Artykuł metodologiczny

Mysi model zaawansowanego zapalenia przyzębia wywołanego przez ligaturę nylonową w drugim górnym zębie trzonowym

1.6K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/67848

⸱

30 maja 2025

 ,  , 
1Undergraduate Program of Dental Surgeon, Facultad de Estudios Superiores Iztacala (FES-Iztacala), Universidad Nacional Autónoma de Mexico (UNAM), 2Innate Immunity Laboratory, Biomedicine Research Unit (UBIMED), FES-Iztacala, UNAM, 3Doctoral Program in Biological Sciences, UNAM

W tym artykule

Podsumowanie

To badanie opisuje zmodyfikowaną metodę podwiązania nylonu 6-0 do wywoływania zapalenia przyzębia u myszy, która jest wysoce powtarzalna i stanowi alternatywę dla badaczy do badania chorób przyzębia od ich rozwoju do patologicznych konsekwencji.

Streszczenie

Choroba przyzębia (PD) jest zaburzeniem zapalnym wpływającym na tkanki podporowe zębów i jest jedną z najbardziej rozpowszechnionych chorób na świecie. Jego ciężka postać, zapalenie przyzębia, prowadzi do zniszczenia tkanek miękkich, zębów i kości. Zwierzęce modele zapalenia przyzębia zostały opracowane przy użyciu naczelnych, psów, miniaturowych świń i myszy. Wśród nich mysi model indukowany ligaturą oferuje takie korzyści, jak szybki postęp choroby, odtwarzalność, przewidywalność i niskie koszty, jednocześnie skutecznie odwzorowując kluczowe aspekty zapalenia przyzębia u ludzi. Modele mysie wykorzystujące ligatury dostarczyły cennych informacji na temat mikrobiologicznych i immunologicznych mikrośrodowisk tkanki przyzębia, podkreślając kluczową rolę biofilmów w odpowiedziach immunologicznych i ich związek z chorobami ogólnoustrojowymi. W badaniu przedstawiono zmodyfikowaną metodę podwiązywania nylonu w celu wywołania zapalenia przyzębia u myszy. Modyfikacja polega na użyciu szwu nylonowego zamiast szwu jedwabnego i umieszczeniu go poniżej obszaru styku międzyzębowego, zamiast przepuszczania go przez punkt kontaktowy. Takie podejście upraszcza technikę, jednocześnie skutecznie wywołując zapalenie przyzębia. Szczegółowa metodyka zakładania szwów jest zilustrowana graficznie, a postęp paradontozy jest demonstrowany za pomocą analiz histologicznych i histometrycznych.

Wprowadzenie

Choroba przyzębia (PD) jest chorobą zapalną tkanek podporowych zębów i jest jedną z najbardziej rozpowszechnionych chorób na świecie1; częstość występowania PD waha się od 20%-50% na całym świecie2. PD ma różne stopnie progresji; jego łagodna postać, zwana zapaleniem dziąseł, dotyczy tylko tkanek miękkich, a jego ciężka postać, zwana zapaleniem przyzębia (PT), wpływa na tkanki twarde, takie jak Bone3. Ponieważ PT jest chorobą zapalną, należy ją uznać za złożoną odpowiedź immunologiczną, która może być modyfikowana przez kilka czynników ryzyka, które mogą zmienić proces chorobowy4, takich jak cukrzyca5, choroby sercowo-naczyniowe6, interakcje hormonalne, takie jak niekorzystne wyniki ciąży7 lub stan przedrzucawkowy8, choroby zapalne9, a nawet zmiany w oku10 lub dementia11.

Dlatego, aby zrozumieć etiologię związaną z rozwojem lub rozpowszechnieniem PT, przetestować nowe lub bardziej skuteczne strategie terapeutyczne, lub zidentyfikować jakąkolwiek korelację między chorobami ogólnoustrojowymi a PT lub mikrobiotą przyzębia, potrzebne są modele zwierzęce12.

Wybór skutecznej metody badawczej jest kluczowy dla zrozumienia rozwoju PT i odpowiedniego odpowiadania na pytania badawcze13. Z biegiem lat opracowano różne modele zwierzęce do badania PT; Jednak modele takie jak naczelne, psy, króliki i miniaturowe świnie są drogie i skomplikowane w użyciu14,15,16. Mysie modele PT, w szczególności model PT indukowany ligacją, mają wiele zalet, w tym szybki rozwój, odtwarzalność, przewidywalność i niski koszt17,18,19.

Chociaż do wywołania PT używa się kilku metod, takich jak doustne szczepienie bakteryjne, wstrzykiwanie lipopolisacharydów i indukcja ligatur10,20, każda z nich ma zalety i wady17, mysi model PT indukowany przez ligaturę nylonową przypominał ludzki mechanizm jej rozwoju20,21,22,23. PT występuje poprzez zatrzymywanie zamieszkanej mikrobioty, powodując stan zapalny i prowadząc do utraty tkanek. Co więcej, myszy mogą być genetycznie modyfikowane w celu badania różnych populacji komórek lub cząsteczek będących przedmiotem zainteresowania w badaniu PT.

Podwiązanie zębów można wykonać przy użyciu różnych materiałów, takich jak druty ortodontyczne, nici jedwabne24,25, lub szwy nylonowe26. Najczęstszym materiałem do indukowania PT przez podwiązanie u myszy jest jedwab; ta metodologia została wyjaśniona przez różnych autorów, takich jak Marchesan et al.18, Abe et al.27 oraz Chadwick et al.22, każdy z własnymi modyfikacjami, a wszystkie te metody były z powodzeniem stosowane przez kilku badaczy28. Jednak założenie jedwabnego szwu wokół górnych zębów trzonowych u myszy może być skomplikowane. Marchesan i wsp. zasugerowali użycie "uchwytu na ligaturę"; Abe i wsp. oraz Chadwick i wsp. umieścili szew przez punkt kontaktowy, chociaż Chadwick i wsp. umieścili go wokół zębów trzonowych M1 i M2.

Nylonowe szwy o różnej grubości zostały użyte do opracowania PT w różnych modelach zwierzęcych29,30,31. et al.31 używali nici nylonowych 5-0; W poprzednich badaniach używaliśmy nici nylonowych 6-0 z podobnymi wynikami28.

W porównaniu do szwów wielowłókienkowych, nici nylonowe są niewchłanialnymi monofilamentami syntetycznymi i wykazują niższą reakcję tkanki zapalnej 32; ponadto, nici nylonowe również umożliwiają akumulację mikrobiologiczną33,34, i istnieją dowody na adhezję Fusobacterium nucleatum i Porphyromona intermedia35,36, wraz z fakultatywnymi bakteriami beztlenowymi w szwach nylonowych12,14,17,19,24,27,35,37 (Tabela 1).

Te cechy mogą pozwolić na skupienie reakcji zapalnej głównie na akumulacji bakterii, a nie na akumulacji materiału. Ponadto nylon ma lepsze właściwości mechaniczne, takie jak wytrzymałość na rozciąganie, niż silk38.

Dlatego też, w obecnym badaniu, nylonowy szew 6-0 umieszczony wokół M2 pod obszarem kontaktu międzyzębowego wywołał rozwój zaawansowanego zapalenia przyzębia u myszy. Takie podejście pozwala na umieszczanie ligatury za pomocą zwykłych kleszczyków tkankowych, a wyniki są spójne. Po 30 dniach rozwój PT można potwierdzić za pomocą analizy histometrycznej i histologicznej.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie procedury z udziałem zwierząt doświadczalnych były przeprowadzane w ścisłej zgodności z 'Ramami etycznymi dla badań biomedycznych na zwierzętach laboratoryjnych', zgodnie z oficjalnym meksykańskim standardem NOM-062-ZOO-1999. Badanie to zostało zatwierdzone przez komisję etyczną Facultad de Estudios Superiores Iztacala (FES-Iztacala) na podstawie protokołu CE/FESI/072024/1765. Myszy były trzymane w komorach dla zwierząt ze swobodnym dostępem do pożywienia i wody w środowisku wolnym od patogenów w obiekcie dla zwierząt FES-Iztacala. Protokół ten jest modyfikacją metody opisanej wcześniej przez Abe et al.27. Sześcio- do ośmiotygodniowych samic myszy BALB/c (o wadze 16 g) podzielono na grupy kontrolne (CTL) i zapalenie przyzębia (PT). Zapalenie przyzębia wywołano przez założenie nylonowego szwu 6-0 w dniu 0, aby promować trwałą adhezję bakteryjną i wywołać ciężką, przewlekłą progresję choroby. Po 30 dniach wszystkie myszy zostały poddane eutanazji (zgodnie z instytucjonalnie zatwierdzonymi protokołami) w celu oceny uszkodzenia tkanek i utraty przyczepu (AL) za pomocą analizy histometrycznej (Ryc. 1). Szczegółowe informacje na temat stosowanych odczynników i sprzętu są wymienione w Tabeli materiałów.

1. Przygotowanie znieczulenia

  1. Przygotować rozcieńczenie ksylazyny i ketaminy (1:10) z wodą do wstrzykiwań (bulion). Przechowywać w temperaturze 4 °C i zużyć w ciągu 4 tygodni.
  2. Zidentyfikuj i zważ każdą mysz. Przygotować dawkę ksylazyny (1 mg/kg) i ketaminy (2 mg/kg) do podania domięśniowego za pomocą strzykawki insulinowej.
  3. Wstrzyknąć 50% całkowitej dawki roztworu znieczulającego w ćwierćtuszę tylną. Powtórz procedurę po przeciwnej stronie.
  4. Umieść myszy w głębokim pudełku (10 cm³) i pozwól im zasnąć, co zajmuje około 3-5 minut.
  5. Zapobiegaj suchości oczu i uszkodzeniom rogówki spowodowanym znieczuleniem, nakładając kroplę hypromelozy na każde oko co 15 minut, aż myszy w pełni się obudzą i będą mogły normalnie mrugać.
    UWAGA: Myszy muszą być trzymane pod obserwacją przez 45 minut, co jest przybliżonym czasem trwania znieczulenia. Jeśli mysz obudzi się przed zakończeniem procedury, procedurę należy zawiesić, a mysz należy wymienić.

2. Pozycjonowanie zwierząt

  1. Gdy mysz zaśnie, połóż ją na stole roboczym przodem do góry, z głową skierowaną w stronę operatora. Delikatnie pociągnij każdą nogę bez napięcia i zabezpiecz je taśmą z mikroporami, aby zapobiec nagłym mimowolnym ruchom. Przykryj mysz kocem lub gazą, aby utrzymać ciepłotę ciała.
  2. Aby usta były otwarte, umieść jeden koniec gumki ortodontycznej wokół górnych siekaczy, a drugi koniec przymocuj do górnego uchwytu bez naprężenia. Umieść drugą gumkę ortodontyczną wokół dolnych siekaczy i przymocuj ją do dolnego uchwytu za pomocą gumki.
  3. Umieść separatory policzkowe i ostrożnie przesuń język na bok, aby uzyskać lepszą widoczność.
  4. Ustaw mikroskop tak, aby umożliwić odpowiednią wizualizację górnych zębów trzonowych, zaczynając od obiektywu o najmniejszym powiększeniu. Po zlokalizowaniu wyreguluj powiększenie, aby zapewnić operatorowi optymalny komfort i ostrość.

3. Rozmieszczenie ligatury

  1. Gdy obraz będzie wyraźny, zidentyfikuj trzy górne zęby trzonowe: największy i proksymalny trzonowiec (M1), następny ząb trzonowy (M2) oraz najmniejszy i dystalny trzonowiec (M3). Założyć szew nylonowy 6-0, ponieważ jego średnica ułatwia założenie ligatury i powoduje mniej uszkodzeń mechanicznych tkanek niż szersze szwy.
    1. Zlokalizuj dystalną stronę M2, przytrzymaj końcówkę nylonowego szwu 6-0 za pomocą kleszczy tkankowych i umieść końcówkę u podstawy brodawki od podniebienia. Zastosuj lekki nacisk przez podstawę przestrzeni międzyzębowej podniebienia w kierunku powierzchni policzkowej (Rysunek 2A).
    2. Gdy nylonowy szew 6-0 się skrzyżuje, przeciągnij go przez przestrzeń międzyzębową w kierunku strony policzkowej (Rysunek 2B).
  2. Umieść końcówkę nylonowego szwu 6-0 u podstawy obszaru międzyzębowego na mezjalnej powierzchni M2 od strony policzkowej. Delikatnie popchnij końcówkę szwu, aby przeciąć go pod przestrzenią międzyzębową i przełóż przez przestrzeń policzkową z powrotem do podniebienia (Rysunek 2C).
  3. Delikatnie pociągnij nylonowy szew 6-0, przytrzymaj końcówkę kleszczami do tkanek, wyreguluj ją wokół M2 i zabezpiecz szew trzema prostymi węzłami.
  4. Przetnij nylonowy szew 6-0 cienkimi nożyczkami (Rysunek 2D).

4. Odzyskiwanie zwierząt

  1. Aby uwolnić mysz, najpierw usuń gumkę wokół dolnych siekaczy, następnie usuń separatory policzkowe, usuń taśmę mikroporową z nóg, a następnie usuń gumkę wokół górnych siekaczy.
    1. Zdejmij mysz ze stołu roboczego, zawiń ją w gazę lub szmatkę i połóż ją stroną zadrukowaną do góry. Trzymaj język z boku, aby utrzymać otwarte drogi oddechowe i zapobiec zablokowaniu.
  2. Utrzymuj zwierzę w cieple, przykryj szmatką lub gazą i pod obserwacją, aż całkowicie się obudzi. Następnie umieść je w zwykłych klatkach.
  3. Nałóż kroplę hypromelozy na każde oko, aż mysz będzie mogła normalnie mrugać.
  4. Trzymaj zwierzę w standardowych warunkach.

5. Kontrola ligatury

  1. Co tydzień sprawdzaj trwałość ligatury nylonowej (Rysunek 3A,B).
  2. Weź mysz, mocno chwyć głowę i ciało, a następnie użyj kleszczy tkankowych, aby otworzyć usta. Obserwuj nylonowy szew 6-0 wokół M2 w świetle lampy.
  3. Ustal rozwój choroby przyzębia na podstawie akumulacji biofilmu i podrażnienia mechanicznego. Sprawdź to za pomocą analizy histologicznej.
    UWAGA: Analgezja nie jest konieczna w oparciu o zrozumienie bólu związanego z rozwojem zapalenia przyzębia.

6. Histologia

  1. Po 30 dniach poddać myszy eutanazji w komorze CO2 (zgodnie z instytucjonalnie zatwierdzonymi protokołami). Zbierz szczęki, jak wcześniej zgłoszono39. Umyj pobrane tkanki w 0,9% roztworze NaCl i umieść je w nowych, oznakowanych probówkach do mikrowirówek.
  2. Utrwalić próbki w 4% roztworze paraformaldehydu na 2 godziny z mieszaniem.
  3. Próbki należy myć wodą z kranu przez 2 godziny.
  4. Aby usunąć minerały z kości i przygotować wysokiej jakości skrawki parafiny, odwapnić próbki w dwudziestu objętościach 4% roztworu EDTA (pH 7,3) przez 20 dni w probówkach do mikrowirówek, zmieniać EDTA co 4 dni40.
  5. Zanurz próbki w parafinie. Wytnij 5-μm odcinki obszaru M2 i zabarwij je Hematoksyliną i Eozyną (H&E)41.

7. Analiza danych

  1. Obserwuj barwione skrawki histologiczne pod mikroskopem optycznym, aby przeprowadzić opisową analizę zmian w konfiguracji nabłonka bruzdy, włókien dziąsłowych, włókien przyzębia, wysokości i integralności grzebienia wyrostka zębodołowego.
  2. Określ utratę przyczepu (AL), mierząc odległość między połączeniem cementowo-szkliwnym (CEJ) a najwyższym punktem grzebienia kostnego. Narysuj linię między tymi dwoma punktami za pomocą programu do edycji cyfrowej. Wykonaj analizę histometryczną na powierzchni policzkowej i podniebiennej zgodnie z metodologią opisaną przez Semenoff i wsp.42 (Rysunek 4).

8. Analiza statystyczna

  1. Przeanalizuj dane uzyskane z grup CTL i PT za pomocą testu U Manna-Whitneya. Uznajmy, że p < 0,05 jest statystycznie istotne. Korzystaj z oprogramowania do statystyk i wykresów do analizy.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Niniejsza metodologia pozwala na rozwój zapalenia przyzębia (PT) u myszy indukowanych od drugiego tygodnia wzwyż. Myszy monitorowano co tydzień w celu weryfikacji obecności ligatury. Eutanazję przeprowadzono w 30. dniu. Oceńiono charakterystykę kliniczną wszystkich grup. Grupa kontrolna zachowała w czasie cechy prawidłowe, takie jak kolor i struktura dziąsła brzeżnego. W porównaniu z grupą CTL, tkanki grupy PT wykazywały zapalenie, krwawienie oraz tworzenie się kieszonek periodontalnych, co zaobserwowano na brzegu dziąsł...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Do oceny różnych aspektów, takich jak reakcje mikrobiologiczne i immunologiczne, wykorzystano kilka zwierzęcych modeli zapalenia przyzębia i wykazano pewne podobieństwa z chorobami ludzkimi43. Odkrycia te dostarczają dowodów na ramy chorób przyzębia, takie jak rola biofilmów, odpowiedź immunologiczna i interakcje z chorobami ogólnoustrojowymi44,45.

Zwierzęce modele zapalenia przyzębia mają różną złożoność i podo...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy oświadczają, że nie występują konflikty interesów w związku z publikacją niniejszej pracy.

Podziękowania

Ta praca została częściowo sfinansowana przez Radę ds. Nauki i Technologii Stanu Meksyk (COMECYT) numer grantu [FICDTEM-2021-072] oraz Program Wsparcia Projektów Badawczych i Innowacji Technologicznych (PAPIIT)-UNAM, numer grantu [IN-217021]. Dziękujemy programowi specjalizacji w Endoperiodontología, FES Iztacala, UNAM za udogodnienia zapewnione do nakręcenia tego filmu oraz Rosalba Yañez Ortiz, DDS, za jej wsparcie w tworzeniu tego filmu. Niektóre figury zostały stworzone za pomocą programu Biorender (numer umowy ME282NWCI1).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
0,9% roztwór NaCl PiSAPłukanie szczęki 
6-0 szew nylonowyAtramat, Internacional Farmacé uticaPE1946-NUmieszczanie ligatur
Amscope 3.7 program do aparatu cyfrowegoAmscope x64, 4.11.21973.20230107Rozwiązanie EDTA do zbierania danych
 Sigma– AldrichE5134Odwapnienie 
Cienkie nożyczkiogólneDo cięcia nylonowego szwu 6-0
Kleszcze do cienkich tkanekogólne6-0 nylonowy szew
GazaogólnyAby utrzymać temperaturę ciała 
Pryzmat GraphPad Pryzmat GraphPad Wersja 8.3.0Analiza danych 
Hypromelozaogólna Smar do oczu
Woda do wstrzykiwańPizaRozcieńczanie roztworu znieczulającego
KetaminaZnieczulacz, PizaAnesthetic
Mikroprobówki wirówkowe Cellpro801501Do przechowywania tkanek podczas odwapnienia 
Mikropory3M 1533Aby naprawić mysz
Mikroskop cyfrowy aparat fotograficznyAmscope MU1603Histologia 
MikroprobówkiAxygenMCT-150-CPrzechowywać rozcieńczalnik znieczulający
Mikroskop optyczny UNICOSerie G380Histologia 
Gumy ortodontyczneTP Orthodsinics, Inc niebieskiAby pysk był otwarty 
Roztwór paraformaldehyduSigma– Aldrich158127Utrwalanie tkanek 
Paraplast Leica39601006Histologia 
Mikroskop chirurgiczny Carl Zeiss GmbH Berlin6-0 nylonowy szew
Ultra drobne strzykawki insulinowe 6 mm U-100, 0,3 mlBD326385Do wstrzykiwania roztworu znieczulającego 
Gumki uniwersalne ogólnyAby utrzymać otwarty pysk 
Stół roboczyOgólne Drewniana podstawa do podparcia myszy 
KsylazynaPorcin, PizaPreanesthetic

Bibliografia

  1. Nazir, M., et al. Global prevalence of periodontal disease and lack of its surveillance. Sci World J. 2020 (1), 2146160(2020).
  2. Tonetti, M. S., Jepsen, S., Jin, L., Otomo-Corgel, J. Impact of the global burden of periodontal diseases on health, nutrition and wellbeing of mankind: A call for global action. J Clin Periodontol. 44 (5), 456-462 (2017).
  3. Caton, J. G., et al. A new classification scheme for periodontal and peri-implant diseases and conditions - introduction and key changes from the 1999 classification. J Clin Periodontol. 45 (Suppl 20), S1-S8 (2018).
  4. Harrel, S. K., Cobb, C. M., Sottosanti, J. S., Sheldon, L. N., Rethman, M. P. Clinical decisions based on the 2018 classification of periodontal diseases. Compend Contin Educ Dent. 43 (1), 52-56 (2022).
  5. Stöhr, J., Barbaresko, J., Neuenschwander, M., Schlesinger, S. Bidirectional association between periodontal disease and diabetes mellitus: A systematic review and meta-analysis of cohort studies. Sci Rep. 11 (1), 13686(2021).
  6. Sanz, M., et al. Periodontitis and cardiovascular diseases: Consensus report. J Clin Periodontol. 47 (3), 268-288 (2020).
  7. Figuero, E., Han, Y. W., Furuichi, Y. Periodontal diseases and adverse pregnancy outcomes: Mechanisms. Periodontol 2000. 83 (1), 175-188 (2000).
  8. Jung, E., et al. The etiology of preeclampsia. Am J Obstet Gynecol. 226 (2s), S844-S866 (2022).
  9. Hajishengallis, G., Chavakis, T. Local and systemic mechanisms linking periodontal disease and inflammatory comorbidities. Nat Rev Immunol. 21 (7), 426-440 (2021).
  10. Arjunan, P., et al. Exacerbation of AMD phenotype in lasered CNV murine model by dysbiotic oral pathogens. Antioxidants. 10 (2), 309(2021).
  11. Ma, K. S., et al. Dementia and the risk of periodontitis: A population-based cohort study. J Dent Res. 101 (3), 270-277 (2022).
  12. Hajishengallis, G. Illuminating the oral microbiome and its host interactions: Animal models of disease. FEMS Microbiol Rev. 47 (3), fuad018(2023).
  13. Hajishengallis, G., Lamont, R. J., Graves, D. T. The enduring importance of animal models in understanding periodontal disease. Virulence. 6 (3), 229-235 (2015).
  14. Weinberg, M. A., Bral, M. Laboratory animal models in periodontology. J Clin Periodontol. 26 (6), 335-340 (1999).
  15. Shanbhag, S., et al. Peri-implant bone regeneration in pigs. Int J Implant Dent. 10 (1), 55(2024).
  16. Do, M. J., et al. Development of animal experimental periodontitis models. J Periodontal Implant Sci. 43 (4), 147-152 (2013).
  17. Khuda, F., Baharin, B., Anuar, N. N. M., Satimin, B. S. F., Nasruddin, N. S. Effective modalities of periodontitis induction in rat model. J Vet Dent. 41 (1), 49-57 (2024).
  18. Marchesan, J., et al. An experimental murine model to study periodontitis. Nat Protoc. 13 (10), 2247-2267 (2018).
  19. Martuscelli, G., Fiorellini, J. P., Crohin, C. C., Howell, T. H. The effect of interleukin-11 on the progression of ligature-induced periodontal disease in the beagle dog. J Periodontol. 71 (4), 573-578 (2000).
  20. Lin, P., et al. Application of ligature-induced periodontitis in mice to explore the molecular mechanism of periodontal disease. Int J Mol Sci. 22 (16), 8900(2021).
  21. Wong, R. L., et al. Comparing the healing potential of late-stage periodontitis and peri-implantitis. J Oral Implantol. 43 (6), 437-445 (2017).
  22. Chadwick, J. W., Glogauer, M. Robust ligature-induced model of murine periodontitis for the evaluation of oral neutrophils. J Vis Exp. (155), e59667(2020).
  23. De Almeida, K., et al. Identification of microRNAs expressed in an animal model of periodontal disease and their impact on pathological processes. Tissue Cell. 90, 102525(2024).
  24. Yoon, H., et al. Temporal changes of periodontal tissue pathology in a periodontitis animal model. J Periodontal Implant Sci. 53 (4), 248-258 (2023).
  25. Benzen, B. H., et al. A comparison of two models of experimental periodontitis in rats. Scand J Lab Anim Sci. 32 (2), 73-80 (2005).
  26. Franca, L. F. C., et al. Periodontitis changes renal structures by oxidative stress and lipid peroxidation. J Clin Periodontol. 44 (6), 568-576 (2017).
  27. Abe, T., Hajishengallis, G. Optimization of the ligature-induced periodontitis model in mice. J Immunol Methods. 394 (1-2), 49-54 (2013).
  28. Ortiz-Sánchez, B. J., et al. Periodontitis exacerbation during pregnancy in mice: Role of macrophage migration inhibitory factor as a key inductor. J Periodontal Res. 59 (2), 267-279 (2023).
  29. Lu, H., et al. Chronic stress accelerates ligature-induced periodontitis by suppressing glucocorticoid receptor-α signaling. Exp Mol Med. 48 (3), e223(2016).
  30. França, A. L. Q., et al. Molecular docking study and antireabsorptive activity of a semi-synthetic coumarin derivative from Platymiscium floribundum in the ligature-induced periodontitis in rats: The involvement of heme oxygenase-1. Clin Oral Investig. 26 (2), 1701-1711 (2022).
  31. Lima, M. L. S., et al. The receptor at1 appears to be important for the maintenance of bone mass, and at2 receptor function in periodontal bone loss appears to be regulated by at1 receptor. Int J Mol Sci. 22 (23), 12849(2021).
  32. Faris, A., et al. Characteristics of suture materials used in oral surgery: Systematic review. Int Dent J. 72 (3), 278-287 (2022).
  33. Nadafpour, N., Montazeri, M., Moradi, M., Ahmadzadeh, S., Etemadi, A. Bacterial colonization on different suture materials used in oral implantology: A randomized clinical trial. Front Dent. 18, 25(2021).
  34. Naghsh, N., Yaghini, J., Arab, A., Soltani, S. Comparison of the number of bacterial colonies among four types of suture threads using simple loop method following periodontal surgery in patients with periodontitis: A single-blind randomized clinical trial. Dent Res J (Isfahan). 20, 71(2023).
  35. De Castro Costa Neto, O., et al. Oral bacteria adherence to suture threads: An in vitro study. Oral Maxillofac Surg. 19 (3), 275-280 (2015).
  36. Asher, R., Chacartchi, T., Tandlich, M., Shapira, L., Polak, D. Microbial accumulation on different suture materials following oral surgery: A randomized controlled study. Clin Oral Investig. 23 (2), 559-565 (2019).
  37. Banche, G., et al. Microbial adherence on various intraoral suture materials in patients undergoing dental surgery. J Oral Maxillofac Surg. 65 (8), 1503-1507 (2007).
  38. Kaur Randhawa, R., et al. Assessment of the mechanical properties of different suture materials for oral surgery: An in vitro tensile strength study. Cureus. 16 (8), e65952(2024).
  39. Liu, Y., et al. Using inducible osteoblastic lineage-specific stat3 knockout mice to study alveolar bone remodeling during orthodontic tooth movement. J Vis Exp. (197), e65613(2023).
  40. Wang, S. K., et al. Itgb6 loss-of-function mutations cause autosomal recessive amelogenesis imperfecta. Hum Mol Genet. 23 (8), 2157-2163 (2014).
  41. Sadeghipour, A., Babaheidarian, P. Making formalin-fixed, paraffin-embedded blocks. Methods Mol Biol. 1897, 253-268 (2019).
  42. Semenoff, T. A., et al. Histometric analysis of ligature-induced periodontitis in rats: A comparison of histological section planes. J Appl Oral Sci. 16 (4), 251-256 (2008).
  43. Oz, H. S., Puleo, D. A. Animal models for periodontal disease. J Biomed Biotechnol. 2011, 754857(2011).
  44. Zhao, P., Xu, A., Leung, W. K. Obesity, bone loss, and periodontitis: The interlink. Biomolecules. 12 (7), 865(2022).
  45. Graves, D. T., Corrêa, J. D., Silva, T. A. The oral microbiota is modified by systemic diseases. J Dent Res. 98 (2), 148-156 (2019).
  46. Yoshimi, K., Mashimo, T. Application of genome editing technologies in rats for human disease models. J Hum Genet. 63 (2), 115-123 (2018).
  47. Vandamme, T. F. Rodent models for human diseases. Eur J Pharmacol. 759, 84-89 (2015).
  48. Liberman, D. N., Pilau, R. M., Orlandini, L. F., Gaio, E. J., Rösing, C. K. Comparison of two methods for alveolar bone loss measurement in an experimental periodontal disease model in rats. Braz Oral Res. 25 (1), 80-84 (2011).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Mysi model zapalenia przyz biachoroba przyz biazapalenie przyz bia indukowane ligaturtworzenie biofilmuanaliza histologicznautrata przyczepuutrata ko ci jamki z bopodcie owejodpowied zapalnachirurgia jamy ustnej myszy

Powiązane artykuły