Przedstawiamy protokół opisujący model chirurgiczny pozyskiwania nerek w przedklinicznym modelu świń do późniejszej perfuzji lub przeszczepu maszynowego.
Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.
Artykuł metodologiczny
Pozyskanie nerek w przedklinicznym modelu dużych zwierząt
* These authors contributed equally
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Perfuzja maszynowa stała się realną strategią oceny organów ex vivo , monitorowania, leczenia, optymalizacji oraz wydłużania czasu konserwacji. Modele dużych zwierząt odegrały kluczową rolę w rozwoju i optymalizacji tych technologii. Jednak aby zapewnić jakość przeszczepów i powtarzalność danych, należy stosować standaryzowane i klinicznie przetłumaczalne techniki chirurgiczne pozyskiwania narządów i tkanek. Dlatego tutaj opisujemy zoptymalizowany protokół pozyskiwania nerek w modelu przedklinicznym dla świń. Odzyskiwanie nerek przeprowadza się z użyciem świń mieszanych (mieszańców Yorkshire). Krótko, po sterylnej dezynfekcji i zasłonieniu pola chirurgicznego, wykonuje się pełne nacięcie w linii środkowej, aby uzyskać optymalny dostęp do obu nerek. Moczowód, żyła nerkowa i tętnica są rozcinane aż do momentu, gdy wychodzą odpowiednio z dolnej żyły głównej i aorty. Po całkowitej sekcji nerki moczowód jest wiązany i przecięty dystalnie. Zwierzę dawcy jest następnie w pełni heparynizowane z 100 IU na kilogram/masę ciała. Następnie tętnica nerkowa jest zaciskana blisko aorty, a żyła nerkowa zaciska się blisko żyły głowej za pomocą zacisku naczyniowego Satinsky'ego. Następnie przeszczep nerki jest usuwany, a tętnica nerkowa natychmiast kanuluje się na tylnym stole. Następnie nerka jest przepłukiwana lodowatym roztworem konserwującym i przechowywana na lodzie do czasu perfuzji maszynowej lub przeszczepu. Na koniec kikut tętnicy nerkowej jest podwiązany jedwabną ligaturą 2-0, a żyła głowna zamykana szwem polipropylenowym 6-0. Technika ta odzyskuje nerki i symuluje życie (pojedyncza nerka) lub zmarłego (podwójna nerka) dawcę. Pojedyncza rekonwalescencja nerki daje możliwość przeprowadzenia kolejnego autotransplantu. W modelu dawcy zmarłego krew można pobrać przed eutanazją, wprowadzając igły z workami bezpośrednio do aorty, co powoduje wykrwawienie zwierzęcia i dostarczanie krwi do perfuzji maszynowej ex vivo .
Wprowadzenie
Przeszczep nerki jest optymalnym leczeniem końcowego stadium choroby nerek (ESRD), zapewniając lepszą jakość życia i długoterminowe wyniki w porównaniu z dializą1. Pomimo postępów w konserwacji narządów, codziennie dziesiątki osób umierają na ESRD, gdy są na liście oczekujących na przeszczep nerki2. Perfuzja maszynowa to rozwijająca się dziedzina, która wydłuża czas konserwacji, umożliwiając rozszerzone sieci dawców i bardziej efektywną alokację narządów. Technologia ta umożliwia również monitorowanie i optymalizację narządów ex vivo, minimalizując skutki urazu niedokrwieniowo-reperfuzyjnego (IRI). W porównaniu ze statycznym przechowywaniem w chłodzie (SCS), wykazano, że perfuzja maszynowa znacząco zmniejsza częstość występowania opóźnionej funkcji przeszczepu 3,4. Perfuzja maszynowa wykazała również rewitalizację przeszczepów marginalnych, które w innym przypadku nie spełniłyby kryteriów przeszczepu5. Pomimo postępu technologicznego, najczęściej stosowaną techniką konserwacji pozostaje SCS na lodzie. Dalsze eksperymenty przedkliniczne i dane mogą pomóc uczynić perfuzję maszynową podstawą zachowania nerek.
Model przeszczepu nerki u wieprzowini jest dobrze ugruntowany i odegrał kluczową rolę w rozwoju technologii konserwacji nerek, zwłaszcza perfuzji maszynowej. W przeciwieństwie do jednołobowatych nerek gryzoni, zarówno nerki wieprzowe, jak i ludzkie są wielopłatowe, podobne rozmiarami i mają analogiczną anatomię tętniczą, żylną i moczową 6,7. Dlatego nerka wieprzowina ułatwia bezpośrednie przeniesienie do środowiska klinicznego, zwłaszcza w zakresie urządzeń medycznych i terapii lekowych. Dodatkowo, nerki wieprzowe wykazują podobną patofizjologię jak IRI jak ludzkienerki 8, co czyni je idealnymi do badań nad zachowaniem nerek.
Aby zapewnić jakość przeszczepu i powtarzalność danych, należy stosować standaryzowane i klinicznie tłumaczalne techniki chirurgiczne pozyskiwania narządów i tkanek. Dlatego tutaj opisujemy zoptymalizowany protokół pozyskiwania nerek w modelu przedklinicznym dla świń. Protokół ten umożliwia odzyskiwanie nerek i symuluje sytuację dawcy żywego (pojedyncza nerka) lub zmarłego (podwójna nerka). Powrót do zdrowia jednej nerki daje korzyść w postaci przeprowadzenia kolejnej autotransplantacji. W modelu podwójnej nerki pobieranie krwi przed eutanazją jest możliwe poprzez wprowadzenie igieł worków krwi bezpośrednio do aorty, co powoduje wykrwawienie zwierzęcia i dostarczanie krwi do perfuzji maszynowej ex vivo .
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Protokół
Wszystkie opisane procedury zostały zatwierdzone przez Komitet ds. Opieki i Wykorzystania Instytucji Uniwersytetu Johnsa Hopkinsa, instytucji posiadającej licencję Departamentu Rolnictwa Stanów Zjednoczonych (USDA), zatwierdzonej przez Office of Laboratory Animal Welfare (OLAW) oraz akredytowaną przez Association for Assessment and Accreditation of Laboratory Animal Care (AAALAC). Zwierzęta były utrzymywane zgodnie z Ustawą o dobrostanie zwierząt Departamentu Rolnictwa Stanów Zjednoczonych, Przewodnikiem Narodowych Instytutów Zdrowia dotyczącym opieki i wykorzystania zwierząt laboratoryjnych oraz Polityką Humanitarnej Opieki i Wykorzystania Zwierząt Laboratoryjnych Służby Zdrowia Stanów Zjednoczonych.
1. Zwierzęta i mieszkania
- Do tego protokołu stosuj klinicznie zdrowe świnie Yorkshire (Sus scrofa domesticus) lub porównywalne świnie w wieku 3-6 miesięcy.
- Zwierzęta trzymają w ogrodzeniach z siatki łańcuchowej z podłogą z listwami lub innymi odpowiednimi dla gatunku domami.
2. Procedura przedoperacyjna i znieczulenie
- Pościć zwierzę co najmniej 12 godzin przed sedacją.
- Podawaj doustny symetikon (20 mg/kg) co najmniej 12 godzin przed operacją i powtarzaj dawkowanie co najmniej 1 godzinę przed sedacją, aby zmniejszyć rozszerzenie jelit.
- Podawaj ketaminę (20-30 mg/kg) i ksylazynę (2-3 mg/kg) w jednej strzykawce domięśniowo, aby uniknąć wielokrotnych zastrzyków.
- Przenieś świnię do strefy przygotowań przedoperacyjnych. Umieść cewnik dożylny w żyłę ucha na marginalnej krawędzi. Podawaj 3-10 mL/kg soli fizjologicznej 0,9% lub roztworu Mleczowego Ringera przez cały zabieg.
- Gdy świnia jest odpowiednio uśpiona, należy założyć rurkę endotchawicową (6,0-6,5 mm z mankietami dla zwierzęcia masowego 20-30 kg; 6,5-7,0 mm z mankietami dla 30-40 kg) do podania znieczulenia gazowego i wentylacji mechanicznej. W razie potrzeby można podłączyć dawkę propofolu (0,8-1,66 mg/kg) dożylnie, podany z efektem.
- Usuń włosy z miejsca operacji i wokół niego za pomocą maszynki do cięcia, a także brudnie przemyj miejsce operacji, zanim zwierzę przeniesiemy do sali operacyjnej.
- Przenieś zwierzę na stół operacyjny. Podawaj cefazolinę (20-22 mg/kg) dożylnie 10 minut przed rozpoczęciem operacji oraz ponownie co 90 minut dookołooperacyjnie. Na początku operacji podawaj pantoprazol (0,5-1 mg/kg) dożylnie.
- Podaj miejscowy blok podskórnie lidokainą (do 2 mg/kg), aby ułatwić dodatkowe przeciwból przed nacięciem.
- Aseptycznie przygotuj miejsce operacji, na przemian chlorheksydynę lub betadynę z 70% etanolem lub solą fizjologiczną, co najmniej trzy razy.
- Stale monitoruj objętość płynów, tętno, ciśnienie krwi, pulsoksymetrię, kapnografię, elektrokardiografię oraz temperaturę odbytu. Zapisuj te wartości co 10-15 minut. Używaj podgrzewanej podkładki pod ciałem i koca na ciepłe powietrze, aby zapobiec hipotermii.
- Przed rozpoczęciem operacji poupewnij się, że zwierzę znajduje się w odpowiednim planie znieczulenia chirurgicznego, wykorzystując kombinację tonu szczęki, odruchu palpebralnego oraz parametrów wymienionych w poprzednim etapie.
3. Procedura pobierania nerek
- Przygotuj zwierzę do operacji, postępując zgodnie z krokami opisanymi w Sekcji 2.
- Po sterylnej dezynfekcji i zasłonięciu pola operacyjnego wykonaj laparotomię środkową (25-30 cm), aby uzyskać optymalny dostęp do obu nerek. Włóż standardowy pęcherz brzuszny.
- Przykryj jelito grube i jelito cienkie ręcznikami namoczonymi w ciepłej soli fizjologicznej. Wycofać jelita na prawą stronę, aby uzyskać dostęp do lewej nerki, lub na lewą stronę, aby uzyskać dostęp do prawej nerki.
- Otwórz otrzewną leżącą nad nerką i rozciń ją na ścianę, aby usunąć zrosty. Przeciągnij moczowód do uzyskania długości 10-12 cm.
- Rozcinamy żyłę nerkową i tętnicę, aż wyjdą odpowiednio z żyły głównej dolnej i aorty.
- Po kompletnej sekcji nerki zwiąż moczowód dystalnie jedwabną ligaturą 2-0 i przetnij blisko wiązania. Zostaw otwarty koniec przytulnego moczowodu, aby umożliwić odpływ moczu (w procedurze przeżycia zbieraj mocz na gazę).
- Heparynizuj zwierzę dożylnie heparyną (100 IU/kg) i czekaj 2 minuty, aby zapewnić odpowiednią heparynizację nerek. Ten krok należy powtórzyć przed resekcją każdej nerki.
- Zaciskaj tętnicę nerkową i żyłę nerkową blisko aorty i żyły głównej dolnej odpowiednio dwoma zaciskami naczyniowymi Satinsky'ego. Usuń przeszczep nerki, przecinając tętnicę nerkową i żyłę blisko zacisków.
- Natychmiast kanyluj tętnicę nerkową kaniulą perfuzyjną o grubości 3 mm. Przepłucz nerkę lodowatym roztworem Uniwersytetu Wisconsin (UW) lub roztworem konserwującym Custodiol Histidyna-tryptofan-ketoglutaran (HTK).
- Po przepłukaniu UW lub HTK usuń kaniulę perfuzyjną i umieść nerkę w sterylnym worku narządowym wypełnionym tym samym lodowatym roztworem konserwującym, który był używany do płukania nerki. Włóż tę torbę do drugiego sterylnego worka organowego. Następnie przechowaj organy lub rozpocznij perfuzję maszynową.
- Podwiązać kikut tętnicy nerkowej jedwabną ligaturą 2-0. Zamknij kikut żyły nerki dwuwarstwowym szwem z polipropylenem 6-0.
- W przypadkach przeżywalności należy przepłukać jamę otrzewną bezpłodną solą fizjologiczną przed zamknięciem.
4. Procedura pobierania krwi
- Jeśli zabieg jest terminalny, a wszystkie inne zabiegi chirurgiczne zostały wykonane, należy przystąpić do pobrania krwi do perfuzji maszynowej i eutanazji przez wykrwawienie.
- Cofnij jelita na prawą stronę i zidentyfikuj aortę brzuszną podnieleczną. Uwolnić wszelkie duże zrosty lub tkanki pokrywające naczynie.
- Włóż igłę worka pobierającego krew bezpośrednio do aorty. Umieść worek pod zwierzęciem, aby ułatwić napełnienie. Gdy worek jest pełny (około 450 mL krwi), wyjmij igłę z aorty i utrzymuj nacisk na miejsce wkłucia.
- W przypadku drugiego worka z krwią należy włożyć nową igłę 1-2 cm blisko miejsca poprzedniego wkłucia. Powtarzaj z wieloma workami krwi w razie potrzeby, przesuwając się o 1-2 cm bliskośliwie przy każdej igieł.
- Po pobraniu całej potrzebnej krwi wywołać zatrzymanie akcji serca dożylnym podaniu pentobarbitalu sodu/fenytoiny sodowej w dawce co najmniej 78 mg/kg składnika pentobarbitalu. Jeśli istnieje obawa, że pentobarbital zakłóci kolejne badania nerek, należy stosować chlorek potasu (KCl) (75-100 mg/kg dożylnie) jako alternatywną metodę chemicznej eutanazji, jeśli jest podawany świniom pod narkozą. Zwierdź śmierć z powodu braku bicia serca, braku odruchu rogówki oraz znacznego spadku temperatury ciała.
UWAGA: Pozostałe organy i tkanki uśpionej świni mogą być wykorzystywane do innych celów badawczych lub edukacyjnych zgodnie z zasadami 3R.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Wyniki
Nasza grupa badawcza ma szerokie doświadczenie obejmujące prawie 15 lat z modelami wieprzowymi zarówno przeszczepów narządów stałych, jak i allotransplantacji naczyniowej złożonej 9,10,11,12,13,14,15,16,17 . Tutaj opisujem...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Dyskusja
Model wieprzowy do przeszczepu nerki był kluczowy dla rozwoju i optymalizacji technologii perfuzji maszynowej. Biorąc pod uwagę anatomiczne, immunologiczne i patofizjologiczne podobieństwa do ludzkich nerek 6,7,8, nerki wieprzowe oferują ułatwione przeniesienie do badań klinicznych i praktyki.
Model pozyskiwania nerek u wieprzi może być wykorzystywany w różnych eksperyment...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Oświadczenia
Autorzy nie mają żadnych konfliktów interesów do ujawnienia.
Podziękowania
Autorzy pragną podziękować licznym technikom weterynaryjnym z Johns Hopkins University School of Medicine za ich wsparcie techniczne. Chcielibyśmy również wyrazić wdzięczność dr Jessice Izzi i Amandzie Maxwell oraz licznym rezydentom weterynarii, w tym dr Mallory Brown, dr Jessice Plunkard i Alexis Roach za zapewnienie naszym zwierzętom doskonałej opieki klinicznej i nadzoru weterynaryjnego. Na koniec chcielibyśmy podziękować wszystkim członkom Laboratorium Vascularized Composite Allotransplantation (VCA) w Johns Hopkins School of Medicine, którzy w jakiejkolwiek roli pomagali przy pobieraniu nerek lub innych procedurach pozyskiwania narządów wykonywanych w naszym laboratorium. Prace te zostały wsparte przez grant National Institute of Diabetes and Digestive and Kidney Diseases (NIDDK) R44DK136396.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| Roztwór etanolu 70% | Fisher Scientific | 04-355-122 | |
| Addon Tissue ForceA2:D30ps, 4,75", 1 x 2 zęby | Wexler Surgical | FL0081.1 | |
| Koc Bair Hugger Animal Health Over Body | 3M | 53777 | |
| Jednostka Ogrzewająca Bair Hugger | 3M | 77500 | |
| Brzuszny retraktor Balfoura z stałymi łopatkami bocznymi, głębokość 4", maksymalny rozrzut 10" | MPM Medyczne Zaopatrzenie | 124-7017 | |
| Roztwór betadyny (5% providone-jodyna) | MWI Zdrowie Zwierząt | NDC-67618-155-01 | |
| Cefazolina do zastrzyków, USP | MWI Zdrowie Zwierząt | NDC-63323-237-10 | |
| Roztwór chlorheksydyny | MWI Zdrowie Zwierząt | NDC-30798-624-31 | |
| Sprzątanie HTK Organ Preservation Solution | Niezbędne Farmaceutyki | 25767073545 | |
| Kleszcze DeBakey Tissue, końcówki 7,75", 2 mm | Wexler Surgical | FL0789.1 | |
| EUTHASOL (pentobarbital sodowy i fenytoina sodowa) | Virbac | NDC-051311-050-01 | |
| Zastrzyk z heparyną sodu, USP | MWI Zdrowie Zwierząt | NDC-71288-402-10 | |
| Kontroler zarządzania temperaturą Hot Dog | Augustine Surgical Inc. | WC71V | |
| Materac podwozowy Hot Dog Weterynarz Ogrzewany pod Tylkiem | Augustine Surgical Inc. | V106 | |
| Worek izolacyjny Invisishield, 20" x 20" | Medline | DYNJSD1003 | |
| Uchwyt na mikroigły Jacobson, proste szczęki, okrągła rączka, 7,25" | Wexler Surgical | NL0729.11 | |
| Roztwór do wstrzykiwania chlorku ketaminy | NexGen Pharmaceuticals | NC-0256 | |
| Gąbki na lana 18" x 18" | Medline | MDS231318LF | |
| Nożyczki do sekcji Metzenbaum, zakrzywione 7" | Wexler Surgical | SL5011.1S | |
| Nieprzewodząca rura ssąca z pokrętłami o falszowanych elementach, 1/4" x 10' | Medline | DYND50251 | |
| Pantoprazol sodu do zastrzyków | MWI Zdrowie Zwierząt | NDC-55150-202-00 | |
| Kanyula perfuzja, swobodny przepływ, końcówka 3 mm | Rozwiązania MED Alliance | PER-3003S | |
| Yankauer z sztywną żarówką | Medline | DYND50130 | |
| Zacisk Satinsky, 30 mm skośne szczęki DeBakeya bez urazów, zakrzywione trzonki, 10" | Wexler Surgical | AL2150.1 | |
| Uchwyt skalpela #3 | Światowe Precyzyjne Instrumenty | 500236 | |
| Servator B UW (Uniwersytet Wisconsin) | Globalne Rozwiązania Transplantacyjne | JFISERB10A r2 | |
| Pojedyncza jednostka zbiorcza wstępnie naładowana CPDA-1, 450 mL | Laboratoria Jorgensena | JO520 | |
| Sofsilk Suture Tie, 2-0, czarne, 18" | Covidien | S-195 | |
| Ostrze skalpela chirurgicznego nr 10 | Światowe Precyzyjne Instrumenty | 500239 | |
| Szew Surgipro II, 6-0, niebieski, 30", podwójnie uzbrojony, CV-22 Needle | Covidien | VP-733-X | |
| Trzy czwarte chirurgicznej zasłony | Medline | DYNJP2414 | |
| Ołówek elektrochirurgiczny Valleylab z elektrodami ze stali nierdzewnej | Covidien | CVNE2516H | |
| Generator elektrochirurgiczny Valleylab Force FXc | Covidien | MFI-MDT-FORCE-FXC | |
| Polyhezyczna elektroda powrotna dla dorosłych pacjentów Valleylab | Covidien | E7507-SD | |
| Roztwór do wstrzykiwania chlorku ksylazyny | NexGen Pharmaceuticals | NC-0334 |
Bibliografia
- Merion, R. M., et al. Deceased-donor characteristics and the survival benefit of kidney transplantation. JAMA. 294 (21), 2726-2733 (2005).
- Lentine, K. L., et al. OPTN/SRTR 2022 annual data report: Kidney. Am J Transplant. 24 (2S1), S19-S118 (2024).
- Hosgood, S. A., et al. Normothermic machine perfusion versus static cold storage in donation after circulatory death kidney transplantation: a randomized controlled trial. Nat Med. 29 (6), 1511-1519 (2023).
- Malinoski, D., et al. Hypothermia or machine perfusion in kidney donors. N Engl J Med. 388 (5), 418-426 (2023).
- Hamar, M., Selzner, M. Ex vivo machine perfusion for kidney preservation. Curr Opin Organ Transplant. 23 (3), 369-374 (2018).
- Pereira-Sampaio, M. A., Favorito, L. A., Sampaio, F. J. Pig kidney: anatomical relationships between the intrarenal arteries and the kidney collecting system. Applied study for urological research and surgical training. J Urol. 172 (5 Pt 1), 2077-2081 (2004).
- Bagetti Filho, H. J., Pereira-Sampaio, M. A., Favorito, L. A., Sampaio, F. J. Pig kidney: anatomical relationships between the renal venous arrangement and the kidney collecting system. J Urol. 179 (4), 1627-1630 (2008).
- Giraud, S., et al. Contribution of large pig for renal ischemia-reperfusion and transplantation studies: the preclinical model. J Biomed Biotechnol. 2011 (21), 532127(2011).
- Girard, A. O., et al. Hickman catheter use for long-term vascular access in a preclinical swine model. J Vis Exp. (193), e65221(2023).
- Gerling, K. A., et al. A novel sutureless anastomotic device in a swine model: A proof of concept study. J Surg Res. 291, 116-123 (2023).
- Etra, J. W., et al. Latissimus Dorsi myocutaneous flap procedure in a swine model. J Invest Surg. 34 (12), 1289-1296 (2021).
- Etra, J. W., et al. A skin rejection grading system for vascularized composite allotransplantation in a preclinical large animal model. Transplantation. 103 (7), 1385-1391 (2019).
- Al-Rakan, M., et al. Ancillary procedures necessary for translational research in experimental craniomaxillofacial surgery. J Craniofac Surg. 25 (6), 2043-2050 (2014).
- Santiago, G. F., et al. Establishing cephalometric landmarks for the translational study of Le Fort-based facial transplantation in Swine: enhanced applications using computer-assisted surgery and custom cutting guides. Plast Reconstr Surg. 133 (5), 1138-1151 (2014).
- Ibrahim, Z., et al. Cutaneous collateral axonal sprouting re-innervates the skin component and restores sensation of denervated Swine osteomyocutaneous alloflaps. PLoS One. 8 (10), e77646(2013).
- Ibrahim, Z., et al. A modified heterotopic swine hind limb transplant model for translational vascularized composite allotransplantation (VCA) research. J Vis Exp. (80), e50475(2013).
- Wachtman, G. S., et al. Biologics and donor bone marrow cells for targeted immunomodulation in vascularized composite allotransplantation: a translational trial in swine. Transplant Proc. 43 (9), 3541-3544 (2011).
- Kaths, J. M., et al. Heterotopic renal autotransplantation in a porcine model: A step-by-step protocol. J Vis Exp. 108, e53765(2016).
- Liu, W. J., et al. Orthotopic kidney auto-transplantation in a porcine model using 24 hours organ preservation and continuous telemetry. J Vis Exp. (162), e61591(2020).
- Steinhauser, C., et al. Assessment of hemodynamic and blood parameters that may reflect macroscopic quality of porcine kidneys during normothermic machine perfusion using whole blood. World J Urol. 42 (1), 471(2024).
- Kaths, J. M., et al. Normothermic ex vivo kidney perfusion for graft quality assessment prior to transplantation. Am J Transplant. 18 (3), 580-589 (2018).
- Urcuyo, D., et al. Development of a prolonged warm ex vivo perfusion model for kidneys donated after cardiac death. Int J Artif Organs. 40 (6), 265-271 (2017).
- Vallant, N., et al. A comparison of pulsatile hypothermic and normothermic ex vivo machine perfusion in a porcine kidney model. Transplantation. 105 (8), 1760-1770 (2021).
- Hosgood, S. A., Saeb-Parsy, K., Hamed, M. O., Nicholson, M. L. Successful transplantation of human kidneys deemed untransplantable but resuscitated by ex vivo normothermic machine perfusion. Am J Transplant. 16 (11), 3282-3285 (2016).
- Vallant, N., Wolfhagen, N., Sandhu, B., Hamaoui, K., Papalois, V. Delivery of mesenchymal stem cells during hypothermic machine perfusion in a translational kidney perfusion study. Int J Mol Sci. 25 (9), 5038(2024).
- Uzarsk, J. S., et al. Sustained in vivo perfusion of a re-endothelialized tissue engineered kidney graft in a human-scale animal model. Front Bioeng Biotechnol. 11, 1184408(2023).
- Anand, R. P., et al. Design and testing of a humanized porcine donor for xenotransplantation. Nature. 622 (7982), 393-401 (2023).
- Pan, W., et al. Cellular dynamics in pig-to-human kidney xenotransplantation. Med. 5 (8), 1016-1029 (2024).
- Golriz, M., et al. Pig kidney transplantation: an up-to- date guideline. Eur Surg Res. 49 (3-4), 121-129 (2012).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Przedruki i uprawnienia
