Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł badawczy

Zwiększona fotosynteza i efektywność wykorzystania wody w transgenicznej trzcinie cukrowej wykazującej ekspresję Arabidopsis DREB1A w warunkach stresu związanego z suszą

735 wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/67861

⸱

3 października 2025

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Agricultural Biotechnology Division, National Institute for Biotechnology and Genetic Engineering College, Pakistan Institute of Engineering and Applied Sciences (NIBGE-C, PIEAS), 2National Agricultural Research Center (NARC), 3Faculty of Agriculture and Veterinary Sciences, Superior University, 4Department of Laboratory & Blood Bank, Dr. Sulaiman Al Habib Medical Group, Qassim 51431, Saudi Arabia, 5Department of Horticulture, Faculty of Agriculture, University of the Punjab, 6Department of Biology, College of Science, Princess Nourah bint Abdulrahman University, P.O. Box 84428, Riyadh 11671, Saudi Arabia, 7Institute of Molecular Biology and Biotechnology (IMBB), The University of Lahore, 8School of Life Sciences, Nantong University

W tym artykule

Podsumowanie

Badanie to ocenia tolerancję na suszę za pośrednictwem Arabidopsis DREB1A w transgenicznej trzcinie cukrowej. Pod wpływem stresu zaobserwowano zwiększoną fotosyntezę, efektywność wykorzystania wody i akumulację biomasy. DR-21 wykazywał najwyższą ekspresję DREB1A , poprawiając odporność na suszę. Odkrycia dostarczają informacji na temat mechanizmów molekularnych i oferują potencjalną strategię rozwoju odpornych na zmiany klimatu odmian trzciny cukrowej w regionach o ograniczonym dostępie do wody.

Streszczenie

Stres związany z suszą stanowi krytyczne ograniczenie produktywności trzciny cukrowej, co wymaga opracowania odmian odpornych na stres dla zrównoważonego rolnictwa. Niniejsze badanie miało na celu zwiększenie tolerancji na suszę w trzcinie cukrowej poprzez wprowadzenie genu DREB1A Arabidopsis pod kontrolą indukowanego stresem promotora rd29A . Transgeniczne linie trzciny cukrowej zostały wygenerowane w wyniku transformacji za pośrednictwem bombardowania cząstkami, a następnie ocenione za pomocą ocen molekularnych, fizjologicznych i agronomicznych w warunkach kontrolowanej i stresu związanego z suszą.

Analiza molekularna potwierdziła stabilną integrację transgenu, przy czym linie transgeniczne wykazują do 10-krotnego wzrostu ekspresji DREB1A w porównaniu z roślinami typu dzikiego. Oceny fizjologiczne wykazały, że w warunkach stresu suszy przy 60% pojemności pola (FC) linie transgeniczne utrzymywały tempo fotosyntezy (PN) o 224-270% wyższe, przewodnictwo szparkowe (gs) wzrosło o 84-167%, a względna zawartość wody (RWC) wzrosła o 25-31% w porównaniu z kontrolami nietransgenicznymi. Co więcej, liście transgenicznej trzciny cukrowej wykazywały lepszą regulację osmotyczną i efektywność wykorzystania wody. Oceny agronomiczne wykazały ponadto znaczną poprawę wzrostu i produktywności roślin. W warunkach stresu suszy (60% FC) linie transgeniczne wykazywały o 76-109% większą wysokość trzciny, przy średnicy trzciny o 71-86% większej. Biomasa pędów wzrosła o 39-87%, a biomasa korzeni wzrosła o 65-103%.

Dodatkowo, procent Brixa, wskazujący na akumulację sacharozy, wzrósł o 36-55% w roślinach transgenicznych przy 60% FC. Odkrycia te wskazują na silną korelację między ekspresją DREB1A , zwiększoną odpornością fizjologiczną i poprawą wydajności agronomicznej w warunkach suszy. Zdolność transgenicznej trzciny cukrowej wyrażającej DREB1A do utrzymywania wyższej aktywności fotosyntetycznej, doskonałej efektywności wykorzystania wody i zwiększonej akumulacji biomasy podkreśla jej potencjał jako strategii genetycznej w zakresie rozwoju odmian trzciny cukrowej odpornych na suszę. Badanie to dostarcza nowych informacji na temat mechanizmów molekularnych leżących u podstaw tolerancji na suszę i stanowi obiecujące podejście do zapewnienia zrównoważonej uprawy trzciny cukrowej w regionach ubogich w wodę.

Wprowadzenie

Trzcina cukrowa (Saccharum officinarum L.) jest drugą co do wielkości uprawą dochodową w Pakistanie, uprawianą głównie ze względu na wysoką zawartość sacharozy. Jednak optymalna produkcja jest rzadko osiągana ze względu na okresowe niedobory wody 1,2. Należy do rodziny traw Poaceae i jest zgrupowany w kladzie PACCAD z podrodziny Panicoideae3. Członkowie tego kladu są często określani jako trawy ciepłotrwałe i wykazują system fotosyntezy C4 4. Podstawowym sposobem wiązania CO2 w trzcinie cukrowej jest fotosynteza C4 z minimalnym fotooddychaniem5. Trawy C4, takie jak trzcina cukrowa, mogą wiązać więcej CO2 niż trawy C3, wytwarzając wyższy poziom sacharozy i wykazując lepszą efektywność wykorzystania azotu (NUE) i efektywność zużycia wody (WUE)6,7,8. Jednak wymagania dotyczące wilgotności gleby dla trzciny cukrowej są dość wysokie 9,10,11.

Ze względu na zmieniający się klimat i ograniczoną dostępność wody, produkcja wysokowydajnych, odpornych na stres wodny odmian trzciny cukrowej ma kluczowe znaczenie 12,13,14. Tolerancja roślin na stres wodny to cecha wielogenowa, na którą wpływa intensywność, czas i czas trwania stresu. Ze względu na położenie geograficzne Pakistanu (30,3753° N, 69,3451° E) konwencjonalne praktyki hodowlane nie są możliwe ze względu na niskie kwitnienie i żywotność pyłku15. W związku z tym doskonalenie odmian poprzez tradycyjną hodowlę zależy od zmienności genetycznej i późniejszej selekcji pożądanych cech agronomicznych16. W tym kontekście, transformacja genów związanych ze stresem za pomocą inżynierii genetycznej jest jednym z najbardziej obiecujących alternatywnych podejść do poprawy tolerancji roślin na stres 17,18,19.

Abiotyczne reakcje na stres w roślinach są regulowane przez wiele rodzin czynników transkrypcyjnych (TF) i elementy cis-działające, w tym WRKY, MYB, bHLH, ERF i NAC. Te TF regulują sieci w regulacji osmotycznej, wymiataniu reaktywnych form tlenu (ROS), regulacji aparatów szparkowych i szlakach sygnalizacji stresu 20,21,22,23,24,25,26. Na przykład TF WRKY modulują sygnalizację stresu za pośrednictwem szlaków zależnych od ABA, podczas gdy białka MYB regulują biosyntezę flawonoidów i funkcję aparatów szparkowych w warunkach stresu suszy27. Podobnie czynniki bHLH i ERF oddziałują z sygnalizacją etylenu, zwiększając w ten sposób odporność na suszę28. Biorąc pod uwagę złożoność reakcji na stres, skupienie się na kluczowych regulatorach, takich jak DREB1A, jest obiecującą strategią zwiększania tolerancji na suszę.

W tym badaniu zbadaliśmy rolę ArabidopsisDREB1A w transgenicznej trzcinie cukrowej, koncentrując się na jej wpływie na fotosyntezę, stosunki wodne i cechy plonowania w warunkach stresu wodnego. Rola białek wiążących DRE (DREB) w modulowaniu tolerancji stresu wodnego została opisana wcześniej 27,29,30. Na przykład Kasuga i wsp. zaobserwowali, że DREB pozytywnie reguluje ekspresję sekwencji DRE u Arabidopsis thaliana31. Co więcej, wielu badaczy sugerowało, że transgeniczna trzcina cukrowa z nadekspresją DREB1A wykazuje konstytutywną ekspresję genów indukowanych stresem i wyższy poziom cukru niż trzcina cukrowa typu dzikiego 17,28,32,33.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Generacja rd29A: wektor wyrażenia DREB1A (rysunek 1)
Pełnowymiarowa otwarta ramka odczytu DREB1A (ORF, 651 pz) amplifikowano z cDNA Arabidopsis thaliana L. przy użyciu starterów specyficznych dla genów zawierających miejsca restrykcyjne BamHI i EcoRI: forward 5/-GGC GGATCCATGAACTCATTTTCTGCT-3/ i reverse 5/-GGCGAATTCTTAATAACTCCATAACGA-3/. Podobnie, promotor rd29A (499 pz) amplifikowano z genomowego DNA Arabidopsis przy użyciu starterów zawierających miejsca KpnI i BamHI: forward 5/-GCGGGTACCCCTATTAGAACGATTAAGGAG-3/ i reverse 5/-GGCGGATCCGGTGGTTCCTCTGTTTGATCC-3/. Reakcje PCR przeprowadzono w objętości 25 μL zawierającej 2,5 μL 10x buforu PCR, 1,5 mM MgCl2, 0,2 mM każdego dNTP, 0,4 μM każdego startera, 1 U polimerazy Taq DNA i 1 μL matrycy DNA (około 100 ng dla genomowego DNA lub 50 ng dla cDNA), z wodą wolną od nukleaz dodaną do końcowej objętości. Warunki amplifikacji zarówno dla fragmentów promotora DREB1A, jak i rd29A były następujące: początkowa denaturacja w temperaturze 95 °C przez 3 minuty; 35 cykli denaturacji w temperaturze 95 °C przez 30 s, wyżarzania w temperaturze 58 °C przez 30 s i przedłużania w temperaturze 72 °C przez 1 minutę; następnie końcowe przedłużenie w temperaturze 72 °C przez 7 min. Wzmocnione produkty zostały rozwiązane na 0,7% żelu agarozowym i oczyszczone żelem za pomocą zestawu do ekstrakcji żelu zgodnie z protokołem producenta.

Amplifikowane produkty PCR promotora DREB1A i rd29A sklonowano do wektora klonującego, pTZ57R/T, przy użyciu klonowania TA, a produkty poddano sekwencjonowaniu Sangera w celu potwierdzenia. Sekwencja DREB1A (nr akcesyjny. AM992886) został przesłany do GenBank (promotor rd29A został wstawiony do miejsc KpnI i BamHI, a sekwencja kodująca DREB1A została wstawiona dalej do lokalizacji BamHI i EcoRI, zastępując w ten sposób oryginalny promotor 2x35S i umieszczając DREB1A pod kontrolą rd29A. Końcowa kaseta (rd29A::DREB1A::CamV) została wycięta przy użyciu KpnIi EcoRV i sklonowana do regionu T-DNA wektora binarnego pGA482 w celu wygenerowania konstruktu używanego do transformacji roślin (Rysunek 1). Po wstępnym sekwencjonowaniu metodą Sangera w celu walidacji sklonowanych produktów nie przeprowadzono dalszej weryfikacji sekwencjonowania.

Analiza sekwencji genów
Korzystając z referencyjnego narzędzia bioinformatycznego, przeprowadzono analizę filogenetyczną sekwencji białek AtDREB1A i DREB1 z 13 różnych gatunków roślin dwuliściennych i jednoliściennych i porównano je metodą łączenia sąsiadów. Sekwencje aminokwasów pobrano z Phytozome (http://phytozome.jgi.doe.gov/pz/portal.html) i GenBank (http://www.ncbi.nlm.nih.gov/genbank/). Analizę wyrównania wielu sekwencji przeprowadzono za pomocą programu online Clustal Omega. Po uzyskaniu niezbędnych sekwencji z Phytozome i GenBank nie jest już konieczne pobieranie sekwencji.

Przygotowanie eksplantatów i pistoletu do indukcji kalusa20,34
Odmiana trzciny cukrowej została wyhodowana na polu doświadczalnym w NIBGE w Fajsalabadzie. Po 6 miesiącach górna część zdrowej trzciny została wycięta w celu odzyskania obszaru wierzchołkowego, który został przycięty do końcowego pąka. W sterylnych warunkach zwoje liściowe zostały obrane na cylindryczne segmenty o średnicy ~5 mm i wysterylizowane powierzchniowo 70% etanolem. Z obszaru bezpośrednio nad merystemem wierzchołkowym przygotowano około 10-15 dysków wierzchołkowych (o wielkości ~3 mm) na jedną łodygę. Krążki hodowano na pożywce do indukcji kalusa (CIM), jak opisano wcześniej 1,20,34. Po 4-6 tygodniach powstałe w ten sposób embriogenne Calli poddano subhodowli na świeżym CIM w celu dalszej proliferacji. UWAGA: Użycie 70% etanolu do dezynfekcji powierzchni uznano za wystarczające i nie były wymagane żadne dodatkowe etapy sterylizacji.

Transformacja genetyczna rd29A: DREB1A w trzcinie cukrowej za pomocą Gene Gun20,34
Namnażający się kalus embriogenny został umieszczony w środku płytki Petriego zawierającej CIM. Po 3 dniach kali zostały zbombardowane pokrytym złotem, wyrażalnym dla roślin wektorem binarnym, pGA482, zawierającym rd29A: DREB1A, przy użyciu pistoletu PDS-1000/He Biolistic opisanego szczegółowo34. Po bombardowaniu, małe porcje kalii hodowano na CIM przez 3 dni i umieszczano w ciemności w temperaturze 26 ± 2 oC. Następnie kalusy hodowano na pożywce selekcyjnej kalusa (CSM) zawierającej 60 mg/l genetycyny, subkulturowano na CSM co 10 dni i umieszczano w ciemności w temperaturze 26 ± 2 oC.

Po 30 dniach zdrowe kalie hodowano na pożywce selekcyjnej do regeneracji (RSM) zawierającej 60 mg/l antybiotyku, aby uzyskać pędy. Płytki umieszczono w pomieszczeniu do wzrostu na 4 tygodnie w kontrolowanej temperaturze (26 ± 2 °C), 16 godzinach/8 godzinach światła światło/ciemność, natężeniu światła 500 μmol m-2 s-1 i kontrolowanej wilgotności35. Zregenerowane pędy zdrowotne wyhodowano na pożywce selekcyjnej ukorzeniającej (RtSM) zawierającej antybiotyk 60 mg/L w szklanych słoikach i umieszczono w pomieszczeniu do wzrostu w wyżej wymienionych warunkach. Po 4-6 tygodniach przypuszczalne transformanty przeniesiono do małych plastikowych doniczek zawierających wysterylizowaną piaszczystą glebę i umieszczono w pomieszczeniu do wzrostu w wyżej wymienionych warunkach. Nie jest już wymagane podhodowla na pożywce selekcyjnej kalusa (CSM) dłużej niż 10 dni.

Molekularne potwierdzenie transgenicznych roślin trzciny cukrowej
Jak opisano wcześniej, genomowe DNA wyizolowano z młodych liści przypuszczalnych transgenicznych sadzonek trzciny cukrowej przy użyciu metody ekstrakcji CTAB36. Jakość i stężenie DNA oceniano za pomocą spektrofotometru NanoDrop i elektroforezy w żelu agarozowym. Amplifikację PCR selekcyjnego genu markerowego nptII (750 pz) i transgenu DREB1A (651 pz) przeprowadzono przy użyciu starterów specyficznych dla genu wymienionych w tabeli 1. Każda 25 μl reakcji PCR zawierała 1x bufor PCR, 2,5 mM MgCl₂, 0,2 mM dNTP każdy, 0,4 μM każdego startera, 1 U polimerazy Taq DNA, ~100 ng genomowego DNA i wodę dejonizowaną do objętości. Reakcje prowadzono w termocyklerze w następujących warunkach: wstępna denaturacja w temperaturze 95 °C przez 3 minuty; 35 cykli w temperaturze 94 °C przez 30 s, 58 °C przez 30 s, 72 °C przez 45 s; następnie końcowe przedłużenie w temperaturze 72 °C przez 5 minut. Produkty PCR rozpuszczono na 1% żelu agarozowym i zwizualizowano w świetle UV w celu potwierdzenia amplifikacji. Sadzonki transgeniczne z dodatnim wynikiem PCR (T 0) przeniesiono następnie do dużych glinianych doniczek i utwardzono w kontrolowanym środowisku szklarniowym aż do osiągnięcia dojrzałości. Po osiągnięciu dojrzałości segmenty trzciny z pięciu losowo wybranych zdarzeń T₁ potwierdzonych przez PCR posadzono i rozmnażano na mikropoletkach przez 12 miesięcy, aby wygenerować wystarczającą ilość zestawów klonalnych do eksperymentu ze stresem suszy. UWAGA: Po potwierdzeniu genów nptII i DREB1A nie wykonywano dodatkowych amplifikacji PCR.

Badanie ekspresji DREB1A
Względną ekspresję DREB1A w zestresowanych liściach transgenicznych i nietransgenicznych roślin trzciny cukrowej określono ilościowo za pomocą PCR w czasie rzeczywistym (qPCR). Całkowite RNA wyizolowano z ~100 mg tkanki liścia za pomocą odczynnika ekstrakcyjnego zgodnie z protokołem producenta. Jakość RNA zweryfikowano za pomocą elektroforezy w żelu agarozowym i oznaczono ilościowo za pomocą spektrofotometru. Dla każdej próbki 2 μg RNA poddano odwrotnej transkrypcji przy użyciu zestawu do syntezy cDNA zgodnie z instrukcjami dostawcy, ze starterami oligo(dT).

Otrzymany cDNA wykorzystano jako matrycę do amplifikacji 188 pz DREB1A przy użyciu starterów specyficznych dla genu: forward 5'-ACAGAGTTCGTCGGAGA-3' i reverse 5'-GAGTCTCCAAGCCGAGGAGTCAG-3'. Każda 25 μL reakcji qPCR zawierała 12,5 μL 2x SYBR Green qPCR Master Mix, 0,4 μM każdego startera, 2 μL rozcieńczonego cDNA (~100 ng matrycy) i wodę wolną od nukleaz, aby doprowadzić objętość do 25 μL. Reakcje przeprowadzono w trzech egzemplarzach na termocyklerze przy użyciu następującego programu: początkowa denaturacja w temperaturze 95 °C przez 5 minut, następnie 40 cykli w temperaturze 95 °C przez 30 s, 56 °C przez 30 s i 72 °C przez 30 s, z końcowym przedłużeniem w temperaturze 72 °C przez 10 minut.

Aby potwierdzić skuteczność i liniowość reakcji qPCR, początkowo wygenerowano krzywą wzorcową przy użyciu 10-krotnych seryjnych rozcieńczeń plazmidowego DNA zawierającego sklonowany fragment DREB1A . Jednak w przypadku analizy ekspresji względną kwantyfikację przeprowadzono przy użyciu metody 2−ΔΔCt 37. Gen aktyny służył jako endogenne odniesienie, a poziom ekspresji DREB1A w każdej linii transgenicznej został znormalizowany do poziomu kontroli typu dzikiego. Wszystkie wartości Ct zostały zebrane przy użyciu automatycznych ustawień linii bazowej i progowej zalecanych przez oprogramowanie urządzenia. Zaakceptowano jedynie krzywe topnienia z pojedynczymi, ostrymi pikami, potwierdzającymi specyficzność. Wysokiej jakości, niezdegradowane RNA było niezbędne do dokładnej kwantyfikacji. Nieczyste lub zdegradowane próbki RNA zostały wykluczone, aby uniknąć pogorszenia wiarygodności syntezy cDNA i dalszej analizy ekspresji genów.

Badanie zmian w trzcinie cukrowej za pośrednictwem DREB1A: eksperyment stresu wodnego20,34
Po 1 roku wysiano trzy powtórzenia pięciu segmentów trzciny (dwa węzły/segment) roślin transgenicznych i nietransgenicznych (typu dzikiego) na głębokości 5 cm w glinianych doniczkach zawierających 18 kg gleby (ECe 1,34; SAR 2.72; pH 7,8). Zastosowano trzy reżimy stresu wodnego: 100, 80 i 60% FC (tabela 2). Aktywność fotosyntetyczną trzciny cukrowej (P, N, E i gs) oraz stosunki wodne roślin (Ψw, Ψs i RWC) badano po 12 miesiącach. Nie zmieniaj ustalonych reżimów wodnych, ponieważ wpłynie to na konsystencję zabiegów.

Oznaczanie aktywności fotosyntetycznej
Po 180 dniach stresu wodnego, parametry wymiany gazowej - szybkość fotosyntezy (PN), szybkość transpiracji (E) i przewodnictwo szparkowe (g s) - zostały zmierzone zarówno w roślinach trzciny cukrowej transgenicznej, jak i dzikich przy użyciu przenośnego ręcznego systemu fotosyntezy. Pomiary wykonano między godziną 09:00 a 11:00 przy użyciu trzeciego, w pełni rozwiniętego liścia z wierzchołka każdej rośliny. Wybrane skrzydło zostało delikatnie włożone do wbudowanej przezroczystej komory skrzydła (obszar zacisku 3cm2), zapewniając pełny kontakt bez zagnieceń i przeszkód. Warunki otoczenia były rejestrowane w czasie rzeczywistym przez system, a natężenie światła było utrzymywane na poziomie około 1000 μmol m-2 s-1 w naturalnym świetle słonecznym. Urządzenie pozostawiono do zrównoważenia przez 30-60 s, aż do uzyskania odczytów w stanie ustalonym dla asymilacji CO2 i wymiany pary wodnej. Wewnętrzne czujniki przyrządu automatycznie rejestrowały temperaturę liści, wilgotność względną i stężenie CO2 w otoczeniu. Dla każdego genotypu i leczenia pomiary powtórzono na co najmniej trzech biologicznie niezależnych roślinach, a dane przechowywano wewnętrznie, a następnie eksportowano do analizy. Dołożono wszelkich starań, aby utrzymać spójne warunki środowiskowe we wszystkich powtórzeniach, aby zapewnić wiarygodność danych.

Oznaczanie potencjału wodnego liści i potencjału osmotycznego
Potencjał wodny (Ψw) trzeciego, w pełni rozwiniętego liścia od wierzchołka roślin określono za pomocą komory ciśnieniowej typu Scholandera. Liście następnie zamrożono w temperaturze -20 oC w probówkach o pojemności 1,5 ml, a sok komórkowy uzyskany z zamrożonych liści wykorzystano do analizy potencjału osmotycznego (Ψs) za pomocą osmometru.

Oznaczanie względnej zawartości wody w liściach
Szczegółowo zbadano zawartość wody w liściach roślin transgenicznych i dziko rosnących. Zmierzono świeżą masę liści, a liście zanurzono na noc w wodzie destylowanej. Następnie rejestrowano masę jędrną liści, natomiast suchą masę określano przez inkubację liści w temperaturze 70 °C przez 72 godziny. Leaf RWC obliczono przy użyciu następującego wzoru:

figure-protocol-1
UWAGA: Aby dokładnie przeanalizować potencjał osmotyczny za pomocą osmometru, liście należy zamrozić w temperaturze -20 °C po określeniu potencjału wodnego.

Atrybuty plonu
Cechy plonu trzciny cukrowej mierzono na etapie zbioru, takie jak wysokość trzciny cukrowej (cm), średnica, liczba pędów nadających się do zmielenia, stopień brixa (%) oraz biomasa pędów i korzeni.

Analizy statystyczne
Eksperymenty terenowe (kontrolowane za pomocą ogrodzenia) przeprowadzono przy użyciu układu Randomized Complete Block Design z trzema powtórzeniami na zabieg (pięć roślin na powtórzenie; n = 15). Przeprowadzono dwukierunkową analizę wariancji w celu przeanalizowania zmian różnych cech agronomicznych i fizjologicznych na poziomie istotności P ≤ 0,05.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Charakterystyka molekularna linii transgenicznych trzciny cukrowej
Kaseta ekspresyjna rd29A: DREB1A została skonstruowana i sklonowana w wektorze binarnym pGA482 z ekspresją roślin (ryc. 1), który następnie przekształcono w genom trzciny cukrowej przy użyciu techniki transformacji za pośrednictwem biolistyki i pomyślnie opracowano transgeniczne sadzonki trzciny cukrowej, jak opisano (ryc. 2). Obecność transgenów w liniach trzciny cuk...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Rozwijanie tolerancji roślin na stres wodny ma kluczowe znaczenie ze względu na trwającą ekspansję regionów podatnych na suszę na całym świecie. Jako potencjalnie wykonalne podejście biotechnologiczne zbadaliśmy rolę DREB1A w tolerancji stresu wodnego w transgenicznych liniach trzciny cukrowej. Wcześniejsze badania wykazały rolę czynnika transkrypcyjnego DREB1A w indukowaniu ekspresji wielu genów, które nadają tolerancję na stres abiotyczny 28,38,39,40,41.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają do zadeklarowania konfliktu interesów.

Podziękowania

Naukowcy z Uniwersytetu Princess Nourah bint Abdulrahman wspierają projekt numer (PNURSP2025R39), Uniwersytet Księżniczki Nourah bint Abdulrahman, Rijad, Arabia Saudyjska.

DOSTĘPNOŚĆ DANYCH:
Wszystkie dane znajdują się w tym artykule.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Wektor klonowania, pTZ57R/TFermentas, Wilno, Litwa
Analizator wymiany gazowej na podczerwieńBio-Rad, Kalifornia, Stany Zjednoczone
OsmometrBio-Rad, Kalifornia, Stany Zjednoczone
Maszyna do PCRBio-Rad, Kalifornia, Stany Zjednoczone
PDS-1000/He Pistolet biologicznyThermoFisher Sceintific Inc, Stany Zjednoczone
PCR w czasie rzeczywistymThermoFisher Sceintific Inc, Stany Zjednoczone
Zestaw do syntezy cDNA RevertAidCI-340, CID Bio-Science, Inc., Stany Zjednoczone
Studzienka ciśnieniowa typu ScholanderSkye instruments, Llandrindod Wells, Birmingham, Wielka Brytania
Odczynnik TRIzolWescor-5500, Logan, Utah, Stany Zjednoczone

Bibliografia

  1. Ali, S., et al. Climate change and its impact on the yield of major food crops: evidence from Pakistan. Foods. 6 (6), 39(2017).
  2. Farooq, N., Gheewala, S. H. Water use and deprivation potential for sugarcane cultivation in Pakistan. Journal of Sustainable Energy & Environment. 10, 33-93 (2019).
  3. Grass Phylogeny Working Group. Phylogeny and subfamilial classification of the grasses (Poaceae). Ann Mo Bot Gard. 88 (3), 373-457 (2001).
  4. Gibson, D. Grasses and grassland ecology. , Oxford University Press. New York. (2009).
  5. CarmoSilva, A. E., Powers, S. J., Keys, A. J., Arrabaça, M. C., Parry, M. A. Photorespiration in C grasses remains slow under drought conditions. Plant Cell Environ. 31 (7), 925-940 (2008).
  6. Pinto, H., Powell, J. R., Sharwood, R. E., Tissue, D. T., Ghannoum, O. Variations in nitrogen use efficiency reflect the biochemical subtype while variations in water use efficiency reflect the evolutionary lineage of C4 grasses at interglacial CO2. Plant Cell Environ. 39 (3), 514-526 (2016).
  7. Jobe, T. O., Zenzen, I., Rahimzadeh Karvansara, P., Kopriva, S. Integration of sulfate assimilation with carbon and nitrogen metabolism in transition from C3 to C4 photosynthesis. J Exp Bot. 70 (16), 4211-4221 (2019).
  8. Ye, Z. P., et al. Quantifying light response of leafscale wateruse efficiency and its interrelationships with photosynthesis and stomatal conductance in C3 and C4 species. Front Plant Sci. 11, 374(2020).
  9. Dingre, S., Gorantiwar, S. Determination of the water requirement and crop coefficient values of sugarcane by field waterbalance method in a semiarid region. Agric Water Manag. 232, 106042(2020).
  10. Hess, T. M., et al. A sweet deal? Sugarcane, water and agricultural transformation in subSaharan Africa. Global Environmental Change. 39, 181-194 (2016).
  11. Tammisola, J. Towards much more efficient biofuel crops-can sugarcane pave the way. GM Crops. 1 (4), 181-198 (2010).
  12. Pissolato, M. D., et al. Enhanced nitric oxide synthesis through nitrate supply improves drought tolerance of sugarcane plants. Front Plant Sci. 11, 970(2020).
  13. Diniz, C. A., et al. RB0442drought tolerant sugarcane cultivar. Crop Breed Appl Biotechnol. 19 (4), 466-470 (2019).
  14. Deng, Q., Dou, Z., Chen, J., Wang, K., Shen, W. Drought tolerance evaluation of intergeneric hybrids of BC3F1 lines of Saccharum officinarum × Erianthus arundinaceus. Euphytica. 215 (12), 1-13 (2019).
  15. Shahid, M., Khan, F., Saeed, A., Fareed, I. Variability of red rotresistant somaclones of sugarcane genotype S97US297 assessed by RAPD and SSR. Genet Mol Res. 10 (3), 1831-1849 (2011).
  16. Khan, M. A., et al. Evaluation of new sugarcane genotypes developed through fuzz: correlation of cane yield and yield components. Pakistan J Applied Sci. 3 (4), 270-273 (2003).
  17. De Paiva Rolla, A. A., et al. Phenotyping soybean plants transformed with RD29A:AtDREB1A for drought tolerance in the greenhouse and field. Transgenic Res. 23 (1), 75-87 (2014).
  18. Bihmidine, S., et al. Activity of the Arabidopsis RD29A and RD29B promoter elements in soybean under water stress. Planta. 237 (1), 55-64 (2013).
  19. Chaves, M., Davies, B. Drought effects and water use efficiency: improving crop production in dry environments. Funct Plant Biol. 37 (2), iii-vi (2010).
  20. Raza, G., et al. Overexpression of an H+PPase gene from Arabidopsis in sugarcane improves drought tolerance, plant growth and photosynthetic responses. Turkish J Biol. 40 (1), 109-119 (2016).
  21. Augustine, S. M., et al. Overexpression of EaDREB2 and pyramiding of EaDREB2 with the pea DNA helicase gene (PDH45) enhance drought and salinity tolerance in sugarcane (Saccharum spp. hybrid). Plant Cell Rep. 34 (2), 247-263 (2015).
  22. Reis, R. R., et al. Induced overexpression of AtDREB2ACA improves drought tolerance in sugarcane. Plant Sci. 221 - 222, 59-68 (2014).
  23. Molinari, H. B. C., et al. Evaluation of the stressinducible production of proline in transgenic sugarcane (Saccharum spp.): osmotic adjustment, chlorophyll fluorescence and oxidative stress. Physiologia Plantarum. 130 (2), 218-229 (2007).
  24. Zhang, S. Z., et al. Expression of the Grifola frondosa trehalose synthase gene and improvement of droughttolerance in sugarcane (Saccharum officinarum L.). J Integr Plant Biol. 48 (4), 453-459 (2006).
  25. Iwasaki, T. The dehydrationinducible RD17 (COR47) gene and its promoter region in Arabidopsis thaliana (accession no. AB004872). Plant Physiol. 115, 1287(1997).
  26. YamaguchiShinozaki, K., Shinozaki, K. A novel cisacting element in an Arabidopsis gene is involved in responsiveness to drought, lowtemperature or highsalt stress. Plant Cell. 6 (2), 251-264 (1994).
  27. Li, X., et al. Heterologous expression of the Arabidopsis DREB1A/CBF3 gene enhances drought and freezing tolerance in transgenic Lolium perenne plants. Plant Biotechnol Rep. 5, 61-69 (2011).
  28. Saint Pierre, C., Crossa, J. L., Bonnett, D., YamaguchiShinozaki, K., Reynolds, M. P. Phenotyping transgenic wheat for drought resistance. J Exp Botany. 63 (5), 1799-1808 (2012).
  29. Qin, F., et al. Regulation and functional analysis of ZmDREB2A in response to drought and heat stresses in Zea mays L. Plant J. 50 (1), 54-69 (2007).
  30. Shinozaki, K., YamaguchiShinozaki, K. Molecular responses to drought and cold stress. Curr Opin Biotechnol. 7 (2), 161-167 (1996).
  31. Kasuga, M., Liu, Q., Miura, S., YamaguchiShinozaki, K., Shinozaki, K. Improving plant drought, salt and freezing tolerance by gene transfer of a single stressinducible transcription factor. Nat Biotechnol. 17 (3), 287-291 (1999).
  32. Morran, S., et al. Improvement of stress tolerance of wheat and barley by modulation of expression of DREB/CBF factors. Plant Biotechnol J. 9 (2), 230-249 (2011).
  33. Liu, Q., et al. Two transcription factors, DREB1 and DREB2, with an EREBP/AP2 DNAbinding domain separate two cellular signal transduction pathways in drought and lowtemperatureresponsive gene expression, respectively, in Arabidopsis. Plant Cell. 10 (8), 1391-1406 (1998).
  34. Raza, G. Engineering drought tolerance in sugarcane (Saccharum officinarum L.). , QuaidiAzam University. Islamabad, Pakistan. (2013).
  35. Basso, M. F., et al. Improved genetic transformation of sugarcane (Saccharum spp.) embryogenic callus mediated by Agrobacterium tumefaciens. Curr Protoc Plant Biol. 2 (3), 221-239 (2017).
  36. Richards, E., Reichardt, M., Rogers, S. Preparation of genomic DNA from plant tissue. Curr Protoc Mol Biol. 27 (1), 2.3.1-2.3.7 (1994).
  37. Livak, K. J., Schmittgen, T. D. Analysis of relative gene expression data using realtime quantitative PCR and the 2^-ΔΔCT method. Methods. 25 (4), 402-408 (2001).
  38. Blum, A. Drought resistance, wateruse efficiency and yield potential-are they compatible, dissonant or mutually exclusive. Australian J Agricultural Res. 56 (11), 1159-1168 (2005).
  39. Pinto, R. S., et al. Heat and drought adaptive QTL in a wheat population designed to minimize confounding agronomic effects. Theor Appl Genet. 121 (6), 1001-1021 (2010).
  40. Li, T., et al. a DREBbinding transcription factor from Daucus carota, enhances drought tolerance in transgenic Arabidopsis thaliana and modulates lignin levels by regulating ligninbiosynthesisrelated genes. Environ Exp Bot. 169, 103896(2020).
  41. Nie, J., et al. The AP2/ERF transcription factor CmERF053 of Chrysanthemum positively regulates shoot branching, lateral root and drought tolerance. Plant Cell Rep. 37, 1049-1060 (2018).
  42. Kasuga, M., Miura, S., Shinozaki, K., YamaguchiShinozaki, K. A combination of the Arabidopsis DREB1A gene and stressinducible RD29A promoter improved drought and lowtemperature stress tolerance in tobacco by gene transfer. Plant Cell Physiol. 45 (3), 346-350 (2004).
  43. Datta, K., et al. Overexpression of Arabidopsis and rice stressgeneinducible transcription factors confers drought and salinity tolerance to rice. Plant Biotechnol J. 10 (5), 579-586 (2012).
  44. Ravikumar, G., et al. Stressinducible expression of AtDREB1A transcription factor greatly improves drought stress tolerance in transgenic indica rice. Transgenic Res. 23 (3), 421-439 (2014).
  45. BhatnagarMathur, P., et al. Stressinducible expression of AtDREB1A in transgenic peanut (Arachis hypogaea L.) increases transpiration efficiency under waterlimiting conditions. Plant Cell Rep. 26, 2071-2082 (2007).
  46. Qin, F., et al. Cloning and functional analysis of a novel DREB1/CBF transcription factor involved in coldresponsive gene expression in Zea mays L. Plant Cell Physiol. 45 (8), 1042-1052 (2004).
  47. Pellegrineschi, A., et al. Stressinduced expression in wheat of the Arabidopsis thaliana DREB1A gene delays water stress symptoms under greenhouse conditions. Genome. 47 (3), 493-500 (2004).
  48. Li, X. P., et al. Soybean DREbinding transcription factors that are responsive to abiotic stresses. Theor Appl Genetics. 110, 1355-1362 (2005).
  49. Gao, S. Q., et al. A cotton (Gossypium hirsutum) DREbinding transcription factor gene, GhDREB, confers enhanced tolerance to drought, high salt and freezing stresses in transgenic wheat. Plant Cell Rep. 28, 301-311 (2009).
  50. Dubouzet, J. G., et al. OsDREB genes in rice (Oryza sativa L.) encode transcription activators that function in drought, highsalt and coldresponsive gene expression. Plant J. 33 (4), 751-763 (2003).
  51. Morgan, J. M. Osmoregulation and water stress in higher plants. Annu Rev Plant Physiol. 35, 299-319 (1984).
  52. Gupta, A. S., Berkowitz, G. A. Osmotic adjustment, symplast volume and nonstomatal water stress inhibition of photosynthesis in wheat. Plant Physiol. 85 (4), 1040-1047 (1987).
  53. Gunasekera, D., Berkowitz, G. A. Evaluation of contrasting cellularlevel acclimation responses to leaf water deficits in three wheat genotypes. Plant Sci. 86 (1), 1-12 (1992).
  54. Brini, F., Hanin, M., Mezghani, I., Berkowitz, G. A., Masmoudi, K. Overexpression of wheat Na⁺/H⁺ antiporter TNHX1 and H⁺pyrophosphatase TVP1 improve salt and droughtstress tolerance in Arabidopsis thaliana plants. J Exp Bot. 58 (2), 301-308 (2007).
  55. Vadez, V., Rao, S., Sharma, K., BhatnagarMathur, P., Devi, M. J. DREB1A allows for more water uptake in groundnut by a large modification in the root/shoot ratio under water deficit. Journal of SAT Agricultural Research. 5 (1), 1-5 (2007).
  56. Vadez, V., Rao, J. S., BhatnagarMathur, P., Sharma, K. DREB1A promotes root development in deep soil layers and increases water extraction under water stress in groundnut. Plant Biol. 15 (1), 45-52 (2013).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Ekspresja DREB1Atempo fotosyntezyregulacja osmotycznabombardowanie cz steczkamiparametry agronomiczneproduktywno trzciny cukrowejakumulacja sacharozy
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki Korzystania

Zasady

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.