Artykuł metodologiczny

Minimalnie inwazyjna technika podwójnego żywego węzła do modelowania uszkodzeń niedokrwiennych mięśnia sercowego i reperfuzji u szczurów

789 wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/68430

⸱

25 lipca 2025

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Shaanxi Key Laboratory of Chinese Medicine Fundamentals and New Drugs Research, School of Pharmacy, Shaanxi University of Chinese Medicine, 2People's Hospital of Ningxia Hui Autonomous Region, Ningxia Medical University

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

Tutaj proponujemy schemat wywoływania uszkodzenia niedokrwienno-reperfuzyjnego mięśnia sercowego za pomocą podwójnej aktywnej ligacji cewki wieńcowej lewej przedniej przedniej zstępującej (LAD), która może być dopuszczona in vitro do reperfuzji na żądanie bez wtórnej torakotomii i jest minimalnie inwazyjna.

Streszczenie

Model uszkodzenia niedokrwienno-reperfuzyjnego mięśnia sercowego (MI/RI) ma ogromne znaczenie w badaniu patofizjologicznych mechanizmów zawału mięśnia sercowego i ułatwianiu opracowywania odpowiednich leków. Jednak wśród powszechnie stosowanych metod modelowania tradycyjna metoda podwiązania tętnic wieńcowych wspomagana rurką polietylenową ma istotne wady. Wymaga ponownego otwarcia klatki piersiowej w celu rozwiązania ligatury, co jest nie tylko czasochłonne, ale także powoduje znaczne uszkodzenia zwierząt doświadczalnych i może łatwo doprowadzić do ich śmierci. Celem pracy jest wprowadzenie ulepszonej metody przygotowania modelu. W tej metodzie lewa przednia zstępująca tętnica wieńcowa (LAD) jest podwiązana za pomocą podwójnej cewki z żywym węzłem, a żywy węzeł można otworzyć in vitro w celu uzyskania reperfuzji, unikając w ten sposób drugiej inwazyjnej procedury. Metody oceny, takie jak monitorowanie elektrokardiogramu (EKG), oznaczanie echokardiografii w trybie M (ME), barwienie błękitem Evansa i chlorkiem 2,3,5-trifenytu-trazoliu (EB-TTC) wykazały, że metoda ta może wywołać stabilne MI/RI. Ten ulepszony schemat modelu MI/RI charakteryzuje się prostotą i szybkością, a wskaźnik sukcesu modelowania jest wysoce zadowalający. Ogólnie rzecz biorąc, oferuje praktyczne i cenne wskazówki dla badaczy zajmujących się badaniami nad MI/RI.

Wprowadzenie

Według Światowej Organizacji Zdrowia, choroba niedokrwienna serca zajmuje znaczącą pozycję w globalnym obciążeniu chorobami sercowo-naczyniowymi, charakteryzując się wysoką częstością występowania, wysoką śmiertelnością i wysokim wskaźnikiem powikłań. Co więcej, choroba wykazuje coraz młodszy trend. Statystyki z niektórych krajów rozwiniętych wskazują, że częstość występowania choroby niedokrwiennej serca w grupie wiekowej od 35 do 40 lat wzrosła o około 15%-20% w ciągu ostatniej dekady. Metody reperfuzji, takie jak tromboliza leków, terapia interwencyjna i pomostowanie aortalno-wieńcowe, są bezpieczne, skuteczne i szeroko stosowane. Jednak nagłe przywrócenie przepływu krwi często pogłębia strukturalne i funkcjonalne uszkodzenie niedokrwiennego mięśnia sercowego, powodując kaskadę niekorzystnych skutków. Należą do nich apoptoza i martwica kardiomiocytów, arytmie i dysfunkcja skurczowa, której kulminacją ostatecznie jest uszkodzenie niedokrwienno-reperfuzyjne mięśnia sercowego (MI/RI)1,2. Częstość występowania urazów MI/RI wynosi aż 25%-30%, a ich mechanizm nie został w pełni wyjaśniony3. W związku z tym badanie skutecznych strategii zapobiegania i leczenia stało się poważnym problemem, którym należy się zająć w dziedzinie układu sercowo-naczyniowego.

Modele zwierzęce mają ogromne znaczenie w badaniach nad chorobami układu krążenia. Służą one jako niezbędne narzędzia do wyjaśnienia patologicznych mechanizmów zabudowy mięśnia sercowego / RI oraz do opracowania nowych strategii terapeutycznych4. Wiarygodność i stabilność zwierzęcego modelu uszkodzenia niedokrwienno-reperfuzyjnego mięśnia sercowego ma bezpośredni wpływ na skuteczne przełożenie i zastosowanie strategii leczenia w praktyce klinicznej. Lewa przednia zstępująca tętnica wieńcowa (LAD) jest wspólnym naczyniem dotkniętym niedokrwieniem mięśnia sercowego5. Model MI/RI skonstruowany przez podwiązanie LAD jest bardzo podobny do patogenezy i patologicznego procesu uszkodzenia niedokrwienno-reperfuzyjnego mięśnia sercowego u ludzi6. Wśród tych modeli tradycyjna metoda podwiązania tętnic wieńcowych wspomagana rurkami polietylenowymi była szeroko stosowana we wcześniejszych badaniach. Jego powszechne zastosowanie można przypisać takim zaletom, jak równomierny rozkład siły podwiązania i stopień ochrony śródbłonka naczyniowego7. Jednak pomimo wielu zalet, szczegóły operacyjne pozostają przedmiotem dyskusji wielu badaczy.

Dla tradycyjnej metody podwiązania tętnic wieńcowych wspomaganej rurką polietylenową, klatka piersiowa musi zostać ponownie otwarta, aby rozwiązać więzadło podczas reperfuzji. Obecnie istnieją dwie główne metody operacji: klasyczna metoda podwiązania torakotomii oraz zmodyfikowana metoda podwiązania małoinwazyjnego. Klasyczna metoda podwiązania torakotomii wymaga dużego nacięcia klatki piersiowej, aby w pełni odsłonić serce do podwiązania6. Zmodyfikowana minimalnie inwazyjna metoda ligacji wykorzystuje specjalne instrumenty do zakończenia podwiązania przez mniejsze nacięcie8. Na etapie reperfuzji klasyczna metoda podwiązania torakotomii wymaga ponownego otwarcia klatki piersiowej w celu rozwiązania ligatury, co jest nie tylko czasochłonne, ale także powoduje poważne urazy u zwierząt doświadczalnych i może prowadzić do ich śmierci. Ponadto powtarzająca się torakotomia może wywołać powikłania, takie jak infekcja, zakłócając dokładność wyników eksperymentalnych7,9. Co więcej, ponieważ stopień każdej operacji torakotomii jest trudny do całkowitego spójnia, zwiększy to zmienność danych eksperymentalnych. Jeśli chodzi o zastosowanie zmodyfikowanej metody ligacji małoinwazyjnej, to pomimo mniejszego nacięcia, zabieg ten stwarza istotne wyzwania techniczne. Wymaga to od eksperymentatorów posiadania wysoce zaawansowanej biegłości technicznej i polegania na wysokiej klasy precyzyjnych instrumentach, takich jak mikroskop stereoskopowy. W przypadku próby w ograniczonej przestrzeni bez pomocy takich narzędzi istnieje zwiększone ryzyko nieumyślnego uszkodzenia otaczających tkanek. To z kolei może podważyć stabilność i wiarygodność wyników eksperymentalnych.

W związku z tym, istnieje pilna potrzeba ulepszonego podejścia do modelu - przygotowania, aby sprostać tym wyzwaniom. W pracy przedstawiono ulepszoną metodę modelowania MI/RI. Metoda polega na użyciu podwójnej cewki węzła pod napięciem do podwiązania LAD i umożliwia uwolnienie węzła żywego in vitro w celu uzyskania reperfuzji, eliminując w ten sposób potrzebę drugiej torakotomii. Charakteryzująca się prostotą obsługi i łatwością opanowania, metoda ta może konsekwentnie indukować uszkodzenie niedokrwienno-reperfuzyjne mięśnia sercowego, oferując cenne odniesienie i inspirację dla badaczy w dziedzinie MI/RI.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Protokół eksperymentalny został przeprowadzony zgodnie z wytycznymi Komitetu ds. Wykorzystania Zwierząt Laboratoryjnych oraz Instytucjonalnej Opieki i Użytkowania Zwierząt na Uniwersytecie Tradycyjnej Medycyny Chińskiej ShaanXi (Numer rekordu: SUCML20240820006). Wszystkie dane z badań na zwierzętach zostały udokumentowane zgodnie z wytycznymi ARRIVE (Animal Research: Reporting In Vivo Experiments). Do tego badania wykorzystano samce szczurów Sprague Dawley (SD) o wadze 250 g ± 20 g i w wieku 6-8 tygodni. Specyfika dotycząca stosowanych zwierząt, odczynników i sprzętu jest wymieniona w Tabeli Materiałów.

1. Przygotowanie przedoperacyjne

  1. 1.1. Wykonaj post: Poddaj szczury 8-godzinnemu okresowi postu ze swobodnym dostępem do wody
  2. Kalibracja i ważenie: Precyzyjny pomiar masy ciała za pomocą wagi elektronicznej (dokładność 0,1 g) w celu obliczenia dawki środka znieczulającego.
  3. Wywołać znieczulenie: Podać 20% roztwór uretanu we wstrzyknięciu dootrzewnowym w dawce 0,4 ml na 100 g masy ciała za pomocą sterylnej strzykawki o pojemności 2,5 ml; wstrzyknąć 1 cm w bok do brzusznej linii środkowej.
  4. Potwierdź znieczulenie: Zacisnąć tylną łapę sterylnymi kleszczami; brak odruchu wycofania kończyn potwierdza głębokie znieczulenie.

2. Monitorowanie elektrokardiogramu (EKG) (Rysunek 1, Krok 1)

  1. Unieruchomij szczura w pozycji leżącej: Zabezpiecz tułów i kończyny w "pozycji wyprostowanej kończyn" za pomocą medycznej taśmy klejącej na stole operacyjnym
    2. .
  2. Podłącz elektrody: Podskórnie włóż wysterylizowane igły elektrod w następującej kolejności: prawa kończyna przednia (podłączona do białej elektrody), prawa kończyna tylna (podłączona do czarnej elektrody) i lewa kończyna tylna (podłączona do czerwonej elektrody). Następnie podłącz te elektrody do monitora EKG z odprowadzeniem II. Upewnij się, że ustalona jest stabilna linia bazowa i że zespoły QRS są wyraźnie widoczne na monitorze.
    UWAGA: Utrzymuj ciągłe monitorowanie EKG przez cały czas trwania zabiegu. Oceń głębokość znieczulenia i stan szczura w czasie rzeczywistym za pomocą nieprawidłowości kształtu fali.

3. Depilacja i dezynfekcja miejsca operowanego (Rysunek 1, Krok 2)

  1. Depilacja mechaniczna: Użyj elektrycznej maszynki do strzyżenia, aby usunąć sierść z szyi i lewej klatki piersiowej (długość resztkowa ≤0,5 mm).
    UWAGA: Trzymaj ostrze pod kątem 30° i poruszaj się w kierunku przeciwnym do kierunku wzrostu włosów.
  2. Depilacja chemiczna: Krem do depilacji nanieść równomiernie na odsłoniętą skórę przez 2 minuty. Dokładnie usunąć za pomocą sterylnego skrobaka, a następnie przeprowadzić pulsacyjne płukanie za pomocą strzykawki o pojemności 2,5 ml z solą fizjologiczną o temperaturze 37 °C. Powtórz 3 razy, aż nie pozostaną żadne pozostałości.
  3. Stopniowana dezynfekcja: Zdezynfekuj skórę trzykrotnie w koncentrycznych kręgach (od wewnętrznej do zewnętrznej) za pomocą 75% mieszaniny etanolu i jodoforu (1:1) za pomocą sterylnych wacików.

4. Ustawienie parametrów wentylatora

  1. Kontrola sprzętu przedoperacyjnego: Podłączyć obwód respiratora do adaptera rurki dotchawiczej w kształcie litery Y.
  2. Dostosuj parametry ( Rysunek 1, Krok 3): Ustaw parametry specyficzne dla gatunku: objętość oddechowa 3,0 ml, częstość oddechów 80 oddechów/min i stosunek wdechowo-wydechowy (I:E) 2:1.
  3. Sprawdź drożność obwodu: Aktywuj wentylator i zanurz koniec obwodu w soli fizjologicznej. Obserwuj rytmiczne tworzenie się bąbelków. Jeśli nie ma go w pobliżu, systematycznie sprawdzaj, czy nie ma wycieków i rozwiązuj problemy.

5. Intubacja tchawicy

  1. Umiejscowienie nacięcia: Ułóż pole operacyjne sterylną szmatką. Podnieś skórę chrząstki podtarczycowej ostrymi kleszczami i wykonaj 2,5 cm podłużne nacięcie wzdłuż tchawicy za pomocą prostych nożyczek.
  2. Rozwarstwienie warstwa po warstwie: Wycofaj skórę sterylnymi kleszczami (lewa ręka) i wykonaj powierzchowną progresywną sekcję mikronożyczkami (prawa ręka).
    UWAGA: Ogranicz pierwszą warstwę do naskórka i skóry właściwej; Unikaj uszkodzenia warstwy mięśniowej.
  3. Ekspozycja tchawicy (Rysunek 1, Krok 4): Użyj kleszczyków hemostatycznych do wypreparowania platysmy i mięśni pasków, aby odsłonić 4-5 chrząstek tchawicy. Zmobilizuj tchawicę za pomocą kleszczy i umieść pod nią silikonową rurkę w celu stabilizacji.
    UWAGA: Tętnica szyjna i nerw błędny są widoczne po obu stronach tchawicy, dlatego należy unikać uszkodzenia tych struktur podczas operacji.
  4. Intubacja tchawicy ( Rysunek 1, Krok 5): Wykonaj poprzeczne nacięcie w kształcie Ω (około 1/3 obwodu) między 3. a 4. pierścieniem chrząstki tchawicy za pomocą mikronożyczek. Szybko włóż silikonową rurkę dotchawiczą o pojemności 14 g, wyrównując znacznik głębokości z krawędzią nacięcia.
    UWAGA: Po intubacji zsynchronizuj ruchy klatki piersiowej z rytmem respiratora. Monitoruj ciśnienie w drogach oddechowych i częstotliwość oddychania pod kątem nieprawidłowości. Dostosuj ustawienia wentylatora lub sprawdź drożność rurki, jeśli wystąpią odchylenia.

6. Przygotowanie nacięcia międzyżebrowego

  1. Zaznacz miejsce nacięcia: Użyj sterylnego markera chirurgicznego, aby wyznaczyć lewą granicę mostka w 3-4 przestrzeni międzyżebrowej (zidentyfikowanej przez badanie palpacyjne punktu maksymalnego impulsu wierzchołkowego). Narysuj linię podłużną o długości 3,0 cm.
  2. Sekcja warstwa po warstwie: Podnieś skórę sterylnymi kleszczami i naciąć wzdłuż zaznaczonej linii za pomocą sterylnych nożyczek. Wprowadzić kleszcze hemostatyczne podskórnie pod kątem 30° i wykonać rozwarstwienie równolegle do przestrzeni międzyżebrowej, aby oddzielić warstwę mięśniową.
  3. Przecięcie żeber: Przeciąć 3. i 4. żebra oraz mięśnie międzyżebrowe za pomocą mikronożyczek. Uwaga: Jeśli dojdzie do krwotoku z tętnicy międzyżebrowej, natychmiast przyłóż sterylny bawełniany wacik z mocnym naciskiem przez 60 sekund, aby uzyskać hemostazę10.

7. Lokalizacja i podwiązanie lewej tętnicy zstępującej przedniej (LAD)

  1. Potwierdź miejsce podwiązania (Rysunek 1, Krok 6): Rozszerz przestrzeń międzyżebrową do 4 cm za pomocą retraktora mostka, aby odsłonić serce. Delikatnie wypreparuj osierdzie (zidentyfikuj tkankę grasicy jako białą strukturę nad sercem). Umieść LAD 2 mm poniżej punktu środkowego litery "V" utworzonej przez stożek płucny (prawy stożek uszny) i lewą małżowinę uszną (trójkątna struktura zastawkowa).
  2. Kalibracja igły (Rysunek 1, Krok 7-1): Zacisnąć szew polipropylenowy 6-0 (z igłą) za pomocą mikrokleszczy. Wprowadzić do mięśnia sercowego 1 mm bocznie do środkowego dystalnego połączenia LAD pod kątem 15° w stosunku do powierzchni mięśnia sercowego (głębokość: 1 mm; szerokość: 2 mm), przesuwając się od prawej do lewej.
  3. Technika podwójnego węzła ślizgowego (Rysunek 1, Krok 7-1 - 7-5): Po przejściu nici ligatury przez mięsień sercowy, zwiń jeden koniec nici ligatury końcówką igły w cewkę z mikroskopijnymi kleszkami, a drugi koniec nawlecz na cewkę i delikatnie pociągnij, aby dokręcić mocowanie. Ponownie zawiąż drugi koniec nici ligatury, powtarzając powyższą operację, aby utworzyć strukturę z podwójnym węzłem i upewniając się, że dwa końce nici ligatury są pozostawione równolegle do siebie na zewnątrz klatki piersiowej.
    UWAGA: Podczas procesu zaciskania używano mikropęsety do stopniowego zaciskania z delikatną i równomierną siłą, podczas gdy zmiany koloru mięśnia sercowego obserwowano w celu określenia stopnia niedokrwienia, aby uniknąć nadmiernego wysiłku prowadzącego do pęknięcia naczynia lub niepewnego podwiązania. Pomyślne ustalenie modelu zostało potwierdzone obserwacją bladość niedokrwiennej przedniej ściany/okolicy wierzchołkowej lewej komory oraz utrzymującym się uniesieniem odcinka ST ≥ 0,2 mV na elektrokardiogramie, a 30-minutowy zegar niedokrwienny rozpoczęto natychmiast po potwierdzeniu udanego podwiązania.

8. Przywrócenie szwów i podciśnienia w klatce piersiowej

  1. Zamknięcie żeber: Zdjąć zwijacz mostka. Zamknij mięśnie międzyżebrowe wokół żeber 3-4 za pomocą wchłanialnego szwu 4-0 w ciągłym schemacie blokującym (odstępy między ściegami 2 mm).
    UWAGA: Unikaj kontaktu między szwem podwiązanym a szwami zamykającymi, aby zapobiec zakłóceniom reperfuzji.
  2. Zamknięcie warstwy mięśniowej i ewakuacja powietrza: Przybliż powierzchowne mięśnie piersiowe większe i mniejsze za pomocą szwu 4-0. Przed ostatecznym dokręceniem włóż bezigłową strzykawkę o pojemności 2,5 ml do ostatniego otworu szwu, aby zassać powietrze do klatki piersiowej, podczas gdy asystent zabezpiecza szew.
    UWAGA: Monitoruj ruchy klatki piersiowej pod kątem spontanicznego oddychania (zgodnie z asynchronicznym rytmem względem respiratora).
  3. Zamknięcie i dezynfekcja skóry: Zszywaj skórę w sposób ciągły szwem 4-0. Zdezynfekuj trzy razy zgodnie z wytycznymi Protokołu 3.3.

9. Odłączenie wentylatora

  1. Ekstubacja: Powoli wyjmij rurkę dotchawiczą, obserwując spontaniczne oddychanie.
  2. Zamknięcie tchawicy i mięśni: Zszyj pierścienie chrząstki tchawicy wzdłużnie za pomocą szwu 4-0, aby zapewnić hermetyczne uszczelnienie. Reakcymaluj mięśnie szyi.
  3. Zamykanie i dezynfekcja skóry (Rysunek 1, Krok 8): Zamknij skórę szyi szwem 4-0. Dezynfekować za pomocą sterylnych wacików nasączonych etanolem i jodowidonem. Zdejmij zasłony i przenieś szczura do poduszki grzewczej o temperaturze 38 °C w celu reperfuzji.
    UWAGA: Jeśli spontaniczne oddychanie nie powiedzie się, ponownie włóż rurkę dotchawiczą i powtórz kroki 8.1-8.3 przed ponowną próbą ekstubacji.

10. Niedokrwienie-reperfuzja

  1. Poluzuj ligaturę (Rysunek 1, Krok 9): Po 30 minutach niedokrwienia rozwiąż pierwszy węzeł, ciągnąc poziomo za drut ligaturowy na jednym końcu igły do opaski, a następnie rozwiąż drugi węzeł, ciągnąc za drut ligaturowy na drugim końcu, a następnie ciągnąc poziomo z boku na bok, aby upewnić się, że nie ma oporu świadczącego o tym, że podwójny węzeł został pomyślnie rozwiązany.
    UWAGA: Jeśli wymagane jest podwójne barwienie EB-TTC, nie można wyciągnąć linii ligatury.
  2. Walidacja reperfuzji: Potwierdź rozdzielczość odcinka ST w EKG jako dowód udanej reperfuzji12.

11. Oznaczanie echokardiografii w trybie M (ME) 10

  1. Przygotowanie przed zabiegiem: Po 2 godzinach od reperfuzji ocenić głębokość znieczulenia i w razie potrzeby uzupełnić. Unieruchomić szczura w pozycji leżącej na plecach i nałożyć 2 mm żelu ultradźwiękowego o temperaturze 37 °C na okolicę przedsercową.
  2. Akwizycja danych: Włącz system ultrasonograficzny. Wybierz wstępnie ustawiony protokół, ustaw sondę MX250 na 18 MHz i nagrywaj obrazy ruchu lewej komory w trybie M. Zapisuj obrazy w odpowiedni sposób.
  3. Analiza danych: Oblicz frakcję wyrzutową lewej komory (LVEF), frakcyjne skrócenie (LVFS), średnicę końcowoskurczową (LVIDs), średnicę końcoworozkurczową (LVIDd) i objętość wyrzutową (SV) za pomocą oprogramowania zintegrowanego z systemem.
    UWAGA: Uchwyć dane z ≥3 kolejnych cykli pracy serca; Podać średnie wartości dla rygoru statystycznego.

12. Barwienie błękitem Evansa i chlorkiem 2,3,5-trifenytu-trazolium (EB-TTC)

  1. Ponowna intubacja: Sekwencyjnie usuwaj szwy ze skóry szyi, mięśni i tchawicy. Włóż rurkę dotchawiczą i podłącz ją do respiratora, aby utrzymać oddychanie.
  2. Ponowna torakotomia: Usuń szwy ze skóry klatki piersiowej, mięśni i żeber. Użyj zwijacza klatki piersiowej, aby poszerzyć przestrzeń międzyżebrową i całkowicie odsłonić serce.
  3. Zrelifikuj tętnicę LAD: Ponownie podlimij tętnicę LAD; potwierdź udane podwiązanie, obserwując bladość wierzchołkową i utrzymujące się uniesienie odcinka ST w EKG.
  4. Wstrzyknięcie EB: Za pomocą strzykawki insulinowej o pojemności 0,5 ml odessać 0,3 ml 1,5% roztworu Evans Blue. Następnie szybko wypreparuj łuk aorty, włóż igłę strzykawki do aorty i zabezpiecz ją zaciskiem mikrohemostatycznym. Następnie wstrzyknąć roztwór Evans Blue i obserwować serce, aby uzyskać jednolite niebieskie zabarwienie.
  5. Wyciąć serce: Po 30 s po wstrzyknięciu wyciąć serce sterylnymi nożyczkami. Natychmiast zanurz go w soli fizjologicznej i kilkakrotnie spłucz, aby usunąć resztki krwi i Evans Blue. Zamrozić serce w temperaturze -80 °C.
  6. Podziel serce: Po 20 minutach zamrażania usuń serce. Za pomocą ostrza chirurgicznego wytnij pięć poprzecznych plastrów o grubości 1 mm prostopadłych do długiej osi serca od wierzchołka do podstawy.
  7. Plama za pomocą TTC: Pozwól plastrom zrównoważyć się do temperatury pokojowej. Przenieś je do bursztynowej probówki wirówkowej o pojemności 50 ml zawierającej 1,5% roztwór TTC. Inkubować probówkę w nagrzanym wytrząsarce termostatycznej w temperaturze 37 °C przez 30 minut w warunkach ochrony przed światłem.
  8. Akwizycja i analiza obrazu: Po barwieniu utrwal plastry w paraformaldehydzie przez 12 godzin. Uchwyć obrazy o wysokiej rozdzielczości i określ ilościowo obszar zawału (IA), obszar ryzyka (AAR) i całkowity obszar lewej komory (LV) za pomocą oprogramowania Image J. Oblicz stosunek zawału mięśnia sercowego jako IA/(AAR+IA) i stosunek ryzyka niedokrwienia jako (AAR+IA)/LV, postępując zgodnie z metodologią opisaną przez Cai i wsp12.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

ECG
Elektrokardiogram był rejestrowany przez cały proces od momentu przed podwiązaniem serca szczura do 120 minut po niedokrwieniu-reperfuzji. Zmiany w elektrokardiogramie są pokazane na Rysunek 2A. Podczas niedokrwienia odcinek ST wykazywał wygiętą w górę wysokość, a załamek T był wysoki i szczytowy. Po reperfuzji uniesienie odcinka ST stopniowo spadało.

ME
P...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Podwiązanie tętnic wieńcowych, klasyczna metoda ustalania modelu uszkodzenia niedokrwienno-reperfuzyjnego mięśnia sercowego, ma ogromne znaczenie w badaniach nad chorobami sercowo-naczyniowymi12. Od 1980 roku metoda podwiązywania tętnic wieńcowych wspomagana rurkami polietylenowymi, zapoczątkowana przez Yamamoto i wsp., jest szeroko stosowana w laboratoriach naukowo-badawczych na całym świecie. Metoda ta ma kilka zalet, w tym kontrolowaną siłę podwiązania, wizualizację operacji i precyzyjną regula...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Ta praca była wspierana przez Program Innowacyjnych Talentów Naukowych i Technologicznych Uniwersytetu Medycyny Chińskiej Shaanxi (nr 2024-CXTD-03), Prowincjonalną Administrację Projektów Badawczych Tradycyjnej Medycyny Chińskiej w Shaanxi (No. SZY-KJCYC-2025-JC-043) oraz Program Badawczo-Rozwojowy Departamentu Nauki i Technologii Prowincji Shaanxi (nr 2024CY-JJQ-36).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Strzykawka insulinowa 0,5 ml Sprzęt medyczny Wuxi Yushou Co.https://e.tb.cn/h.6NJ9o4dBdpXt4bT?tk=YobMVflhtgI Służy do wchłaniania EB i wstrzykiwania przez łuk aorty 
Chlorek 2,3,5-trifenyto-trazoliuShanghai Yuanye Biotechnology Co., Ltd.S19026Do barwienia serca 
2,5 ml Jednorazowa sterylna strzykawkaRobust Ping An Medical Technology Co., Ltd.20231230Służy do zasysania środków znieczulających i znieczulania szczurów przez wstrzyknięcie dootrzewnowe; służy do pobierania powietrza z klatki piersiowej szczurów podczas operacji z zamkniętą klatką piersiową.
4 % paraformaldehyduGuangzhou Viggs Biotechnology Co., Ltd.SW002Służy do mocowania serca po barwieniu szwu
4-0Shandong Haidike Medical Products Co., Ltd.Do szycia żeber, mięśni i skóry 
6-0 szewJiangsu Beiyueshen Medical Device Co., Ltd.https://e.tb.cn/h.6NKQ9XNVD1J56np?tk=R8NKVfPJIUMDo podwiązania LAD 
Igła do akupunktury Pekin Luoya Shanchuan Sprzęt medyczny Co.https://e.tb.cn/h.6NQZzrSfBLQ9OYZ?tk=yW5aVfPuXP3Służy do przekłuwania skóry kończyn szczura i łączenia linii elektrod elektrokardiogramu.
Środek do usuwania sierści zwierzęcejJinyun New Concept Household Products Co.https://e.tb.cn/h.6NJe67IEMgxPfUt?tk=9boIVflb6mm Do depilacji 
Krem do depilacjiGuangzhou Miyanshe Brand Management Co., Ltd.https://3.cn/2fP-knZw Do głębokiego usuwania owłosienia 
EtanolTianjin Tianli Chemical Reagent Co., Ltd.https://e.tb.cn/h.6NnxsK8EAvBV1Zu?tk=ja1XVflVhfM Do dezynfekcji 
Evans BlueSigmaE2129Do barwienia serca 
Kleszcze hemostatyczne Shanghai Aide Medical Instrument Co.https://e.tb.cn/h.6NQkHWD25dxnsv4?tk=xA1VVflTXjWSłuży do mocowania strzykawki insulinowej i zatrzymywania krwi w łuku aorty 
Mikronożyczki medyczneNanjing Ji Xiaobao Trading Co.https://e.tb.cn/h.6NJu33PgNRJCO1L?tk=smZjVflr730Służy do rozcinania tchawicy i żeber 
Medyczna pęseta mikroskopowaNanjing Ji Xiaobao Trading Co.https://e.tb.cn/h.6Nqn2dyJIUjUN6n?tk=MEMaVflGK0bDo szczypania szwu 6-0 w celu podwiązania skalpela medycznego LAD
Shandong Boryuida Analytical Instrument Co.https://e.tb.cn/h.6NJyfb9CWH5Sj32?tk=HW0kVflEyOL Do nacinania serca podczas barwienia EB-TTC
Nożyczki medyczneShandong Boryuida Analytical Instrument Co.https://e.tb.cn/h.6NJCLzckQnXXEPe?tk=CtcTVflFJQw Służy do cięcia skóry i szwów szczurów.
Medyczna tkanina chirurgicznaHenan Meideqi Medical Equipment Co.https://e.tb.cn/h.6NqItN9yA0xttr9?tk=cCCIVflzFjr Służy do zapewnienia sterylnego obszaru chirurgicznego 
Taśma medycznaZhejiang Aotai Medical Technology Co.https://e.tb.cn/h.6N93etxLPPlJ9ZQ?tk=DfblVflAo5dSłuży do naprawy szczurów 
Pęseta medycznaJiangsu Videocon Medical Technology Co.https://e.tb.cn/h.6NreHXQv2YTJkIl?tk=S1imVfO17QVSłuży do oceny stopnia znieczulenia u szczurów, zaciskania skóry, żeber i innych tkanek oraz odklejania mięśni podskórnych i osierdzia.
Medyczny ultradźwiękowy środek sprzęgający Qingdao Hainuo Inżynieria Biologiczna Co., Ltd.https://3.cn/2fPpwB-j Służy do poprawy wydajności transmisji ultradźwiękowej
Sól fizjologiczna zwykła Shandong Qidu Pharmaceutical Co., Sp. z o.o.https://e.tb.cn/h.6NMCUFJIti2EsiU?tk=FXBBVfOV1iNSłuży do mycia resztek kremu do depilacji 
Przenośny ultrasonograf z kolorowym doppleremVINNO Technology Co., Ltd.Vinno 6 Służy do oznaczania echokardiografii w trybie M u szczurów 
Jod powidonuShandong Anjie High-tech Disinfection Technology Co., Ltd.https://e.tb.cn/h.6NqAb4WsT3xjMb9?tk=mhFxVfO4G1GDo dezynfekcji 
Płytka chirurgiczna dla szczurówShandong Boryuida Instrument analityczny Co.https://e.tb.cn/h.6NQyjjGNGInF3Eu?tk=qgQwVflHilH Służy do naprawy szczurów 
Chłodnica chłodnicza Zhejiang Zhixing Technologia ultra-niskiej temperatury Co.DL-78Do zamrażania serca 
Rurki z żelem krzemionkowymShandong Chengwu Sano Medical Equipment Co.https://e.tb.cn/h.6N9L82XWNGlgDDG?tk=pWzCVfOQIgNSłuży do podparcia tchawicy 
Sztuczna maszyna do oddychania dla małych zwierzątAnhui Zhenghua Biological Equipment Co., Ltd.DW-3000HSłuży do pomocy szczurom w oddychaniu po torakotomii 
Sterylna wacik Qingdao Hainuo Inżynieria Biologiczna Co., Ltd.https://e.tb.cn/h.6NJbKVmD0b7QhTf?tk=wMceVfOTrBX Do zanurzania etanolu i dezynfekcji jodu powidonu 
sterylny wacik bawełnianyQingdao Hainuo Biological Engineering Co., Ltd.https://e.tb.cn/h.6NMAQz1252EJHSM?tk=nyfLVfOUSBi Służy do oczyszczania resztek krwi w jamie klatki piersiowej 
Koc termoizolacyjnyGuangdong Zhongke Life Science & Technologia Co.https://e.tb.cn/h.6N9OyBVWuSXTUDy?tk=d6OqVfOSTlIDo pooperacyjnej izolacji ciała u szczurów 
Retraktor torakotomiiGuangdong Zhongke Life Science & Technologia Co.https://e.tb.cn/h.6NQra4Z9UG8dnvo?tk=6eFUVfllCFWSłuży do ekspozycji chirurgicznego pola widzenia 
Monitor elektrokardiogramu typu IIChengdu Taimeng Technology Co., Ltd.BL-420NDo monitorowania elektrokardiogramu 
UretanShandong Keyuan Biochemical Co., Ltd.U820333Stosowany u znieczulonych szczurów 
Oscylator stałej temperatury wodyShanghai Boxun Medical Biological Instrument Co., Ltd.SHZ-BDo barwienia serca 

Bibliografia

  1. Hausenloy, D. J., Yellon, D. M. Myocardial ischemia-reperfusion injury: a neglected therapeutic target. J Clin Invest. 123 (1), 92-100 (2013).
  2. Ibáñez, B., Heusch, G., Ovize, M., Van de Werf, F. Evolving therapies for myocardial ischemia/reperfusion injury. J Am Coll Cardiol. 65 (14), 1454-1471 (2015).
  3. Algoet, M., et al. Myocardial ischemia-reperfusion injury and the influence of inflammation. Trends Cardiovasc Med. 33 (6), 357-366 (2023).
  4. Rahman, A., et al. Large animal models of cardiac ischemia-reperfusion injury: Where are we now. Zool Res. 44 (3), 591-603 (2023).
  5. Luan, F., et al. Cardioprotective effect of cinnamaldehyde pretreatment on ischemia/ reperfusion injury via inhibiting NLRP3 inflammasome activation and gasdermin D mediated cardiomyocyte pyroptosis. Chem Biol Interact. 368, 110245(2022).
  6. Xu, Z., Alloush, J., Beck, E., Weisleder, N. A murine model of myocardial ischemia-reperfusion injury through ligation of the left anterior descending artery. J Vis Exp. (86), e51329(2014).
  7. Xu, Z., McElhanon, K. E., Beck, E. X., Weisleder, N. A murine model of myocardial ischemia-reperfusion injury. Methods Mol Biol. 1717, 145-153 (2018).
  8. Marek-Iannucci, S., Thomas, A., Gottlieb, R. A. Minimal invasive pericardial perfusion model in swine: A translational model for cardiac remodeling after ischemia/reperfusion injury. Front Physiol. 11, 346(2020).
  9. Xiong, Y., et al. Decreased MFN2 activates the cGAS-STING pathway in diabetic myocardial ischaemia-reperfusion by triggering the release of mitochondrial DNA. Cell Commun Signal. 21 (1), 192(2023).
  10. Peng, L., et al. Cardioprotective activity of ethyl acetate extract of Cinnamomi Ramulus against myocardial ischemia/reperfusion injury in rats via inhibiting NLRP3 inflammasome activation and pyroptosis. Phytomedicine. 93, 153798(2021).
  11. Xu, H., et al. Resveratrol pretreatment alleviates myocardial ischemia/reperfusion injury by inhibiting STIM1-mediated intracellular calcium accumulation. J Physiol Biochem. 75 (4), 607-618 (2019).
  12. Cai, W., et al. Alox15/15-HpETE aggravates myocardial ischemia-reperfusion injury by promoting cardiomyocyte ferroptosis. Circulation. 147 (19), 1444-1460 (2023).
  13. Zhao, G., et al. A novel anti-inflammatory strategy for myocardial ischemia-reperfusion in rats with cinnamamide derivative compound 7. Int Immunopharmacol. 136, 112370(2024).
  14. Chen, L. Q., Wang, W. S., Li, S. Q., Liu, J. H. Minocycline relieves myocardial ischemia-reperfusion injury in rats by inhibiting inflammation, oxidative stress and apoptosis. Eur Rev Med Pharmacol Sci. 26 (8), 3001-3009 (2022).
  15. Liu, Z., et al. Shuangshen ningxin formula attenuates cardiac microvascular ischemia/reperfusion injury through improving mitochondrial function. J Ethnopharmacol. 323, 117690(2024).
  16. J'Undra, N., Pegues, M. M., et al. Disparities in 180-day infection rates following coronary artery bypass grafting and aortic valve replacement. J Thorac Cardiovasc Surg. S0022-5223 (25), 00017-00020 (2025).
  17. Peng, J. -F., et al. Targeted mitochondrial drugs for treatment of myocardial ischaemia-reperfusion injury. J Drug Target. 30 (8), 833-844 (2022).
  18. Sun, Q., et al. A minimally invasive approach to induce myocardial infarction in mice without thoracotomy. J Cell Mol Med. 22 (11), 5208-5219 (2018).
  19. Olatoye, O., Yasir, A. -O., Gregory, D. R. Initial experience of left atrial appendage ligation using penditure in a minimally invasive cardiac surgical approach. Innovations. 20 (1), 19-21 (2025).
  20. Wagenaar, A., Wiegerinck, R. F., Heijnen, V. V. T., Post, M. J. Percutaneous microembolization of the left coronary artery to model ischemic heart disease in rats. Lab Animal. 45 (1), 20-27 (2016).
  21. Kainuma, S., et al. Influence of coronary architecture on the variability in myocardial infarction induced by coronary ligation in rats. PLoS One. 2 (8), e0183323(2017).
  22. Chen, J., Ceholski, D. K., Liang, L., Hajjar, R. Abstract 130: The Diversity of Coronary Artery and Myocardial Infarction in Mice. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 37 (Suppl_1), A130(2021).
  23. Lysenko, A. V., Salagaev, G. I., Lednev, P. V., Belov, Y. V. The results of coronary artery bypass grafting by using of surgical microscope. Pirogov J Surg. 6, 5-10 (2019).
  24. Guo, Y., et al. Genetic background, gender, age, body temperature, and arterial blood pH have a major impact on myocardial infarct size in the mouse and need to be carefully measured and/or taken into account: results of a comprehensive analysis of determinants of infarct size in 1,074 mice. Basic Res Cardiol. 107 (5), 288(2012).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Model szczurzypodwi zanie t tnicy wie cowejprzednia zst puj ca t tnica lewamonitorowanie elektrokardiograficzneechokardiografiabarwienie b kitem Evansa
Film wkrótce dostępny

Powiązane artykuły