W pracy przedstawiono protokół precyzyjnego dostarczania naczyniowych komórek macierzystych pod kontrolą USG do ściany naczynia aorty. Technika ta skutecznie celuje w ścianę naczynia i wspomaga naprawę naczyń w tętniakach i rozwarstwieniach aorty.
Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.
Artykuł metodologiczny
Precyzyjne dostarczanie komórek macierzystych pod kontrolą ultradźwięków w celu naprawy naczyń krwionośnych w chorobach aorty
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Tętniaki aorty i pęknięcia rozwarstwień są zagrażającymi życiu nagłymi przypadkami sercowo-naczyniowymi. Wczesna profilaktyka i kontrola postępu choroby mają zasadnicze znaczenie dla poprawy wyników leczenia pacjentów. Naczyniowe komórki macierzyste odgrywają kluczową rolę w naprawie urazów naczyniowych w różnych chorobach naczyniowych. Jednak terapie iniekcji donaczyniowych komórek macierzystych napotykają wyzwania związane z zapewnieniem skutecznego wszczepienia egzogennych komórek macierzystych w ścianie naczynia.
Aby zbadać bardziej skuteczne i minimalnie inwazyjne podejście do dostarczania komórek macierzystych w chorobach aorty, opracowaliśmy technologię precyzyjnego dostarczania komórek macierzystych pod kontrolą ultradźwięków. W szczególności technika ta wykorzystywała system obrazowania ultrasonograficznego z kolorowym Dopplerem o ultrawysokiej rozdzielczości w celu precyzyjnego zlokalizowania ściany naczyniowej aorty wstępującej w mysich modelach choroby aorty. Następnie wstrzyknięto 1 × 106 mNaczyniowe komórki macierzyste znakowane wiśnią zmieszane z 25 μl Matrigel za pomocą igły 29 G. Postęp choroby monitorowano za pomocą ultrasonografii małych zwierząt. Na koniec aorta została pobrana i przeanalizowana za pomocą obrazowania 3D za pomocą mikroskopu arkuszowego światła w celu śledzenia wstrzykniętych naczyniowych komórek macierzystych.
Powyższe wyniki pokazują, że wstrzyknięte naczyniowe komórki macierzyste zostały dokładnie dostarczone do ściany naczyniowej aorty wstępującej przy minimalnej inwazyjności, co skutecznie wspomaga naprawę naczyń w tętniakach i rozwarstwieniach aorty. Ta technologia dostarczania komórek macierzystych pod kontrolą ultradźwięków oferuje obiecującą, minimalnie inwazyjną metodę przeszczepu komórek macierzystych, potencjalnie kontrolując postęp tętniaków i rozwarstwień aorty oraz innych powiązanych chorób sercowo-naczyniowych w klinikach w przyszłości.
Wprowadzenie
Tętniaki i rozwarstwienia aorty (AAD) są powszechnymi i wysoce śmiertelnymi chorobami sercowo-naczyniowymi, zwykle charakteryzującymi się podstępnym początkiem i szybkim postępem. Częstość występowania AAD waha się od 1,3% do 8%, przy czym szacuje się, że każdego roku na całym świecie umieraod 150 000 do 200 000 1,2. Ze względu na ostry początek i subtelne objawy kliniczne, wielu pacjentów znajduje się w stanie krytycznym w momencie postawienia diagnozy, tracąc optymalne okno leczenia. Chociaż leczenie farmakologiczne, takie jak blokery β-adrenergiczne i blokery receptora angiotensyny, może do pewnego stopnia spowolnić ekspansję tętniaka, terapie te zapewniają przede wszystkim ulgę objawową i nie wykazano, aby skutecznie zapobiegały wystąpieniu lub progresji AAD3.
Obecnie postępowanie kliniczne opiera się głównie na interwencjach chirurgicznych, w tym rekonstrukcji korzenia aorty, endoprotezoplastyki aorty wstępującej, chirurgii Bentalla i wewnątrznaczyniowej naprawy tętniaków aorty 4,5. Jednak w przypadku pacjentów z genetycznym AAD, szczególnie tych, którzy nie osiągnęli jeszcze wskazań chirurgicznych, brakuje skutecznych metod leczenia etiologicznego, a podejścia farmakologiczne mają trudności z kontrolowaniem długoterminowego postępu choroby. U pacjentów z zespołem Marfana (MFS), chociaż leczenie może opóźnić rozszerzenie aorty, badania wskazują, że niektóre osoby doświadczają szybszego tempa rozszerzania się aorty i są bardziej narażone na rozwarstwienie aorty5. W związku z tym zapewnienie skutecznych interwencji tym pacjentom, którzy nie spełniają jeszcze kryteriów chirurgicznych, pozostaje poważnym wyzwaniem klinicznym. Opracowanie bardziej ukierunkowanych strategii terapeutycznych stało się kluczową kwestią, którą należy się zająć w leczeniu chorób aorty.
Patogeneza AAD polega przede wszystkim na rozległej apoptozie komórek mięśni gładkich (SMC) i ścieńczeniu pożywki, co prowadzi do kruchości strukturalnej ściany aorty. W szczególności postępująca utrata aortalnych SMC jest cechą charakterystyczną AAD, objawiającą się apoptozą SMC, degradacją macierzy zewnątrzkomórkowej (ECM), infiltracją komórek odpornościowych i zwiększonym stresem oksydacyjnym2. Naczyniowe komórki macierzyste to rodzaj dorosłych komórek macierzystych znajdujących się w ścianie naczynia, zdolnych do różnicowania się w SMC lub komórki śródbłonka. W normalnych warunkach fizjologicznych komórki macierzyste pozostają w stanie spoczynku, ale w warunkach patologicznych ulegają aktywacji, ulegając samoodnowie i różnicowaniu, aby przyczynić się do naprawy tkanek6. Ostatnie badania podkreśliły kluczową rolę komórek macierzystych ściany naczyniowej w uszkodzeniu naczyń krwionośnych, szczególnie w przebudowie przeszczepów żyłowych, miażdżycy, restenozy, nadciśnieniu tętniczym oraz w chorobach lub stanach patologicznych, takich jak AAD 7,8,9,10,11,12,13.
Podczas gdy istniejące technologie dostarczania komórek macierzystych – takie jak miejscowe wstrzyknięcie specyficzne dla tkanek i ogólnoustrojowy wlew dożylny – są stosunkowo zaawansowane, dostarczanie komórek macierzystych do ściany aorty stanowi poważne wyzwanie14,15. Szybki przepływ krwi w aorcie, w połączeniu z dynamicznym skurczem i rozluźnieniem ściany naczynia, utrudnia osiągnięcie efektywnego dostarczania komórek i zapewnienie długotrwałego przeżycia przeszczepionych komórek w tkance naczyniowej.
W tym badaniu opisujemy nowatorską, zamkniętą technikę iniekcji błony epi ściany naczynia, która umożliwia minimalnie inwazyjne, precyzyjnie ukierunkowane dostarczanie komórek macierzystych ściany naczyniowej pod kontrolą ultradźwięków. Takie podejście ma tę zaletę, że jest łatwe do wykonania, bez konieczności torakotomii lub laparotomii, i pozwala uniknąć związanych z tym powikłań. Pozwala również na większą elastyczność podczas procesu wstrzykiwania, umożliwiając docelowe stężenie komórek macierzystych w pożądanym obszarze, jednocześnie minimalizując odpowiedzi immunologiczne i inne skutki uboczne. Co więcej, postępy w technologii optycznego oczyszczania tkanek pozwalają obecnie na obrazowanie w rozdzielczości subkomórkowej całego ciała myszy, oferując szerokie zastosowania w trójwymiarowej rekonstrukcji struktur tkankowych o wysokiej rozdzielczości, badaniu mechanizmów patologicznych, modelowaniu chorób i badaniach przesiewowych leków. W połączeniu z mikroskopią arkuszową technologii tej zapewnia obrazowanie 3D o wysokiej rozdzielczości przestrzennej16. Korzystając z tego podejścia, możemy śledzić wstrzyknięte naczyniowe komórki macierzyste i obserwować ich zdolność migracyjną. W związku z tym dostarczanie komórek macierzystych pod kontrolą ultradźwięków stanowi obiecującą, minimalnie inwazyjną metodę przeszczepu komórek macierzystych.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Protokół
Wszystkie procedury doświadczalne prowadzone są zgodnie z regulaminem Komisji Badań nad Zwierzętami Stołecznego Uniwersytetu Medycznego i są zatwierdzane przez Komisję ds. Dobrostanu i Etyki Zwierząt Stołecznego Uniwersytetu Medycznego.
1. Przygotowanie wstrzykiwanych naczyniowych komórek macierzystych
UWAGA: Aby zweryfikować stan po wstrzyknięciu i działanie naczyniowych komórek macierzystych, komórki Sca1 + izoluje się za pomocą selekcji kulek immunomagnetycznych, jak opisano wcześniej 17,18,19, transfekuje się lentiwirusem przenoszącym reporter mCherry w celu późniejszej obserwacji lokalizacji i dystrybucji komórek, a następnie hoduje się. Komórki z pasaży 5 lub wcześniejszych z dobrymi warunkami wzrostu i ekspresją Sca1 + znakowaną mCherry są wykorzystywane do kolejnych eksperymentów20.
- Pobrać aortę od 6-8 tygodniowych myszy C57BL/6J, oddzielić tkankę przybyszową pod mikroskopem i zmielić na około 0,5 mm. Nanieść 0,04% żelatyny na dno kolby hodowlanej w temperaturze 37 °C w inkubatorze o stężeniu 5% CO2 w celu pobudzenia przyczepiania się i proliferacji komórek. Po 20 minutach odessać żelatynę i umieścić zmieloną tkankę na dnie kolby hodowlanej17,21, dnem skierowanym do góry na 2-3 godziny. Po ścisłym przytwierdzeniu tkanki do dna kolby hodowlanej, należy umieścić dno kolby hodowlanej w dół, dodać pożywkę do kolby i inkubować w temperaturze 37 °C w inkubatorze o stężeniu 5%CO2.
- Po 3 godzinach wyjąć kolbę hodowlaną i dodać pożywkę DMEM zawierającą 20% płodowej surowicy bydlęcej, 10 ng/ml LIF, 100 U/ml penicyliny/streptomycyny.
- Po 3 dniach, gdy komórki wyemigrują z tkanki i osiągną 80%-90% konfluencji, dodaj 0,05% trypsyny i posadź je w subkulturze w stosunku 1:3.
- W przypadku pasażu 3 zastąpić pożywkę DMEM zawierającym 15% płodowej surowicy bydlęcej; w przypadku pasażu 5 zastąpić pożywkę DMEM zawierającą 10% płodowej surowicy bydlęcej (pozostałe składniki pozostają niezmienione).
- Trawić przybyszowe komórki naczyniowe i inkubować je na lodzie z mikrogranulkami anty-Sca1+ . Dodaj zawiesinę komórek do kolumny wyposażonej w magnetyczny system sortowania komórek i zbierz je18. Do kolejnych eksperymentów należy wykorzystać komórki o dobrych warunkach wzrostu z pasaży 5 lub wcześniejszych.
UWAGA: Aby zapewnić witalność komórek, zaleca się, aby komórki do wstrzykiwań in vivo miały żywotność ≥90% , zgodnie z barwieniem błękitem trypanowym. - Na godzinę przed wstrzyknięciem dodać 0,05% trypsyny do komórek, policzyć je za pomocą hemocytometru i usunąć supernatant przez odwirowanie w temperaturze pokojowej 200 × g przez 5 minut.
- Zawiesić komórki w Matrigel (rozmrożonym w temperaturze 4 °C) w stężeniu 4 × 10-7 komórek/ml jako nośnik do przeszczepu komórek macierzystych, aby imitować środowisko wzrostu in vivo. Delikatnie zmieszać mieszaninę i trzymać ją na lodzie, aż będzie gotowa do wstrzyknięcia.
2. Przygotowanie przedoperacyjne myszy
- Poddaj myszy postowi 12 godzin przed wstrzyknięciem bez ograniczania wody.
- Dokładnie przetrzyj komorę indukcyjną znieczulenia i platformę ultradźwiękową 75% etanolem.
- Nałóż maść do oczu i umieść mysz w komorze indukcyjnej znieczulenia, z przepływem tlenu ustawionym na 1 l/min i stężeniem izofluranu dostosowanym do 2-3%. Poczekaj, aż odruch bólowy zniknie, wskazując na udane znieczulenie, a następnie ostrożnie wyjmij mysz z komory.
- Umieść nos i usta myszy pod maską znieczulającą i dostosuj stężenie izofluranu do 1,5-2%. Ustaw mysz grzbietowo na platformie o temperaturze 37 °C, aby zmaksymalizować ekspozycję brzucha.
- Nałóż żel przewodzący na cztery elektrody na platformie i użyj taśmy medycznej, aby przymocować cztery łapy myszy do elektrod w celu monitorowania stanu fizjologicznego.
UWAGA: Operator nosi sterylne rękawice, maskę, czepek chirurgiczny i sterylny fartuch chirurgiczny. - Za pomocą sterylnego bawełnianego wacika nałóż krem do depilacji na miejsce wstrzyknięcia, pozostaw na 1 minutę, a następnie delikatnie zetrzyj nowym wacikiem. Zdezynfekować miejsce wstrzyknięcia za pomocą trzech naprzemiennych peelingów z jodem i jałowego roztworu soli fizjologicznej lub alkoholu.
- Ułożyć pole operowane, aseptycznie przygotować sterylną strzykawkę i utrzymać sterylne pole.
3. Iniekcja komórek ściany naczyniowej pod kontrolą ultradźwięków
UWAGA: Wszystkie zabiegi ultrasonograficzne wykonywane są przy użyciu systemu obrazowania ultrasonograficznego i oprogramowania (patrz Tabela materiałów). Stosować sondy o częstotliwości środkowej 40 MHz i igły 29 G.
- Ustaw platformę ultradźwiękową pod kątem około 30° w stosunku do podłogi. Operator powinien być zwrócony przodem do prawej strony zwierzęcia, z głową zwierzęcia skierowaną w lewo. Nałóż żel ultradźwiękowy na wydepilowany i zdezynfekowany obszar.
- Umieść sondę po prawej stronie mostka, aby wyświetlić długą oś łuku aorty.
- Do igły 29 G należy załadować 25 μl zawiesiny 1 ×10 6 komórek macierzystych ściany naczyniowej zawartych w Matrigel. Przed wstrzyknięciem należy przetrzeć końcówkę igły sterylnym alkoholem, aby zminimalizować ektopową implantację komórek macierzystych.
- Przymocować strzykawkę zawierającą zawiesinę komórek do aparatu iniekcyjnego pod kontrolą ultradźwięków, upewniając się, że kierunek igły jest wyrównany z sondą i pod kątem 45° w stosunku do ściany klatki piersiowej.
- Powoli wprowadzić igłę iniekcji w pole widzenia ultrasonografu, dostosować ją do płaszczyzny ogniskowej i wyrównać z linią znakującą ścieżkę wstrzyknięcia.
- Gdy igła zbliża się do krawędzi skóry, użyj kleszczy, aby chwycić skórę i ścianę brzucha, a następnie szybko przesuń igłę przez ścianę klatki piersiowej.
- Pod kontrolą USG skieruj igłę do obszaru przybyszowego między tętnicą nienazwaną a łukiem aorty. Delikatnie wyjmować strzykawkę w górę i w dół, aby potwierdzić położenie igły.
- Nacisnąć strzykawkę, aby wstrzyknąć zawiesinę komórek w obszar docelowy.
- Powoli wyjmować igłę do wstrzykiwań i zdezynfekować miejsce wkłucia zgodnie ze standardowymi procedurami.
UWAGA: Po zabiegach chirurgicznych myszy należy umieścić na poduszce grzewczej o temperaturze 37 °C, dopóki nie będą w pełni przytomne i zdolne do utrzymania pozycji leżącej mostka, a także powinny być stale monitorowane podczas pobytu na poduszce grzewczej. Następnie przenieś zwierzęta do czystych klatek ze świeżą ściółką. Ciągłe monitorowanie powinno być prowadzone co godzinę przez 24 godziny w celu oceny potencjalnych powikłań pooperacyjnych, w tym zgarbionej postawy i zmniejszonej aktywności.
4. Oczyszczanie tkanki naczyniowej
- Wstrzyknąć komórki macierzyste Sca1 + znakowane mCherry do obszaru przybyszowego na styku tętnicy nienazwanej i łuku aorty. Po 4 tygodniach poddać myszy eutanazji za pomocą CO2 , a następnie pobrać tkankę aorty po perfuzji.
- Utrwalić tkankę aorty w 4% paraformaldehydzie przez 4 godziny w temperaturze pokojowej, a następnie przemywać PBS przez 3 x 1 h. Przenieść tkankę do roztworu oczyszczającego tkanki i inkubować na platformie wstrząsającej w temperaturze 37 °C przez 2 dni, aby uzyskać przezroczystość.
UWAGA: Referencyjny roztwór do oczyszczania tkanek jest mieszaniną 10% N-butylodietanoloaminy i 10% Triton-X-100 rozpuszczonych w ddH2O11. - Myj chusteczkę przez 3 x 2 godziny PBS w temperaturze pokojowej. Przenieść tkankę do PBS zawierającego pierwszorzędowe przeciwciało CD31 (1:100) i inkubować w temperaturze 4 °C przez 24 godziny.
- Po myciu przez 3 x 1 h PBS, inkubować tkankę z anty-kozłem osła (1:800) w temperaturze pokojowej przez 3-4 godziny, a następnie myć PBS przez 3 x 1 h.
- Przenieść tkankę do roztworu o dopasowaniu współczynnika załamania światła i inkubować jeszcze przez co najmniej 2 dni, aby zachować przezroczystość.
UWAGA: Referencyjny roztwór dopasowujący współczynnik załamania światła jest mieszaniną 45% antypiryny, 30% nikotynamidu i 0,5% N-butylodietanoloaminy rozpuszczoną w ddH2O11. - Przygotuj 2% żel agarozowy, podgrzej go i rozpuść, zanurz przezroczystą tkankę w żelu agarozowym i pozwól mu ostygnąć, aby zachował kształt walca o średnicy 5 mm. Zamocuj go na stoliku mikroskopu z arkuszami świetlnymi i zeskanuj go w 3D. Zgodnie z następującymi specyfikacjami: Obiektyw oświetleniowy: 2 sztuki soczewek zanurzeniowych z aperturą numeryczną 10x 0,3 (NA); Cel wykrywania: 1 jednostka soczewki multi-immersyjnej 10x 0,5 NA; Zmieniacz powiększenia: 1x/0,75x, wykonano obrazowanie.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Wyniki
Podawanie komórek macierzystych naczyń pod kontrolą ultradźwięków
W niniejszym badaniu iniekcję pod kontrolą ultradźwięków przeprowadzono przy użyciu systemu obrazowania kolorowego Dopplera dla małych zwierząt (Rysunek 1A,B). Podczas procedury myszy unieruchomiono na podgrzewanej platformie ultradźwiękowej, dokonując w razie potrzeby korekt ustawienia platformy i głowicy ultradźwiękowej (Rysunek 1C).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Dyskusja
AAD spowodowane mutacjami genetycznymi są klasyfikowane jako dziedziczne AAD, wśród których MFS jest najbardziej rozpowszechniony. AAD stanowi najbardziej zagrażające życiu powikłanie MFS22. Aby zbadać ten stan, zastosowaliśmy dobrze znany mysi model MFS (myszy Fbn1C1041G/+), który spontanicznie rozwija tętniaki aorty, co czyni go idealnym do badań wczesnej interwencji. Model ten pozwala również uniknąć dodatkowych uszkodzeń tkanek i zmienności eksperymentalnej związanych z inn...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Oświadczenia
Autorzy nie mają do zadeklarowania konfliktu interesów.
Podziękowania
Prace te były wspierane przez grant z National Science and Technology Major Project (2023ZD0503304), Narodowej Fundacji Nauk Przyrodniczych Chin (32271231) oraz Narodowego Kluczowego Programu Badawczo-Rozwojowego Chin (2023YFC3606500). Dziękujemy dr Chao Zheng za wsparcie techniczne w obrazowaniu 3D.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| 0,1% roztwór żelatyny | OriCell | GLT-11301 powiedział: | |
| Mikroprobówki 1,5 ml | Axygen (Axigen) | MCT-150-C | |
| 10 μ Końcówki do pipet L | Wybór laboratoryjny | T-001-10 | |
| 1000 μ Końcówki do pipet L | Wybór laboratoryjny | T-001-1000 | |
| Probówka wirówkowa 15 ml | Wybór laboratoryjny | CT-002-15A | |
| 200 μ Końcówki do pipet L | Wybór laboratoryjny | T-001-200 | |
| 5 ml mikroprobówka wirówkowa | Ostrze biologiczne | Zobacz materiał BS-50-M | |
| Probówka wirówkowa 50 ml | Wybór laboratoryjny | CT-002-50A | |
| Antypiryna | Macklin powiedział: | A800873 | |
| Zestaw MicroBead Anti-SCA-1 | Miltenyi Biotec | 130-123-124 | |
| System Bruker Luxendo MuVi -SPIM | |||
| Płyta CD31 | R& D | AF3628 powiedział: | Stosunek rozcieńczenia 1:100 |
| SZEŚCIENNY-L | Roztwór do oczyszczania tkanek | ||
| SZEŚCIENNY-RA | Współczynnik załamania światła - rozwiązanie dopasowujące | ||
| DMEM (DMEM) | Kontroler ATCC (Kontroler T | 30-2002 | |
| przeciwciało wtórne przeciwko kozom osła, Alexa Fluor 488 | Invitrogen | A11055 | Stosunek rozcieńczenia 1:800 |
| FBS (Sieć Usługowa | Corning | 35-076-CV | |
| HBLV-mcherry-PURO | HANBIO | ||
| Probówki homogenizatora | Wybór laboratoryjny | HGT-003-200 | |
| Aparatura do wstrzykiwania igieł pod kontrolą obrazu | Dźwięki wizualne | ||
| Strzykawka insulinowa | BD | 328421 | |
| Izofluran | Ameixin (Ameixin) | LAT-YFW | |
| Mikroskopy z arkuszami świetlnymi | Bruker Luxendo | MuVi-SPIM | |
| Matrigel | Corning | 356234 | |
| Przetwornik Microscan MS400 | Dźwięki wizualne | ||
| Platforma do obsługi myszy i monitorowania fizjologicznego | Dźwięki wizualne | ||
| N-butylodietanoloamina | Macklin | N802391 | |
| Nikotynamid | Macklin powiedział: | N814605 | |
| PBS | Ostrze biologiczne | BL302A | |
| Maść okulistyczna Puralube | EQUL (Równość) | 1703321138 | |
| Triton X-100 | Sigma-Aldrich | Zobacz materiał T9284 | |
| Roztwór niebieskiej plamy trypanowej | Solarbio (Słoneczna Biologia) | Zobacz materiał C0040 | |
| Trypsyna-EDTA | Gibco (firma Gibco) | 25200-072 | |
| System lmagowania Vevo 2100 | yiswelsonics powiedział: | ||
| Zintegrowany system szynowy Vevo II | yiswelsanics powiedział: |
Bibliografia
- Cui, H., et al. Untargeted metabolomics identifies succinate as a biomarker and therapeutic target in aortic aneurysm and dissection. Eur Heart J. 42 (42), 4373-4385 (2021).
- Liu, H., et al. Ncf1 knockout in smooth muscle cells exacerbates angiotensin II-induced aortic aneurysm and dissection by activating the STING pathway. Cardiovasc Res. 120 (9), 1081-1096 (2024).
- Wang, Q., et al. Targeting metabolism in aortic aneurysm and dissection: From basic research to clinical applications. Int J Biol Sci. 19 (12), 3869-3891 (2023).
- Asta, L., D'angelo, G. A., Marinelli, D., Benedetto, U. Genetic basis, new diagnostic approaches, and updated therapeutic strategies of the syndromic aortic diseases: Marfan, Loeys-Dietz, and vascular Ehlers-Danlos syndrome. Int J Environ Res Public Health. 20 (16), 6615(2023).
- Isselbacher, E. M., et al. 2022 ACC/AHA guideline for the diagnosis and management of aortic disease: A report of the American Heart Association/American College of Cardiology Joint Committee on clinical practice guidelines. Circulation. 146 (24), e334-e482 (2022).
- De Morree, A., Rando, T. A. Regulation of adult stem cell quiescence and its functions in the maintenance of tissue integrity. Nat Rev Mol Cell Biol. 24 (5), 334-354 (2023).
- Ni, Z., et al. Multilineage commitment of Sca-1+ cells in reshaping vein grafts. Theranostics. 13 (7), 2154-2175 (2023).
- Karamariti, E., et al. DKK3 (Dickkopf 3) alters atherosclerotic plaque phenotype involving vascular progenitor and fibroblast differentiation into smooth muscle cells. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 38 (2), 425-437 (2018).
- Jiang, L., et al. Nonbone marrow CD34+ cells are crucial for endothelial repair of injured artery. Circ Res. 129 (8), e146-e165 (2021).
- Tao, J., Cao, X., Yu, B., Qu, A. Vascular stem/progenitor cells in vessel injury and repair. Front Cardiovasc Med. 9, 845070(2022).
- Wu, H., et al. Aneurysm is restricted by CD34+ cell-formed fibrous collars through the PDGFRb-PI3K axis. Adv Sci (Weinh). 12 (7), e2408996(2024).
- Zou, S., et al. Activation of bone marrow-derived cells and resident aortic cells during aortic injury. J Surg Res. 245, 1-12 (2020).
- Wong, M. M., Hong, X., Karamariti, E., Hu, Y., Xu, Q. Generation and grafting of tissue-engineered vessels in a mouse model. J Vis Exp. (97), e52565(2015).
- Bagno, L., Hatzistergos, K. E., Balkan, W., Hare, J. M. Mesenchymal stem cell-based therapy for cardiovascular disease: Progress and challenges. Mol Ther. 26 (7), 1610-1623 (2018).
- Galow, A. M., Goldammer, T., Hoeflich, A. Xenogeneic and stem cell-based therapy for cardiovascular diseases: Genetic engineering of porcine cells and their applications in heart regeneration. Int J Mol Sci. 21 (24), 9686(2020).
- Liang, X., Luo, H. Optical tissue clearing: Illuminating brain function and dysfunction. Theranostics. 11 (7), 3035-3051 (2021).
- Le Bras, A., et al. Adventitial Sca1+ cells transduced with etv2 are committed to the endothelial fate and improve vascular remodeling after injury. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 38 (1), 232-244 (2018).
- Tsai, T. -N., et al. Contribution of stem cells to neointimal formation of decellularized vessel grafts in a novel mouse model. Am J Pathol. 181 (1), 362-373 (2012).
- Yu, B., et al. Vascular stem/progenitor cell migration induced by smooth muscle cell-derived chemokine (C-C motif) ligand 2 and chemokine (C-X-C motif) ligand 1 contributes to neointima formation. Stem Cells. 34 (9), 2368-2380 (2016).
- Du, S., et al. Safety markers for rhabdomyosarcoma cells using an in vivo imaging system. Oncol Lett. 16 (1), 1031-1038 (2018).
- Xie, Y., et al. Leptin induces Sca-1+ progenitor cell migration enhancing neointimal lesions in vessel-injury mouse models. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 37 (11), 2114-2127 (2017).
- Milewicz, D. M., et al. Marfan syndrome. Nat Rev Dis Primers. 7 (1), 64(2021).
- Li, L., Chen, X., Wang, W. E., Zeng, C. How to improve the survival of transplanted mesenchymal stem cell in ischemic heart. Stem Cells Int. 2016, 9682757(2016).
- Hay, C. A., Sor, R., Flowers, A. J., Clendenin, C., Byrne, K. T. Ultrasound-guided orthotopic implantation of murine pancreatic ductal adenocarcinoma. J Vis Exp. (153), e60497(2019).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Przedruki i uprawnienia
