przepłynąć. Przemyć kolumnę 2x 500 μL buforu PEB. Zbierz nieznakowane komórki (tj. makrofagi i inne komórki) w stożkowej probówce o pojemności 15 ml.
  17. Odwirować zawiesinę o stężeniu 300 × g przez 10 minut w temperaturze 4 °C.
  18. Przygotuj mikrogranulki, mieszając 90 μl buforu PEB z 10 μl mikrogranulek anty-CD11b na10-7 komórek. Wymieszać osad komórkowy z zawiesiną mikrogranulek i inkubować przez 15 minut w ciemności w temperaturze 4 °C.
  19. Powtórz kroki 1.13-1.15.
  20. Oznaczone makrofagi zostaną związane z kolumną magnetyczną. Aby je zebrać, odłącz kolumnę magnetyczną od stojaka magnetycznego i umieść ją na nowej stożkowej probówce o pojemności 15 ml.
  21. Dodać 1 ml pożywki RPMI uzupełnionej 0,1% płodową surowicą bydlęcą (FBS) do kolumny. Użyj tłoka, aby wyekstrahować makrofagi do probówki. Policz makrofagi za pomocą hemacytometru.
    UWAGA: Makrofagi znajdują się teraz w probówce i są gotowe do użycia do dalszych testów.

2. Ekstrakcja monocytów ze szpiku kostnego

UWAGA: Ekstrakcja monocytów ze szpiku kostnego wykorzystuje strategię selekcji negatywnej, w której nie-monocyty, w tym limfocyty, komórki NK, komórki dendrytyczne, komórki erytroidalne i granulocyty (tj. neutrofile), są znakowane immunomagnetycznie i usuwane.

  1. Poddać mysz eutanazji zgodnie z AALAC i wytycznymi instytucjonalnymi poprzez przedawkowanie izofluranu, a następnie usunięcie serca.
  2. Zdejmij nóżki z myszy. W zimnym HBSS wypreparuj mięsień z dala od kości piszczelowej i udowej, aż kości będą czyste.
  3. Ostrożnie odetnij oba końce kości. Za pomocą strzykawki o pojemności 10 ml z igłą o pojemności 27 g wypłukać szpik kostny do stożkowej probówki o pojemności 15 ml z buforem PEB. Odwirować zawiesinę o stężeniu 300 × g przez 10 minut w temperaturze 4 °C.
  4. Wykonaj kroki 1.8-1.12.
  5. Dodać 175 μl buforu PEB, 25 μl odczynnika blokującego FcR i 50 μl koktajlu przeciwciał biotynowych monocytów na 5 × 107 wszystkich komórek. Inkubować przez 5 minut w ciemności w temperaturze 4 °C.
  6. Przemyć przez dodanie 10 ml buforu PEB i odwirować w temperaturze 300 × g przez 10 minut w temperaturze 4 °C.
  7. Zebrać osad i ponownie zawiesić komórki w 500 μl buforu PEB i 100 μl mikrogranulek antybiotyny. Inkubować przez 10 minut w ciemności w temperaturze 4 °C.
  8. Przygotuj kolumny magnetyczne (LS) na stojaku magnetycznym. Zwilż kolumny, dodając 1,0 ml buforu PEB.
  9. Natychmiast nałóż zawiesinę komórek na kolumnę. Użyj probówki o pojemności 15 ml, aby zebrać przepływ, który zawiera monocyty. Niemonocyty są związane z kolumną magnetyczną.
  10. Przemyć kolumnę 2x 1 ml buforu PEB. Policz monocyty za pomocą hemacytometru.
  11. Aby przygotować monocyty do następnego etapu, odwirować w temperaturze 300 × g przez 10 minut w temperaturze 4 °C. W celu analizy strumienia ponownie zawieś osad komórek w 1 ml RPMI + 0,1% FBS. W przypadku cytometrii przepływowej trzymaj komórki w zimnym PEB i kontynuuj barwienie.

3. Przygotowanie komórek do analizy strumienia metabolicznego

  1. Uwodnić wkład czujnika (dzień przed testem)
    1. Wyjmij wkład czujnika z opakowania. Wyjmij płytkę czujnika (zieloną) z dołków i odpipetuj 200 μl płynu kalibrowego do każdej studzienki. Umieść płytkę czujnika z powrotem na górze płytki wkładu, tak aby czujniki były zanurzone w płynie kalibru.
    2. Umieścić wkład w inkubatorze z nawilżonym roztworemCO2 (37 °C) na noc.
  2. Posiewanie ogniw
    1. Umieścić komórki na 96-dołkowej płytce hodowlanej w 200 μl pożywki przez co najmniej 1 godzinę. Pozostawić co najmniej jedną studzienkę ślepą do pomiarów tła (użyć tej samej objętości pożywki do ślepych studzienek).
      UWAGA: Optymalna liczba komórek powinna zostać określona przed eksperymentowaniem. Zobacz "Wskazówki dotyczące rozwiązywania problemów" w dyskusji, aby uzyskać więcej informacji.
    2. Gdy będziesz gotowy do wykonania testu, przygotuj pożywkę strumienia metabolicznego (tj. podstawowy RPMI lub DMEM bez glukozy, glutaminy, pirogronianu itp.). W teście wysiłkowym glikolizy upewnij się, że podłoże podstawowe jest uzupełnione 2 mM glutaminą. W teście wysiłkowym mitochondriów upewnij się, że podłoże podstawowe jest uzupełnione 2 mM glutaminy, 10 mM glukozy i 1 mM pirogronianu.
    3. Ostrożnie zastąp starą pożywkę nową pożywką podstawową, powoli pipetując (należy uważać, aby nie usunąć żadnych komórek). Sprawdź komórki pod mikroskopem, aby upewnić się, że są nadal obecne.
    4. Umieścić płytkę komórkową w inkubatorze z nawilżaniem niezawierającym CO2 (37 °C).
  3. Ładowanie płyty topnika
    1. Wyjmij uwodniony wkład czujnika/płytkę topnika z inkubatora.
    2. Przygotować badane związki do glikolizy lub testu wysiłkowego mitochondriów.
      1. Glikoliza: Używając pożywek bazowych glikolizy, utwórz roztwory podstawowe, rozpuszczając glukozę w 3 ml, oligomycynę w 270 μl (100 μM) i 2-deoksyglukozę w 3 ml. Stworzyć roboczy roztwór oligomycyny o stężeniu 10 μM.
      2. Mitochondrialne: Używając mitochondrialnych pożywek podstawowych, twórz roztwory podstawowe, rozpuszczając oligomycynę w 630 μl (100 μM), cyjanek karbonylu-p-trifluorometoksyfenylohydrazon (FCCP) w 720 μl (100 μM) i rotenon/antymycynę A w 540 μl (50 μM). Tworzenie roztworów roboczych oligomycyny (0,5-2,5 μM), FCCP (0,125-2,0 μM) i rotenonu/antymycyny A (0,5 μM).
        UWAGA: Odkryliśmy, że 1,5 μM oligomycyny i 2,0 μM FCCP dają najlepsze wyniki.
    3. Załaduj związki testowe do portów przy użyciu następujących objętości: port A-20 μL, port B-22 μL, port C-25 μL, port D-27 μL. Opcjonalnie: Załaduj wybrany lek lub związek do portu A i przetestuj związki do portu B, C i D, aby ocenić ostry wpływ na glikolizę lub oddychanie mitochondrialne. Jeśli nie używasz dodatkowego leku lub związku, pozostaw port D pusty.
  4. Uruchamianie testu
    1. Otwórz oprogramowanie i wybierz Mitochondrialny Test Stresu.
      UWAGA: Ten program może być również używany do testu wysiłkowego glikolizy, ponieważ mierzony jest stopień zakwaszenia zewnątrzkomórkowego (ECAR).
    2. Wybierz studnie, które będą używane. Aby odjąć tło, upewnij się, że co najmniej 1 studzienka nie ma komórek.
    3. Uruchom program. Załaduj płytkę topnika ze zdjętą pokrywką, aby płyta została skalibrowana (~20 min).
    4. Po skalibrowaniu płytki oprogramowanie wyświetli monit o załadowanie płytki ogniwa. Wyjmij płytkę komórkową z inkubatora, zdejmij spód płytki topnika i umieść płytkę komórkową w uchwycie. Naciśnij uruchom. Test zajmie ~2,5 godziny.
    5. Analizuj wyniki za pomocą oprogramowania do strumienia metabolicznego7 lub innego wybranego oprogramowania analitycznego.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Typowe liczby komórek uzyskane z różnych tkanek zależą od wielkości, wieku i płci zwierzęcia. W przypadku dorosłego samca myszy (tj. w wieku 16 tygodni, o masie ok. 30 g), śledziona może dostarczyć 3,0-4,0 × 106 makrofagi, podczas gdy szpik kostny (dwie kości piszczelowe i dwie kości udowe) zazwyczaj dostarcza 1,0-1,5 × 106 monocyty (Rycina 2A). Serce po zawale zazwyczaj również daje wysokie liczby, w zależności od dnia po MI4,

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Nasza metoda szczegółowo opisuje szybką ekstrakcję makrofagów ze szpiku kostnego, śledziony i serca po zawale, które można następnie wykorzystać do przeprowadzenia dalszych analiz, takich jak analiza zewnątrzkomórkowego strumienia metabolicznego. Połączenie tych dwóch metod jest potężnym narzędziem, które może określić ilościowo zmiany metaboliczne w makrofagach w różnych stanach chorobowych lub urazowych lub stanach metabolicznych, takich jak ćwiczenia. Podczas gdy nasza metoda koncentrowała się na makrofagach szpiku ko...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają do zadeklarowania konfliktu interesów.

Podziękowania

Chcielibyśmy podziękować za fundusze, które wsparły tę pracę: NIH/NHBLI 166737, NIH R00 HL146888, NIH U54HL169191, NIH/NIGMS P20GM104357 i NIH/NIGMS P30GM149404 za tę pracę.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Mikrogranulki anty-CD11b UltraPure, myszMiltenyi Biotec130-126-725
Mikrogranulki anty-Ly6G UltraPure, myszMiltenyi Biotec130-120-337
Kolagenaza typu IIWorthingtonNC9522060
Dnaza typ IMillPore Sigma11284932001
GentleMACS Octo DisocjatorMiltenyi Biotec130-096-427
Rurki GentleMACS CMiltenyi Biotec130-093-237Rurki do dysocjacji komórek MACS 
Zbilansowany roztwór soliHank Fisher Scientific14-025-076
LS Kolumny magnetyczneMiltenyi Biotec130-042-401
MACS MultiStandMiltenyi Biotec130-042-303
Kolumny magnetyczne MS Miltenyi Biotec130-042-201
Zestaw do izolacji monocytów Szpik kostny, myszMiltenyi Biotec130-100-629zawiera 1 ml koktajlu biotyny i przeciwciał monocytów, 2 ml mikrogranulek antybiotyny, 1 ml odczynnika blokującego FcR
Separator OctoMACSMiltenyi Biotec130-042-108
Filtry do wstępnej separacji (30 &mikro; m)Miltenyi Biotec130-041-407
Separator QuadroMACSMiltenyi Biotec130-091-051
Roztwór do lizy czerwonych krwinek (10x)Miltenyi Biotec130-094-183
Analizator Seahorse XFe96Agilent
Seahorse XFe96 FluxPakAgilent103792-10018 wkładów z czujnikiem Pro, 18 mikropłytek Pro Cell Cutlure, 1 butelka roztworu Seahorse XF Calibrant
Zestaw do testów wysiłkowych glikolizy Seahorse XFAgilent103020-1006 jednorazowych saszetek, każdy z glukozą, oligomycyną i 2-deoksy-D-glukozą
Zestaw do testów wysiłkowych mitochondriów Seahorse XFAgilent103015-1006 jednorazowych saszetek, każda z oligomycyną, FCCP i rotenonem/antymycyną A
Seahorse XF RPMI Medium, pH 7,4, 500 mlAgilent103576-100bez czerwieni fenolowej, wodorowęglanów, glukozy, pirogronianu lub glutaminy

Bibliografia

  1. Ma, Y., Mouton, A. J., Lindsey, M. L. Cardiac macrophage biology in the steady-state heart, the aging heart, and following myocardial infarction. Transl Res. 191, 15-28 (2018).
  2. Mouton, A. J., Li, X., Hall, M. E., Hall, J. E. Obesity, hypertension, and cardiac dysfunction: Novel roles of immunometabolism in macrophage activation and inflammation. Circ Res. 126 (6), 789-806 (2020).
  3. Mouton, A. J., et al. Dimethyl fumarate preserves left ventricular infarct integrity following myocardial infarction via modulation of cardiac macrophage and fibroblast oxidative metabolism. J Mol Cell Cardiol. 158, 38-48 (2021).
  4. Mouton, A. J., et al. Temporal changes in glucose metabolism reflect polarization in resident and monocyte-derived macrophages after myocardial infarction. Front Cardiovasc Med. 10, 1136252(2023).
  5. Mouton, A. J., et al. Glutamine metabolism improves left ventricular function but not macrophage-mediated inflammation following myocardial infarction. Am J Physiol Cell Physiol. 327 (3), C571-C586 (2024).
  6. Mouton, A. J., et al. Mapping macrophage polarization over the myocardial infarction time continuum. Basic Res Cardiol. 113 (4), 26(2018).
  7. XF software. Agilent Seahorse Analytics. , Agilent Technologies, Inc. Available from: https://www.agilent.com/en/product/cell-analysis/real-time-cell-metabolic-analysis/xf-software/agilent-seahorse-analytics-787485 (2025).
  8. Matsuura, Y., et al. Diabetes suppresses glucose uptake and glycolysis in macrophages. Circ Res. 130 (5), 779-781 (2022).
  9. Alexander, R. K., et al. Bmal1 integrates mitochondrial metabolism and macrophage activation. Elife. 9, e54090(2020).
  10. Wan, Y., et al. miR-34a regulates macrophage-associated inflammation and angiogenesis in alcohol-induced liver injury. Hepatol Commun. 7 (4), e0089(2023).
  11. Nomura, M., et al. Fatty acid oxidation in macrophage polarization. Nat Immunol. 17 (3), 216-217 (2016).
  12. Li, X., et al. Glycolytic reprogramming in macrophages and MSCs during inflammation. Front Immunol. 14, 1199751(2023).
  13. Desousa, B. R., et al. Calculation of ATP production rates using the Seahorse XF Analyzer. EMBO Rep. 24 (10), e56380(2023).
  14. Lewis, A. J. M., et al. Noninvasive immunometabolic cardiac inflammation imaging using hyperpolarized magnetic resonance. Circ Res. 122 (8), 1084-1093 (2018).
  15. Walls, J., Romero, M. Assessing T cell bioenergetic poise and spare respiratory capacity using extracellular flux analysis. Agilent Technologies application note. , 5994-4494 (2022).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Przeglądaj więcej artykułów

Analiza strumieni metabolicznychmakrofagi śledzionowesortowanie immunomagnetycznereprogramowanie metabolicznepomiar glikolizytest stresu mitochondrialnegocytometria przepłyewowaszybkość zużycia tlenu
Analiza przepływu metabolicznego ex vivo w makrofagach śledziony i serca oraz monocytach szpiku kostnego
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.