Artykuł metodologiczny

Dynamiczne zmiany czynności płuc i przepływu krwi podczas progresji gruczolakoraka płuc u myszy za pomocą pletyzmografii całego ciała i ultrasonografii dopplerowskiej

DOI:

10.3791/68306

⸱

10 czerwca 2025

 ,  ,  ,  , 
1School of Clinical Medicine, Chengdu University of TCM, 2Chengdu Xinjin District Hospital of Traditional Chinese Medicine, 3China Civil Affairs University, 4Hospital of Chengdu University of Traditional Chinese Medicine

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ten protokół wykorzystuje funkcję płuc myszy i ultrasonografię dopplerowską jako techniki badawcze, oferując nieinwazyjną, prostą i skuteczną metodę badania gruczolakoraka płuc.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Gruczolakorak płuc (LUAD) jest powszechnym złośliwym nowotworem płuc, a jego postęp prowadzi do zmian w wentylacji i przepływie krwi, podkreślając wyraźne cechy funkcjonalne płuc w warunkach patologicznych. Nieinwazyjny system pletyzmografii całego ciała (WBP) umożliwia monitorowanie w czasie rzeczywistym czynności płuc i reakcji dróg oddechowych u obudzonych myszy, unikając zakłóceń spowodowanych tracheotomią i znieczuleniem. Badanie ultrasonograficzne Dopplera (DU) małych zwierząt, wykorzystujące technologię obrazowania o wysokiej częstotliwości, nieinwazyjnie rejestruje struktury mikronaczyniowe i zmiany prędkości przepływu krwi w płucach, oferując kluczowe wsparcie w badaniu nieprawidłowości wentylacji i perfuzji związanych z LUAD. W tym badaniu ustalono model LUAD na myszach A/J przy użyciu 100 mg/kg 4-(metylonitrozoamino)-1-(3-pirydylo)-1-butanonu (NNK). WBP w połączeniu z DU zastosowano do monitorowania czynności płuc i parametrów hemodynamicznych u myszy. Wyniki wykazały znaczny spadek (p < 0,05) kluczowych wskaźników, w tym 50% przepływu wydechowego (EF50), minutowej wentylacji (MV), szczytowego przepływu wydechowego (PEF), szczytowego przepływu wdechowego (PIF), zwiększonej pauzy (Penh) i objętości oddechowej (TV), a także wyraźne zmniejszenie prędkości przepływu krwi w tętnicach płucnych (p < 0,05) w grupie modelowej podczas progresji guza. To połączone podejście skutecznie ujmuje zakłócenia funkcjonalne występujące podczas patologicznego rozwoju LUAD u myszy, zapewniając nieinwazyjną i skuteczną metodę postępu badań nad chorobami układu oddechowego.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Gruczolakorak płuc (LUAD) jest najczęstszym podtypem niedrobnokomórkowego raka płuca1. Wraz ze wzrostem zanieczyszczenia środowiska, paleniem tytoniu i starzeniem się populacji, globalne rozpowszechnienie LUAD rośnie z roku na rok2,3,4. Aktualne badania wskazują, że pacjenci doświadczają postępującego spadku czynności płuc i zaburzeń hemodynamicznych w miarę postępów LUAD5,6,7,8. Opracowanie nieinwazyjnych, wydajnych i opłacalnych metod śledzenia i oceny funkcji płuc oraz wahań przepływu krwi w tętnicach płucnych może dostarczyć krytycznych dowodów na kliniczne leczenie LUAD.

Istniejące badania wykazują, że wzrost guza LUAD stopniowo blokuje drogi oddechowe, zmniejsza pojemność płuc i wentylację9, i wyzwala wydzielanie cytokin zapalnych, które zaostrzają zwężenie dróg oddechowych poprzez miejscowe przewlekłe zapalenie10. W konsekwencji obniżona czynność płuc prowadzi do nasilonego niedotlenienia i zaburzeń przepływu krwi11,12. Te patologiczne zmiany często objawiają się klinicznie postępującą dusznością i uciskiem w klatce piersiowej. Podczas gdy obrazowanie TK nie jest w stanie uchwycić nieprawidłowości parametrów funkcji płuc w czasie rzeczywistym ani zmian hemodynamicznych wywołanych progresją LUAD, powtarzające się krótkoterminowe skany TK również zwiększają ekspozycję na promieniowanie13. Natomiast pletyzmografia całego ciała (WBP) i przepływomierz ultrasonograficzny Doppler służą jako nieinwazyjne, przyjazne dla operatora i powtarzalne uzupełniające podejścia do dynamicznego monitorowania. Zintegrowanie tych technik w celu monitorowania czynności płuc i hemodynamiki może poprawić ocenę postępu choroby i podejmowanie decyzji terapeutycznych.

W tym badaniu wykorzystaliśmy 4-(metylonitrozoamino)-1-(3-pirydylo)-1-butanon (NNK) u myszy A/J do modelowania inicjacji i progresji LUAD. Czynność płuc i zmiany hemodynamiczne monitorowano podłużnie za pomocą WBP i USG Dopplera (DU) w 4., 10. i 20. tygodniu. Podejście to ma na celu dostarczenie nowych informacji na temat patofizjologii LUAD i strategii terapeutycznych.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszystkie eksperymenty na zwierzętach opisane w tym badaniu zostały zatwierdzone przez Komitet Etyki ds. Dobrostanu Zwierząt Uniwersytetu Tradycyjnej Medycyny Chińskiej w Chengdu i zostały przeprowadzone zgodnie z odpowiednimi przepisami i standardami etyki badań na zwierzętach (20240616IV). Samice myszy wsobnych A/JGpt (w wieku 7-8 tygodni) utrzymywano w temperaturze 20-24 °C i wilgotności względnej 40%-70%. Przez cały 12-godzinny cykl światło-ciemność myszy były karmione standardową paszą dla zwierząt i oczyszczoną wodą. Zwierzęta zaaklimatyzowały się w tym środowisku 7 dni przed rozpoczęciem eksperymentów.

1. Tworzenie i przygotowanie modelu zwierzęcego

  1. Rozpuścić NNK w roztworze soli fizjologicznej, aby przygotować roztwór podstawowy o stężeniu 10 mg/ml.
  2. Zmierz czynność płuc za pomocą WBP w 4. tygodniu (28. dzień po modelowaniu), 10. (70. dzień po modelowaniu) i 20. (140. dzień po modelowaniu). Prędkość przepływu krwi w tętnicach płucnych mierzono za pomocą DU w 20. tygodniu (140 dzień po modelowaniu). Przed każdym pomiarem umieść myszy w odpowiednim środowisku, aby zminimalizować stres.

2. Nieinwazyjne badanie czynności płuc

UWAGA: System WBP mierzy funkcje oddechowe u obudzonych, swobodnie poruszających się zwierząt za pomocą specjalnie zaprojektowanej komory pomiarowej. Komora wyposażona jest w sita pneumatyczne, które umożliwiają przepływ powietrza do i z komory. Opór powietrza wytwarzany przez sita pneumatyczne powoduje niewielkie zmiany ciśnienia w komorze w stosunku do otaczającego powietrza. Czuły przetwornik ciśnienia jest podłączony do pomiaru tych zmian ciśnienia wewnątrz komory, z których można wyprowadzić przepływ (zwany przepływem skrzynkowym). Oprogramowanie zapewnia parametry oddechowe, takie jak przepływ i objętość, wraz z raportowaniem w czasie rzeczywistym.

  1. Uzyskaj następujące główne elementy: kontroler WBP, transformator mocy sterownika, listwa konsoli, długi listwy konsoli i krótki listwy konsoli, kolumna kalibratora, pletyzmograf WBP, przetwornik przepływu, sonda temperatury i wilgotności, głowica nebulizatora (fioletowa), filtr przepływu polaryzacji i rurki, PC.
  2. Zmontuj sprzęt zgodnie z poniższym opisem.
    1. Wykonaj połączenie z tylnym panelem zgodnie z poniższym opisem.
      1. Podłącz jednostkę sterującą do komputera za pomocą USB 2.0 i upewnij się, że połączenie jest stabilne.
      2. Napełnij kolumnę wodą z kranu do przewodu napełniania wodą, podłącz do portu z tyłu sterownika i upewnij się, że przewód jest suchy.
      3. Podłącz transformator mocy z tyłu kontrolera, upewniając się, że jest dobrze podłączony.
      4. W zależności od tego, gdzie znajduje się listwa konsoli, wybierz długi lub krótki paska konsoli, który ma być podłączony z tyłu kontrolera.
      5. Wciśnij jednostkę sterującą na miejsce i ułóż kolumnę kalibracyjną oraz transformator mocy.
    2. Wykonaj połączenie z panelem przednim zgodnie z poniższym opisem.
      1. Podłącz każdy czujnik przepływu do portu oznaczonego jako Czujnik. Podłącz każdy filtr przepływu polaryzacji i rurkę do portu sterownika oznaczonego jako Bias Flow na panelu przednim. Podłącz rezystor izolujący przepływ polaryzacji do otwartego końca rurki przepływowej polaryzacji.
    3. Wykonaj podłączenie studzienki zgodnie z poniższym opisem
      1. Umieść komorę przed jednostką sterującą, upewniając się, że jest umieszczona na solidnej, stabilnej powierzchni wolnej od wibracji.
      2. Podłącz czujnik przepływu do studzienki i ustaw czujnik tak, aby znak DSI był skierowany do góry.
      3. Podłącz rurkę przepływową polaryzacyjną (z rezystorem izolacyjnym) do dolnego portu pletyzmografu.
      4. Wyjmij wtyczkę z górnej części pletyzmografu i zastąp ją głowicą nebulizatora (fioletowa).
  3. Skonfiguruj oprogramowanie zgodnie z poniższym opisem.
    1. Uruchom oprogramowanie sterujące i zaloguj się. Na stronie głównej kontrolera kliknij pozycję Konfiguracja sprzętu. Uruchom kreatora konfiguracji, klikając opcję Nowa konfiguracja, a następnie wybierz WBP (numer seryjny: DEMO-061) i kliknij przycisk Dalej.
    2. Z menu rozwijanego Gatunek wybierz opcję Mysz. Ustaw natężenie przepływu na wartości domyślne. Wybierz 4 miejsca (każda lokalizacja odpowiada jednej komorze, przy czym maksymalna liczba komór może wynosić 4 na sesję). Upewnij się, że natężenie przepływu odchylenia dla wszystkich aktywnych witryn jest spójne. Dopasuj lokalizacje w oprogramowaniu do rzeczywistych portów w kontrolerze WBP. Na koniec kliknij przycisk Zakończ, aby zakończyć konfigurację.
  4. Gromadzenie danych
    1. Otwórz program główny i skalibruj komory, ponieważ ten krok ma kluczowe znaczenie. Najedź kursorem myszy na sprzęt, aby wyświetlić żółtą ikonę narzędzia. Kliknij ikonę, aby przejść do interfejsu kalibracji, a następnie kliknij Wszystkie, aby skalibrować komory dla wszystkich czterech zwierząt jednocześnie.
    2. Utwórz wymagany protokół badania, wybierając Badanie Dawka-odpowiedź w obszarze Utwórz opcje badania. Ustaw konfigurację GLP tak, aby nie była zgodna z GLP.
    3. Aby skonfigurować parametry pomiaru i sekwencje zadań, kliknij przycisk Nowy parametr, aby otworzyć Konstruktora parametrów i dodać parametry, które mają być mierzone. Użyj ustawień domyślnych sekwencji zadań.
    4. Aby rozpocząć zbieranie danych, przejdź do strony Moje Laboratorium na stacji roboczej, a następnie przeciągnij i upuść przygotowany protokół badania do WBP for mysz.
    5. Kliknij przycisk czerwonego trójkąta dla każdej witryny, aby rozpocząć pobieranie danych. Aby uruchomić wszystkie cztery witryny jednocześnie, kliknij pozycję Sesja > Potwierdź wszystkie witryny. Po rozpoczęciu akwizycji stacja robocza otworzy stronę Konfiguruj akwizycję i użyje jej do edycji informacji dla każdej myszy w lokacjach akwizycji.
    6. Kolejno kliknij pozycję Sesja > Potwierdź wszystkie witryny, aby rozpocząć zbieranie danych. Aby upewnić się, że wyniki eksperymentu są prawdziwe i wiarygodne, ustabilizuj myszy eksperymentalne w cichym pomieszczeniu na 30 minut wcześniej.
    7. Umieść ciche myszy w całkowicie zamkniętym słoiku testowym. Kliknij opcję Start w systemie, aby zebrać dane. System zbiera dane co 2 s, a więc zbieraj co najmniej 10 min. Przechwyć 4 minuty danych w środku. Tutaj w każdej grupie przebadano pięć zwierząt, a test powtórzono 3x.
    8. Kliknij przycisk Utwórz raport na stronie Badanie i wybierz typ raportu. Zapisz dane eksperymentalne w formacie arkusza kalkulacyjnego. W tym eksperymencie do oceny czynności płuc myszy wykorzystano szczytowe natężenie przepływu wydechowego (PEF), szczytowe natężenie przepływu wdechowego (PIF), zwiększoną pauzę (Penh) i objętość oddechową (TV).

3. Pomiar prędkości przepływu krwi w tętnicach płucnych

  1. Przygotowanie zwierząt
    1. Umieść mysz w komorze indukcyjnej znieczulenia i znieczul ją 5% izofluranem (natężenie przepływu: 1 l/min). Zabezpiecz mysz na platformie do przenoszenia zwierząt, utrzymując temperaturę platformy na poziomie 35-37 °C, aby utrzymać temperaturę ciała.
    2. Umieść usta i nos myszy w masce anestezjologicznej. Utrzymuj znieczulenie za pomocą 1%-2% izofluranu (szybkość przepływu: 0,6-1 l/min). Gdy mysz utrzymuje stabilną pozycję leżącą na plecach ze stabilnym tętnem i regularnym rytmem oddechowym, całkowitym rozluźnieniem mięśni, brakiem ruchu kończyn, brakiem reakcji drgawek wibrysów, zanikiem odruchu wycofania pedału, różowymi błonami śluzowymi i brakiem rozszerzenia źrenic, uważa się, że osiągnęła odpowiednią głębokość znieczulenia.
    3. Na tym etapie nałóż 2-3 mg maści weterynaryjnej na dolny worek spojówkowy za pomocą sterylnego wacika. Delikatnie pogłaszcz górną i dolną powiekę, aby ułatwić zamknięcie bez uciskania gałki ocznej, zapewniając równomierne rozprowadzenie maści na powierzchni rogówki.
  2. Przygotowanie obszaru obrazowania
    1. Usuń włosy na klatce piersiowej za pomocą kremu do depilacji i urządzenia do depilacji. Oczyść leczony obszar wilgotną gazą lub mokrą chusteczką, a następnie równomiernie nałóż środek sprzęgający podgrzany do 37°C za pomocą bawełnianego wacika, aby uzyskać jednolitą grubość 0,3 mm, zapewniając brak widocznych pęcherzyków powietrza.
  3. Obrazowanie ultrasonograficzne dopplerowskie
    1. Użyj sondy ultrasonograficznej Doppler 40 MHz, aby zmierzyć prędkość przepływu krwi w tętnicach płucnych z widoku przymostkowego w osi długiej. Przechylić sondę o 45° w lewo, a stół operacyjny o 15° w prawo. Opuść sondę z prawej strony klatki piersiowej i dostosuj osie X i Y, aby zlokalizować prawą komorę i tętnicę płucną, kierując się ich anatomicznymi relacjami przestrzennymi, cechami morfologicznymi i hemodynamicznym kierunkiem przepływu.
    2. Naciśnij przycisk CF, aby przejść do trybu Dopplera. Wizualizuj niebieski sygnał przepływu krwi w tętnicy płucnej. Umieść linię pobierania próbek na tętnicy płucnej i naciśnij przycisk PW, aby wyświetlić widmo przepływu krwi w tętnicach płucnych.
    3. Naciśnij przycisk Zamroź, aby zamrozić obraz, a następnie naciśnij przycisk Zmierz i wybierz opcję Prędkość na ekranie dotykowym. Umieść linię pomiarową na szczycie widma, aby uzyskać maksymalną prędkość przepływu krwi w tętnicach płucnych.
  4. Akwizycja danych
    1. Użyj oprogramowania do analizy offline, aby wybrać dane dopplerowskie z pulsacji tętniczej płuc. Uzyskaj dostęp do pakietu pomiarowego Cardiac Package, wybierz funkcję RV i PV oraz wyświetl prędkość przepływu krwi w tętnicach płucnych i zapisane obrazy.

4. Analiza danych

  1. Użyj R4.4.2 i GraphPad Prism 9.5.1 do analizy danych i wykreślenia danych. Porównania międzygrupowe danych dotyczących funkcji płuc przeprowadzono przy użyciu testu t dla prób niezależnych, podczas gdy porównania wewnątrzgrupowe wykorzystywały powtarzane pomiary ANOVA. Porównania prędkości przepływu krwi w tętnicach płucnych między grupami analizowano za pomocą testu t dla niezależnych prób, z istotnością statystyczną ustaloną na p < 0,05.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Aby potwierdzić wykonalność, dokładność i odtwarzalność funkcji płuc i metodologii oceny przepływu krwi w tętnicach płucnych, wykreśliliśmy minuta po minucie średnie krzywe PIF, PEF i przepływu wydechowego przy 50% pojemności życiowej (EF50, powiększone 10x) podczas 4-tego tygodnia okresu monitorowania w ślepej grupie (Rysunek 1A). Jak pokazano na tym panelu, trzy odpowiadające im krzywe wykazują wysoki stopień zgodności kształtu. Pomimo minimalnych zmian bezwzględnych, szczególnie w EF50, zmiany te z...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W tym badaniu NNK w połączeniu z myszami A / J został wybrany do stworzenia modelu gruczolakoraka płuc zgodnie z wcześniejszymi raportami. Odpowiednie badania wykazały, że NNK w połączeniu z myszami A / J może zacząć mieć minimalne tworzenie się guza w 10tygodniu i stabilne tworzenie guza w 16do 20tygodniu 18,19. Dlatego wybraliśmy test w4 tygodniu po wstrzyknięciu, aby obserwować zmiany czynności płuc i przepływu krwi ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dziękujemy profesorowi Cong Huangowi ze Szkoły Podstawowych Nauk Medycznych, Uniwersytetu Tradycyjnej Medycyny Chińskiej w Chengdu, za wsparcie. Badania te były wspierane przez Sichuan Science and Technology Program (numer zatwierdzenia projektu: 2024YFFK0173)

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Myszy A / JGemPharmatech LLC.
0,5 ml probówki EDTALabshark 
1-butanon,4-(metylonitrosoamino)-1-(3-pirydynylo)Gu Shi Gong Yuan Sprzęt medyczny Co.
75% etanoluChengDu Chron Chemicals Co,. Ltd2023052901
Komora indukcyjna anestezjologiiShanghai Tawans Intelligent Technology Co., Ltd.MZ-MR
Krem do depilacjiShanghai Yuyan Instruments Co., Ltd.
Urządzenie do depilacjiShanghai Yuyan Instruments Co., Ltd.3180
IsofluraneShanghai Duma Biotechnology Co., Ltd.DM-M9462
Taśma medycznaBeijing Lanbokangs Technology Co., Ltd.19-5023
tricorder medycznyMedChemexpress69652
PBS roztwór buforowyShanghai Fusheng Co., Ltd.A-RY5256
Sól fizjologiczna (medycyna)Beijing Biolabs Technology Co.GL1736‌
Ultradźwiękowy środek sprzęgającyQisheng (Szanghaj) Sprzęt medyczny Co., Ltd.
N000018130201070N5897702023062320212060273

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Melocchi, V., et al. Aggressive early-stage lung adenocarcinoma is characterized by epithelial cell plasticity with acquirement of stem-like traits and immune evasion phenotype. Oncogene. 40 (31), 4980-4991 (2021).
  2. Cardoso, D., Painho, M., Roquette, R. A. A geographically weighted regression approach to investigate air pollution effect on lung cancer: A case study in Portugal. Geospat Health. 14 (1), (2019).
  3. Cockburn, M. G., Wu, A. H., Bernstein, L. Etiologic clues from the similarity of histology-specific trends in esophageal and lung cancers. Cancer Causes Control. 16 (9), 1065-1074 (2005).
  4. Liu, B. D., et al. Expert consensus on image-guided radiofrequency ablation of pulmonary tumors: 2018 edition. Thoracic Cancer. 9 (9), 1194-1208 (2018).
  5. Chen, Y., et al. Club cells employ regeneration mechanisms during lung tumorigenesis. Nat Comm. 13 (1), 4557(2022).
  6. Yang, M., et al. Alveolar type I cells can give rise to KRAS-induced lung adenocarcinoma. Cell Rep. 42 (12), 113286(2023).
  7. Roche, O., et al. Identification of non-coding genetic variants in samples from hypoxemic respiratory disease patients that affect the transcriptional response to hypoxia. Nucleic Acids Res. 44 (19), 9315-9330 (2016).
  8. Zhai, R., Yu, X., Shafer, A., Wain, J. C., Christiani, D. C. The impact of coexisting COPD on survival of patients with early-stage non-small cell lung cancer undergoing surgical resection. Chest. 145 (2), 346-353 (2014).
  9. Chang, W. H. Complete spontaneous resolution of a giant bulla without rupture or infection: a case report and literature review. J Thoracic Dis. 9 (6), E551-E555 (2017).
  10. Wang, X., et al. SAA suppresses α-PD-1 induced anti-tumor immunity by driving TH2 polarization in lung adenocarcinoma. Cell Death Dis. 14 (11), 718(2023).
  11. Best, S. A., et al. Distinct initiating events underpin the immune and metabolic heterogeneity of KRAS-mutant lung adenocarcinoma. Nat Comm. 10 (1), 4190(2019).
  12. Fujimoto, J., et al. Development of Kras mutant lung adenocarcinoma in mice with knockout of the airway lineage-specific gene Gprc5a. Int J Cancer. 141 (8), 1589-1599 (2017).
  13. Zhang, D., et al. Reducing radiation dose to selected organs by selecting the tube start angle in MDCT helical scans: a Monte Carlo based study. Med Phys. 36 (12), 5654-5664 (2009).
  14. Yang, X. X., et al. Pharmacological effects of Bufei Jianpi granule on chronic obstructive pulmonary disease and its metabolism in rats. Front Pharmacol. 13, 1090345(2022).
  15. Hankinson, J. L., Odencrantz, J. R., Fedan, K. B. Spirometric Reference Values from a Sample of the General U.S. Population. Am J Resp Crit Care Med. 159 (1), 179-187 (1999).
  16. Quindry, J. C., Ballmann, C. G., Epstein, E. E., Selsby, J. T. Plethysmography measurements of respiratory function in conscious unrestrained mice. J Physiol Sci. 66 (2), 157-164 (2016).
  17. Rivera, D. A., Buglione, A. E., Ray, S. E., Schaffer, C. B. MousePZT: A simple, reliable, low-cost device for vital sign monitoring and respiratory gating in mice under anesthesia. PloS One. 19 (3), e0299047(2024).
  18. Song, M., et al. Dietary 5-demethylnobiletin inhibits cigarette carcinogen NNK-induced lung tumorigenesis in mice. Food Function. 8 (3), 954-963 (2017).
  19. Upadhyaya, P., Kenney, P. M., Hochalter, J. B., Wang, M., Hecht, S. S. Tumorigenicity and metabolism of 4-(methylnitrosamino)-1-(3-pyridyl)-1-butanol enantiomers and metabolites in the A/J mouse. Carcinogenesis. 20 (8), 1577-1582 (1999).
  20. Hu, P., et al. Haemoptysis as a prognostic factor in lung adenocarcinoma after curative resection. British J Cancer. 109 (6), 1609-1617 (2013).
  21. Popper, H. Primary tumor and metastasis-sectioning the different steps of the metastatic cascade. Transl Lung Cancer Res. 9 (5), 2277-2300 (2020).
  22. Jin, C., et al. Commensal Microbiota Promote Lung Cancer Development via γδ T Cells. Cell. 176 (5), 998-1013.e16 (2019).
  23. Zhao, S., et al. Clinical manifestations of pulmonary mucosa-associated lymphoid tissue lymphoma: single-center experience with 18 patients. OncoTargets Ther. 11, 555-561 (2018).
  24. Liu, C. H., et al. Lipopolysaccharide-Mediated Chronic Inflammation Promotes Tobacco Carcinogen-Induced Lung Cancer and Determines the Efficacy of Immunotherapy. Cancer Res. 81 (1), 144-157 (2021).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Pulmonary VentilationAirway ResponsivenessPulmonary Blood FlowMouse Tumor ModelRespiratory Disease
Film wkrótce dostępny

Powiązane artykuły