Artykuł metodologiczny

Translacja zewnątrzkomórkowych działań związanych z przenoszeniem elektronów za pomocą organicznych tranzystorów elektrochemicznych

DOI:

10.3791/67928

⸱

31 stycznia 2025

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1McKetta Department of Chemical Engineering, University of Texas at Austin, 2Department of Electrical and Computer Engineering, The University of Texas at Austin, 3Microelectronics Research Center, The University of Texas at Austin, 4Department of Biomedical Engineering, Northwestern University, 5Simpson Querrey Institute, Northwestern University, 6Department of Pharmaceutical Chemistry, University of California San Francisco, 7Department of Biology, Stanford University, 8Department of Chemistry, University of Texas at Austin

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Tutaj prezentujemy protokół użycia organicznych tranzystorów elektrochemicznych (OECT) do translacji aktywności zewnątrzkomórkowego transferu elektronów (EET) w Shewanella oneidensis na sygnały elektryczne. Hybrydowy system OECT zapewnia zwiększoną solidność, czułość i potencjał do szybkich, wysokowydajnych testów, co czyni go skutecznym narzędziem do pomiarów EET.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Zewnątrzkomórkowy transfer elektronów (EET) to proces, w którym pewne mikroorganizmy mogą przenosić elektrony przez swoje błony komórkowe do zewnętrznych akceptorów elektronów, łącząc metabolizm komórkowy z ich środowiskiem. Podczas gdy Geobacter i Shewanella były głównymi modelami w badaniach EET, nowe badania ujawniają, że gatunki aktywne EET są również związane z fermentacją i ludzkim mikrobiomem jelitowym. Wykorzystując zdolność EET do łączenia systemów biologicznych i elektronicznych, przedstawiamy protokół wykorzystania organicznych tranzystorów elektrochemicznych (OECT) do translacji aktywności EET drobnoustrojów na łatwo wykrywalne sygnały elektryczne. System ten umożliwia wykorzystanie odpowiedzi komórkowych na bodźce zewnętrzne do zastosowań biosensorycznych i biokomputerowych. W szczególności wykazaliśmy, że dedomieszkowanie kanału poli(3,4-etylenodioksytiofenu): poli(styrenosulfonianu) (PEDOT: PSS) typu p w OECT jest sterowane przez komórkowy EET z Shewanella oneidensis. Poprzez transkrypcyjne kontrolowanie strumienia EET za pomocą obwodów genetycznych, ustalamy zdolność tego hybrydowego systemu OECT do wykrywania bodźców chemicznych, takich jak cząsteczki induktora. Ponadto wprowadzamy do komórek logiczne bramki logiczne oparte na plazmidach, umożliwiając im przetwarzanie sygnałów środowiskowych i kierowanie bieżącymi zmianami w OECT, co dodatkowo demonstruje potencjał bioobliczeniowy tych urządzeń. Metoda ta zapewnia nowatorski interfejs między systemami biologicznymi i elektroniką, umożliwiając przyszłe wysokoprzepustowe badania przesiewowe, biodetekcję i bioinformatykę.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Urządzenia, które mogą przekształcać i wzmacniać aktywność biologiczną i chemiczną w sygnały elektryczne, są kluczowe w różnych dziedzinach, takich jak sensoring1,2, obliczenia neuromorficzne3,4, oraz elektronika do noszenia5. Wśród nich organiczne tranzystory elektrochemiczne (OECT) okazały się wyjątkowymi interfejsami między systemami biologicznymi a odczytami elektronicznymi ze względu na ich kompatybilność ze środowiskiem wodnym i niskimi napięciami roboczymi6,7. OECT różnią się od konwencjonalnej elektroniki tym, że wykorzystują jony w elektrolicie do modulowania przewodnictwa kanału organicznego, który łączy transport jonowy i elektronowy w celu uzyskania wyjątkowej transkonduktancji8. Te cechy sprawiają, że OECT idealnie nadają się do łączenia systemów biologicznych z elektroniką, ponieważ mogą wzmacniać słabe sygnały biologiczne i przekształcać je w odczyty elektryczne.

OECT działają poprzez zmianę stanu domieszkowania mieszanego kanału przewodzącego jonowo-elektronowego poprzez dyfuzję jonową, zazwyczaj kontrolowaną przez przyłożenie napięcia do elektrody bramkowej. Jednak reakcje biologiczne lub redoks mogą również zmieniać przewodność kanału, umożliwiając OECT reagowanie na różne bodźce chemiczne i biologiczne. Funkcjonalizacja OECT za pomocą dwuwarstw lipidowych, kanałów jonowych lub biomolekuł pozwala im wykrywać określone anality, co czyni je przydatnymi w zastosowaniach czujnikowych9,10. Na przykład OECT zostały zintegrowane z enzymami aktywnymi redoks, takimi jak oksydaza glukozowa, aby bezpośrednio przenosić elektrony do kanału, dostrajając jego przewodność w odpowiedzi na stężenie glukozy11. Chociaż takie konfiguracje są skuteczne w biodetekcji, ich zdolność obliczeniowa jest ograniczona ze względu na stosunkowo proste zachowanie poszczególnych enzymów lub białek.

Natomiast żywe komórki, szczególnie bakterie, oferują wszechstronną platformę zdolną do wykonywania złożonych i solidnych obliczeń4,12,13,14,15. Bakterie elektroaktywne, takie jak Shewanella oneidensis i Geobacter sulfurreducens, mają unikalną zdolność przenoszenia elektronów przez błony komórkowe w procesie znanym jako zewnątrzkomórkowy transfer elektronów (EET). W warunkach beztlenowych bakterie te sprzężają swoje procesy metaboliczne z redukcją lub utlenianiem zewnętrznych akceptorów elektronów, w tym metali, tlenków metali i materiałów syntetycznych, takich jak polimery przewodzące16 i nanocząstki17 (Rysunek 1A). Zdolność ta została wykorzystana w mikrobiologicznych ogniwach paliwowych do wytwarzania energii i oferuje potencjał dla bardziej zaawansowanych zastosowań bioelektronicznych18,19. Ponadto postępy w biologii syntetycznej umożliwiły precyzyjną manipulację genetyczną bakteriami elektroaktywnymi w celu kontrolowania szlaków EET. Poprzez inżynierię obwodów genetycznych, które regulują ekspresję genów związanych z EET, naukowcy mogą modulować strumień elektronów w odpowiedzi na określone sygnały środowiskowe lub operacje logiki obliczeniowej20,21. Ta genetyczna kontrola nad EET otwiera drogę do tworzenia systemów biohybrydowych, w których obliczenia bakteryjne są bezpośrednio połączone z urządzeniami elektronicznymi, takimi jak OECT. Na przykład bakteryjne obwody genetyczne można zaprojektować tak, aby reagowały na kombinacje czynników chemicznych, włączając lub wyłączając szlaki EET, a tym samym modulując przewodnictwo kanału OECT. Pozwoliłoby to na bezpośrednie odczyty elektryczne obliczeń bakteryjnych, omijając potrzebę stosowania fluorescencyjnych lub innych tradycyjnych reporterów biologicznych.

Ostatnie osiągnięcia wykazały potencjał sprzężenia OECT z bakteriami elektroaktywnymi. Na przykład Méhes i in. wykorzystali S. oneidensis do monitorowania aktywności EET w czasie rzeczywistym za pomocą OECT typu p, ilustrując, w jaki sposób metabolizm bakterii może być śledzony elektrycznie22. Chociaż prace te podkreślają możliwość wykorzystania OECT do wykrywania aktywności bakterii, potencjał hybrydowego systemu do biodetekcji i biokomputerów pozostaje niedostatecznie zbadany. Aby rozwiązać ten problem, niedawno opracowaliśmy tranzystory hybrydowe zawierające genetycznie zmodyfikowany S. oneidensis do OECTs23. Wyniki wykazały, że kanał OECT może być dedominowany poprzez bakteryjne działania EET (Figura 1B). Aby jeszcze bardziej zwiększyć możliwości biodetekcji i uzyskać mechanistyczny wgląd w proces dedopingu, zaprojektowaliśmy szczepy S. oneidensis z obwodami genetycznymi, które regulują przepływ EET. Powoduje to przewidywalne zmiany wyjściowe OECT w odpowiedzi na sygnały środowiskowe, takie jak cząsteczki induktora. Co więcej, integrując logikę Boole'a z tymi obwodami genetycznymi, umożliwiliśmy bezpośrednie odczyty elektryczne złożonych obliczeń bakteryjnych.

Tutaj prezentujemy kompleksowy protokół działania tranzystora hybrydowego, obejmujący produkcję urządzenia, przygotowanie hodowli komórkowej, procedury pomiarowe i analizę danych. Ponadto zajmujemy się kluczowymi kwestiami, takimi jak czyszczenie urządzeń, możliwość ponownego użycia i potencjał automatyzacji w testach o wysokiej przepustowości.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

UWAGA: Wszystkie chemikalia zostały użyte w takiej postaci, w jakiej zostały dostarczone, bez dalszego oczyszczania. Jeśli nie zostało to określone, użyto chemikaliów klasy analitycznej.

1. Produkcja urządzeń OECT

UWAGA: OECT są wytwarzane na kwarcowych szkiełkach mikroskopowych przy użyciu standardowych technik mikroprodukcji zaadaptowanych z wcześniejszych prac24. Jak pokazano na Rysunek 2A, osiem urządzeń OECT jest rozmieszczonych na jednym standardowym suwaku. Wstępnie pocięte arkusze polidimetylosiloksanu (PDMS) są umieszczane na szkiełku w celu utworzenia komór OECT i portów dostępowych. Przewodzący polimer typu p poli(3,4-etylenodioksytiofen): poli(styrenosulfonian) (PEDOT: PSS) jest stosowany dla kanału OECT i elektrody bramki, o wymiarach 150 μm x 10 μm dla kanału i 500 μm x 500 μm dla końcówki bramki ( Rysunek 2B). Podsumowanie procesu produkcji kanału OECT i montażu urządzenia znajduje się w Rysunek 2C.

  1. Produkcja złotych elektrod
    1. Wyczyść szkiełka kwarcowe, spłukując je acetonem, alkoholem izopropylowym (IPA) i wodą dejonizowaną (DI). Wysuszyć suszarką z gazemN2.
    2. Wykonaj czyszczenie plazmowe O2 za pomocą 50 sccm przy 150 W przez 120 s.
    3. Fotorezystor AZ5209e (PR) z 2 stopniami: pierwszy przy 500 obr./min, przyspieszenie 100 obr./min przez 5 s, a drugi przy 2000 obr./min, przyspieszenie 1000 obr./min przez 45 s.
    4. Pieczenie na twardo w temperaturze 90 °C przez 150 s.
    5. Włącz wyrównywacz maski (Suss MA6) i wybierz i-line (365 nm) jako źródło UV, ustaw parametry: czas naświetlania na 3,5 s (13 W), odstęp wyrównawczy na 15 μm, typ WEC na Kontakt. i typ ekspozycji na Twardy.
    6. Załaduj maskę litograficzną i szkiełko do nakładki, wyrównaj szkiełko do maski, a następnie wykonaj wstępną ekspozycję.
    7. Pieczenie odwrotne w temperaturze 110 °C przez 180s.
    8. Zdjąć maskę litograficzną i wykonać ekspozycję na powódź z następującymi parametrami: czas ekspozycji jako 25 s (13 W), typ ekspozycji jako Flood E.
    9. Opracuj PR za pomocą wywoływacza AZ 400K 1:4 wstępnie rozcieńczonego przez producenta. Wlej odpowiednią ilość wywoływacza do krystalizującego naczynia, aby zanurzyć szkiełko i stale potrząsaj naczyniem okrężnymi ruchami przez 45 sekund. Następnie natychmiast wyjmij szkiełko i namocz je w wodzie DI na 45 s, spłucz wodą DI i wysusz suszarką z N2.
      UWAGA: W tym miejscu proces można wstrzymać.
    10. Przesuń suwaki do parownika wiązki elektronicznej. Pompować do 2,7 x 10-4 Pa (2 x 10-6 T) lub niższej.
    11. Warstwę kleju Ti (10 nm) i Au (100 nm) należy nakładać kolejno. Prędkość osadzania może się różnić w zależności od konkretnego zastosowanego parownika. Zalecana jest prędkość osadzania 0,1 nm/s, aby osiągnąć dobrą równowagę między jakością osadzania a czasem przetwarzania.
    12. Usuń nadmiar metalu, mocząc szkiełka w acetonie przez noc. Po namoczeniu użyj pipety, aby rozpylić strumienie acetonu na powierzchnię szkiełka, aby usunąć pozostały nadmiar metalu. Szkiełka kwartowe uzyskane po wykonaniu powyższych kroków są określane jako szkiełka elektrodowe OECT.
      UWAGA: Alternatywnie, użyj sonikacji, aby pomóc w usunięciu nadmiaru metalu.
  2. PEDOT: Produkcja kanałów PSS
    1. Wyczyść szkiełka elektrod OECT, spłukując je acetonem, IPA i wodą DI. Wysuszyć suszarką z gazemN2.
    2. Piecz szkiełka przez co najmniej 5 minut w temperaturze 160 °C. Poczekaj, aż szkiełka ostygną przed wirowaniem.
    3. Wirowanie AZ5209e PR z 2 stopniami: pierwszy przy 500 obr./min, przyspieszenie 100 obr./min przez 5 s, a następnie 2000 obr./min, 1000 obr./min przyspieszenie po 45 s.
    4. Pieczenie na twardo w temperaturze 90 °C przez 150 s.
    5. Rozpocznij początkową ekspozycję za pomocą i-line w trybie twardego kontaktu przez 3,5 s przy 13 W.
    6. Pieczenie odwrotne w temperaturze 110 °C przez 180 s.
    7. Wykonaj ekspozycję na zalanie przez 25 s przy 13 W.
    8. Wywoływać za pomocą wywoływacza AZ 400K 1:4 przez 45 s z ciągłym okrężnym potrząsaniem naczynia. Następnie namocz szkiełka w wodzie DI na 45 s, spłucz wodą DI i wysusz suszarką z N2.
      UWAGA: W tym miejscu proces można wstrzymać.
    9. Sonikuj dyspersję PEDOT: PSS przez 5 minut, unosząc butelkę na łaźni wodnej DI napełnionej do linii napełniania sonikatora. Przefiltruj dyspersję PEDOT: PSS za pomocą filtra 0,22 μm w celu usunięcia grudek.
    10. Wirowanie PEDOT: PSS przy 3500 obr./min z przyspieszeniem przy 3500 obr./min przez 60 s. Suszenie w temperaturze 90 °C przez 15 min.
    11. Usuń nadmiar folii PEDOT:PSS, mocząc szkiełka w acetonie przez 12 minut, a następnie przez 1 minutę sonikację.
    12. Opłucz szkiełka acetonem, a następnie IPA i wysusz suszarką zN2.
    13. Wykonaj obróbkę glikolem etylenowym (EG), umieszczając szkiełka na płycie grzejnej w temperaturze 90 °C, a następnie upuść wystarczającą ilość EG, aby pokryć wszystkie PEDOT: PSS przez 5 minut. Spłucz wodą DI i wysusz suszarką z N2. Szkiełka ćwiartkowe uzyskane po wykonaniu powyższych kroków są określane jako szkiełka OECT.
  3. Produkcja komory urządzenia PDMS
    1. Wykonaj arkusze PDMS, mieszając bazę i utwardzacz w stosunku 10:1. Wlej roztwór do formy do uzyskania grubości 3 mm i odgazuj przez 1 godzinę w komorze 2-ćwiartkowej odgazowywania podłączonej do pompy próżniowej.
    2. Utwardź mieszaninę, umieszczając formę na wypoziomowanej ławce na 48 godzin w temperaturze pokojowej, aby zapewnić gładkie powierzchnie PDMS. Przykryj formę, aby uniknąć zanieczyszczenia zanieczyszczeniami unoszącymi się w powietrzu.
    3. Wytnij PDMS za pomocą żyletek i utwórz komory urządzenia i porty wymiany płynów za pomocą okrągłych dziurkaczy o średnicach odpowiednio 5 mm i 1,5 mm. Upewnij się, że wysokość PDMS wynosi 3 mm, zgodnie z kontrolą podczas odlewania formy (krok 1.3.1)

2. Przygotowanie podłoża

  1. Autoklaw 500 ml ultraczystej wody, cztery igły dozujące ze stali nierdzewnej, dwie gumowe nasadki kolby (do kolb okrągłodennych 250 ml), dwie kolby okrągłodenne o pojemności 250 ml i jedna szklana butelka o pojemności 500 ml. Sterylną ultraczystą wodę należy przechowywać w temperaturze 4 °C do wykorzystania w przyszłości.
  2. Przygotuj 2x pożywkę bazową Shewanella (SBM) wzbogaconą 2x Wolfe's Trace Mineral Mix 0,1% casamino acid zgodnie z Tabelą 1. Filtruj pożywkę sterylizuj na sterylnym dnie szklanego podłoża (uzyskanym w kroku 2.1) za pomocą filtra górnego do butelki. Pożywka ta jest określana jako 2x SBM++, gdzie każdy + oznacza dodanie Trace Mineral Mix i casaminokwasów. Przechowywać w temperaturze 4 °C do wykorzystania w przyszłości.
  3. Przefiltrować sterylne (filtr 0,22 μm) każdą z następujących substancji chemicznych oddzielnie: 50 ml 1 M fumaranu sodu do sterylnej probówki wirówkowej o pojemności 50 ml; 1 ml 2,5 mg/ml kanamycyny (KAN), określanej jako 100x KAN do sterylnej probówki mikrowirówkowej. Umieścić 1 ml 60% w/w sterylnego mleczanu sodu (używanego w takiej postaci, w jakiej został otrzymany) do probówki do mikrowirówki. Wszystkie przygotowane roztwory przechowywać w temperaturze 4 °C.
  4. Oddzielnie przygotować 1 ml następujących substancji chemicznych w sterylnych probówkach do mikrowirówek: 100 mM ß-D-1-tiogalaktopiranozydu izopropylu (IPTG), określanego jako 100x IPTG; 10 mM laktonu 3-oksoheksanoilo-homoseryny (OC6), określanego jako 100x OC6; 1 mM chlorowodorku anhydrotetracykliny (aTc), określanego jako 100x aTc. Przechowywać w temperaturze 4 °C do wykorzystania w przyszłości.
  5. Używając wysterylizowanych kolb, gumowych nasadek i igieł przygotowanych w kroku 2.1, oczyść podłoże z wywaru. Przydziel po 200 ml sterylnej 2X SBM++ i ultraczystej wody do oddzielnych kolb okrągłodennych o pojemności 250 ml. Uszczelnij kolby gumowymi nasadkami i włóż sterylne igły dozujące, aby stworzyć zestaw do mycia gazem (igła wlotu powietrza zanurzona w cieczy; igła wylotu gazu nad powierzchnią cieczy). Oczyszczać preparatem N2 przez 15 minut.
  6. Przełóż oczyszczony 2x SBM++ i ultraczystą wodę, mleczan, 1 M fumaran sodu, 100x KAN, 100x IPTG, 100x OC6 i 100x aTc do schowka podręcznego w celu dalszego użytku z OECT.

3. Monitorowanie komórkowego EET za pomocą urządzeń OECT

UWAGA: Aby zapewnić bezsenowość, eksperyment OECT przeprowadzany jest w komorze rękawicowej bez kontroli wilgotności w temperaturze pokojowej.

  1. Dzień 1
    1. Sterylizacja i przygotowanie urządzenia
      1. Autoklawuj szkiełka OECT, arkusze PDMS i elektrodę referencyjną Ag/AgCl (RE) w oddzielnych pojemnikach. Wysuszyć przez pieczenie w temperaturze 80 °C. Przenieść autoklawowane szkiełka OECT i Ag/AgCl RE do komory rękawicowej.
      2. Desorbować tlen uwięziony w arkuszach PDMS, poddając go działaniu próżni w przedsionku komory rękawicowej przez 4 godziny. Zmontować urządzenie OECT, umieszczając arkusze PDMS na szkiełkach OECT w komorze podręcznej.
      3. Wstrzyknąć 45 μl odpowiedniego podłoża SBM do każdej studzienki OECT. Do większości eksperymentów należy stosować 1x SBM++ uzupełniony o 20 mM mleczanu. Na przykład przygotuj 1 ml 1x SBM++, mieszając 500 μl 2x SBM++, 497 μl sterylnej ultraczystej wody i 2,85 μl 60% w/w mleczanu sodu.
      4. Przykryj porty komory OECT arkuszami PDMS, aby uniknąć parowania medium i zanieczyszczenia.
      5. Monitoruj prąd kanału OECT IDS przy stałym napięciu kanału VDS wynoszącym -0,05 V i napięciu bramki VGS wynoszącym 0,2 V, aż prąd się ustabilizuje. Wybór napięcia może się różnić w zależności od urządzenia OECT lub próbek biologicznych. Używaj tych samych ciągłych napięć polaryzacji dla bramki i kanału podczas całego pomiaru. Stabilizacja może trwać od kilku godzin do kilku dni, w zależności od poziomu próżni i czasu desorpcji w przedsionku.
    2. Hodowle komórkowe
      1. Szczep komórek smugowych (przechowywanych w temperaturze -80 °C) na płytkach agarowych zawierających LB (dla szczepów niezawierających plazmidu) lub LB z 25 μg/ml kanamycyny (dla szczepów zawierających plazmid) i rosnący tlenowo przez noc w temperaturze 30 °C20,23.
  2. Dzień 2
    1. Przygotowanie komórek (hodowle tlenowe)
      1. Losowo wybierz pojedyncze kolonie z płytek agarowych LB (uzyskanych w kroku 3.1.2.1) w 2 ml 1x SBM++ uzupełnionych 20 mM mleczanem w 15 ml probówkach hodowlanych. Przechowywać ogniwa przez noc w temperaturze 30 °C i wstrząsając 250 obr./min. Przygotuj 6 ml pożywki wzrostowej bez komórek jako kontrolę abiotyczną, która zostanie wykorzystana później podczas mycia komórek.
    2. Przygotowanie komórek (hodowla beztlenowa)
      1. Przenieść płytki agarowe LB zawierające szczepy, które mają być badane, do komory rękawicowej.
      2. Losowo wybierz pojedyncze kolonie z płytek agarowych LB w 1 ml odpowiedniego SBM uzupełnionego 20 mM mleczanu i 40 mM fumaranu w 15 ml probówkach hodowlanych. Na przykład, przygotuj 1 ml pożywki dla szczepu indukowanego IPTG wymagającego 1 mM IPTG i 25 μg/ml KAN, mieszając 500 μL 2x SBM++, 437 μL sterylnej ultraczystej wody, 2,85 μL 60% m/w mleczanu sodu, 40 mM 1 M fumaranu sodu, 10 μL 100 mM IPTG, i 10 μl 2,5 mg/ml KAN.
      3. Przechowywać komórki w temperaturze 30 °C przez 18 - 24 godziny bez wstrząsania. Aby zapewnić porównywalność między partiami eksperymentalnymi, utrzymuj spójne czasy wzrostu.
  3. Dzień 3
    1. Wstępny pomiar elektrochemiczny OECT
      UWAGA: Typ charakterystyki OECT różni się od typów statycznych, takich jak polaryzacja stałego napięcia, do typów dynamicznych, takich jak pulsowanie bramki. W tym przypadku używamy testu krokowego napięcia bramki, aby uzyskać zarówno charakterystykę dynamiczną, jak i statyczną. Rekonfiguracja połączenia elektrycznego między OECT a instrumentem (w tym przypadku potencjostatem wielokanałowym) jest wspomagana przez niestandardowe płytki drukowane ręcznego multipleksu (MUX). Zautomatyzowane tablice MUX mogą być opracowywane do pomiarów o wysokiej przepustowości.
      1. Zmierz prąd kanału OECT IDS odpowiadający krokowi napięcia bramki od 0 V do 0.2 V z ustawieniami opisanymi poniżej (dokładne nazwy mogą się różnić w zależności od instrumentu).
      2. Kanał przyrządu 1 mierzy prąd kanału OECT IDS. W tym celu ustaw nazwę techniki: Szybka amperometria; Czas równoważenia: 1 s; Napięcie wyrównawcze: - 0,05 V; Napięcie polaryzacji: -0,05 V; Czas trwania: 14 s; Interwał próbkowania: 0,5 ms.
      3. Kanał przyrządu 2 steruje napięciem bramki OECT VGS. W tym celu ustaw nazwę techniki: Tryb mieszany; Czas warunku: 1 s; Napięcie stanu: 0 V; Tryb Stage 1: Stała E; Napięcie polaryzacji stopnia 1: 0 V; Czas trwania etapu 1: 4 s; Tryb Stage 2: Stała E; Napięcie polaryzacji stopnia 2: 0,2 V; Czas trwania etapu 2: 10 s; Interwał próbkowania: 0,5 ms.
      4. Powtórzyć test krokowy napięcia bramki (kroki od 3.3.1.1 do 3.3.1.3) dla wszystkich OECT. Ten krok można zautomatyzować w przypadku testowania o wysokiej przepustowości.
      5. Przyłóż stałe napięcie kanału VDS wynoszące -0,05 V i napięcie bramki VGS wynoszące 0,2 V do wszystkich OECT aż do inokulacji. Upewnij się, że napięcia polaryzacji są takie same, jak te używane podczas stabilizacji urządzenia (krok 3.1.1.5).
    2. Przygotowanie inokulum (kultury tlenowe)
      1. Trzykrotnie umyć komórki, odwirowując przy 1503 x g przez 4 minuty i ponownie zawieszając w 1 ml świeżej pożywki użytej do wzrostu komórek (krok 3.2.1.1). Po ostatnim (3cim) wirowaniu ponownie zawiesić komórki w 0,5 ml (lub połowie pierwotnej objętości hodowli), aby uzyskać skoncentrowaną zawiesinę komórek przy OD600 1 - 3,5. Dostosuj odpowiednio końcową objętość zawieszenia.
      2. Przenieść zawiesinę ogniw do komory rękawicowej.
      3. Aby uzyskać inokulum, rozcieńczyć komórki do zamierzonego OD600 0,1 (lub 10x inokulacji OD600). Pożywka urojona ma taką samą budowę jak pożywka wzrostowa, ale przygotuj ją na świeżo w schowku rękawicowym z oczyszczonymi pożywkami. Na przykład, jeśli komórki były hodowane tlenowo w SBM++ uzupełnionym mleczanem, przygotuj świeży SBM++ uzupełniony mleczanem w komorze rękawicowej do rozcieńczenia inokulum.
      4. Zatrzymaj potencjostat. Wstrzyknąć 5 μl inokulum do komory OECT (zawierającej 45 μl odpowiedniego SBM), aby uzyskać końcowy OD600 0,01 w OECT. Przykryj porty komory OECT arkuszami PDMS, aby uniknąć parowania medium i zanieczyszczenia.
    3. Przygotowanie inokulum (kultury beztlenowe)
      1. Aby uzyskać inokulum, należy rozcieńczyć kultury komórkowe 10-krotnie. Użyj pożywki urojeniowej, która ma taką samą budowę jak pożywka wzrostowa, ale nie zawiera fumaranu. Na przykład, jeśli komórki były hodowane beztlenowo w SBM++ uzupełnionym mleczanem, fumaranem, Kan i IPTG, przygotuj świeży SBM++ uzupełniony mleczanem, KAN i IPTG w komorze rękawicowej do rozcieńczenia inokulum.
      2. Zatrzymaj potencjostat. Wstrzyknąć 5 μl inokulum do komory OECT (zawierającej 45 μl odpowiedniego SBM). Przykryj porty komory OECT arkuszami PDMS, aby uniknąć parowania medium i zanieczyszczenia.
    4. Ciągły pomiar i punkty czasowe
      1. Zastosuj stałe napięcia polaryzacji do kanałów OECT (VDS = -0,05 V) i bramki (VGS = 0,2 V) przez cały czas trwania eksperymentu, z wyjątkiem pomiarów punktu czasowego, gdy potencjostat jest podłączony do indywidualnych OECT w celu charakteryzacji.
      2. Przeprowadzaj eksperyment przez 24 godziny po zaszczepieniu. Rozważ pomiar przed inokulacją (patrz krok 3.3.1) jako punkt czasowy 0 godzin.
      3. Znaczące zmiany w stanie domieszkowania kanału OECT występują zwykle w ciągu początkowych 8 godzin. Wybierz 5-7 punktów czasowych do pomiarów w tym okresie, następnie jeden pomiar między 12 godziną a 16 godziną, a ostatni punkt czasowy po 24 godzinach. Przykładowe punkty czasowe mogą obejmować punkty czasowe bezpośrednio po inokulacji oraz po 1 godzinie, 2 godzinie, 3 godzinie, 4,5 godzinie, 6 godzinie, 8 godzinie, 18 godzinie i 24 godzinach po inokulacji.
      4. Aby uniknąć pomiarów późno w nocy, należy rozpocząć inokulację (patrz krok 3.3.2 lub 3.3.3) wcześnie rano, aby dostosować się do częstych pomiarów punktu czasowego w ciągu pierwszych 8 godzin.
      5. Powtórzyć krok opisany w ppkt 3.3.1 dla każdego pomiaru punktu czasowego.
  4. Dzień 4
    1. Pomiar krzywej transferu w ostatnim punkcie czasowym (24 h)
      1. Włóż Ag/AgCl RE do komory OECT, delikatnie przekręcając i przepychając RE przez port wymiany płynu.
      2. Zmierz krzywe przenoszenia OECT, przesuwając napięcie bramki od -0,1 V do 0,6 V, jednocześnie monitorując prąd kanału IDS ze stałym odchyleniem VDS przy -0,05 V. Zmierz dokładne potencjały bramki i elektrody źródłowej w stosunku do Ag/AgCl RE.
      3. Skonfiguruj instrument zgodnie z poniższym opisem (dokładne nazwy mogą się różnić w zależności od instrumentu).
      4. Kanał przyrządu 1 mierzy prąd kanału OECT IDS, użyj następującego ustawienia: Nazwa techniki: Chronoamperometria (CA), Czas równowagi: 5 s, Napięcie równowagi: - 0,05 V, Napięcie polaryzacji: -0,05 V, Czas pracy: 35 s, Interwał próbkowania: 0,09915 s.
      5. Kanał przyrządu 2 steruje napięciem bramki OECT VGS, użyj następującego ustawienia: Nazwa techniki: Woltamperometria liniowa (LSV), Czas równoważenia: 5 s, Napięcie równoważenia: - 0,1 V, Napięcie początkowe: -0,1 V, Napięcie końcowe: 0,6 V, Krok napięcia: 0,002 V, Szybkość skanowania: 0,02 V/s.
      6. Kanał przyrządu 3 mierzy potencjał źródła OECT VS w stosunku do Ag/AgCl RE, użyj następującego ustawienia: Nazwa techniki: Potencjometria obwodu otwartego (OCP), Czas trwania: 40 s, Interwał próbkowania: 0,09915 s.
      7. Kanał przyrządu 4 mierzy potencjał bramki OECT VG w stosunku do Ag/AgCl RE, użyj następującego ustawienia: Nazwa techniki: Potencjometria obwodu otwartego (OCP), Czas trwania: 40 s, Interwał próbkowania: 0,09915 s.
      8. Powtórzyć pomiar krzywej przenoszenia dla wszystkich OECT. Po każdym pomiarze spłucz elektrodę referencyjną Ag/AgCl (RE) 70% etanolem i wytrzyj ją nowym, niestrzępiącym się ręcznikiem. Ag/AgCl RE może być ponownie użyty w tej samej grupie próbek dla potrójnych próbek, ale nie powinien być ponownie używany między różnymi grupami próbek.

4. Analiza danych

  1. Ekstrakcja danych
    1. Użyj niestandardowego kodu MATLAB do przetwarzania danych, aby zautomatyzować ekstrakcję i rejestrowanie danych z natywnego oprogramowania urządzenia, znacznie skracając czas przetwarzania. Skrypty MATLAB są dostępne w repozytorium danych w Teksasie (https://doi.org/10.18738/T8/MNKO8D).
  2. przetwarzanie danych
    1. Dopasuj dane prądu kanału OECT IDS, aby uzyskać stałe szybkości k do dalszej analizy i porównania (Rysunek 3). W przypadku próbek komórek obsługujących EET uważamy, że model z pojedynczym wykładnikiem zapewnia najlepsze dopasowanie. W związku z tym użyliśmy jednofazowego modelu rozkładu wykładniczego w oprogramowaniu analitycznym, aby dopasować dane szeregów czasowych IDS i uzyskać dopasowaną stałą szybkości k. Te dane szeregów czasowych IDS mogą być wartością pierwotną lub znormalizowaną do punktu czasu 0 godzin, ponieważ stała szybkości k odzwierciedla szybkość zmian, a nie wartości bezwzględne.
    2. Uzyskaj znormalizowane IDS, dzieląc wartości IDS przez wartość punktu czasowego 0 h (IDS0), określaną jako IDS/IDS0.
  3. Wyznaczanie stałej szybkości k
    1. Otwórz oprogramowanie analityczne (Prism 10, GraphPad) i utwórz nowy projekt, klikając Plik > Nowy > Nowy plik projektu. Na karcie Create (Tworzenie) wybierz pozycję XY. W sekcji Opcje ustaw wartość X na Liczby i Y na Wprowadzenie, a następnie wykreśl pojedynczą wartość Y dla każdego punktu.
    2. Zaimportuj do tabeli bieżące dane IDS kanału OECT. Dopasuj dane IDS do jednofazowego modelu rozkładu wykładniczego, klikając przycisk Analizuj na karcie Analiza. Znajdź metodę regresji nieliniowej (dopasowanie krzywej) w analizach XY. Upewnij się, że po prawej stronie zaznaczono opcję Wszystkie zestawy danych, które muszą zostać dopasowane, a następnie kliknij przycisk OK.
    3. W nowym oknie Parametry wybierz model zaniku jednej fazy w grupie Wykładniczy, a następnie kliknij przycisk OK. Równanie modelu jest następujące:
      Y=(Y0 - Płaskowyż)*e-k*X + Plateau
      gdzie: Y jest aktualną I DS kanału OECT, T jest czasem, k jest stałą szybkości.
    4. Po uzyskaniu wartości k sprawdź jakość dopasowania, sprawdzając wartość R kwadrat dla każdego dopasowania. Dobra oprawa powinna mieć R2 wyższy niż 0,95.
  4. Niesparowany dwustronny test t-Studenta
    1. Aby ocenić istotność statystyczną między grupami próby, należy wykonać niesparowane dwustronne testy t-studenta.
    2. Otwórz oprogramowanie analityczne i utwórz nowy projekt, klikając Plik > Nowy > Nowy plik projektu. Na karcie Create (Tworzenie) wybierz pozycję XY. W sekcji Opcje ustaw wartość X na Liczby i Y, aby wprowadzić 3 replikowane wartości w podkolumnach obok siebie.
    3. Zaimportuj do tabeli wartości stałej stawki dopasowanej k. Wykonaj test t, klikając przycisk Analizuj na karcie Analiza. Znajdź metodę testu t (i testów nieparametrycznych) w Analizach kolumnowych. Upewnij się, że wybrano opcję Dwa zestawy danych za każdym razem, a następnie kliknij przycisk OK.
    4. W podręczniku Experimental Design (Projekt eksperymentalny) wybierz opcję Unpaired, Yes (Niesparowany), Yes (Tak). Użyj testu parametrycznego i niesparowanego testu t. Załóżmy, że obie populacje mają te same opcje SD. Wartości p będą generowane dla każdego porównania. Na rysunkach wartości p są przedstawione w następujący sposób: n.s.: p > 0,05 (nieistotne), *: p ≤ 0,05, **: p ≤ 0,01, ***: p ≤ 0,001, ****: p ≤ 0,0001.
    5. Powtórz kroki 4.4.3 -4.4.4 dla wszystkich odpowiednich zestawów danych.

5. Czyszczenie i możliwość ponownego użycia urządzenia OECT

  1. Po zakończeniu eksperymentu należy zdemontować urządzenie i gotować szkiełka OECT w wodzie z mydłem (1:10, mydło: woda DI) przez 15 min.
  2. Szybko przenieś szkiełka do zlewki zawierającej wodę DI o temperaturze pokojowej i odczekaj 5 minut, aż szkiełka ostygną. Opłucz szkiełka środkiem DI i wysusz czystym powietrzem.
  3. Zmierz rezystancję kanału OECT za pomocą multimetru. Jeśli rezystancja kanału mieści się w granicach 400% od pierwotnej wartości, urządzenie może być ponownie użyte w eksperymencie po sterylizacji (krok 3.1.1). Prowadnice OECT można również wyczyścić, wykonując następujące czynności i nadają się one do produkcji kanałów za pomocą kroku 1.2.
    UWAGA: Roztwór piranii jest silnie i może generować znaczne ilości ciepła. Zawsze używaj odpowiedniego sprzętu ochrony osobistej (PPE), w tym rękawic, okularów i fartucha laboratoryjnego. Należy obchodzić się z najwyższą ostrożnością i przestrzegać wytycznych instytucji dotyczących bezpieczeństwa.
  4. Przygotuj roztwór piranii w dobrze wentylowanym dygestorium. Ostrożnie i powoli dodawać 30% (w/w) nadtlenku wodoru do 98% kwasu siarkowego w stosunku 1:4, mieszając, delikatnie przechylając naczynie krystalizujące do przodu iz powrotem.
  5. Umieścić naczynie krystalizujące na płycie grzejnej podgrzanej do temperatury 70 °C. Za pomocą pęsety przynieś i zanurz szkiełka w roztworze piranii na 1 minutę.
  6. Ostrożnie przenieś szkiełka do zlewki zawierającej wodę demineralizowaną i pozostaw je na co najmniej 1 minutę. Dokładnie spłucz szkiełka wodą demineralizowaną i wysusz suszarką na powietrzu.
  7. Roztwór piranii należy utylizować zgodnie z wytycznymi dotyczącymi usuwania odpadów chemicznych przez instytucję. Zneutralizować roztwór piranii, powoli dodając go do zlewki zawierającej mieszaninę lodu i wody około 4 razy większą od objętości roztworu. Stopniowo dodawać środek neutralizujący (np. 10 M NaOH), monitorując pH za pomocą pasków testowych aż do uzyskania neutralności.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Stała stawki dopasowanej k
Stała dopasowanej szybkości k prądu kanału OECT IDS służy jako wiarygodna metryka do oceny aktywności EET próbki. Podczas gdy stałe napięcia polaryzacji bramki wpłynęłyby na stałe szybkości, wybieramy 0,2 V, aby zapewnić dodatnie odchylenie, aby zachęcić bakterie do przenoszenia elektronów, unikając jednocześnie szybkiego dedomieszkowania przy wyższych napięciach bramki oraz zapewniając i minimalizując stres elektrochemiczny w kom...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Porównanie ogniw elektrochemicznych (EC)
Jedną z głównych zalet dopasowania stałej szybkości od prądu kanału OECT jest to, że minimalizuje to zmienność urządzenia, skupiając się na podstawowej dynamice zmian IDS, a nie na surowym wyjściu. W połączeniu z nieodłączną zdolnością OECT do wzmacniania sygnału, podejście to zwiększa niezawodność hybrydowych systemów OECT w porównaniu z tradycyjnymi ogniwami elektrochemicznymi (EC). Na przykład pod koniec każdego 24-godzinnego eksperymentu OECT m...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy deklarują brak sprzecznych interesów.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Plazmidy bazowe dla obwodu NAND zostały hojnie dostarczone przez Voigt Lab za pośrednictwem Addgene (#49375, #49376, #49377). Badania te były wspierane finansowo przez Welch Foundation (Grant F-1929, B.K.K.), National Institutes of Health w ramach nagrody numer R35GM133640 (B.K.K.), nagrodę NSF CAREER (1944334, B.K.K.) oraz Biuro Badań Naukowych Sił Powietrznych pod numerem FA9550-20-1-0088 (B.K.K.). A.J.G. otrzymał stypendium National Science Foundation Graduate Research Fellowships (Nagroda Programowa No. DGE-1610403). Autorzy przyznają, że korzystają ze wspólnych obiektów badawczych wspieranych częściowo przez Texas Materials Institute, Center for Dynamics and Control of Materials: AN NSF MRSEC (DMR-1720595) oraz NSF National Nanotechnology Coordinated Infrastructure (ECCS-1542159). Z wdzięcznością dziękujemy za korzystanie z urządzeń w głównym laboratorium mikroskopowym Instytutu Biologii Komórkowej i Molekularnej Uniwersytetu Teksańskiego w Austin.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Lakton 3-oksoheksanoilo-homoserynowy Sigma-Aldrich
 Aminokwasy VWR
 
Glikol etylenowy Sigma-Aldrichbezwodny 99,8%, 
Roztwór buforowy HEPES VWR1 M w wodzie, pH = 7,3
izopropylu ß-D-1-tiogalaktopiranozyd Teknova
 Growcells
Siarczan magnezu(II) siedmiowodny VWR
PEDOT:Zawiesina wodna PSS Heraeus Epurio LLCClevios PH1000
Fosforan potasu dwuzasadowy Sigma-Aldrich
Fosforan potasu jednozasadowySigma-Aldrich
Potentiostat PalmSens BVMultiPalmSens4
Kwarcowe szkiełka mikroskopowe Wartość reklamy FQ-S-003
Szkiełka kwarcowe mikroskopijne 
Chlorek sodu VWR
 TCI60% w wodzie
Fumaran sodu VWR98%
Kwas siarkowy Sigma-Aldrich95.0%-98.0%
Dwuskładnikowy elastomer silikonowy Mikroskopia elektronowa NaukiSylgard184
Mieszanka minerałów śladowych Wolfego Kontroler ATCC
Chlorowodorek anhydrotetracykliny Sprzęt VWR Siarczan kanamycyny DL-mleczan sodu (Kontroler T

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Luo, Y. F., et al. Technology roadmap for flexible sensors. Acs Nano. 17 (6), 5211-5295 (2023).
  2. Din, M. O., Martin, A., Razinkov, I., Csicsery, N., Hasty, J. Interfacing gene circuits with microelectronics through engineered population dynamics. Sci Ad. 6 (21), eaaz8344(2020).
  3. Markovic, D., Mizrahi, A., Querlioz, D., Grollier, J. Physics for neuromorphic computing. Nat Rev Phys. 2 (9), 499-510 (2020).
  4. Daniel, R., Rubens, J. R., Sarpeshkar, R., Lu, T. K. Synthetic analog computation in living cells. Nature. 497 (7451), 619-623 (2013).
  5. Ates, H. C., et al. End-to-end design of wearable sensors. Nat Rev Mater. 7 (11), 887-907 (2022).
  6. Rivnay, J., et al. Organic electrochemical transistors. Nat Rev Mater. 3 (2), e17086(2018).
  7. Rashid, R. B., Ji, X. D., Rivnay, J. Organic electrochemical transistors in bioelectronic circuits. Biosens Bioelectron. 190, 113461(2021).
  8. Bernards, D. A., Malliaras, G. G. Steady-state and transient behavior of organic electrochemical transistors. Adv Funct Mater. 17 (17), 3538-3544 (2007).
  9. Lubrano, C., Matrone, G. M., Iaconis, G., Santoro, F. New frontiers for selective biosensing with biomembrane-based organic transistors. Acs Nano. 14 (10), 12271-12280 (2020).
  10. Guo, K., et al. Rapid single-molecule detection of COVID-19 and MERS antigens via nanobody-functionalized organic electrochemical transistors. Nat Biomed Eng. 5 (7), 666-677 (2021).
  11. Pappa, A. M., et al. Direct metabolite detection with an n-type accumulation mode organic electrochemical transistor. Sci Adv. 4 (6), eaat0911(2018).
  12. Siuti, P., Yazbek, J., Lu, T. K. Synthetic circuits integrating logic and memory in living cells. Nat Biotechnol. 31 (5), 448-452 (2013).
  13. Brophy, J. A. N., Voigt, C. A. Principles of genetic circuit design. Nat Meth. 11 (5), 508-520 (2014).
  14. Rubens, J. R., Selvaggio, G., Lu, T. K. Synthetic mixed-signal computation in living cells. Nat Comm. 7, 11658(2016).
  15. Rizik, L., Danial, L., Habib, M., Weiss, R., Daniel, R. Synthetic neuromorphic computing in living cells. Nat Comm. 13 (1), 5602(2022).
  16. Tseng, C. P., et al. Solution-deposited and patternable conductive polymer thin-film electrodes for icmrobial bioelectronics. Adv Mater. 34 (13), 2109442(2022).
  17. Dundas, C. M., Graham, A. J., Romanovicz, D. K., Keitz, B. K. Extracellular electron transfer by Shewanella oneidensis controls palladium nanoparticle phenotype. Acs Synth Biol. 7 (12), 2726-2736 (2018).
  18. Catania, C., Karbelkar, A. A., Furst, A. L. Engineering the interface between electroactive bacteria and electrodes. Joule. 5 (4), 743-747 (2021).
  19. Logan, B. E., Rossi, R., Ragab, A., Saikaly, P. E. Electroactive microorganisms in bioelectrochemical systems. Na Rev Microbiol. 17 (5), 307-319 (2019).
  20. Graham, A. J., et al. Transcriptional regulation of living materials via extracellular electron transfer. Nat Chem Biol. 20 (10), 1329-1340 (2024).
  21. Cao, Y. X., et al. A synthetic plasmid toolkit for Shewanella oneidensis MR-1. Front Microbiol. 10, 410(2019).
  22. Mehes, G., et al. Organic microbial electrochemical transistor monitoring extracellular electron transfer. Adv Sci. 7 (15), 2000641(2020).
  23. Gao, Y., et al. A hybrid transistor with transcriptionally controlled computation and plasticity. Nat Commun. 15 (1), 1598(2024).
  24. Yoo, B., Dodabalapur, A., Lee, D. C., Hanrath, T., Korgel, B. A. Germanium nanowire transistors with ethylene glycol treated poly(3,4-ethylenedioxythiophene): poly(styrene sulfonate) contacts. Appl Phys Lett. 90 (7), 072106(2007).
  25. Tahernia, M., et al. A 96-well high-throughput, rapid-screening platform of extracellular electron transfer in microbial fuel cells. Biosens Bioelectron. 162, 112259(2020).
  26. Ainla, A., et al. Open-source potentiostat for wireless electrochemical detection with smartphones. Anal Chem. 90 (10), 6240-6246 (2018).
  27. Rowe, A. A., et al. CheapStat: an open-source, "do-it-yourself" for analytical and educational applications. PLoS One. 6 (9), e23783(2011).
  28. Salyk, O., et al. Organic electrochemical transistor microplate for real-time cell culture monitoring. Appl Scil. 7 (10), 998(2017).
  29. Zhao, F. J., et al. Light-induced patterning of electroactive bacterial biofilms. Acs Synth Biol. 11 (7), 2327-2338 (2022).
  30. Tan, S. T. M., et al. Operation mechanism of organic electrochemical transistors as redox chemical transducers. J Mater Chem. 9 (36), 12148-12158 (2021).
  31. White, S. P., Dorfman, K. D., Frisbie, C. D. Operating and sensing mechanism of electrolyte-gated transistors with floating gates: Building a platform for amplified biodetection. J Phys Chem. 120 (1), 108-117 (2016).
  32. Huang, B., Gao, S., Xu, Z., He, H., Pan, X. The functional mechanisms and application of electron shuttles in extracellular electron transfer. Curr Microbiol. 75 (1), 99-106 (2018).
  33. Light, S. H., et al. A flavin-based extracellular electron transfer mechanism in diverse Gram-positive bacteria. Nature. 562 (7725), 140-144 (2018).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Shewanella oneidensisobwody genetycznezastosowania biosensoryczneurz dzenia biokomputerowepomiar pr du kana owegomonitorowanie redoksbooleowskie bramki logicznemikrobiologiczny transfer elektron w

Powiązane artykuły