Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Badanie wpływu terapii podczerwienią na kości po treningu fizycznym na bieżni o wysokiej intensywności

701 wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/68502

⸱

22 sierpnia 2025

 ,  ,  , 
1School of Exercise and Health, Shanghai University of Sport, 2College of Athletic Performance, Shanghai University of Sport, 3Institute of Orthopedic Surgery, Xijing Hospital, Air force Medical University

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

Długotrwały trening na bieżni o wysokiej intensywności hamuje tworzenie się kości i wspomaga resorpcję kości u myszy, co skutkuje zmniejszeniem masy kostnej. W tym miejscu przedstawiamy protokół badania wpływu terapii w podczerwieni na zmiany w metabolizmie kości wywołane ćwiczeniami o wysokiej intensywności. Konieczne są dalsze badania mechanistyczne, aby wyjaśnić leżące u podstaw szlaki molekularne.

Streszczenie

Tkanka kostna jest ważnym narządem nośnym ludzkiego ciała. Umiarkowane ćwiczenia zwiększają masę kostną poprzez obciążenie mechaniczne, podczas gdy ćwiczenia o wysokiej intensywności mogą ją tłumić. Terapia podczerwienią poprawia krążenie, zmniejsza ból/stan zapalny i wspomaga naprawę tkanek. W artykule przedstawiono protokół wyjaśniający modulacyjny wpływ terapii podczerwienią na zaburzenia metaboliczne układu kostnego wywołane wysiłkiem fizycznym o wysokiej intensywności i ich mechanizmy molekularne. W tym badaniu 24 6-tygodniowe myszy zostały losowo podzielone na grupy kontrolne (CTR, N = 8), trening fizyczny na bieżni o wysokiej intensywności (HIT, N = 8) i terapię podczerwienią po ćwiczeniach na bieżni o wysokiej intensywności (IRT, N = 8). Dwie ostatnie grupy były szkolone przez 8 tygodni. W pierwszym tygodniu myszy przeszły trening aklimatyzacyjny na bieżni. W drugim tygodniu myszy ćwiczyły z prędkością 24 m/min przez 50 minut, która zwiększała się w tempie 1 m/min i 10 minut co tydzień, aż osiągnęła 28 m/min przez 80 minut, z nachyleniem 5° przez 6 dni. W piątym tygodniu myszy z grupy HIT poddano interwencji terapii w podczerwieni całego ciała, z temperaturą kontrolowaną w zakresie od 42 °C do 45 °C. Cały proces kuracji trwał ~40 min, 3x w tygodniu. Wyniki wykazały, że w grupie HIT w porównaniu z grupą CTR objętość kości/objętość całkowita i liczba beleczków były znacznie zmniejszone, separacja beleczkowa była znacznie zwiększona, geny związane z osteogennością Atf4, Runx2 i Ocn były regulowane w dół, a geny związane z osteoklastami Ctsk i Mmp9 zostały podniesione. Wyniki mikrotomografii komputerowej myszy z grupy IRT nie wykazały znaczącej różnicy, ale geny związane z osteogenezą Alp, Atf4, Runx2, Ocn i Osx były regulowane w górę w kości udowej. Ponadto gen Ctsk związany z osteoklastami został obniżony. Długotrwałe ćwiczenia na bieżni o wysokiej intensywności mogą zmniejszyć masę kostną. Chociaż terapia podczerwienią nie wpływa na gęstość mineralną kości, może poprawić metabolizm kości.

Wprowadzenie

Osteoporoza (OP) jest jedną z najczęstszych ogólnoustrojowych chorób metabolicznych kości, szczególnie rozpowszechnioną wśród osób starszych, i stanowi poważny globalny problem zdrowotny1. OP charakteryzuje się przede wszystkim zmniejszoną gęstością mineralną kości (BMD), jakością i wytrzymałością kości, co zwiększa ryzyko złamań kości2. Zapobieganie i leczenie OP mają kluczowe znaczenie dla poprawy jakości życia ludzi, obejmując takie podejścia, jak terapia farmakologiczna, odpowiednie spożycie wapnia i witaminy D, ograniczenie palenia tytoniu i spożycia alkoholu oraz wczesne ćwiczenia fizyczne w celu zwiększenia i utrzymania szczytowego poziomu masy kostnej 3,4.

Kość, jako szkielet strukturalny ciała, zapewnia podstawowy kształt i chroni narządy wewnętrzne. Pod wpływem regulacji układu nerwowego kość ułatwia różne ruchy podczas skurczów mięśni. Przez całe życie kość ulega ciągłemu tworzeniu, resorpcji i przebudowie. Osteoklasty nieustannie resorbują starą kość, podczas gdy osteoblasty tworzą i mineralizują nową kość. Procesy te są ściśle sprzężone i wzajemnie regulowane, utrzymując dynamiczną równowagę w obrocie kostnym5. Liczne badania wykazały, że odpowiednie ćwiczenia fizyczne (takie jak ćwiczenia aerobowe i trening oporowy) mogą skutecznie zapobiegać i leczyć OP6. Ćwiczenia wpływają na metabolizm kości poprzez modulowanie naprężeń mechanicznych szkieletu (takich jak uderzenie o ziemię, wstrząsy i napięcie w miejscu przyczepu mięśni) oraz czynników biochemicznych w krążeniu krwi (takich jak hormony i cytokiny), promując w ten sposób zdrowie kości7. Jednak długotrwałe ćwiczenia o wysokiej intensywności mogą negatywnie wpływać na zdrowie kości, prowadząc do utraty masy kostnej. Na przykład, po 8 tygodniach biegania na bieżni z wysoką, umiarkowaną i niską intensywnością (z prędkością 15 m/min) w mysim modelu urazu stożka rotatorów, objętość/objętość kości/objętość całkowita (BV/TV), liczba beleczkowa (Tb.N) i grubość beleczki (Tb.Th) były najniższe w grupie o wysokiej intensywności w porównaniu z grupami kontrolnymi i grupami o umiarkowanej/niskiej intensywności, natomiast separacja beleczkowa (Tb.Sp) była najwyższa. Odkrycie to sugeruje, że trening o wysokiej intensywności ma szkodliwy wpływ na regenerację stożka rotatorów i masę kostną8.

Terapia podczerwienią (IRT) jest jedną z najczęściej stosowanych zasad w urządzeniach do fizjoterapii rehabilitacyjnej w Chinach. Wspomaga miejscowe krążenie krwi, przyspiesza wchłanianie substancji zapalnych i zwiększa zaopatrzenie w składniki odżywcze 9,10. Jako nieinwazyjna fizjoterapia, IRT zyskała w ostatnich latach szerokie zainteresowanie w dziedzinie medycyny sportowej, rehabilitacji i badań nad metabolizmem kości. IRT jest częściej stosowany w warunkach klinicznych niż inne interwencje. Badania wykazały, że gojenie się tkanki kostnej jest złożonym procesem, obejmującym ustąpienie stanu zapalnego i regenerację komórek, które można podzielić na trzy etapy: zapalenie, proliferację i przebudowę. Faza zapalna charakteryzuje się przede wszystkim angiogenezą; Faza proliferacyjna obejmuje proliferację osteoblastów i tworzenie nowej kości; Faza przebudowy charakteryzuje się stopniowym wzrostem nowo powstałych beleczków w obrębie kalusa, przy czym kalus mostkowy w poprzek szczeliny pęknięcia całkowicie ulega kostnieniu11. Po złamaniu krew przepływająca z naczyń do tkanek musi zostać szybko wchłonięta, co stymuluje proliferację osteoblastów i tworzenie kości. Te ważne procesy wymagają korzystnego środowiska wewnętrznego i wystarczającej ilości składników odżywczych do wsparcia. Pewien stopień termoterapii może skutecznie ułatwić te funkcje12. W praktyce klinicznej terapia podczerwienią może być stosowana jako środek pomocniczy w leczeniu osteoporozy i pomaga złagodzić związane z nią objawy, ale jej badania nad masą kostną są stosunkowo ograniczone. W artykule przedstawiono protokół wyjaśniający modulacyjny wpływ terapii podczerwienią na zaburzenia metaboliczne układu kostnego wywołane wysiłkiem fizycznym o wysokiej intensywności i ich mechanizmy molekularne. Dlatego ta praca, oparta na wcześniejszych badaniach13, konstruuje model ćwiczeń na bieżni o wysokiej intensywności u myszy, aby obserwować zmiany w masie kostnej i dalej badać, czy termoterapia może złagodzić utratę masy kostnej wywołaną ćwiczeniami na bieżni o wysokiej intensywności. Celem jest zapewnienie punktu odniesienia dla profilaktyki i leczenia OP opartej na wysiłku fizycznym.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Badanie to uzyskało aprobatę etyczną Komisji Etyki Zwierząt Laboratoryjnych Uniwersytetu Sportowego w Szanghaju (nr 102772023DW016) i było zgodne z krajowymi/instytucjonalnymi przepisami dotyczącymi badań na zwierzętach. Dwadzieścia cztery 5-tygodniowe samce myszy C57BL/6 umieszczono w obiekcie dla zwierząt klasy SPF na Uniwersytecie Sportu w Szanghaju. Myszy trzymano w temperaturze 22 ± 2 °C, wilgotności 40-70% z 12-godzinnymi cyklami światła/ciemności i dostarczano im ad libitum pokarm/wodę. Wszystkie materiały biologiczne, w tym kości, krew i próbki poddane działaniu odczynnika do ekstrakcji RNA, powinny być zebrane w workach autoklawowych II poziomu zagrożenia biologicznego, wysterylizowane w temperaturze 121 °C przez 60 minut przed usunięciem, z odpowiednią dokumentacją w dziennikach odpadów laboratoryjnych.

1. Zwierzęta

  1. Po 1 tygodniu aklimatyzacji stratyfikuj myszy według masy ciała i losowo przypisz je do trzech grup: grupy kontrolnej (grupa CTR, N = 8), treningu ćwiczeń na bieżni o wysokiej intensywności (HIT, N = 8) i terapii podczerwienią po ćwiczeniach na bieżni o wysokiej intensywności (IRT, N = 8).

2. Trening fizyczny na bieżni o wysokiej intensywności i protokół interwencji termoterapii

  1. Nakarm grupę CTR w warunkach statycznych bez interwencji.
  2. Po 1 tygodniu aklimatyzacji poddaj myszy z grup HIT i IRT 8 tygodniom intensywnego treningu na bieżni. Pierwszy tydzień jest uważany za fazę adaptacji: spraw, aby myszy w grupie bieżni biegały z prędkością 12, 15 i 18 m/min przez odpowiednio 20, 30 i 40 minut z nachyleniem 0°. W drugim tygodniu spraw, aby myszy ćwiczyły z prędkością 24 m/min przez 50 min, a następnie zwiększaj ich aktywność w tempie 1 m/min i 10 min co tydzień, aż osiągną 28 m/min przez 80 min, z gradientem 5°. Ćwicz 6 dni w tygodniu, z odpoczynkiem w niedziele (Tabela 1).
  3. W grupie IRT, po 4 tygodniach ćwiczeń na bieżni, wprowadź terapię podczerwienią (IRT) w piątym tygodniu.
    UWAGA: Podczas naświetlania podczerwienią należy ściśle utrzymywać temperaturę ciała myszy w zakresie od 42 °C do 45 °C.
    1. Znieczulić myszy przez wstrzyknięcie dootrzewnowe w celu wywołania utraty przytomności.
    2. Naświetlić całe ciało myszy za pomocą aparatu terapeutycznego na podczerwień, upewniając się, że temperatura myszy jest utrzymywana w zakresie od 42 °C do 45 °C (wykrywana przez detektor temperatury). Cały proces obróbki należy przeprowadzać przez ~40 minut, 3x w tygodniu (poniedziałek, środa i sobota), przez 4 tygodnie, aż do pobrania próbek.

3. Pobieranie tkanek

UWAGA: Wypreparowane próbki kości myszy muszą być natychmiast zakonserwowane w ciekłym azocie lub w temperaturze -80 °C, aby zachować integralność RNA.

  1. Pobieranie i zabezpieczanie próbek surowicy
    1. Zważ wszystkie myszy za pomocą wagi elektronicznej.
    2. Znieczulij myszy poprzez dootrzewnowe wstrzyknięcie tribromoetanolu.
      UWAGA: Podczas obchodzenia się z tribromoetanolem należy zawsze przygotowywać świeże roztwory pod wyciągiem chemicznym, nosząc rękawice nitrylowe i ochronę oczu, przechowywać w temperaturze 4 °C w chronionych przed światłem bursztynowych fiolkach, a niewykorzystane porcje wyrzucać przez zatwierdzone kanały na odpady chemiczne.
    3. Próbki krwi pobiera się w sposób aseptyczny za pomocą nakłucia serca, aby uzyskać 0,5-0,6 ml krwi. Najpierw zgol włosy na klatce piersiowej myszy i zdezynfekuj je jodoforem. Następnie należy wykonać badanie palpacyjne punktu maksymalnej pulsacji serca i wprowadzić igłę 4-5 G przymocowaną do strzykawki do lewej jamy klatki piersiowej między trzecią a czwartą przestrzenią międzyżebrową. Na koniec, gdy zaobserwuje się, że krew spontanicznie przepływa do strzykawki, należy zastosować delikatne aspiracje, aby zakończyć procedurę pobierania krwi.
    4. Pozostawić próbki krwi do skrzepnięcia przez 10 minut w temperaturze pokojowej, a następnie odwirować przy 1 000 × g przez 15 minut. Porcję i przechowywać supernatant (surowicę) w temperaturze -80 °C.
  2. Pobieranie i konserwacja próbek kości
    1. Użyj sterylnych mikronożyczek i pęsety, aby wypreparować zarówno kości udowe, jak i piszczelowe. Delikatnie oderwij mięśnie i ścięgna od powierzchni kości wzdłuż osi podłużnej, bez skrobania okostnej i zwróć szczególną uwagę na ochronę płytki wzrostowej.
    2. Przepłukać wszystkie próbki 1x PBS (pH 7,4). Zamocuj lewą kość udową w 4% paraformaldehydzie (PFA) przez 24 godziny. Użyj lewej kości udowej do pomiaru gęstości mineralnej kości przed dalszą analizą.
    3. Umieść prawą kość udową w wstępnie oznakowanych probówkach do mikrowirówek o pojemności 1,5 ml i przechowuj w temperaturze -80 °C.
    4. Użyj prawej kości udowej i obu kości piszczelowych do testów metabolizmu kostnego.

4. Pomiar parametrów

  1. Pomiar poziomu glukozy we krwi
    1. Przed pobraniem tkanek należy pobrać próbki krwi z żyły ogonowej myszy. Zmierz poziom glukozy we krwi za pomocą przenośnego analizatora glukozy.
  2. Pomiar poziomu mleczanu we krwi
    1. Bezpośrednio po końcowej sesji ćwiczeń na bieżni pobierz próbki krwi z żyły ogonowej. Określ poziom mleczanu we krwi za pomocą przenośnego analizatora mleczanu.
  3. Próba Rotarod
    UWAGA: Po zakończeniu wszystkich interwencji przeprowadziliśmy testy rotarodowe na myszach z każdej grupy. Przeprowadzając testy rotarod, wybieramy różne grupy myszy do testowania jednocześnie, aby zapewnić stały czas odpoczynku, zamiast najpierw testować jedną grupę myszy, dzięki czemu możemy wykluczyć różnice spowodowane czasem odpoczynku.
    1. Umieść myszy na aparacie Rotarod z głową skierowaną w przeciwnym kierunku obrotu, co pozwala na przeprowadzenie jednej próby adaptacyjnej.
    2. Ustaw prędkość obrotową na 30 obr./min; Po uruchomieniu aparat rozpędza się równomiernie do ustawionej prędkości.
    3. Zapisz czas do momentu, gdy mysz po raz pierwszy upadnie. Użyj tej miary, aby ocenić zdolność koordynacji ruchowej myszy.
  4. Pomiar masy kostnej beleczkowej kości udowej
    1. Usuń mięśnie i tkankę łączną przyczepioną do kości za pomocą sterylnych mikronożyczek i kleszczy i przemyj PBS.
    2. Wykonaj mikrotomografię komputerową w celu oceny parametrów kości beleczkowej w lewej kości udowej przy użyciu następujących parametrów skanowania: badanie mikro-CT wykonano przy 55 kVp/145 μA (8 W) w trybie ciągłej rotacji z izotropowymi wokselami 9 μm, polem widzenia 31,0 mm, ekspozycją 250 ms, rozdzielczością natywną (388 warstw/segment) i kalibracją BH 1,200 mgHA/cc.
    3. Zmierz następujące wyniki mikroarchitektury beleczkowej i korowej.
      1. Zaimportuj zrekonstruowane obrazy do CT-vox w celu trójwymiarowego (3D) renderowania i wizualizacji.
      2. Korzystając z widoków wielopłaszczyznowych (płaszczyzny czołowej, strzałkowej i poprzecznej), oddziel i wyodrębnij kość korową i beleczkową do odrębnych obszarów tkankowych, aby umożliwić niezależną analizę ich cech morfometrycznych.
      3. Określ ilościowo kluczowe parametry mikrostrukturalne, w tym objętość kości/objętość całkowitą (BV/TV), liczbę beleczkową (Tb.N) i grubość beleczkowej (Tb.Th) separację beleczkowania (Tb.Sp), aby ocenić stan rozwoju i mineralizacji kości.
  5. Cięcie parafiny i barwienie histologiczne
    1. Umyj trzy lewe kości udowe z każdej grupy PBS i odwapnić je w 10% EDTA (pH 7,15), aż do całkowitego odwapnienia.
    2. Odwodnić próbki za pomocą stopniowanych stężeń etanolu (70%, 90%, 95% i 100%), oczyścić ksylenem, nacieknąć parafiną i zatopić (patrz tabela 2).
    3. Cięcie odcinków szeregowych o grubości 5,0 μm.
    4. Barwienie hematoksyliną i eozyną (HE)
      1. Plastry należy najpierw poddać odparafinowi ksylenowemu, gradientowemu uwodnieniu etanolu, a następnie namoczyć je w hematoksylinie przez 5 minut.
      2. Umyć w celu usunięcia nadmiaru plamy, rozcieńczyć w 1% alkoholu kwasu solnego przez 3 s, zabarwić eozyną przez 3 minuty, odwodnić przez sortowany etanol, oczyścić ksylenem i zamocować neutralną gumą (patrz Tabela 3).
      3. Rejestruj obrazy mikroskopowe, aby obserwować strukturę tkanki kostnej oraz morfologię i rozmieszczenie komórek w jamie szpiku kostnego.
    5. Barwienie kwasową fosfatazą odporną na winian (TRAP)
      1. Odwoskuj plastry ksylenem i ponownie uwodnij gradientowym etanolem.
      2. Plastry inkubować z odczynnikiem TRAP w piecu o temperaturze 37 °C przez 1 godzinę, odwodnić i przeźroczyścić (patrz Tabela 4).
      3. Nałóż kroplę neutralnej żywicy na szklane szkiełko, a następnie ostrożnie opuść szkiełko nakrywkowe pod kątem 45° od jednej krawędzi, aby zminimalizować tworzenie się pęcherzyków. Poczekaj, aż zamontowana szkiełko całkowicie wyschnie w dygestorium przed przystąpieniem do obserwacji mikroskopowej i obrazowania.
  6. Analiza ekspresji genów w tkance kości piszczelowej
    1. Izolacja szpiku kostnego
      1. Wypreparuj piszczele myszy i usuń nadmiar mięśni/powięzi za pomocą sterylnych narzędzi.
      2. Umieść oczyszczone piszczele w probówce do mikrowirówki o pojemności 1,5 ml.
      3. Rozetnij oba końce kości sterylnymi nożyczkami.
      4. Przepłucz szpik kostny do probówki mielącej zawierającej sterylne kulki mielące za pomocą 1x PBS.
        UWAGA: Przepłukiwać jamę szpiku kostnego PBS, aż ubytek stanie się blady i cała widoczna tkanka szpiku zostanie usunięta.
    2. Ekstrakcja RNA
      UWAGA: Odpady chloroformu/izopropanolu muszą być segregowane w przeznaczonych do tego pojemnikach z rozpuszczalnikiem chlorowcowanym i nigdy nie mieszane z wybielaczem ze względu na tworzenie się toksycznych gazów.
      1. Dodać 1 ml odczynnika do ekstrakcji RNA na probówkę. Homogenizować próbki za pomocą homogenizatora laboratoryjnego (impulsy 30 s, 4 °C). Inkubować lizaty w temperaturze pokojowej przez 5 minut.
      2. Dodać 200 μl chloroformu, wirować przez 15 s i inkubować w temperaturze 4 °C przez 30 minut.
      3. Wirować w temperaturze 12 000 × g przez 30 minut w temperaturze 4 °C.
      4. Przenieść górną fazę wodną do nowej probówki do mikrowirówki. Dodać 500 μl izopropanolu, odwrócić 10x do wymieszania i inkubować w temperaturze 4 °C przez 20 minut.
      5. Odwirować przy 12 000 × g przez 30 minut w temperaturze 4 °C. Ostrożnie odrzucić supernatant, nie naruszając osadu RNA.
      6. Umyj granulki 1 ml 75% etanolu (przygotowanego z wodą uzdatnioną DEPC). Krótko przemieszać i odwirować przy 7 500 × g przez 5 minut w temperaturze 4 °C.
      7. Suszyć granulki na powietrzu przez 5-10 minut w dygestoriach (unikać przesuszenia).
      8. Rozpuść RNA w 20-50 μl wody uzdatnionej DEPC.
      9. Zmierzyć stężenie i czystość (stosunek A260/A280 ≥ 1,8) za pomocą spektrofotometru.
    3. Synteza cDNA
      1. Zsyntetyzuj cDNA przy użyciu 1 μg całkowitego RNA i zestawu do odwrotnej transkrypcji.
      2. Przechowuj cDNA w temperaturze -20 °C do analizy qPCR.
    4. Analiza qPCR
      1. Analiza ekspresji genów pod kątem markerów osteogennych: Alp, Atf4, Runx2, Ocn, Osx; markery osteoklastów: Nfatc1, Mmp9, Ctsk; cytokiny: Tnf-α, Il-1β, Il-10 (patrz Tabela 5).
      2. Należy użyć sekwencji starterów wymienionych w tabeli 6 (w tym temperatur wyżarzania).

5. Analiza statystyczna

  1. Przedstawić wszystkie dane jako średnią ± błąd standardowy średniej (średnia ± SEM).
  2. Użyj Bonferroni i Tamhani do testów post-hoc.
  3. Przeprowadź jednoczynnikową analizę wariancji, aby ocenić różnice między grupami.
  4. Rozważmy, że P < 0,05 jest statystycznie istotne.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Zmęczenie spowodowane długotrwałym treningiem biegowym o wysokiej intensywności na bieżni
Opracowano długoterminowy model intensywnego biegania na platformie w celu zbadania zmian w układzie szkieletowym pod wpływem wysiłku oraz efektów terapii podczerwienią na kości (Rycina 1A). Po zakończeniu interwencji obserwowano zmiany masy ciała myszy. W porównaniu z masą ciała myszy w grupie CTR, w grupie HIT nie stwierdzono istotnych zmian, natomiast w grupie IRT odnotowano is...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Spośród wszystkich metabolicznych chorób kości OP jest najczęstszym i poważnym globalnym problemem zdrowia publicznego11. OP powstaje, gdy funkcje osteoblastyczne i osteoklastyczne są dysfunkcyjne, a jego częstość występowania jest wysoka18. Ćwiczenia fizyczne są coraz częściej podkreślane przez lekarzy i badaczy jako potencjalna strategia zapobiegania i leczenia OP, biorąc pod uwagę ich niski koszt i niewiele działań niepożądanych oraz ich ogromny potencjał w przyszłym lec...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają do zgłaszania konfliktu interesów.

Podziękowania

Prace były wspierane przez Narodową Fundację Nauk Przyrodniczych Chin (nr 82172475, 82222046, 82272608); Szanghajskie Kluczowe Laboratorium Rozwoju i Utrzymania Kompetencji w Sporcie Ludzkim (Uniwersytet Sportu w Szanghaju) (nr 11DZ2261100).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Przyrząd do terapii dalekiej podczerwieni  Technologia medyczna CofoePromieniowanie podczerwone zostało następnie zastosowane jako źródło ciepła do ogrzania krwi w podskórnej sieci naczyń włosowatych. Temperatura terapii była kontrolowana w zakresie 42 & C oraz 45 ° C, a cała kuracja trwała około 40 min, 3 razy w tygodniu
Mikrotomografia komputerowaSCANCO Medical AGVIVACT80Wykonano badanie mikrotomografią komputerową w celu oceny parametrów kości beleczkowej w lewej kości udowej, w tym BV/TV, Tb.N, Tb.Th, Tb.Sp oraz grubości kory mózgowej (Ct.Th).
Bieżnia dla myszyAnhui Zhenghua Zakłady Aparatury Biologicznej Co., LtdBieżnia o wysokiej intensywności biegana u myszy
Maszyna do zatapiania parafinyKsięga LeicaMaszyna do zatapiania parafiny może osadzać tkanki
krajalnica do parafinyKsięga LeicaMikrotom parafinowy może kroić tkanki
Zestaw odczynników PrimeScript RT 
SPSS 
Tribromoetanol Avertin
TRIzol Dokładna biologiaAG21101/AG21102

Bibliografia

  1. Khosla, S., Hofbauer, L. C. Osteoporosis treatment: recent developments and ongoing challenges. Lancet Diabetes Endocrinol. 5 (11), 898-907 (2017).
  2. Rachner, T. D., Khosla, S., Hofbauer, L. C. Osteoporosis: now and the future. Lancet. 377 (9773), 1276-1287 (2011).
  3. Portier, H., Benaitreau, D., Pallu, S. Does physical exercise always improve bone quality in rats. Life (Basel). 10 (10), 217(2020).
  4. Reid, I. R., Billington, E. O. Drug therapy for osteoporosis in older adults. Lancet. 399 (10329), 1080-1092 (2022).
  5. Srivastava, R. K., Sapra, L., Mishra, P. K. Osteometabolism: Metabolic alterations in bone pathologies. Cells. 11 (23), 3943(2022).
  6. Cauley, J. A., Giangregorio, L. Physical activity and skeletal health in adults. Lancet Diabetes Endocrinol. 8 (2), 150-162 (2020).
  7. Rubin, C. T., Lanyon, L. E. Regulation of bone formation by applied dynamic loads. J Bone Joint Surg Am. 66 (3), 397-402 (1984).
  8. Chen, H., et al. Effect of exercise intensity on the healing of the bone-tendon interface: A mouse rotator cuff injury model study. Am J Sports Med. 49 (8), 2064-2073 (2021).
  9. Shemilt, R., et al. Potential mechanisms for the effects of far-infrared on the cardiovascular system - a review. Vasa. 48 (4), 303-312 (2019).
  10. Yu, S. Y., et al. Biological effect of far-infrared therapy on increasing skin microcirculation in rats. Photodermatol Photoimmunol Photomed. 22 (2), 78-86 (2006).
  11. Jurić, F., et al. Thermal changes during clavicle fracture healing in children. J Clin Med. 13 (23), 7213(2024).
  12. Einhorn, T. A., Gerstenfeld, L. C. Fracture healing: mechanisms and interventions. Nat Rev Rheumatol. 11 (1), 45-54 (2015).
  13. Yan, K., et al. Establishment and identification of an animal model of long-term exercise-induced fatigue. Front Endocrinol (Lausanne). 13, 915937(2022).
  14. Proia, P., et al. Lactate as a metabolite and a regulator in the central nervous system. Int J Mol Sci. 17 (9), 1450(2016).
  15. Westerblad, H., Bruton, J. D., Katz, A. Skeletal muscle: energy metabolism, fiber types, fatigue and adaptability. Exp Cell Res. 316 (18), 3093-3099 (2010).
  16. Zarrouk, N., et al. Assessment of acute neuromuscular fatigue manifestations and functional performances after heavy resistance exercise. J Sports Med Phys Fitness. 61 (12), 1596-1604 (2021).
  17. Warden, S. J., Davis, I. S., Fredericson, M. Management and prevention of bone stress injuries in long-distance runners. J Orthop Sports Phys Ther. 44 (10), 749-765 (2014).
  18. Aibar-Almazán, A., et al. Current status of the diagnosis and management of osteoporosis. Int J Mol Sci. 23 (16), 9465(2022).
  19. Chang, X., Xu, S., Zhang, H. Regulation of bone health through physical exercise: Mechanisms and types. Front Endocrinol (Lausanne). 13, 1029475(2022).
  20. Klein-Nulend, J., Bacabac, R. G., Bakker, A. D. Mechanical loading and how it affects bone cells: the role of the osteocyte cytoskeleton in maintaining our skeleton. Eur Cell Mater. 24, 278-291 (2012).
  21. Pacifici, R. Estrogen, cytokines, and pathogenesis of postmenopausal osteoporosis. J Bone Miner Res. 11 (8), 1043-1051 (1996).
  22. Xie, M., et al. Advancements in photothermal therapy using near-infrared light for bone tumors. Int J Mol Sci. 25 (8), 4139(2024).
  23. Peris, P. Stress fractures. Best Pract Res Clin Rheumatol. 17 (6), 1043-1061 (2003).
  24. Bourrin, S., et al. Adverse effects of strenuous exercise: a densitometric and histomorphometric study in the rat, (1985). J Appl Physiol. 76 (5), 1999-2005 (1994).
  25. Koenen, K., et al. Sprint interval training induces a sexual dimorphism but does not improve peak bone mass in young and healthy mice. Sci Rep. 7, 44047(2017).
  26. Bertels, J. C., He, G., Long, F. Metabolic reprogramming in skeletal cell differentiation. BoneRes. 12 (1), 57(2024).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Metabolizm ko ciwysi ek o wysokiej intensywno citrening na bie nimasa kostnazaburzenia metaboliczne szkieletugeny osteogennegeny osteoklastyczneanaliza mikro CTregeneracja tkanek
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki Korzystania

Zasady

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.