Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Normotermiczna perfuzja nerek szczurów do przeszczepu

1.4K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/68251

⸱

27 stycznia 2026

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Organ Transplantation Center, The First Affiliated Hospital of Sun Yat-sen University, 2Guangdong Provincial Key Laboratory of Organ Donation and Transplant Immunology, 3Sun Yat-sen University & Huayue Bio-Artificial Kidney and Renal Regeneration Research Laboratory, 4Zhongshan School of Medicine, Sun Yat-sen University, 5Yuxi Zhongshan Hospital

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

Protokół ten opisuje ekspresję nerek szczura metodą normotermiczną z maszyną ex vivo , przeznaczoną do późniejszego przeszczepu do szczura biorcy.

Streszczenie

Technika perfuzji maszynowej normotermicznej (NMP) to obiecująca technologia konserwacji narządów, która zapewnia platformę do oceny i interwencji organów ex vivo . Ze względu na ograniczoną dostępność klinicznie odrzuconych organów oraz wysokie koszty modeli dużych zwierząt, model NMP dla małych zwierząt uważany jest za obiecującą alternatywę dla badań. Tutaj ustanowiliśmy ustandaryzowany protokół NMP i przeszczepów dla nerek szczurów, oferując krok po kroku przewodnik po poborze nerek, konserwacji NMP i przeszczepianiu. Szczegóły i parametry NMP zostały zarejestrowane. Wszyscy biorcerzy szczurzy przeżyli dzięki temu zabiegowi chirurgicznemu i technice NMP, a funkcja przeszczepu nerek pozostała prawidłowa po przeszczepie. Wskaźnik przeżywalności i histologia przeszczepów w NMP nie wykazały istotnych różnic w porównaniu do statycznego przechowywania w zimnie (SCS) w 7. dniu pooperacyjnym. Ta nowatorska strategia NMP w modelach zwierząt może przynieść korzyści podstawowym badaniom dotyczącym zachowania, oceny i interwencji narządów w przyszłości. Ponadto ten model oferuje opłacalną, skalowalną platformę do przedklinicznych testów terapii, technik obrazowania oraz interwencji związanych z perfuzją.

Wprowadzenie

Choroba nerek w końcowym stadium (ESKD) to szybko rosnące obciążenie dla systemów zdrowotnych i opieki zdrowotnej na całym świecie 1,2,3. Chociaż dializa jest dominującą terapią ESKD w większości krajów, przeszczep nerki pozostaje złotym standardem leczenia, zapewniając lepszą jakość życia oraz poprawiając przeżycie i rokowanie w porównaniu z dializami 1,3,4,5. Jednak niedobór nerek dawcy ogranicza dalsze rozpowszechnianie przeszczepów nerek i prowadzi do coraz częstszego użycia przeszczepów oddanych po śmierci krążeniowej (DCD) lub pobranych od dawców o rozszerzonych kryteriach (ECD)6,7,8.

Statyczne przechowywanie w zimnie (SCS) jest obecnie standardową metodą zachowania narządów, jednak przedłużona zimna niedokrwienie zwiększa ryzyko opóźnienia funkcji przeszczepu (DGF) i prowadzi do ostrego oraz przewlekłego odrzucenia, zwłaszcza w przeszczepach DCD lub ECD 9,10,11,12. Dlatego poszukiwanie metody zachowania narządów, która zminimalizuje uszkodzenia spowodowane zimnem i poprawi rokowanie przeszczepu, jest kluczowe. Perfuzja maszynowa normotermiczna (NMP) to nowa technika konserwacji narządów, która może naśladować warunki fizjologiczne poprzez krążenie podgrzanego i natlenionego perfuzjatu przez narząd 12,13,14,15. Może to również utrzymać niemal fizjologiczny stan metaboliczny, umożliwiając ocenę żywotności narządów, łagodzenie urazu zimnego niedokrwiennego, a nawet naprawę uszkodzeń narządów 16,17,18,19,20. W porównaniu z SCS, NMP skutkuje obniżonym odsetkiem DGF oraz lepszą prognozą przeszczepów zarówno w DCD, jak i ECD 17,21,22.

Nerki wieprzowinkowe oraz kliniczne odrzucone nerki przez człowieka są obecnie wykorzystywane w podstawowych badaniach NMP 20,23,24. Należy jednak zauważyć, że modele wieprzowe napotykają na istotne ograniczenia, w tym wysokie koszty hodowli, wysokie wymagania dotyczące dawkowania leków oraz niedobór odczynników specyficznych dla gatunku25. Ponadto użycie odrzuconych ludzkich organów wiąże się z ograniczoną dostępnością i złożonymi procesami etycznego przeglądu. Te ograniczenia łącznie ograniczają ich szerokie zastosowanie w badaniach podstawowych. Dla porównania, modele małych zwierząt gryzoni (szczególnie szczurów), choć obecnie niedostatecznie reprezentowane w literaturze, oferują znacznie niższe koszty operacyjne i obfitość komercyjnie dostępnych odczynników. Te zalety stawiają ich jako obiecujące platformy do rozwoju badań podstawowych 26,27,28. Na podstawie tego uzasadnienia opracowaliśmy i zweryfikowaliśmy model NMP i transplantacji oparty na szczurach w tym manuskrypcie.

Niniejszy artykuł przedstawia szczegółowy protokół ustanawiania NMP i przeszczepów w nerkach szczurów. Obejmuje przygotowanie perfuzacji i systemu perfuzji oraz kompleksowy opis zabiegu chirurgicznego zarówno nerek dawcy, jak i biorcy. Model ten pokazuje potencjał jako idealny model zwierzęcy do badania przeszczepów nerek, szczególnie jako platforma do przetwarzania i monitorowania skuteczności odpowiednich leków 19,29,30,31.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Protokoły dotyczące zwierząt zostały zatwierdzone przez Komitet ds. Opieki i Wykorzystania Zwierząt w Centrum Zwierząt Laboratoryjnych Uniwersytetu Sun Yat-sena (nr SYSU-IACUC-2023-000717). Wszystkie zwierzęta w tym badaniu były samcami szczurów Sprague–Dawley w wieku 7–8 tygodni (250–300 g), Specyficznie Wolnymi od Patogenów (SPF), spełniającymi standardowe wymagania bezpieczeństwa zwierząt laboratoryjnych (patrz lista wykluczeń patogenów w Tabeli Uzupełniającej S1). Były karmione standardową dietą i przebywały w pokoju wolnym od patogenów w Centrum Zwierząt Laboratoryjnych Uniwersytetu Sun Jat-sena.
Przed eksperymentami sterylizuj wszystkie narzędzia chirurgiczne za pomocą autoklawu (121 °C, 30 min). Stosuj wyłącznie jednorazowe sterylne materiały eksploatacyjne podczas wszystkich procedur i ściśle przestrzegaj protokołów aseptycznych podczas wszystkich operacji.

1. Przygotowanie podstawowego perfuzjatu

  1. Połącz 2,5 g albuminy surowicy bydłej (BSA), 50 mL RPMI 1640, 2% penicylin-streptomycyny oraz 0,6 mg kreatyniny, aby przygotować podstawowy perfuzat (Tabela Uzupełniająca S2).
  2. Dodaj 5% roztwór wodorowęglanu sodu (0,5-1,2 mL), aby dostosować pH do ~7,3 i nadmiar zasad (BE, ważny wskaźnik mierzący równowagę kwasowo-zasadową systemu perfuzyjnego) do ~0, uzyskując całkowitą objętość ~60 mL.
  3. Przefiltruj roztwór przez filtr 0,22 μm, aby usunąć cząstki i bakterie.
    UWAGA: Pełny perfuzat wymaga 50 mL podstawowego perfuzatu i 10 ml krwi dawcy (patrz krok 2.13).

2. Pozyskanie nerek

UWAGA: Użyj 8-0 Szwy chirurgiczne dla wszystkich podwiązań.

  1. Wprowadź znieczulenie z udziałem 3% izofluranu w komorze znieczulenia i utrzymuj znieczulenie ogólne z użyciem 1,5% izofluranu przez cały czas trwania zabiegu.
  2. Przygotowanie przed operacją.
    1. Dodaj 20 ml schłodzonej soli fizjologicznej do szalki Petriego, aby zachować nerkę pobraną w kroku 2.12.
    2. Napełnij strzykawkę 10 ml zimnego roztworu hipertonicznej cytrynianu adeniny (HCA) oraz 1 250 U heparyny. Podłącz strzykawkę do przedłużania i igły do wlewania 24 G.
  3. Wybierz i znieczulonił szczura dawcę izofluranem. Potwierdź wystarczającą głębokość znieczulenia, weryfikując brak odruchów tylnej stopy.2.3. Po wprowadzeniu znieczulenia użyj elektrycznym maszynką do golenia włosów brzusznych (zakres: od wyrostka keksfoidalnego do współstyki łonowej, obie strony do linii śródpachowej).
  4. Użyj taśmy medycznej, aby przywiązać szczura na plecach na desce operacyjnej z termoforem. Dezynfekuj skórę brzucha wacikiem nasączonym jodem, a następnie watykiem nasączonym alkoholem dla dodatkowej anesepty. Rozłóż sterylną gazę na zdezynfekowanej skórze brzucha.
  5. Użyj skalpela i kleszczy, aby wykonać nacięcie środkowe od wyrostka ksifoidalnego do pęcherza moczowego (około 8 cm długości). Kolejno otwieraj warstwy skóry i mięśni brzucha.
    UWAGA: Zaciskaj naczynia brzuszne, aby zapobiec krwawieniu, jeśli to konieczne.
  6. Zwij ścianę brzucha hakiem pociągającym, aby odsłonić pole chirurgiczne.
  7. Użyj kleszczy mikroskopowych, aby rozdzielić tkankę łączną i wyizolować lewą nerkę i moczowód.
  8. Załóż ligaturę (Ligatura I) wokół lewego moczowodu. Rozcinaj lewy moczowód nerkowy 0,5-1,0 cm dalej od kłębka nerki i załóż cewnik rurką 26 G o długości ~0,5 cm, a następnie zaciskaj wiązanie I (rysunek 1A,B).
  9. Oddziel lewe naczynia nerkowe. Umieść ligatury na tętnicy nerkowej (Ligatura II) i żyłce nerkowej (Ligatura III) (Rysunek 1A,B).
  10. Kolejno dokręcaj ligatury II i III. Rozciąć naczynia krwionośne i moczowód dystalnie od miejsca podwiązania. Rozciąć tkankę łączną nerki i przenieść nerkę do przygotowanej szalki Petriego.
  11. Kanyluj lewą tętnicę nerkową gotową igłą o masie 24 G. Mocuj kaniulę ligaturą (ligatura IV) i perfuzuj z przepływem 100 mL/h, aż nerka stanie się blada (Rysunek 1A).
    UWAGA: Napełnij rurkę perfuzyjną i igłę wstawioną roztworem, aby uniknąć powstawania pęcherzyków powietrza.
  12. Przepuszczoną nerkę umieść w szalce Petriego na lodzie do momentu wprowadzenia NMP (patrz krok 2.1.1).
    UWAGA: Jeśli chodzi o grupę SCS, przepuszczone nerki zostały zachowane w probówce wirówki o pojemności 15 mL z roztworem HCA w temperaturze 4 °C przez 3 godziny, natomiast nerki grupy NMP przeszły 3-godzinną perfuzję.
  13. Wstrzyknij 1 250 U heparyny z aorty brzusznej za pomocą igły 24 g podłączonej do strzykawki 20 mL. Następnie pobierz 10 ml heparynizowanej krwi za pomocą opisanej powyżej igły do pełnego przygotowania perfuzatu. Uśpienie szczurów dawców przez wykrwawienie pod utrzymaną znieczuleniem.
    UWAGA: Pełny perfuzat utrzymuje poziom hematokrytu (HCT) na poziomie 6-8%.

3. Przygotowanie systemu NMP i perfuzja

  1. Złóż system perfuzji (Rysunek 2).
  2. Ustaw kąpiel wodną, aby komora organów była ustawiona na 37 °C. Włącz dopływ gazu 90%O2 , aby natlenić membranowy utleniacz zwierzęcy.
  3. Po przefiltrowaniu przez sito komórkowe wymieszaj 10 ml krwi dawcy (Krok 2.13) z podstawowym perfuzatem (Krok 1) w komorze narządowej, aby uzyskać pełny perfuzat. Zostaw ~2 mL próbki mieszanki jako próbkę bazową.
  4. Włącz pompę perystaltyczną i zainicjuj perfuzję (3 mL/min) oraz napełnij probówkę perfuzyjną mieszaniną. Przymocuj sterylną przędzę okrągłą nad komorą za pomocą zacisków.
  5. Po napełnieniu probówki i wypłynięciu przez mieszaninę połącz nerkę (Krok 2.12) z systemem perfuzyjnym i rozpocznij perfuzję. Użyj zacisku, aby zabezpieczyć rurociąg (rysunek 1A,C).
  6. Połącz kaniulę moczowowodu z rurką przedłużaczą. Podczas perfuzji zbieraj mocz w rurce mikrowirówki.
  7. Podczas perfuzji utrzymuj ciśnienie perfuzyjne na poziomie ~80 mmHg oraz temperaturę nerek na ~37 °C. Monitoruj i rejestruj przepływ perfuzji, ciśnienie oraz opór naczyniowy (definiowany jako ciśnienie perfuzyjne podzielone przez przepływ perfuzji).
  8. Dodaj 1,0 ml wody sterylnej i utlenuj przez 20 sekund (3 L/min, 90%O2) co 30 minut, a także pobieraj 1 ml perfuzacji i moczu produkowanego co godzinę w celu zatrzymania próbek, a także mierz stężenie gazów we krwi i biochemię krwi perfuzatu.
  9. Na koniec perfuzji należy zmierzyć biochemię krwi perfuzjatu, aby obliczyć frakcyjne wydalanie (FE) sodu i potasu. Wzory obliczeniowe dla wymienionych indeksów są następujące:
    figure-protocol-1
    figure-protocol-2
    Gdzie PNa oznacza stężenie sodu w perfuzacie. UCr oznacza stężenie kreatyniny w moczu. UNa oznacza stężenie sodu w moczu. PCr oznacza stężenie kreatyniny w perfuzacie. oznacza stężenie potasu w perfuzacie. UK oznacza stężenie potasu w moczu.
    1. Monitoruj pH podczas perfuzji na podstawie wyników gazów we krwi. Ogranicz wentylację w przypadku zasadowki oddechowej (hiperwentylacji).
    2. W przypadku kwasicy metabolicznej należy dodać odpowiednią ilość roztworu wodorowęglanu sodu do perfuzji.
  10. Po 3 godzinach NMP usuń rurkę przedłużającą moczowód i pobierz próbkę moczu.
  11. Usuń nerkę z systemu perfuzyjnego. Podłącz mieszkalność do mikropompy. Przepuszczaj nerkę schłodzonym roztworem HCA (przechowywanym w lodówce w temperaturze 4 °C i pobieraj tylko odpowiednią objętość przed użyciem), aż nerka zblednie.
  12. Usuń nerkę z igły wkłującej. Przechowuj go w roztworze HCA w temperaturze 4 °C przed przeszczepieniem.

4. Przeszczep nerki szczura

UWAGA: Użyj 8-0 szwy dla wszystkich wiązań oraz szwy 11-0 do wykonywania anastomozy naczynia nerkowego i moczowodu moczowodu. Do wykonania anastomozy skóry i mięśni brzucha używaj szwów 3-0.

  1. Dzień przed operacją wstrzyknij meloksykam (2 mg/kg) wszystkim szczurom biorcy dootrzewnowkowo w celu przeciwodrzewkowości. Wprowadzić znieczulenie z użyciem 3% izofluranu w komorze znieczulenia i utrzymać znieczulenie ogólne z użyciem 1,5% izofluranu przez cały czas trwania zabiegu. Stosuj sprayem 2% lidokainą miejscowo na miejsce nacięcia brzucha pooperacyjnie w celu miejscowego przeciwbólu.
  2. Wybierz i znieczulaj szczura biorcę w komorze narkozycznej. Potwierdź wystarczającą głębokość znieczulenia, sprawdzając brak odruchów tylnej stopy.
  3. Po indukcji znieczulenia użyj elektrycznej maszynki do golenia włosów brzusznych (zakres: od wyrostka ksofoidalnego do rozworu łonowego, po obu stronach linii śródpachowej).
  4. Użyj taśmy medycznej, aby przywiązać szczura na plecach na desce operacyjnej z termoforem. Dezynfekuj skórę brzucha wacikiem nasączonym jodem, a następnie watykiem nasączonym alkoholem dla dodatkowej anesepty. Powtórz powyższą procedurę dezynfekcji łącznie trzy razy. Rozłóż sterylną gazę na zdezynfekcowanej skórze brzucha.
  5. Użyj skalpela i kleszczy, aby wykonać nacięcie środkowe od wyrostka ksifoidalnego do pęcherza moczowego (około 8 cm długości). Kolejno otwieraj warstwy skóry i mięśni brzucha. Zacisnąć naczynie na ścianie brzucha, aby zapobiec krwawieniu.
  6. Zwij ścianę brzucha hakiem pociągającym, aby odsłonić pole chirurgiczne. Wyizoluj i odsłoń prawą nerkę od tkanki łącznej. Rozdziel i podwiązuj prawe naczynia nerkowe (ligatura V) oraz moczowód (ligatura VI). Wyciąć prawą nerkę na dalszym końcu ligatury V oraz na bliższym końcu ligatury VI (Rysunek 1A,D).
  7. Izoluj i odsłoń naczynia lewej nerki. Następnie zaciskaj lewą tętnicę nerkową i żyłę kolejno zaciskiem naczyniowym. Wyciąć lewą nerkę, przecinając naczynia nerkowe i moczowód (Rysunek 1A,E).
  8. Całkowicie odsłonić luminę naczyniową zarówno tętnic, jak i żyły. Przepłukać lewą tętnicę nerkową i żyłę biorcy solą heparyzowaną (Tabela uzupełniająca S2), aż nie zostanie pozostała płyn lumen.
  9. Przenieś lewą nerkę dawcy w kroku 3.12 do lewej jamy brzusznej biorcy. Po przeniesieniu aplikuj zimną irykację solą fizjologiczną nerki co 3-5 minut, aby utrzymać stan hipometaboliczny i złagodzić uszkodzenia niedokrwienne.
  10. Wykonaj zakończoną anastomozę tętnicy nerkowej (Anastomozę I) i żyły (Anastomozę II) za pomocą szwów 11-0. Podczas szycia nawadniaj powierzchnię szczepienia zimną solą fizjologiczną.
    1. Wykonaj przerwane zamknięcie zarówno górnego, jak i dolnego bieguna tętnicy nerkowej.
    2. Wykonaj ciągłe zamknięcie brzusznej części tętnicy nerkowej. Odsłonić grzbietową część tętnicy nerkowej. Wykonaj ciągłe zamknięcie grzbietowej części tętnicy nerkowej.
      UWAGA: Dokręć szwy, aby nie było szczelin w ścianie naczynia. Zapewnij pełną grubość aportacji ściany naczyniowej przy każdym zakładaniu szwów, unikając przenikania przez ścianę na stronę przeciwległą.
    3. Wykonaj przerwane zamknięcie zarówno górnego, jak i dolnego bieguna żyły nerkowej.
    4. Wykonaj ciągłe zamknięcie grzbietowej części żyły nerkowej. Zabezpiecz ciągły szew anastomotyczny przed kolejnym zamknięciem. Wykonaj ciągłe zamknięcie brzusznej części żyły nerkowej.
  11. Zwolnij zaciski naczyniowe i otwórz tętnicę nerkową oraz żyłę.
    UWAGA: Jeśli pojawia się niewielkie krwawienie, użyj czystej waciczki, aby przycisnąć i zatrzymać krwawienie.
  12. Wkładaj 26-galową kaniulę moczowowodu dawcy do moczowodu biorcy. Zabezpiecz kikut moczowodowcowy zarówno po prawej, jak i lewej stronie (Anastomoza III).
  13. Napraw przeszczep, zszywając tkankę łączną do tkanki tłuszczowej koła nerkowego (rysunek 1A,F).
  14. Sprawdź wygląd przeszczepu przed zamknięciem brzucha (rysunek 1A,G). Po zabiegu zszyj kolejno warstwę mięśni brzucha i skórę, a następnie zamykaj jamę brzuszną. Nałóż spray lidokainowym na rozlot. Użyj termoforu, aby utrzymać temperaturę ciała szczura podczas rekonwalescencji, a gdy tylko będzie się poruszać, umieść go w klatce metabolicznej do monitorowania.
    UWAGA: Wykonaj warstwowe zamknięcie ściany brzucha z precyzyjną apropozycją tkanek i zabezpiecz napięcie przy każdym ułożeniu szwów. Podczas zamykania skóry włącz część warstwy mięśniowej pod spodem, aby zapobiec powstawaniu martwej przestrzeni.

5. Podawanie okołooperacyjne i wykrywanie pooperacyjne

  1. Zarządzanie lekami okołooperacyjnymi: Następujące leki podawano codziennie za pomocą zastrzyku dootrzewnego: Meloksykam w dawce 2 mg/kg w przypadku okołooperacyjnej anestezji, od 1 dnia przed operacją do 3 dni po zabiegu. Metyloprednizolon sodu sukcynanowany w dawce 4 mg/kg w celu zapobiegania odrzuceniu przeszczepu od dnia operacji do 7. dnia pooperacyjnego. Monitoruj i rejestruj przeżycie oraz dzienne wydzielanie moczu szczurów biorcy po operacji.
  2. Siódmego dnia po operacji znieczulaj szczura i pobieraj krew z aorty brzusznej do pomiarów biochemicznych. Pobierz przeszczep nerki. Uśpij szczury przez wykrwawienie pod ciągłą znieczuleniem gazowym po zebraniu tkanek.
  3. Utrwal próbki nerek w roztworze 4% paraformaldehydu (PFA), a następnie przetworzył je przez standardowe odwodnienie, oczyszczanie i osadzanie parafiny (Tabela Suplementów S3). Przeciąć bloki osadzone w parafinie o grubości 4 μm. Następnie barwienie hematoksyliną i eozyną (H&E, Tabela uzupełniająca S4) oraz kwasem okresowym (PAS, Tabela suplementów S5)) do oceny histologicznej.
    UWAGA: Szczegółowe procedury barwienia przedstawiono w Tabeli Uzupełniającej S3, Tabeli Uzupełniającej S4 oraz Tabeli Uzupełniającej S5.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Dzięki opisanej metodzie izolowane nerki szczurów mogą pozostać żywotne do perfuzji maszynowej normotermicznej ex vivo przez co najmniej 3 godziny. Podczas NMP odporność perfuzyjną nerek (Rysunek 3A, pełny bazowy zestaw danych z Rysunku 3 i 4 jest dostępny w Tabeli Uzupełniającej S6.) utrzymuje się stabilnie na poziomie 5,958 ± 1,106 mmHg/(mL/min), co świadczy o stabilności naszego ustalonego systemu perfuz...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

NMP może skrócić czas trwania niedokrwienia przeszczepu oraz umożliwić ocenę i leczenie jakości przeszczepu ex vivo 16,17,18,19,20,32,33. Nie istnieje jednak jednolity standard dla modelu NMP dla modelu szczura. W tym artykule opracowaliśmy model zwierzęcy NMP oraz późniejszą transp...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają żadnych konfliktów interesów do ujawnienia.

Podziękowania

Prace te były wspierane przez Narodową Fundację Nauk Przyrodniczych Chin (Program Ogólny, Grant nr 82470778); Narodową Fundację Nauk Przyrodniczych Chin (Projekt Fundacji Nauki Młodzieżowej, grant nr 82201961); Fundacji Nauk Przyrodniczych prowincji Guangdong (Program Ogólny, Grant nr 2024A1515011447); oraz Prowincjonalne Laboratorium Kluczowe Dawstwa Narządów i Immunologii Przeszczepów Guangdong (Grant nr 2023B1212060020); Sun Yat-sen University - ARM Laboratorium Regeneracji i Odbudowy Nerek (grant nr SYSU-50000-20240428-0001).

Autorzy pragną podziękować Centrum Zwierząt Laboratoryjnych Uniwersytetu Sun Yat-sena za udostępnienie zwierząt laboratoryjnych, obiektów i aparatur. Rysunek 1 i Rysunek 2 zostały przygotowane za pomocą FigDraw; Graphpad Prism oferował usługi grafowania danych, a Biossci (Hubei) Biotechnologies Company Limited przeprowadzała sekcjonowanie parafiny oraz barwienie patologiczne.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Alkohol (75 %)MUSIYANJJ-75-1
Aparat do transfuzji krwiFoshan Youzhan Tech Co., LtdYZDW-15-5
Albumina surowicy bydlęcej (BSA)Korpus Naukowy Aladyna.B265991-100g
Sit komórkowy (70 & mu; m)Corning Life Science (Wujiang) Co., Ltd352350
Rurka wirówkowa (1,5 mL)Corning Life Science (Wujiang) Co., LtdMCT-150-C-1
Rurka wirówki (15 mL)ExCell BioCS015-0001
WacikHenan PiaoAn Group Co., LtdMały rozmiar
Patyk watowyFoshan Shunde Kangzheng Sanitary Material Co., LtdKZ3-12
KreatyninaShanghai yuanye Bio-Technology Co., LtdS20198-100g
Podwójny okrągły szw nylonowy (11-0)Ningbo Medical Needle Co., LtdSYZ-11-0
Skala elektronicznaSENSSUNEHA17
Dystrybutor płynówZhiyu MedicalYZ-00-0231
GazaZITTARC11001-001
Poduszka grzewczaGuangzhou Dewei Biological Technology Co., LtdDK0032
Zastrzyk z heparyną sodową (12500 U, 2 mL)Chengdu Hepatunn Pharmaceutical Co., LtdH51021209
Termometr na podczerwieńDelikatesyDL333380
Strzykawka do wstrzykiwania (1 mL)Zwycięzca Medical (Human) Co, Ltd.ZT-ZS 1ml
Strzykawka do zastrzyków (10 mL)  Zwycięzca Medical (Human) Co, Ltd.ZT-ZS 10ml
Strzykawka do wstrzykiwania (20 mL)Zwycięzca Medical (Human) Co, Ltd.ZT-ZS 20ml
IzofluranRWD Life Science Co., LTDR510-22-10
i-STAT 1  Analizator krwiAbbott04P75-03 (USA)
Nabój i-STAT CG4+Abbott03P85-25
Wkład i-STAT CHEM8+Abbott09P31-25
Rurka przedłużająca cieczJiangxi Hongda Medical Equipment Group LTDZJ983
Micro-1 Rat OxygenatorDongguan Kewei Medical Instrument Co-, LtdMicro-MO
MikropompaEDKAPITANSYS-3011
Filtr igielny (0,22 μ m)Merck milliporeSLGPR33RB
Rozwiązanie do konserwacji organówGrupa Farmaceutyczna nad JangcyHCA II
OxygenatorOwglesOZ-3-02HWO
Penicylina-Streptomycyna (10 000 U/mL)Thermo Fisher Scientific Inc.15140122
Pompa perystaltycznaKamoer Fluid Tech (Shanghai) Co., Ltd.LLS Plus V2
Rura pompy perystaltycznejFoshan Youzhan Tech Co., LtdLG-1-14
Szalka PetriegoBKMAMBKM001
Czujnik ciśnieniaKorporacja Nauk Przyrodniczych EdwardsJIBPT-A-01-EDW
Odbiornik czujnika ciśnieniaSingularity MedicalCB-202309001
RPMI 1640 (1x, 500 mL)Corning Life Science (Wujiang) Co., LtdR10-040-CV
Sól fizjologicznaYXH PHARMACYA1001346
Szczury SDCentrum Zwierząt Laboratoryjnych Uniwersytetu Sun Yat-SenaNA
GolarzBeyotimeFS600
Nylonowy szew z pojedynczym kątem igły (3-0)Ningbo Medical Needle Co., LtdDJZ-3-0
Pojedyncza okrągła igła Nylon Suture (8-0)Ningbo Medical Needle Co., LtdDYZ-8-0
Aparat do znieczulenia dla małych zwierzątRWD Life Science Co., LTDR500
Wielonarządowa maszyna do perfuzji Small AnimalLife  Perfusor  MedycynaPU-100Zawiera metalową antenę, kąpiel wodną, pompę grzewczą i czujnik temperatury
Zestaw do chirurgii dla małych zwierzątBeyotimeFS500
Roztwór wodorowęglanu sodu (NaHCO3, 5 %)Dongguan Puji Medical Technology Co., LtdH20064480
Sterylna arkusz chirurgicznyTechnologia HengAoSKR-BY-DD0001
Woda sterylnaHaiwang BioH35021140
Cewnik dożylny z prostą rączką (24 G)Foshan Youzhan Tech Co., Ltd20230816-1
Mikroskop chirurgicznyMurziderMSD203
TaśmaMinnesota Mining and Manufacturing Co. Ltd1527C-0
Złącze T-TeeFoshan Youzhan Tech Co., LtdWGST-10
Igła cewnika typu Y typu dożylnego (24 G)JIANGXI FENGLINYZDW-7-5
Igła cewnika typu Y (26 G)JIANGXI FENGLINYZDW-7-6

Bibliografia

  1. Collins, A. J., et al. Excerpts from the US Renal Data System 2009 Annual Data Report. Am J Kidney Dis. 55 (1 Suppl 1), A6-A7 A1-A420 (2010).
  2. Skorecki, K., Chertow, G. M., Marsden, P. A., Taal, M. W., Yu, A. S. L. Brenner & Rector's The Kidney. , 10th ed, Elsevier. Philadelphia, PA. (2016).
  3. Thurlow, J., et al. Global epidemiology of end-stage kidney disease and disparities in kidney replacement therapy. Am J Nephrol. 52 (2), 98-107 (2021).
  4. Schnuelle, P., Lorenz, D., Trede, M., Van Der Woude, F. J. Impact of renal cadaveric transplantation on survival in end-stage renal failure: evidence for reduced mortality risk compared with hemodialysis during long-term follow-up. J Am Soc Nephrol. 9 (11), 2135(1998).
  5. O'Connell, P. J., et al. The role of kidney transplantation as a component of integrated care for chronic kidney disease. Kidney Int Suppl (2011). 10 (1), e78-e85 (2020).
  6. Wu, D. A., Watson, C. J., Bradley, J. A., Johnson, R. J., Forsythe, J. L., Oniscu, G. C. Global trends and challenges in deceased donor kidney allocation. Kidney Int. 91 (6), 1287-1299 (2017).
  7. Fang, X., et al. Long-term outcomes of kidney transplantation from expanded criteria donors with Chinese novel donation policy: donation after citizens' death. BMC Nephrol. 23, 325(2022).
  8. Gill, J., et al. Use and outcomes of kidneys from donation after circulatory death donors in the United States. J Am Soc Nephrol. 28 (12), 3647-3657 (2017).
  9. Debout, A., et al. Each additional hour of cold ischemia time significantly increases the risk of graft failure and mortality following renal transplantation. Kidney Int. 87 (2), 343-349 (2015).
  10. Jing, L., Yao, L., Zhao, M., Peng, L., Liu, M. Organ preservation: from the past to the future. Acta Pharmacol Sin. 39 (5), 845-857 (2018).
  11. Kvietkauskas, M., Leber, B., Strupas, K., Stiegler, P., Schemmer, P. Machine perfusion of extended criteria donor organs: immunological aspects. Front Immunol. 11, 192(2020).
  12. Hosgood, S. A., Brown, R. J., Nicholson, M. L. Advances in kidney preservation techniques and their application in clinical practice. Transplantation. 105 (11), e202-e214 (2021).
  13. Hosgood, S. A., Nicholson, M. L. First in man renal transplantation after ex vivo normothermic perfusion. Transplantation. 92 (7), 735-738 (2011).
  14. Radajewska, A., Krzywonos-Zawadzka, A., Bil-Lula, I. Recent methods of kidney storage and therapeutic possibilities of transplant kidney. Biomedicines. 10 (5), 1013(2022).
  15. Bellini, M. I., et al. Organ reconditioning and machine perfusion in transplantation. Transpl Int. 36, 11100(2023).
  16. Hosgood, S. A., Barlow, A. D., Dormer, J., Nicholson, M. L. The use of ex vivo normothermic perfusion for the resuscitation and assessment of human kidneys discarded because of inadequate in situ perfusion. J Transl Med. 13, 329(2015).
  17. Georgiades, F., Hosgood, S. A., Butler, A. J., Nicholson, M. L. Use of ex vivo normothermic machine perfusion after normothermic regional perfusion to salvage a poorly perfused DCD kidney. Am J Transplant. 19 (12), 3415-3419 (2019).
  18. He, X., et al. The first case of ischemia-free kidney transplantation in humans. Front Med (Lausanne). 6, 276(2019).
  19. López-Martínez, S., Simón, C., Santamaria, X. Normothermic machine perfusion systems: where do we go from here. Transplantation. 108 (1), 22(2024).
  20. Zulpaite, R., et al. Ex vivo kidney machine perfusion: therapeutic potential. Front Med (Lausanne). 8, 808719(2021).
  21. Elliott, T. R., Nicholson, M. L., Hosgood, S. A. Normothermic kidney perfusion: an overview of protocols and strategies. Am J Transplant. 21 (4), 1382-1390 (2021).
  22. Hosgood, S. A., et al. Normothermic machine perfusion versus static cold storage in donation after circulatory death kidney transplantation: a randomized controlled trial. Nat Med. 29 (6), 1511-1519 (2023).
  23. Pool, M. B. F., Hartveld, L., Leuvenink, H. G. D., Moers, C. Normothermic machine perfusion of ischaemically damaged porcine kidneys with autologous, allogeneic porcine and human red blood cells. PLoS One. 15 (3), e0229566(2020).
  24. Bouari, S., Eryigit, Ö, de Bruin, R. W. F., IJzermans, J. N. M., Minnee, R. C. Optimizing porcine donor kidney preservation with normothermic or hypothermic machine perfusion: a systematic review. Artif Organs. 45 (11), 1308-1316 (2021).
  25. Wenzel, N., Blasczyk, R., Figueiredo, C. Animal models in allogenic solid organ transplantation. Transplantology. 2 (4), 412-424 (2021).
  26. Czogalla, J., Schweda, F., Loffing, J. The mouse isolated perfused kidney technique. J Vis Exp. (117), e54712(2016).
  27. Mahboub, P., et al. The efficacy of HBOC-201 in ex situ gradual rewarming kidney perfusion in a rat model. Artif Organs. 44 (1), 81-90 (2020).
  28. Czogalla, J., Grahammer, F., Puelles, V. G., Huber, T. B. A protocol for rat kidney normothermic machine perfusion and subsequent transplantation. Artif Organs. 45 (2), 168-174 (2021).
  29. Thompson, E. R., et al. Novel delivery of cellular therapy to reduce ischemia reperfusion injury in kidney transplantation. Am J Transplant. 21 (4), 1402-1414 (2021).
  30. Huijink, T. M., et al. Metformin preconditioning and postconditioning to reduce ischemia reperfusion injury in an isolated ex vivo rat and porcine kidney normothermic machine perfusion model. Clin Transl Sci. 14 (1), 222-230 (2021).
  31. Ferdinand, J. R., et al. Cytokine absorption during human kidney perfusion reduces delayed graft function-associated inflammatory gene signature. Am J Transplant. 21 (6), 2188-2199 (2021).
  32. Urbanellis, P., et al. Normothermic ex vivo kidney perfusion improves early DCD graft function compared with hypothermic machine perfusion and static cold storage. Transplantation. 104 (5), 947-955 (2020).
  33. Tingle, S. J., et al. Normothermic and hypothermic machine perfusion preservation versus static cold storage for deceased donor kidney transplantation. Cochrane Database Syst Rev. 7 (7), CD011671(2024).
  34. Venema, L. H., et al. Effects of oxygen during long-term hypothermic machine perfusion in a porcine model of kidney donation after circulatory death. Transplantation. 103 (10), 2057-2064 (2019).
  35. Sui, M., et al. A new HC-A II solution for kidney preservation: a multi-center randomized controlled trial in China. Ann Transplant. 19, 614-620 (2014).
  36. Hamelink, T. L., et al. Renal normothermic machine perfusion: the road toward clinical implementation of a promising pretransplant organ assessment tool. Transplantation. 106 (2), 268(2022).
  37. Stimmeder, S., Leber, B., Sucher, R., Stiegler, P. Genetic modulation: future trends toward graft optimization during machine perfusion. Transplantation. 108 (3), 614-624 (2024).
  38. You, H., et al. A rat orthotopic renal transplantation model for renal allograft rejection. J Vis Exp. (180), e63464(2022).
  39. Shrestha, B., Haylor, J. Review of surgical techniques of experimental renal transplantation in rats. Exp Clin Transplant. 15 (4), 373-380 (2017).
  40. Ju, C., Xue, L., Cheng, H., Jin, Z. Optimized method to harvest both kidneys from one donor rat for transplantation. BMC Surg. 18, 66(2018).
  41. Ahmadi, A. R., et al. Orthotopic rat kidney transplantation: a novel and simplified surgical approach. J Vis Exp. (147), e59403(2019).
  42. Căluşi, T., Sorohan, B., Iordache, A., Purcaru, F. Cold ischemia time as a risk factor for graft dysfunction types in kidney transplant recipients. Chirurgia. 119 (5), 572(2024).
  43. Gorayeb-Polacchini, F. S., et al. Impact of cold ischemia time on kidney transplant: a mate kidney analysis. Transplant Proc. 52 (5), 1269-1271 (2020).
  44. Weissenbacher, A., et al. Hemodynamics and metabolic parameters in normothermic kidney preservation are linked with donor factors, perfusate cells, and cytokines. Front Med (Lausanne). 8, 801098(2022).
  45. Lantinga, V. A., et al. Impact of device variability and protocol differences on kidney function during normothermic machine perfusion: a comparative study using porcine and human kidneys. Artif Organs. 49 (1), 93-107 (2024).
  46. Fayek, S. A., et al. Ureteral stents are associated with reduced risk of ureteral complications after kidney transplantation: a large single center experience. Transplantation. 93 (3), 304(2012).
  47. Brubaker, D. K., Lauffenburger, D. A. Translating preclinical models to humans. Science. 367 (6479), 742-743 (2020).
  48. Mullins, L. J., Conway, B. R., Menzies, R. I., Denby, L., Mullins, J. J. Renal disease pathophysiology and treatment: contributions from the rat. Dis Model Mech. 9 (12), 1419-1433 (2016).
  49. Gao, S., et al. A rat model of orthotopic kidney transplantation based on nonanastomotic technique. Transplant Proc. 53 (10), 3080-3086 (2021).
  50. Franzin, R., et al. Renal delivery of pharmacologic agents during machine perfusion to prevent ischaemia-reperfusion injury: from murine model to clinical trials. Front Immunol. 12, 673562(2021).
  51. Moeckli, B., et al. Evaluation of donor kidneys prior to transplantation: an update of current and emerging methods. Transpl Int. 32 (5), 459-469 (2019).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Przeglądaj więcej artykułów

Transplantacja nerki szczurakonserwacja narządówperfuzja ex vivopobieranie nerkimodel małych zwierzątstatyczne przechowywanie w chłodziefunkcja przeszczepu nerkianastomoza naczyniowaparametry perfuzji
Normotermiczna perfuzja nerek szczurów do przeszczepu
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.