Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Zapobieganie allodynii i hiperalgezji przez kannabidiol w szczurzym modelu neuropatii obwodowej wywołanej chemioterapią

851 wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/68079

⸱

20 czerwca 2025

 ,  ,  ,  , 
1Center for Substance Abuse Research, Department of Neural Sciences, Temple University, 2Department of Psychology, Program in Neuroscience Temple University

W tym artykule

Podsumowanie

Jednoczesne podawanie CBD z paklitakselem zapobiega rozwojowi neuropatii obwodowej wywołanej chemioterapią u szczurów. Protokół ten opisuje postępowanie z kannabinoidami, indukowanie fenotypu allodynowego u szczurów poprzez podawanie chemioterapeutyku, ocenę mechanicznej i termicznej allodynii oraz wykorzystanie szybkiej wideografii do odróżnienia allodynii i hiperalgezji.

Streszczenie

To badanie demonstruje użyteczność szczurzego modelu neuropatii obwodowej wywołanej chemioterapią (CIPN) do oceny zdolności niepsychoaktywnego kannabinoidu kannabidiolu (CBD) do modulowania rozwoju tego zespołu in vivo. Metoda wykorzystuje chemioterapeutyk paklitaksel do wytworzenia fenotypu allodynowego u zwierząt. Badanie to opisuje, jak obchodzić się z CBD i rozpuszczać je, podawać chemioterapeutyk, oceniać wrażliwość mechaniczną i na zimno oraz stosować szybką wideografię do pomiaru zachowań nocyfensywnych u zwierząt. Korzystając z przedstawionych procedur, dane potwierdzają, że CBD zapobiega rozwojowi fenotypu allodynowego u leczonych zwierząt. Nie zaobserwowano różnicy u zwierząt leczonych CBD od dnia 0 (wartość wyjściowa przed paklitakselem) do dnia 7 (po uczuleniu) pod względem wrażliwości mechanicznej lub termicznej, podczas gdy zwierzęta leczone nośnikiem stały się znacznie bardziej wrażliwe. Ta odpowiedź na leczenie jest trwała do ostatniego momentu, w którym zebrano dane (7 tygodni). Dodanie szybkiej wideografii pozwala na bardziej szczegółową i bezstronną ocenę tego fenotypu behawioralnego (np. Klasyfikacja analgezji i anty-allodynii). Pokazuje to zarówno użyteczność tego modelu dla charakterystyki leków kannabinoidowych, jak i potencjalną rolę CBD w łagodzeniu bólu neuropatycznego.

Wprowadzenie

Neuropatia obwodowa wywołana chemioterapią (CIPN) jest rodzajem neuropatii czuciowej. Jest to częsty efekt uboczny leczenia chemioterapią i jest szczególnie rozpowszechniony w przypadku leków na bazie taksanu i platyny1,2. Niektóre objawy CIPN obejmują przewlekły ból, drętwienie, mrowienie i ekstremalną wrażliwość na dotyk i temperaturę1,2. Te bolesne objawy nie tylko przeszkadzają w codziennym życiu pacjenta, ale także w leczeniu raka. Niektórzy pacjenci z rakiem dążą do zmniejszenia dawki lub całkowitego zaprzestania chemioterapii, aby móc poradzić sobie ze spadkiem jakości życia związanym z tym zespołem3. Obecnie powszechnie stosowane klinicznie metody leczenia CIPN nie są w pełni skuteczne w łagodzeniu objawów i obejmują opioidy, które stwarzają znaczny potencjał nadużywania4. Do tej pory nie ma lekarstwa na CIPN, dlatego niezbędne jest znalezienie bezpiecznej i skutecznej alternatywy5,6.

Kannabidiol (CBD) wcześniej okazał się skuteczny w zapobieganiu rozwojowi CIPN, jak modelowano u myszy7,8. Pokazuje to obiecującą drogę do uniknięcia potencjalnie długotrwałych objawów allodynicznych CIPN u pacjentów bez potrzeby ulgi za pomocą niejednoznacznie skutecznych leków lub potencjalnie szkodliwych opioidów. Większość osób stosujących CBD, zwłaszcza w celach terapeutycznych, takich jak radzenie sobie z napadami, doświadcza łagodnych skutków ubocznych, a lek jest ogólnie dobrze tolerowany9. Większość działań niepożądanych jest zależna od dawki i często poprawia się, gdy organizm dostosowuje się.

W tym powszechnie używanym modelu CIPN10, szczurom podaje się paklitaksel w celu wywołania neuropatii, która podsumowuje fenotyp allodynowy obserwowany u niektórych pacjentów po interwencji chemioterapeutycznej, jak opisano wcześniej11. Celem tej indukcji jest stworzenie istotnej translacyjnie platformy do oceny tego typu neuropatii czuciowej in vivo, która jest odpowiednia dla badaczy badających mechanizmy lub interwencje w tym zespole. Czułość mechaniczna jest mierzona za pomocą testu von Freya, a wyzwania związane z niską temperaturą są używane do pomiaru czułości termicznej10,11. Pozwala to na ilościowe określenie potencjału profilaktycznego CBD w łagodzeniu CIPN w dwóch najważniejszych klinicznie punktach końcowych jakości życia pacjentów. Dalsza ocena obejmowała szybką analizę zachowań nocyfensywnych wspomaganą wideografią12,13. Ta rozszerzona analiza reakcji behawioralnych na nieszkodliwe i szkodliwe bodźce pozwala na rozróżnienie między allodynowymi i hiperalgestycznymi efektami podawania chemioterapii, a także zdolność CBD do modulowania tych efektów.

Ten protokół opisuje, jak indukować fenotyp CIPIN, oceniać i kwantyfikować mechaniczną i termiczną nadwrażliwość u szczurów, a także stosować wideografię do bezstronnej i bardziej szczegółowej oceny allodynii i hiperalgezji.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Ten protokół został zatwierdzony i jest zgodny z wytycznymi Komitetu ds. Opieki nad Zwierzętami i Użytkowania Temple University zgodnie z zatwierdzonymi protokołami badań na zwierzętach. W badaniu wykorzystano dorosłe samce szczurów Sprague-Dawley (250-300 g). Szczegółowe informacje dotyczące stosowanych odczynników i sprzętu znajdują się w Tabeli Materiałów.

1. Przygotowanie kannabinoidów i chemioterapeutyków do indukcji CIPN

UWAGA: Rysunek 1 pokazuje proces rozpuszczania kannabidiolu.

  1. Zbierz następujące materiały do solubilizacji CBD i rozcieńczenia paklitakselu.
    1. 100% etanol (EtOH), Chremophor (etoksylowany olej rycynowy), sól fizjologiczna, fiolki ze szkła bursztynowego (x2), probówka stożkowa 50 ml (x2), bulion CBD w proszku, zapas kliniczny paklitakselu (6 mg / ml).
  2. Dodać odpowiednią objętość EtOH do każdej stożkowej probówki o pojemności 50 ml w celu przygotowania końcowego rozpuszczalnika w stosunku 1:1:18 EtOH: etoksylowany olej rycynowy: sól fizjologiczna.
  3. Zmasuj odpowiednią ilość CBD, aby uzyskać stężenie 5 mg/kg dla liczby zwierząt, które mają być badane.
  4. Rozpuść CBD w EtOH w jednej z dwóch przygotowanych stożkowych probówek o pojemności 50 ml.
  5. Wiruj mieszaninę CBD-EtOH z dużą prędkością, aż CBD całkowicie się rozpuści.
  6. Dodać równoważną objętość etoksylowanego oleju rycynowego do każdej stożkowej probówki o pojemności 50 ml.
  7. Wiruj każdą probówkę z dużą prędkością, aż etoksylowany olej rycynowy znajdzie się w roztworze z EtOH.
  8. Dodaj odpowiednią objętość soli fizjologicznej do każdej stożkowej probówki o pojemności 50 ml, aby uzyskać ostateczny stosunek 1:1:18.
  9. Wirować, aż sól fizjologiczna znajdzie się w roztworze.
  10. Przenieść roztwór kontrolny pojazdu i roztwór CBD do fiolek ze szkła oranżowego.
  11. Rozcieńczyć podstawowy roztwór paklitakselu w stosunku 1:6 w roztworze soli fizjologicznej, aby doprowadzić końcowe stężenie do 1 mg/ml w bursztynowych fiolkach o objętości odpowiedniej do liczby zwierząt, które mają być badane.
  12. Zapieczętować bursztynowe fiolki gumowymi kapslami z aluminiowym kołnierzem.
    UWAGA: Jeśli fiolki z nośnikiem, nośnikiem + CBD i paklitakselem zostały przygotowane przed rozpoczęciem eksperymentu, mogą być przechowywane w temperaturze 4-8 °C przez okres do 7 dni. Przed wstrzyknięciem należy odczekać, aż schłodzone fiolki osiągną temperaturę pokojową. Należy również pamiętać, że niezwykle ważne jest przechowywanie przygotowanych odczynników kannabinoidowych w szkle, jeśli nie do natychmiastowego użycia, aby zapobiec przywieraniu do naczynia lub wytrącaniu się roztworu.

2. Wywoływanie fenotypu allodynowego u szczurów

  1. Skompletować materiały niezbędne do wstrzyknięcia paklitakselu, jak podano poniżej:
    1. Przygotowany 1 mg/ml roztwór podstawowy paklitakselu, 1 ml jednorazowe strzykawki (x n szczurów), igły strzykawkowe 25 g (x n szczurów), pojemnik na ostre odpady chemioterapeutyczne i waga do zbierania masy ciała zwierząt.
  2. Ponumeruj lub oznacz szczury unikalnymi identyfikatorami.
    UWAGA: Zwierzęta powinny zaaklimatyzować się w pomieszczeniach przez co najmniej 1 tydzień przed rozpoczęciem eksperymentu.
  3. Zbierz wagę każdego zwierzęcia.
  4. Przygotować strzykawki z odpowiednią objętością paklitakselu (wszystkie zwierzęta) i nośnikiem lub CBD (w zależności od grupy leczonej). W tym przypadku objętość wstrzyknięcia odpowiada 1 μl/g masy ciała zwierząt.
  5. Wstrzyknąć paklitaksel i nośnik lub paklitaksel i CBD dootrzewnowo.
    1. Aby przytrzymać szczura do wstrzyknięcia, chwyć szczura niedominującym od tyłu, tak aby palec wskazujący spotkał się z kciukiem wokół szyi, a środkowy palec spotkał się z kciukiem pod ramieniem, używając palca serdecznego i małego do uchwycenia ciała.
    2. Ustabilizuj tylne nogi szczura przy ciele.
    3. Należy zachować ostrożność, aby nie wywierać niewygodnego nacisku na zwierzę, aby uniknąć obrażeń.
      UWAGA: Podczas obchodzenia się ze szczurami zawsze istnieje ryzyko ugryzienia lub zadrapania. Aby zminimalizować to ryzyko, eksperymentator może nosić dodatkowe środki ochrony osobistej w postaci rękawic odpornych na gryzienie.
    4. Podczas ręcznego krępowania i stabilizacji należy przechylić zwierzę w taki sposób, aby jego brzuch był łatwo dostępny dla strzykawki.
    5. Wstrzyknąć 1 mg/ml paklitakselu w prawy dolny kwadrant zwierzęcia i wyrzucić strzykawkę do pojemnika na ostre odpady chemioterapii.
    6. Wstrzyknąć nośnik lub CBD w ilości 1 μl/g masy do lewego dolnego kwadrantu zwierzęcia i wyrzucić strzykawkę do zwykłego pojemnika na ostre przedmioty."
      UWAGA: Naprzemienne miejsce wstrzyknięcia łagodzi niepokój zwierząt i potencjalne podrażnienie miejsca wstrzyknięcia.
    7. Oznacza to 1. dzień eksperymentu. Powtórz ten proces w dniach 2-4, aby wywołać fenotyp allodynowy. W tym czasie należy postępować zgodnie z instytucjonalnymi protokołami postępowania z klatkami skażonymi chemioterapeutykami.
    8. Wykonaj podstawowe pomiary mechaniczne i termiczne allodynii w dniu 0, jak opisano w kroku 3. Uwzględnij dodatkowe bodźce w generowaniu linii bazowej, jak opisano w kroku 4. Analiza wartości dnia 0 dla tych bodźców będzie niezbędna do wygenerowania oceny bólu.
    9. Powtarzać krok 2.5.8 do momentu, gdy zwierzęta wykażą stabilny, powtarzalny poziom bazowy, aby uniknąć niejednorodności w odpowiedzi spowodowanej niewystarczającym obchodzeniem się.
      UWAGA: Nie przerywaj procesu indukowania fenotypu allodynowego. Jeśli eksperymentator nie jest w stanie przeprowadzić iniekcji w ciągu 4 kolejnych dni, alternatywne schematy dawkowania mogą osiągnąć podobną indukcję fenotypu. Możliwe jest również, a być może zalecane, połączenie wstrzyknięcia paklitakselu z nośnikiem lub CBD w jednym wstrzyknięciu, a nie w dwóch, poprzez odpowiednie dostosowanie objętości początkowego nośnika lub roztworu CBD, aby dostosować się do rozcieńczenia paklitakselu w tych mieszaninach, przy jednoczesnym utrzymaniu końcowego stężenia 5 mg/ml CBD i stężenia paklitakselu 1 mg/ml. Zachowaj odpowiednią ostrożność podczas obchodzenia się z ostrymi narzędziami do chemioterapii, aby uniknąć przypadkowego kontaktu z eksperymentatorem.

3. Ocena wrażliwości mechanicznej i termicznej po uczuleniu

UWAGA: Rysunek 2 pokazuje schematyczną aparaturę użytą do tego badania.

  1. Zbierz następujące materiały do testów wrażliwości mechanicznej i na zimno:
    1. Filamenty Von Frey (4-100 g), suchy lód, stożkowa probówka 15 ml, komory izolacyjne, druciana siatka podłogowa, szklany panel 1/4 cala i stoper.
  2. Rozpocznij ocenę w 7 dniu eksperymentu (np. 3 dni po ostatnim wstrzyknięciu chemioterapeutyku/leczenia).
  3. Montaż komór von Freya i izolacji termicznej.
    1. Umieść komory izolacyjne pod kątem wrażliwości mechanicznej (6 komór oddzielonych plastikowymi przegrodami) na drucianej siatce podłogowej 20 cm nad blatem.
    2. Umieść komory izolacyjne do badania wrażliwości termicznej (pojedyncza komora) na szklanej powierzchni 1/4 cala 20 cm nad blatem.
  4. Umieść zwierzęta pojedynczo w komorach izolacyjnych do mechanicznej allodynii.
  5. Odczekać, aby aklimatyzacja w komorach izolacyjnych trwała 15 minut przed rozpoczęciem badania.
  6. Przeprowadź ręczne testy von Freya pod kątem wrażliwości mechanicznej. Ta metoda opisuje ręczne testowanie von Freya, ale elektroniczne testowanie von Freya może być zastąpione testowaniem ręcznym14.
    1. Zacznij od filamentu odpowiadającego najmniejszemu gramowi siły (np. 4 g) i wywieraj nacisk na środkową powierzchnię podeszwową prawej tylnej łapy tak, aby włókno było utrzymywane w kształcie litery C przez 6 s.
      UWAGA: Badacze donoszą o niewielkiej różnicy między prawą i lewą tylną łapą, ale eksperymentatorzy powinni być konsekwentni między zwierzętami). Powtórz 5 prób na bodziec.
    2. Powtórzyć te czynności dla każdego zwierzęcia, które ma być badane.
    3. Przesuwaj kolejno rozmiar filamentu w górę i powtarzaj kroki 3.5.1-3.5.2, aż do zaobserwowania reakcji bólowej (np. wycofania łapy) w co najmniej 2 z 5 prób.
    4. Zapisz gram filamentu siły, która wywołała zaobserwowaną reakcję łapy.
    5. Ponownie przetestuj następny dolny filament, aby sprawdzić, czy zaobserwowano wycofanie łapy. W przypadku braku zaobserwowanej reakcji, zapisany gram siły jest ostateczny.
    6. Jeśli zwierzę zareaguje na tym etapie, zapisz nowy gram siły filamentu i ponownie przetestuj następny dolny filament. Powtarzaj tę czynność, aż dolne włókna przestaną wywoływać reakcję. Reprezentatywne dane są pokazane w Rysunek 3A,C.
  7. Przeprowadź testy wrażliwości na zimno.
    1. Wyjąć zwierzę z komory izolacyjnej wrażliwości mechanicznej i umieścić je w komorze izolacyjnej wrażliwości termicznej.
    2. Zapakuj stożkową probówkę o pojemności 15 ml suchym lodem tak, aby końcowa granulka wystawała z górnej części probówki.
    3. Umieść suchy lód na szybie bliżej prawej tylnej łapy zwierzęcia.
    4. Za pomocą stopera rejestruj czas, po którym zwierzę wykaże wycofanie łapy w odpowiedzi na temperaturę. Reprezentatywne dane są pokazane w Rysunek 3B.
    5. Umieść szczura w jego domowej klatce.
    6. Powtarzać wszystkie kroki opisane w ppkt 3.7, aż wszystkie zwierzęta zostaną przebadane i znajdą się z powrotem w swojej klatce domowej.
      UWAGA: Ważne jest również, aby pamiętać, że na tym etapie należy monitorować zachowanie i wagę zwierząt pod kątem wszelkich oznak niepokoju. Jeśli u zwierząt rozwiną się wyjściowe zachowania bólowe lub tracą masę ciała podczas przedłużonych kursów, badanie powinno zostać przerwane, a zwierzęta powinny zostać poddane eutanazji zgodnie z odpowiednią techniką obchodzenia się ze zwierzętami. Jeśli zwierzęta nie wykazują stresu w trakcie eksperymentu, powinny zostać poddane eutanazji po ostatnim dniu testu.

4. Ocena wrażliwości mechanicznej za pomocą szybkiego filmowania

  1. Zbierz następujące materiały, jak wspomniano poniżej, do testu wrażliwości mechanicznej i wideografii:
    1. Komory izolacyjne, druciana siatka podłogowa, wacik bawełniany, pędzel do makijażu, szpilki, szybka kamera, światła podczerwone, laptop z kompatybilnym oprogramowaniem do analizy.
  2. Ocena w połączeniu z wcześniej opisanymi testami wrażliwości mechanicznej11lub jako samodzielny test, jak opisano poniżej.
  3. Zmontuj komory izolacyjne pod kątem czułości mechanicznej (pojedyncza komora), umieszczając je na drucianej siatce podłogowej 20 cm nad blatem.
  4. Umieść aparat na statywie pod kątem około 45 stopni w odległości od 1 do 2 stóp od komory izolacyjnej.
  5. Umieść światła podczerwone na statywach, aby oświetlić komorę do eksperymentów i późniejszej oceny.
  6. Umieść zwierzęta pojedynczo w komorze izolacyjnej w celu mechanicznej oceny bodźców.
  7. Pozwolić na aklimatyzację w komorach izolacyjnych na odległość 15 m przed rozpoczęciem badania.
  8. Przeprowadź testy somatosensoryczne pod kątem wrażliwości mechanicznej na różne bodźce (Rysunek 4).
    1. Użyj laptopa z oprogramowaniem Photron FastCAM Analysis, aby nagrać komorę izolacyjną z prędkością 2000 klatek/s dla każdego bodźca (naciśnij odpowiedni przycisk, aby rozpocząć nagrywanie).
    2. Użyj bawełnianego wacika, aby delikatnie dotknąć bawełnianej końcówki a tylną łapą szczura podczas nagrywania i zatrzymaj się po zakończeniu nagrywania.
    3. Użyj pędzla do makijażu, aby przetrzeć tylną łapę od tyłu do przodu i zatrzymaj się po zakończeniu.
    4. Użyj szpilki, aby przeprowadzić nisko- i wysokociśnieniowe nakłucia szpilkami na tylnej łapie szczura. W przypadku ukłuć niskociśnieniowych delikatnie przyłóż szpilkę do tylnej łapy, wycofaj się po kontakcie podczas nagrywania i zatrzymaj się po zakończeniu.
    5. W przypadku ukłuć szpilką pod wysokim ciśnieniem mocno wciśnij szpilkę w tylną łapę i wycofaj się po kontakcie podczas nagrywania i zatrzymaj się po zakończeniu.
    6. Zwróć zwierzę do klatki domowej.
    7. Powtórzyć te czynności dla każdego zwierzęcia, które ma być badane.
  9. Ręczna ocena zachowania nocyfencjalnego zarejestrowanego za pomocą szybkiej wideografii przy użyciu filmów przetworzonych za pomocą oprogramowania FastCAM15, jak pokazano w Rysunek 5A,B.
    1. Zmierz wysokość łapy (w cm) od podłogi z siatki do jej najwyższego punktu po stymulacji łapy. Aby to zrobić w oprogramowaniu, przejdź do Wymiary > Pomiary i wybierz Dwa punkty.
      1. Odtwórz wideo przez cały ruch łapy, aby określić moment, w którym łapa osiąga swój szczyt podczas początkowego ruchu w górę. Wybierz łatwo rozpoznawalny obszar łapy (np. środek powierzchni podeszwowej, przecięcie palca z łapą, piętą itp.) i ustaw go jako punkt początkowy.
      2. Przewiń wideo, aby zlokalizować położenie tego obszaru przed stymulacją i zaznacz drugi punkt w tym miejscu wzdłuż osi y. Upewnij się, że linia pomiarowa pozostaje równoległa do osi y i nie jest ustawiona pod kątem. Wysokość zostanie wyświetlona w lewym górnym rogu ekranu15.
    2. Określ prędkość łapy, obliczając odległość (w cm) od początkowego uniesienia do najwyższego punktu, podzieloną przez czas (w sekundach) między tymi dwoma punktami. Pomiar ten można wykonać w oprogramowaniu, wybierając Wymiary > Pomiary i wybierając Dwa punkty.
    3. Odtwórz wideo przez cały ruch łapy, aby zidentyfikować klatki, w których łapa inicjuje swój pierwszy ruch w górę. Zmierz prędkość łapy, zaznaczając dwa punkty w różnych klatkach w ramach tego ruchu i obliczając odległość podzieloną przez liczbę klatek lub czas, który upłynął między klatką początkową a końcową15.
    4. Oceń filmy pod kątem zaciskania orbitalnego, potrząsania łapami, ochraniaczy łap i zachowań związanych ze skakaniem. Na przykład, jeśli zwierzę wykazywałoby jedno z tych zachowań podczas stosowania bodźca, jego wynik zachowania nocyfenywalnego wynosiłby 1,
      UWAGA: Zaciśnięcie oczodołu zostało ocenione, gdy oczy przeszły z całkowicie otwartych na częściowo lub całkowicie zamknięte podczas stosowania bodźca. Potrząsanie łapą oceniano, gdy podczas aplikacji bodźca zaobserwowano drganie łap o wysokiej częstotliwości. Skakanie było oceniane, gdy trzy lub więcej łap znajdowało się poza dnem siatki drucianej podczas stosowania bodźca.
    5. Użyj danych wyjściowych z bodźców, aby wygenerować oszacowania rozkładu i błędów dla tej kohorty zwierząt, jak opisano wcześniej15. Krótko mówiąc, nagraj filmy z każdym zwierzęciem wykorzystywanym w badaniach w odpowiedzi na dotyk statyczny, dotyk dynamiczny, lekkie ukłucie szpilką i ciężkie ukłucie szpilką na początku leczenia, aby uchwycić pełny zakres możliwych cech behawioralnych.
      1. Oblicz średnią i odchylenie standardowe każdej cechy behawioralnej (prędkość, wzrost, wynik bólu) dla grupy we wszystkich bodźcach (dotyk statyczny, wacik, lekkie ukłucie szpilką, ciężkie ukłucie szpilką).
    6. Wygeneruj wskaźniki Z na podstawie surowych danych zaobserwowanych w każdym filmie, korzystając ze zmiennych wygenerowanych w kroku 4.9.4 i procedur opisanych wcześniej16.
    7. Połącz wszystkie wskaźniki z w jednowymiarową wartość własną, korzystając z analizy głównych składowych za pomocą oprogramowania do analizy statystycznej17. Dzięki temu kombinacja przekształconych wyników z z trójwymiarowego zestawu danych może być obliczana jako pojedyncza ważona wartość całkowita16.
    8. Wykreśl wyniki bólu generowane przez PCA, obejmujące te wiele wymiarów behawioralnych, aby oddzielić zachowania związane ze szkodliwymi i nieszkodliwymi bodźcami (Rysunek 5C) za pomocą oprogramowania do analizy statystycznej.
      UWAGA: Testy mechaniczne wspomagane wideografią stanowią iterację testów von Freya, wprowadzając zwiększoną wymiarowość. W kontekście CIPN pozwala na opisanie i rozróżnienie między antyallodynią a analgezją. Punktacja wideo może być również prowadzona przez strony niezależne od eksperymentatora, który przeprowadził testy sensoryczne. Jest to potężne narzędzie, które może zarówno zmniejszyć stronniczość eksperymentatora, jak i zwiększyć głębię gromadzonych informacji. Należy zauważyć, że ta metoda opiera się na specjalistycznym sprzęcie, oprogramowaniu i technikach statystycznych. Służy jako uzupełnienie bardziej dostępnej metody opisanej w poprzednich sekcjach. Ponadto należy zauważyć, że gromadzenie danych jest czasochłonne ze względu na rozmiar plików generowanych przez kamerę, a przestrzeń do przechowywania plików może być czynnikiem ograniczającym. Czynniki te należy wziąć pod uwagę na początku eksperymentu.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Wyniki behawioralne wywołane przez ten model CIPN u szczurów są wysoce powtarzalne i spójne. Rysunek 3A przedstawia wyniki czucia mechanicznego w punkcie wyjścia oraz po sensytyzacji paklitakselem u zwierząt kontrolnych i leczonych CBD. W punkcie wyjścia szczury Sprague-Dawley zazwyczaj zaczynają wykazywać wycofywanie łapy przy sile 26-60 g przyłożonej za pomocą filamentów von Frey. Jest to obserwowalne w obu grupach badawczych w dniu zerowym. Po podaniu paklitakselu zwierzęta leczone placeb...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Szczurzy model neuropatii obwodowej wywołanej chemioterapią podsumowuje dwa z najczęściej zgłaszanych problemów związanych z jakością życia pacjentów otrzymujących niektóre rodzaje chemioterapii pod względem wrażliwości mechanicznej i termicznej. Dzięki temu modelowi stosunkowo niedrogie i wydajne metody mogą określić ilościowo tę czułość za pomocą testów włókien von Freya i wrażliwości termicznej poprzez ekspozycję na suchy lód. Metoda ta zapewnia również dodatkową metodę bardziej specjalistycznego testowania <...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Autorzy chcieliby podziękować laboratoriom Warda i Wimmera za ich wsparcie w tym projekcie. Praca ta była wspierana przez National Institutes of Health, National Institute of Neurological Disorders and Stroke [Grant R42 NS120548-02].

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
CannabidiolCaymen Chemical90080Ann Arbor, MI
ChremophorMillipore-Sigma238470St. Lous, MO
EtanolMillipore-SigmaE7023St. Lous, MO
Oprogramowanie do analizy FastCAM Photonhttps://photron.com, szybka kamera o otwartym kodzie źródłowym
Photron AX 50 
Światła podczerwone CMVision Stopień ochrony IP65 
Normalna sól fizjologicznaMillipore-SigmaS0817St. Lous, MO
PaclitaxelTemple University Hospital PharmacyN/AFiladelfia, PA
Szczury Sprague-Dawley (250– 300 g) Taconic Laboratories, Cranbury, New Jersey

Bibliografia

  1. Zhang, X., Chen, W. W., Huang, W. J. Chemotherapy-induced peripheral neuropathy. Biomed Rep. 6 (3), 267-271 (2017).
  2. Sałat, K. Chemotherapy-induced peripheral neuropathy: part 1-current state of knowledge and perspectives for pharmacotherapy. Pharmacol Rep. 72 (3), 486-507 (2020).
  3. Velasco, R., Bruna, J. Chemotherapy-induced peripheral neuropathy: An unresolved issue. Neurología (English Edition). 25 (2), 116-131 (2010).
  4. Zajaczkowską, R., et al. Mechanisms of chemotherapy-induced peripheral neuropathy. Int J Mol Sci. 20 (6), 1451(2019).
  5. Cavaletti, G., et al. Cannabinoids: An effective treatment for chemotherapy-induced peripheral neurotoxicity. Neurother. 18 (4), 2324(2021).
  6. Lowe, H., Toyang, N., Steele, B., Bryant, J., Ngwa, W. The endocannabinoid system: A potential target for the treatment of various diseases. Int J Mol Sci. 22 (17), 9472(2021).
  7. Ward, S. J., Ramirez, M. D., Neelakantan, H., Walker, E. A. Cannabidiol prevents the development of cold and mechanical allodynia in paclitaxel-treated female C57Bl6 mice. Anesth Analg. 113 (4), 947-950 (2011).
  8. Ward, S. J., et al. Cannabidiol inhibits paclitaxel-induced neuropathic pain through 5-HT(1A) receptors without diminishing nervous system function or chemotherapy efficacy. Br J Pharmacol. 171 (3), 636-645 (2014).
  9. Iffland, K., Grotenhermen, F. An update on safety and side effects of cannabidiol: A review of clinical data and relevant animal studies. Cannabis Cannabinoid Res. 2 (1), 139(2017).
  10. Bacalhau, C., Costa-Pereira, J. T., Tavares, I. Preclinical research in paclitaxel-induced neuropathic pain: A systematic review. Front Vet Sci. 10, 1-17 (2023).
  11. Ippolito, M. J., Hayduk, S. A., Kinney, W., Brenneman, D. E., Ward, S. J. KLS-13019, a novel structural analogue of cannabidiol (CBD) and GPR55 receptor antagonist, prevents and reverses chemotherapy-induced peripheral neuropathy (CIPN) in rats. J Pharmacol Exp Ther. 391 (2), 231-240 (2024).
  12. Brenner, D. S., Golden, J. P., Gereau, R. W. IV A novel behavioral assay for measuring cold sensation in mice. PLoS ONE. 7 (6), 1-08 (2012).
  13. Zeid, D., et al. Paternal morphine exposure in rats reduces social play in adolescent male progeny without affecting drug-taking behavior in juvenile males or female offspring. Mol Cell Neurosci. 126, 103877(2023).
  14. Deuis, J. R., Dvorakova, L. S., Vetter, I. Methods used to evaluate pain behaviors in rodents. Front Mol Neurosci. 10 (284), 1-17 (2017).
  15. Burdge, J., Fried, N. T., Abdus-Saboor, I. Using high-speed videography for objective and reproducible pain measurement on a mouse pain scale. STAR Protoc. 2 (1), 1-16 (2021).
  16. Toussaint, A. B., et al. Chronic paternal morphine exposure increases sensitivity to morphine-derived pain relief in male progeny. Sci Adv. 8 (7), 1-17 (2022).
  17. Abdus-Saboor, I., et al. Development of a mouse pain scale using sub-second behavioral mapping and statistical modeling. Cell Rep. 28 (6), 1-33 (2019).
  18. Faraji, J., et al. Sex-specific stress and biobehavioral responses to human experimenters in rats. Front Neurosci. 16, 1-14 (2022).
  19. Bigelow, L. J., Pope, E. K., MacDonald, D. S., Rock, J. E., Bernard, P. B. Getting a handle on rat familiarization: The impact of handling protocols on classic tests of stress in Rattus norvegicus. Lab Anim. 57 (3), 259-269 (2023).
  20. Bryda, E. C. The mighty mouse: The impact of rodents on advances in biomedical research. Missouri Med. 110 (3), 207-211 (2013).
  21. Gadgil, S., et al. A systematic summary and comparison of animal models for chemotherapy induced (peripheral) neuropathy (CIPN). PLoS One. 14 (8), 1-17 (2019).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Przeglądaj więcej artykułów

neuropatia indukowana chemioterapiąleczenie kannabidiolemszczurzy model neuropatiipodawanie paklitakselunadwrażliwość mechanicznanadwrażliwość na zimnowideozapis o wysokiej częstotliwości klatekzachowania nocyfencyjneból neuropatycznyzapobieganie allodynii

Ten artykuł został opublikowany

Film wkrótce dostępny

Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.