Artykuł metodologiczny

Technika chirurgiczna wszczepienia biomimetycznej sztucznej tarczy międzykręgowej w model zwierzęcy kozy

1.2K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/68623

⸱

10 października 2025

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Clinical Sciences, Faculty of Veterinary Medicine, Utrecht University, 2Research and Academic Service, Faculty of Veterinary Medicine, Kasetsart University, 3Orthopedic Biomechanics, Department of Biomedical Engineering, Eindhoven University of Technology, 4Department of Orthopedics, University Medical Center Utrecht, 53D Lab, Division of Surgical Specialties, Utrecht Medical Center Utrecht

W tym artykule

Podsumowanie

Niniejsze badanie przedstawia nowatorską technikę chirurgiczną implantacji biomimetycznej sztucznej dysku międzykręgowej (BioAID). Metoda zapewnia precyzyjne umieszczenie i stabilność, dążąc do przywrócenia funkcji kręgosłupa szyjnego za pomocą modelu kozy. Technika ta wykazuje obiecujące zastosowanie kliniczne zarówno u pacjentów, jak i u psów cierpiących na mielopatię kręgosłupa szyjnego.

Streszczenie

Artroplastyka krążków szyjnych (CDA) pojawiła się jako rozwiązanie chirurgiczne dla pacjentów z degeneratywną mielopatią ściskową szyjki macicy, ale napotyka na ograniczenia, szczególnie w osiąganiu stabilnej integracji. Jednym z głównych wyzwań obecnych sztucznych dysków jest ryzyko migracji i zwichnięć spowodowanych niewystarczającą osseointegracją z sąsiednimi kręgami. Chociaż CDA jest ugruntowanym leczeniem w medycynie ludzkiej, psy z mielopatią szyjkową są rutynowo leczone operacjami dekompresyjnymi. W medycynie weterynaryjnej szczególne zainteresowanie są innowacyjne terapie, takie jak artroplastyka dysku. Niedawno opracowano nowatorski biomimetyczny sztuczny dysk międzykręgowy (BioAID). Ten sztuczny dysk odtwarza kluczowe cechy naturalnego dysku, zawierając odpowiednio rdzeń lepkoelastyczny oraz włóknistą otoczkę naśladującą jądro pulsposus i pierścień włóknisty. Tytanowe płyty końcowe z kilami zapewniają mocowanie, a włóknista płaszcz ułatwia osseointegrację z sąsiednimi kręgami, minimalizując ryzyko migracji w czasie. Ponieważ kozy są powszechnie używanym i łatwo dostępnym modelem zwierzęcym do badań nad kręgosłupem, to badanie stanowi kompleksowy, praktyczny przewodnik (w tym projektowanie i wykonanie implantu, selekcję i zapis zwierząt eksperymentalnych, leczenie przedoperacyjne, protokoły znieczulenia oraz opiekę pooperacyjną) dla wszczepienia sztucznego dysku w kręgosłupie szyjnym kozy. Oferowana jest szczegółowa, krok po kroku metodologia chirurgiczna, wraz z projektowaniem indywidualnych narzędzi chirurgicznych oraz zastosowaniem technik obrazowania wymaganych zarówno wewnątrz, jak i pooperacyjnie. Takie podejście łączy badania eksperymentalne z zastosowaniem klinicznym. Zabieg chirurgiczny przeprowadzono pomyślnie u czterech kóz, a monitorowanie po implantacji przez 21 dni wykazało brak migracji ani powikłań. Wyniki te sugerują, że technika implantacji zapewnia pierwotną stabilność, co wspiera jej wykonalność do dalszej oceny. Potrzebne są przyszłe badania, aby ocenić długoterminową osseointegrację i funkcjonowanie biomechaniczne, zanim przełożą to podejście na zastosowania kliniczne zarówno u ludzi, jak i psów.

Wprowadzenie

Na całym świecie ból szyi zajmuje czwarte miejsce pod względem częstości przyczyny niepełnosprawności, dotykając ponad 30% osób rocznie1. Chociaż często wiąże się to ze starzeniem się i zmianami degeneracyjnymi, ból szyi może również występować u młodszych osób i psów z powodu czynników genetycznych, nawyków stylu życia oraz przeciążenia biomechanicznego. Chociaż ból szyi może wynikać z różnych czynników, choroba międzykręgowych dysków (IVD) jest jedną z najważniejszych przyczyn, szczególnie ze względu na swoją rolę w ucisku struktur nerwowych.

W odcinku kręgosłupa szyjnego choroba IVD prowadzi do ściskowej mielopatii szyjnej (CCM), dobrze znanego zaburzenia kręgosłupa dotykającego zarówno ludzi, jak i psy 2,3. U ludzi CCM objawia się bólem szyi, drętwieniem i dysfunkcjami ruchowymi2. Podobnie duże rasy psów, takie jak dog niemiecki i doberman, są podatne na spondylomielopatię szyjkową (CSM), powszechnie znaną jako zespół Wobblera. CSM obejmuje ucisk rdzenia kręgowego spowodowany wysunięciami dysków, zmianami kostnymi kręgów, niestabilnością kręgów oraz zmianami zwyrodnieniowymi więzadeł i stawów międzykręgowych. Te czynniki razem powodują ucisk rdzenia kręgowego i korzenia nerwowego, co prowadzi do objawów klinicznych, takich jak nieskoordynowany chód, zwłaszcza w tylnych kończynach, oraz osłabienie, które może przechodzić na przednie kończyny. Psy mogą wykazywać ból szyi, sztywność i niechęć do opuszczania głowy, często wykazując dyskomfort po palpacji 4,5. Najczęściej diagnozowaną postacią zespołu Wobblera u psów jest CSM powiązane z dyskiem, które głównie dotyczysegmentów kręgosłupa C4-C5, C5-C6 i C6-C7.

Zazwyczaj pacjenci z powodu CCM i CSM związanej z dyskiem dobrze reagują na zachowawcze leczenie medyczne, modyfikacje stylu życia oraz fizjoterapię. Pacjenci ludzki i weterynarzni z zaawansowanymi, zwyrodnieniowymi formami choroby IVD, w których znaczne uciskanie struktur nerwowych nie reaguje już na strategie zachowawcze, są leczeni chirurgicznie 7,8. Konwencjonalne techniki chirurgiczne w leczeniu mielopatii szyjnej, takie jak procedury dekompresyjne i rozpraszająco-stabilizacyjne (fuzja kręgosłupa), są powszechnie stosowane w celu złagodzenia ucisku nerwowego i przywrócenia stabilności kręgosłupa 9,10. Chociaż te zabiegi chirurgiczne skutecznie łagodzą ból, nie przywracają funkcji jednostki kręgosłupa i często prowadzą do przyspieszonej degeneracji lub całkowitego unieruchomienia uszkodzonego segmentu kręgosłupa. Ponadto zespolenie kręgosłupa wiąże się z rozwojem choroby sąsiednich segmentów (ASD), ponieważ unieruchomienie zrośniętych segmentów może prowadzić do zwiększonego obciążenia mechanicznego i przyspieszonej degeneracji na sąsiednich poziomach. Niemniej jednak to powiązanie pozostaje przedmiotem ciągłych debat w literaturze 9,11.

W ciągu ostatnich dwóch dekad stosowano zastąpienie dysku międzykręgowego (IVD), znane jako artroplastyka krążka szyjnego (CDA), z użyciem sztucznej protezy dysku, które zachowało mobilność segmentów i stało się uznaną opcją w praktyce klinicznej ludzi po zatwierdzeniu przez FDA napoczątku lat 200012. W fazie przedklinicznej artroplastyka dysku była szeroko badana z wykorzystaniem eksperymentalnych modeli zwierzęcych, takich jak kozy, owce i psy 13,14,15. Do tej pory weterynaryjne zastosowanie CDA u psów jest rzadkie, a długoterminowe badania obserwacyjne są niewystarczające. Chociaż kilka badań wykazało rozwój sztucznych dysków w celu utrzymania mobilności segmentowej u psów16,17 lat, najnowsze dowody Falzone i in. (2022) wskazują na istotne ograniczenia. Ich wyniki wykazały wyższą częstość i nasilenie zapadania się u psów leczonych sztucznymi dyskami (dysk Adamo) w porównaniu do psów poddawanych fiksacji rozproszenia. Pogorszenie stanu klinicznego i konieczność operacji rewizyjnej były również częstsze u zwierząt leczonych sztucznymi dyskami Adamo, co budzi obawy dotyczące ich długoterminowej wydajności biomechanicznej18.

Chociaż CDA zostało zatwierdzone do stosowania u ludzi, a obecnie dostępne są różne generacje sztucznych dysków, kilka ograniczeń utrudnia tę technikę, szczególnie dla młodszych pacjentów wymagających długoterminowej stabilności implantów19. Najważniejsze problemy to migracja, przemieszczenie i osiadanie sztucznego dysku20. W związku z tym opracowano nowy sztuczny dysk (BioAID), oparty na założeniu, że naśladowanie naturalnej struktury i biomechaniki IVD może pomóc zachować wzorce obciążenia fizjologicznego i zmniejszyć ryzyko uszkodzenia sąsiedniego segmentu kręgowego.

W tym biomimetycznym sztucznym IVD (BioAID) jądro pulsozumowe (NP) naturalnego IVD symulowane jest przez wiskoelastyczne wewnętrzne jądro, pierścień włóknisty (AF) reprezentowany jest przez odporną na napięcia powłokę z ultra-wysokomolekularnego polietylenu (UHMWPE), a połączenie między IVD a sąsiednimi kręgami jest replikowane przez tytanowe płyty końcowe z kilami zapewniającymi stabilność, zakotwiczenie i odporność na migrację. Aby ocenić jego funkcjonalność, implant opiera się na dostępie do brzusznej części szyi, usunięciu IVD oraz użyciu specjalistycznych narzędzi chirurgicznych specjalnie zaprojektowanych do implantacji sztucznych dysków. Konieczne jest specjalnie zaprojektowane podejście chirurgiczne wraz z tymi specjalistycznymi narzędziami chirurgicznymi ze względu na unikalne cechy strukturalne i funkcjonalne sztucznego dysku, które odróżniają go od konwencjonalnych systemów CDA. W celu przeniesienia tej techniki do zastosowań klinicznych zarówno u ludzi, jak i weterynaryjnych, niniejsza praca zawiera szczegółowy podręcznik implantacji sztucznego dysku, opisujący planowanie i metodę chirurgiczną na poziomie C4-C5 IVD w modelu kozy – zwierzęcia często wykorzystywanego w badaniach kręgosłupa ze względu na jego anatomiczną istotność i dostępność.

Biomimetyczna sztuczna IVD została zaprojektowana tak, aby naśladować strukturę i funkcję naturalnego dysku (Rysunek 1A,B). Pierwotny projekt tego implantu (patrz TABELA MATERIAŁÓW) składał się z galaretowatego, pęczniejącego hydrożelu symulującego jądro pulposus, ultra-wysokomolekularnej polietylenowej błony obejmującej rdzeń hydrogelowy, powlekanej hydroksyapatytem powłoki z włókna wysokorozciągającego reprezentującego AF oraz 3D drukowanych tytanowych płyt końcowych z kilami (rysunek 1C), które przywiązują dysk do sąsiednich kręgów. Ocena biomechaniczna oryginalnego projektu tego nowatorskiego sztucznego dysku wykazała, że może on naśladować kinematyczne zachowanie zastąpionego dysku międzykręgowego21. W najnowszej wersji tego implantu wewnętrzny rdzeń hydrogelu został zastąpiony materiałem wiskoelastycznym (poliwęglanowym poliuretanem (PCU) (Rysunek 1D). Implant sztucznego dysku najpierw przeszedł proces trawienia osocza, a następnie sterylizację metodą sterylizacji tlenkiem etylenu (EO) gazem (patrz TABELA MATERIAŁÓW) i przetestowany pod kątem bezpłodności za pomocą analizy wzrostu bakterii tlenowych/beztlenowych (ABG).

figure-introduction-1
Rysunek 1: Projekt implantu sztucznego dysku. (A) Schematyczny przekrój implantu sztucznego dysku. (B) Rzeczywiste obrazy implantu sztucznego dysku. (C) Tytanowa konstrukcja końcowa z odpowiednimi wymiarami. (D) Schematyczne przedstawienie viskoelastycznego rdzenia wewnętrznego. Adaptacja z Jacobs i in. (2023)21 z modyfikacjami. Proszę kliknąć tutaj, aby zobaczyć większą wersję tej figurki.

W trakcie badania zastosowano różne metody obrazowania, aby zapewnić precyzyjne planowanie, wskazówki i ocenę umieszczenia implantu. Obrazowanie przedoperacyjne było kluczowe dla oceny struktur anatomicznych oraz weryfikacji odpowiedniości i dopasowania implantu. Obrazowanie śródoperacyjne wspomagało precyzyjne wykonanie chirurgiczne, a obrazowanie pooperacyjne zostało wykorzystane do weryfikacji pozycji i ustawienia implantu. Wszystkie procedury obrazowania były wykonywane zgodnie z wytycznymi instytucjonalnymi oraz przepisami dotyczącymi bezpieczeństwa radiacyjnego.

Przedoperacyjne obrazowanie radiograficzne przeprowadzono za pomocą cyfrowego sprzętu rentgenowskiego (patrz TABELA MATERIAŁÓW) w celu analizy struktur anatomicznych i określenia wielkości przestrzeni IVD, co jest niezbędne do planowania przedoperacyjnego. Standardowe rentgenowskie wykonane są wykonane z odpowiednim ustawieniem pozycji i ekspozycji, aby uzyskać najlepszą jakość obrazu. Podczas operacji zastosowano fluoroskopię C-arm (patrz TABELA MATERIAŁÓW), aby kierować procedurą i potwierdzić prawidłowe umieszczenie implantu. Do oceny umieszczenia implantu pooperacyjnego i anatomicznego ustawienia użyto wysokorozdzielczego tomografu komputerowego (patrz TABELA MATERIAŁÓW). Do szczegółowych badań pozyskano cienkoprzecinkowe obrazy osiowe, co umożliwiło wielopłaszczyznową rekonstrukcję i trójwymiarową wizualizację. Aby zapewnić dokładną ocenę wyników pooperacyjnych, analiza obrazów została przeprowadzona za pomocą specjalistycznego oprogramowania (patrz TABELA MATERIAŁÓW).

Aby dostarczyć podręcznik do implantacji sztucznego dysku, protokół opisuje przedoperacyjne leczenie, znieczulenie, zabieg chirurgiczny oraz opiece pooperacyjnej.

Protokół

Projekt został zatwierdzony przez Krajowy Centralny Urząd ds. Procedur Naukowych na Zwierzętach (numer CCD: AVD10800202114750-1), a procedury zwierzęce zostały opisane w protokole roboczym zatwierdzonym przez Lokalny Organ Opieki (14750-1-02), a do testowania techniki implantacji użyto dwóch zwłok holenderskich kóz mlecznych z niepowiązanego badania (CCD: AVD11500202216382). Aby przetestować procedurę implantacji in vivo, zakupiono cztery samice holenderskich kóz mlecznych (82-105 kg, 3-5 lat) od lokalnego hodowcy. Zwierzęta były trzymane w grupowym środowisku w kontrolowanych warunkach środowiskowych, w tym regulowanej temperaturze, wilgotności i wentylacji. Mieli ad libitum dostęp do jedzenia i wody oraz byli traktowani zgodnie z ustalonymi wytycznymi dotyczącymi dobrostanu zwierząt.

1. Projektowanie i produkcja instrumentów

  1. Projekt i produkcja próbnego sztucznego dysku
    1. Zaprojektuj dysk próbny zarówno z kilami, jak i bez nich (Rysunek 2A, B) na podstawie rozmiaru implantów sztucznych dysków. Dysk próbny miał wymiary 14 mm × 13 mm × 5 mm, co odpowiada wymiarom implantu sztucznego dysku.
    2. Użyj specjalistycznego oprogramowania (patrz TABELA MATERIAŁÓW) do zaprojektowania płyty próbnej, jednej wersji bez stępek i jednej z kilami, i podłącz ją drążkiem trzymającym.
      UWAGA: Spersonalizowane implanty sztucznych dysków użyte w tym badaniu miały podobne wymiary: 14 mm × 13 mm × 5 mm. Obie wersje dysku próbnego zostały zaprojektowane tak, aby spełniać różne potrzeby chirurgiczne: wersja bez kilów służy do doliczania przestrzeni IVD po dyskektomii, natomiast wersja z kilami zapewnia prawidłowe tworzenie kanałów w płycie końcowej i służy jako środek do czyszczenia kilu.
    3. Wydrukuj dysk testowy z medycznego stopu tytanu (Ti6AI4V ELI klasa 23) za pomocą selektywnej technologii topienia laserowego z bezpośrednią drukarką metalową (patrz TABELA MATERIAŁÓW).
    4. Testy płyt po procesie, w tym ręczne polerowanie i czyszczenia ultradźwiękowe (patrz TABELA MATERIAŁÓW).
  2. Projekt i produkcja sztucznego przewodnika do piły tarczowej
    1. Zeskanuj uchwyt dostępnej komercyjnie klatki kręgosłupa (patrz TABELA MATERIAŁÓW), skupiając się na dwóch gwintowanych prętach, które mocno chwytają i łączą klatkę z uchwytem (Rysunek 2C).
    2. Zaprojektuj klatkę prowadnicową piły (15 mm x 14 mm x 5 mm), zaprojektuj centralny szczeliny (13 mm x 1 mm) na piłę, otwarty od strony brzusznej i zamknięty po stronie grzbietowej (rysunek 2C), który pełni funkcję ogranicznika piły. Zaprojektuj dwie kompatybilne gwintowane wkładki po stronie brzusznej prowadnicy piły, kompatybilne z uchwytem, korzystając ze specjalistycznego oprogramowania.
    3. Wykonaj przewodnik piły poprzez selektywne stopienie laserowe Ti6Al4V ELI grade 23, certyfikowanego medycznego stopu tytanu, przy użyciu bezpośredniej drukarki metalowej dostarczonej przez producenta implantów.
      UWAGA: Wszystkie instrumenty implantacyjne zostały sterylizowane za pomocą autoklawu parowego w temperaturze 134 °C przez 80 minut (patrz TABELA MATERIAŁÓW).
    4. Konstrukcja sztucznego wkładnika dysku
      1. Zaprojektuj wkładnik na podstawie krzywizny grzbietowej części sztucznego dysku (rysunek 2D) i wyprodukuj go za pomocą selektywnej technologii topienia laserowego z maszyną do drukowania metalu bezpośrednio obsługiwaną przez producenta implantu.
        UWAGA: Podejście do procedury implantacji zostało początkowo zastosowane na kręgach szyjnych koz zwłokowych, aby ocenić jego wykonalność oraz przydatność urządzeń implantacyjnych. Po implantacji ciała badanie radiograficzne potwierdziło wykonalność zabiegu (Ilustracja S1). Sekcja dotycząca zabiegu chirurgicznego w modelu kóz in vivo zawiera pełny przegląd procesu implantacji.

figure-protocol-1
Rysunek 2: Instrumenty do implantacji tytanu drukowane w 3D do wprowadzania sztucznego dysku. (A) przetestować sztuczny dysk bez kilu, (B) przetestować sztuczny dysk z kilem, (C) prowadnicę do sztucznej piły tarczowej + uchwyt, (D) wkładać sztuczny dysk. Proszę kliknąć tutaj, aby zobaczyć większą wersję tej figurki.

2. Przedoperacyjne leczenie i znieczulenie

  1. Przed znieczuleniem przeprowadź ogólne badanie kóz.
  2. Znieczulaj kozę zgodnie z poniższym protokołem (patrz TABELA MATERIAŁÓW).
    1. Przed leczeniem: Przed znieczuleniem podaj 0,01 mg/kg dożylnej deksmedetomidyny jako środek uspokajający
      UWAGA: Przy dostępnym stężeniu 0,5 mg/mL, objętość zastrzyku wynosiła od 1,64 mL do 2,1 mL, w zależności od masy ciała zwierzęcia.
    2. Aby wywołać znieczulenie, podaj dożylnie 2-4 mg/kg propofolu.
      UWAGA: Propofol podawano w dostępnym stężeniu 20 mg/mL.
    3. Zarządzanie drogami oddechowymi: Intubuj zwierzę i utrzymuj znieczulenie za pomocą wdechowego izofluranu i tlenu.
    4. Stosuj infuzję o stałej szybkości (CRI) propofolu (10 mg/kg/h, dożylnie), remifentanylu (0,03 mg/kg/h, dożylnie) oraz cis-atrakurium (0,09 mg/kg/h, dożylnie), aby utrzymać znieczulenie oraz zapewnić znieczulenie i rozluźnienie mięśni podczas operacji.
      UWAGA: W tym badaniu cis-atracurium (2 mg/mL) oraz propofol (20 mg/mL) były stosowane jako infuzje ciągłe. Ostateczne objętości infuzji obliczono na podstawie wymaganej dawki i masy ciała. Remifentanyl (2 mg/fiolka) został przykształcony z 2 mL wody sterylnej i dodatkowo rozcieńczony 48 mL soli fizjologicznej, aby uzyskać końcowe stężenie 40 μg/mL, co umożliwiło dokładne wlanie w oparciu o wymaganą dawkę i masę ciała.
    5. Monitorowanie: Aby zapewnić stabilność, nieustannie monitoruj kluczowe parametry, takie jak tętno, częstość oddychania, poziom dwutlenku węgla na końcu pływów, nasycenie tlenem tętnic, nieinwazyjne ciśnienie krwi oraz dane elektrokardiograficzne.
  3. Załóż do pęcherza sterylny cewnik Foley'a (patrz TABELA MATERIAŁÓW).
    1. Przygotowanie: Stwórz sterylne środowisko do cewnikowania. Przycinanie włosów z brzusznego sklepienia pochwy u kóz.
    2. Czyszczenie: Dezynfekuj obszar roztworem povidon-jod i płucz sklepienie pochwy 10-12 ml rozcieńczonego roztworu povidon-jodu.
    3. Aby uniknąć zanieczyszczenia, stosuj techniki aseptyczne, takie jak prawidłowe mycie rąk i używanie sterylnych rękawiczek.
    4. Przed włożeniem cewnika Foleya nałóż sterylny lubrykant na jego dalszy koniec. Utrzymuj metodę aseptyczną podczas zabiegu.
    5. Zabezpieczanie cewnika: Gdy cewnik zostanie odpowiednio umieszczony w pęcherzu, napompuj balon sterylną wodą zgodnie z instrukcjami producenta, aby go zabezpieczyć i zapobiec jego odłączeniu.
    6. Pobieranie moczu: Podłącz port drenażowy cewnika Foleya do worka do pobierania moczu, aby pomóc monitorować i kontrolować wydzielanie moczu.
  4. Należy założyć kozie rurkę gardła, aby zapobiec wzdęciom i wymiotom podczas operacji
    1. Umieść kozę w pozycji leżącej mostkowej, aby ułatwić założenie rurki.
    2. Upewnij się, że głowa i szyja są lekko wyprostowane do przodu.
    3. Wybierz rurkę o odpowiedniej długości i średnicy odpowiadającej rozmiarowi kozy.
    4. Nawilż rurkę żelem na bazie wody, aby zminimalizować uraz podczas zakładania.
    5. Użyj knebla do ust, aby utrzymać usta otwarte i zapobiec ugryzaniu rurki przez kozę.
    6. Delikatnie przesuwaj rurkę po języku i kieruj ją w stronę gardła.
    7. Ostrożnie przesuwaj rurkę, dbając o prawidłowe ułożenie w gardle bez wymuszania tego.
  5. Podawaj amoksycylinowo-klawulanowy kwas dożylnie w dawce 10 mg/kg 30 minut przed nacięciem skóry (patrz TABELA MATERIAŁÓW).
  6. Umieść zwierzę w pozycji leżącej grzbietowej z szyją w wyprostowaniu. Używaj wyłożonego zagłówka lub worka z piaskiem, aby utrzymać prawidłowe ustawienie głowy i zapewnić wsparcie. Użyj piankowej podkładki lub worka fasolowego pod szyją, aby utrzymać ustawienie kręgosłupa szyjnego (Rysunek 3).
    UWAGA: Aby zapobiec powikłaniom, takim jak nadmierne wyprostowanie, nadmierny nacisk na kręgosłup szyjny czy ucisk pnia mózgu, zadbaj, aby szyja była ustawiona w neutralnym i stabilnym ustawieniu przez cały zabieg.
  7. Ogol brzuszną część szyi od czaszki do wlotu klatki piersiowej i oczyść roztworem jodu.
  8. Przygotuj się do operacji, wykonując ostatni sterylny peeling chirurgiczny szyi. Oczyść skórę trzy razy 4% chlorheksydyną glukonianem, a następnie trzy razy stosować chlorheksydynę diglukonianu 0,5% m/v w sprayu alkoholowym 70% (patrz TABELA MATERIAŁÓW).
  9. Rozmieszczcie cztery sterylne, wodoodporne zasłony chirurgiczne wokół miejsca operacji (patrz TABELA MATERIAŁÓW).
  10. Przykryj odsłonięte miejsce operacji zasłoną nasyconą jodem i zabezpiecz ją klamrami do ręcznika.
  11. Stosuj maść okulistyczną na oczy, aby zapobiec suchości podczas znieczulenia. Zapewnij wsparcie termiczne (np. poduszkę grzewczą lub koc) oraz monitoruj w razie potrzeby.

figure-protocol-2
Rysunek 3: Przygotowanie wewnątrzoperacyjne do wszczepienia sztucznego dysku u kozy. Koza jest umieszczona w pozycji leżącej grzbietowej na stole chirurgicznym, podparta materacem z piasku wspomaganym próżniowo, aby utrzymać prawidłowe położenie i stabilność. Schematyczne ilustracje (na środku i po prawej) przedstawiają ustawienie pozycji, w tym podkładkę (żółty kolor) umieszczoną pod szyją, zapewniającą wsparcie szyjki i ustawienie szyi. Czerwone znaki wskazują miejsce operacji do wszczepienia sztucznego dysku. Takie ustawienie zapewnia optymalne ustawienie kręgosłupa przy minimalizacji punktów ciśnienia podczas zabiegu. Proszę kliknąć tutaj, aby zobaczyć większą wersję tej figurki.

3. Zabieg chirurgiczny

  1. Zidentyfikować obszar chirurgiczny między krtanią a wlotem klatki piersiowej i wypalpować kręgi szyjne (atlas C1 i poprzeczny wyrostek C6) w celu orientacji.
  2. Wykonaj nacięcie śródliniowe brzuszne od krtani do manubru mostka.
  3. Przeciąć mięsień podskórny i płatyzmy, odsłaniając mięśnie szyjne pod spodem. Stosuj elektrokauteryzację dwubiegunową do kontroli i minimalizacji krwotoków (patrz TABELA MATERIAŁÓW).
  4. Zidentyfikować mięśnie lewej i prawej mostkowicy (przyśrodkowej) oraz mostkowo-bocznej (ogonowo-bocznej), które biegną wzdłuż brzusznej szyi.
  5. Oddziel i cofnij mięśnie mięśni mostkowego i mostkowego w linii środkowej i ostrożnie odsłoń tchawicę pod spodem. Wykonaj rozwarstwienie prawej strony tchawicy i delikatnie cofnij ją przełykiem na lewą stronę za pomocą samoopornego retraktora Collin (niemowlęcia) (patrz TABELA MATERIAŁÓW). Chroń tchawicę i nawracający nerw krtaniowy przed ostrzem samozatrzymującego się retraktora za pomocą nawilżonej gazy pośredniej.
  6. Bocznie cofnij prawą oczkę szyjną (zawierającą tętnicę szyjną, nerw błędny i żyłę szyjną) na prawą stronę drugim ostrzłem samotrzymającego się retraktora Collina (niemowlęcia) i zabezpiecz go gazą pośrednią.
  7. Zidentyfikuj brzuchy mięśni longus colli oraz ich przyłączenie do brzusznego wyrostka kręgowego kręgów szyjnych.
  8. Rozpoznać C6 po jego lewym i prawym dużym poprzecznym wyrostkach rozciągających się boczno-brzusznie, a następnie wypalpować osobliwy wyrostek brzuszny C5 w linii środkowej tuż czaszki wyrostków poprzecznych C6.
  9. Następnie zidentyfikowaj osobliwy wyrostek brzuszny C4 na jednym poziomie czaszkowym.
  10. Odsłonić brzuszne powierzchnie ciał kręgów C4 i C5, tępo rozdzielając mięśnie longus colli nożyczkami z końcami po obu stronach linii środkowej i zidentyfikować grzebień kręgu brzusznego linii środkowej, aby potwierdzić idealne wyrównanie grzbietowe jednostki kręgosłupa C4-C5. Stosuj elektrokauteryzację dwubiegunową, aby kontrolować krwotok z mięśni brzucha.
  11. Użyj dwóch samozatrzymujących się retraktorów Gelpi, aby cofnąć brzuchy mięśnia longus colli i utrzymać ekspozycję na ciała kręgów C4 i C5 (patrz TABELA MATERIAŁÓW) (rysunek 4A).
  12. Lokalizować przestrzeń dysku C4-C5 bezpośrednio kaudalnie do brzusznego wyrastka kolczastego C4 za pomocą palpacji, anatomicznych punktów orientacyjnych i potwierdź fluoroskopią za pomocą metalowego markera (np. igła hipodermiczna (22G)).
  13. Następnie wykonaj ograniczoną częściową dyskektomię z użyciem skalpelowego noża nr 11 lub noża bobrowego nr 64 i 65 (patrz TABELA MATERIAŁÓW). Wykonaj prostokątne nacięcie, z długą stroną (10-15 mm) równoległą do płytki wierzchołowej kręgu, a krótką stroną (5 mm) boczną i prostopadłą do płytek końcowych (Rysunek 4A).
  14. Usuń nacięty prostokątny brzuszny AF w jednym kawałku i zbadaj centralne jądro pulsusu za pomocą neurochirurgicznego sondy o kulistym końcówce 1 mm oraz usuń materiał jądrowy. Dysk jest lekko skierowany od ogonowego do czaszkowego podczas przechodzenia z dyskektomii z brzusznej do grzbietowej. Unikaj penetracji dyskektomii po stronie grzbietowej do kanału kręgowego.
  15. Zidentyfikuj centralną część kręgów C4 i C5 po stronie brzusznej za pomocą neurochirurgicznego sondy z kulkowym końcem i zbadaj powierzchnię końcową. Płyta końcowa C4 ma lekko wklęsłą powierzchnię, natomiast płyta końcowa C5 ma powierzchnię wypukłą.
  16. Umieść znaki na linii środkowej, w połowie drogi między ciałami kręgów C4 i C5, aby zastosować rozpraszacz Caspara.
  17. Użyj wiertła o średnicy 2,0 mm przymocowanego do wiertarki o niskiej prędkości i wywierć otwór pilotowy na znakach, przechodząc przez korę cis aż do kości gąszczkowej, unikając jednak penetracji kory trans (patrz TABELA MATERIAŁÓW).
  18. Wierć pod kątem 90° do brzusznej powierzchni kręgu, aby stworzyć otwory pilotowe zarówno na ciałach kręgów C4, jak i C5.
  19. Zbadaj otwory głębokomierzem, aby ocenić, czy głębokość jest wystarczająca do zabezpieczenia przewodów K i potwierdzić, że kora trans nie została przeniknięta do kanału kręgowego.
  20. Włóż dwa przewody K o średnicy 2,5 mm do otworów pilotowych wiertarką o niskiej prędkości, upewniając się, że są mocne, ale nie zbyt głębokie (patrz TABELA MATERIAŁÓW).
  21. Użyj fluoroskopii, aby potwierdzić prawidłowe umiejscowienie przewodów K, wyrównanie z przestrzenią dysków C4-C5 oraz brak zaangażowania kory trans-korowej.
  22. Podłącz rozpraszacz kręgowy Caspara do przewodów K na korpusach kręgów C4 i C5 (patrz TABELA MATERIAŁÓW).
  23. Upewnij się, że ramiona rozpraszace są ustawione symetrycznie, aby uniknąć asymetrycznego obciążenia.
  24. Stopniowo dokręcaj rozpraszacz, aby powiększyć przestrzeń IVD między C4 a C5 (około 2-3 mm powyżej normalnej wysokości dysku), aby umożliwić lepszą wizualizację i całkowite usunięcie NP i grzbietowego AF.
    UWAGA: Stosuj powolne rozproszenie i unikaj nadmiernego rozpraszania, aby zapobiec uszkodzeniu płyt wierzchołowych kręgów lub sąsiednich struktur oraz rozciąganiu rdzenia kręgowego lub korzenia nerwowego.
  25. Użyj kleszczy zaciskowych Spinal Curette i Chevalier Jackson, aby całkowicie opróżnić grzbietową, centralną część środka IVD, umożliwiając włożenie narzędzi i sztucznego dysku (patrz TABELA MATERIAŁÓW).
  26. Po usunięciu tkanek dysków, w tym tkanek NP i AF, oraz upewnieniu się, że wszystkie widoczne materiały zostały usunięte, pusta przestrzeń dysku jest przepłukiwana, aby usunąć wszelkie pozostałości mikrodysku. Użyj mikroskopu operacyjnego lub lup powiększającego, aby zapewnić dokładne usunięcie materiału dysku.
    UWAGA: Usunięcie wszystkich centralnych tkanek NP i AF jest kluczowe, aby zapobiec zakłóceniom ewentualnych pozostałych tkanek w założeniu, gojeniu się implantu lub stabilności biomechanicznej. Jednak boczne tkanki przedsionkowe przyczepione do więzadeł bocznych powinny być zachowane, ponieważ zapewniają stabilność poziomom kręgosłupa po bioimplantacji (patrz Rysunek Uzupełniający S1A). Niepełne usunięcie może prowadzić do skutków takich jak reakcje zapalne, słaba integracja implantu lub długotrwały ucisk.
  27. Upewnij się, że nie uszkodzi bocznego więzadła przedsionkowego i grzbietowego więzadła podłużnego, aby zapewnić stabilność sztucznego dysku po implantacji i uniknąć zwichnięcia kręgów.
  28. Następnie ostrożnie usuń chrzęstne płyty końcowe za pomocą kirety Scoville'a (patrz TABELA MATERIAŁÓW).
  29. Zachowanie kości podszyjkowej, aby zachować stabilność i zapobiec zapadaniu się płyty wierzchołowej oraz przyszłemu osiadaniu się.
  30. Włóż próbny dysk bez kilów, aby ocenić właściwe umiejscowienie sztucznego dysku i upewnić się, że osiąga odpowiednią głębokość względem przestrzeni IVD (Rysunek 4B). Potwierdź założenie za pomocą fluoroskopii.
  31. Usuń dysk próbny bez kilów. Podłącz prowadnicę piły do uchwytu i włóż ją do przygotowanego miejsca, zapewniając prawidłowe wyrównanie otwartego szczelina dokładnie z grzebieniem kręgowym C4 i C5 (patrz Rysunek Dodatkowy S1A). Potwierdź prawidłowe włożenie prowadnicy piły fluoroskopią, a następnie odłącz i zdejmij uchwyt.
  32. Wyrównaj tarczę piły o grubości 0,6 mm z grzebieniem kręgowym C4 i C5, włącznie z otwartym szczelinem prowadnicy, i rozpocznij cięcie piłą oscylującą od brzucha do grzbietu pod ciągłym płukaniem soli fizjologicznej (Rysunek 4C, Ilustracja uzupełniająca 1A). Przestań piłować, gdy ostrze styka się z zamkniętą, grzbietową, tytanową stroną szczeliny. Użyj tarczy piły urazowej (patrz TABELA MATERIAŁÓW).
  33. Po włożeniu tarczy do piły wykonaj fluoroskopię i sprawdź szczeliny do cięcia w kręgach C4 i C5 (Rysunek 4C, Rysunek 5B).
  34. Ponownie podłącz uchwyt do prowadnicy piły, a następnie ostrożnie ją zdejmij. Utrzymuj rozproszenie za pomocą retraktora Caspara.
  35. Włóż próbny dysk z kilami do przestrzeni tarczy, aby wyczyścić kanały kila i zapewnić prawidłowe ułożenie. Użyj fluoroskopii, aby potwierdzić wyrównanie i adekwatność utworzonych kanałów (rysunek 5C).
  36. Usuń dysk próbny z kilami.
  37. Rozpakuj urządzenie ze sztucznym krążkiem i sprawdź tytanowe kilki po stronie czaszki i ogonowej włókna implantu (Rysunek 1B). Upewnij się, że kile są nienaruszone, co jest niezbędne do bezpiecznego zafiksowania i prawidłowej integracji z końcówkami kręgów. Zidentyfikuj grzbietową i brzuszną stronę implantu. Strona brzuszna ma nieco bardziej wypukły lub zaokrąglony kontur, podczas gdy grzbietowa wydaje się bardziej płaska lub szersza (Rysunek 1B).
    UWAGA: Dolne kilki tytanowej płyty końcowej są grubsze niż kili grzbietowe (1,3 mm vs. 1 mm) (Rysunek 1C). Ta różnica odgrywa kluczową rolę w zmniejszaniu ryzyka zwichnięć po implantacji, ponieważ najpierw wstawia się kily grzbietowe, a następnie kily brzuszne do utworzonych kanałów.
  38. Naciśnij brzuszną stronę otulenia włókna sztucznego dysku mocno w uchwyt wkładki dysku i wpchnij sztuczny dysk do przygotowanej przestrzeni na dysk (Rysunek 4D) (Ilustracja uzupełniająca S1B).
  39. Ułóż protezę względem linii środkowej kręgów, aby zapewnić prawidłowe ustawienie. Użyj fluoroskopii, aby potwierdzić prawidłowe umiejscowienie sztucznego dysku oraz prawidłowe osadzenie kila grzbietowego i brzusznego po stronie czaszki i ogonowej (rysunek 5D). Zwolnij rozpraszacz na rozpraszaczu Caspara.
  40. Przy prawidłowym włożeniu sztucznego dysku brzuszna krawędź powinna być w linii lub lekko grzbietowa względem brzusznej powierzchni kręgowej (Rysunek 6A).
  41. Usuń rozpraszacz Caspara i przewody K o średnicy 2,5 mm.
  42. Przy użyciu szybkiej zadziornicy 1-2 mm utwór okrągły otwór (średnica 5 mm) w piłe brzusznej nacięciu kaudalnie na C4 i czaszkowo na C5, bezpośrednio dolnie do kilu brzusznego (rysunek 6B) (Ilustracja uzupełniająca S1C).
  43. Przygotuj cement kostny zgodnie z instrukcjami producenta, nałóż cement kostny do otworów kanałowych i pozwól mu utwardzić się przez około 10 minut (patrz TABELA MATERIAŁÓW) (Rysunek 4E, Rysunek 6C) (Ilustracja uzupełniająca S1D).
    UWAGA: Utrzymuj dobrze wentylację podczas mieszania i nakładania cementu kostnego. Stosuj odpowiednie ssanie do usunięcia krwi i płynów przed aplikacją, aby zapobiec nieprawidłowemu przyleganiu cementu. Zgodnie z instrukcjami producenta zastosowano stosunek 64% proszku do 36% cieczy masowo, czyli na każde 40 g proszku polimerowego dodawano 20 mL płynnej monomerów.
  44. Użyj dwóch 4-otworowych płyt tytanowych o średnicy 2,0 mm i wytnij je wycinakiem do płyt, aby uzyskać płytki z 3 lub 2 otworami (patrz TABELA MATERIAŁÓW). Umieść te płyty bocznie względem siebie, aby zakryć cementowane kanały, skutecznie je uszczelniając i zapobiegając przesuwaniu się cementu (Rysunek 4F, Rysunek 6D).
  45. Po wierceniu kory cis wiertłem wiertłem 2,0 mm (patrz TABELA MATERIAŁÓW) (Rysunek 4F, Rysunek 6D) mocuj płytę za pomocą dwóch blokujących 2,0 mm.
  46. Dokładnie płucz miejsce operacji sterylną ciepłą solą fizjologiczną, aby usunąć zanieczyszczenia i pył kostny.
  47. Zweryfikować położenie wszczepionego sztucznego dysku za pomocą końcowego badania fluoroskopowego (Rysunek 5E,F).
  48. Ponownie przyswoić i zszyć mięśnie longus colli za pomocą szwów chłonnych (2-0 polidioksan) (patrz TABELA MATERIAŁÓW).
  49. Przesuwaj i zszywaj mięśnie mostkowo-oidozowe i mostkowo-owłosne za pomocą szwów chłonnych (2-0 polidioksan).
  50. Stosuj szwy chłonne (2-0 poliglekapron 25 z igłą stożkową) w prostym, ciągłym wzorze dla warstwy podskórnej (patrz TABELA MATERIAŁÓW).
  51. Skórę zamykam podskórnym ciągłym szwem wchłaniającym (2-0 poliglekapron 25 igłą tnącą).

figure-protocol-3
Rysunek 4: Widok brzuszny na kręgosłup kozy C4-C5. Retraktory gelpi służą do cofania mięśnia longus colli (prawy jest czaszkowy, lewy jest ogonowy). Procedura implantacji sztucznego dysku obejmuje następujące kroki: (A) Dyskektomia – usunięcie dysku międzykręgowego nożem bobrowym, aby przygotować przestrzeń dysku do implantacji. (B) Umieszczenie prowadnicy piły – Ustawienie prowadnicy piły z otwartym szczelinem w linii środkowej brzusznej grzbietu kręgowego (zielone strzałki), aby zapewnić dokładne i kontrolowane przygotowanie kości. (C) Tworzenie kanałów kilowych – Użyj oscylacyjnej piły do tworzenia kanałów w kościstej płycie końcowej w linii środkowej brzusznej grzbietu kręgu (zielone strzałki) dla prawidłowego ustawienia implantu. (D) implantacja sztucznego dysku – Wprowadzenie sztucznego dysku (żółta strzałka) do przestrzeni międzykręgowej (IVD). (E) Nakładanie cementu – Nakładanie cementu kostnego (niebieskie strzałki) do przygotowanych kanałów końcowych z kości, aby zapobiec migracji kilu. (F) Pokrycie kanału – zabezpiecz teren, pokrywając kanały tytanowymi płytami (białe strzałki). Proszę kliknąć tutaj, aby zobaczyć większą wersję tej figurki.

figure-protocol-4
Rysunek 5: Monitorowanie procesu implantacji sztucznego dysku za pomocą fluoroskopii wewnątrzoperacyjnej. (A) Umieszczenie fluoroskopu na sali operacyjnej. (B) Weryfikacja ustawienia prowadnicy piły oraz ocena głębokości kanału utworzonego przez tarczę piły. (C) Do oceny przygotowanych kanałów i funkcji czyściciela kilu stosuje się próbny sztuczny dysk z kilami. (D) Weryfikacja prawidłowego umiejscowienia sztucznego dysku, zapewnienie prawidłowego osadzenia kila grzbietowego i brzusznego po stronie czaszki i ogonowej. (E i F) Po wszczepieniu implantu sztucznego dysku, założeniu cementowych korków w kanałach brzusznych oraz umieszczeniu płytek nad otworami kanałów brzusznych, wykonuje się fluoroskopię w celu ostatecznej oceny wszczepionego sztucznego dysku, E (widok brzuszny), B, C, D i F (widok boczny). Proszę kliknąć tutaj, aby zobaczyć większą wersję tej figurki.

figure-protocol-5
Rysunek 6. Schemat wszczepienia sztucznego dysku oraz dodatkowe środki zapobiegające migracji kila. (A) Prawidłowe umiejscowienie implantu sztucznego dysku centralnie w przestrzeni międzykręgowej. (B) Część brzuszna obu kanałów jest lekko poszerzona i zaokrąglona za pomocą elektrycznie napędzanego zadziorna, przy jednoczesnym zachowaniu ostrożnej odległości od płyt końcowych. (C) Otwory kanałów brzusznych wypełnione są cementem kostnym, blokując brzuszny kil tytanowej płyty końcowej w urządzeniu sztucznym dyskiem, aby cofnąć się z kanałów. (D) Płyty tytanowe są wykorzystywane do skutecznego blokowania kanałów i zapobiegania przesuwaniu się korek cementowych. Proszę kliknąć tutaj, aby zobaczyć większą wersję tej figurki.

4. Pooperacyjna rekonwalescencja i leczenie

  1. Wykonaj tomografię komputerową okolicy szyjki macicy, aby ocenić położenie sztucznego dysku po implantacji (Rysunek 7).
  2. Nałóż piankowy płaszcz wokół szyi oraz lekki bandaż, aby podtrzymać miejsce wszczepienia chirurgicznego (patrz TABELA MATERIAŁÓW).
  3. Zezwalać na kontrolowane chodzenie pooperacyjne w razie potrzeby podczas oddawania moczu i wypróżniania się po usunięciu cewnika Foleya oraz po zaobserwowaniu dobrowolnego oddawania moczu.
  4. Podawaj fluniksynę megluminę jako środek przeciwbólowy w dawce 2,2 mg/kg (dożylnie) przez maksymalnie pięć dni po implantacji (patrz TABELA MATERIAŁÓW).
  5. Nałóż plaster z buprenorfiną przeciwbólową na każdą kozę, dbając o to, by pozostał na miejscu przez cztery dni (patrz TABELA MATERIAŁÓW).
  6. Profilaktycznie podawaj neomycyn-prokainę benzylofenicylinę w dawce 5 mg/kg (domięśniowo) dziennie przez trzy dni po implantacji (patrz TABELA MATERIAŁÓW).
    UWAGA: W tym badaniu fluniksyna meglumina (50 mg/mL, dożylnie) była podawana w dawce 2,2 mg/kg, a neomycyna-prokaina benzylopenicylina w dawce 5 mg/kg (domięśniowo) w połączeniu zawierającym neomycynę (100 mg/mL) i prokainę benzylopenicylinę (200 mg/mL); W obu przypadkach ostateczne objętości zastrzyków były obliczane na podstawie masy ciała zwierzęcia. Aby zwiększyć przejrzystość i wspierać powtarzalność, dodano diagram przepływu pracy podsumowujący cały proces od przygotowań przedoperacyjnych po dalszą kontrolę w formie Rysunku 8.
  7. Nie zostawiaj zwierzęcia bez opieki, dopóki nie odzyska wystarczającej świadomości, by utrzymać pozycję mostka leżącą.

figure-protocol-6
Rysunek 7. Pooperacyjna tomografia komputerowa implantacji sztucznego dysku. Zdjęcia tomografii komputerowej wykazały, że implant jest stabilnie osadzony, z kanałami w C4: (A) widok poprzeczny i (D) strzałkowy, oraz C5: (B) widok poprzeczny i (E) końcowe płytki strzałkowe zablokowane cementem kostnym, co jest oznaczone czerwonymi strzałkami. Kanały zostały utworzone w linii środkowej płyt końcowych C4 i C5, mierzone w widokach poprzecznych (A i B) oraz pokazane w widoku osiowym (C). Przestrzeń międzykręgowego dysku (IVD) była również mierzona pooperacyjnie na różnych poziomach IVD w zdjęciach strzałkowych (F). Proszę kliknąć tutaj, aby zobaczyć większą wersję tej figurki.

figure-protocol-7
Rysunek 8: Przegląd przebiegu pracy chirurgicznej od przygotowania przedoperacyjnego do obserwacji pooperacyjnej. Proszę kliknąć tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Wyniki

Zastosowano model kozy zwłokowej, aby zapoznać zespół chirurgiczny z procedurą przed rozpoczęciem badania in vivo . Protokół zwłok wykorzystuje model zwłok kozy, aby umożliwić badaczom i chirurgom kręgosłupa praktykowanie procedury chirurgicznej wszczepienia nowatorskiego sztucznego dysku międzykręgowego do przestrzeni międzykręgowej C4-C5 w realistycznym, przypominającym salę operacyjną środowisku. Obrazowanie rentgenowskie wykonano na zwłokach, aby potwierdzić brak istotnych uszkodzeń implantu sztucznego dysku i kościstych płytek końcowych po implantacji (Ilustracja uzupełniająca S1E). Aby zwiększyć realizm zestawu treningowego chirurgicznego, użyto świeżego, całego zwłoka kozy, co pozwalało na precyzyjne umieszczenie na stole operacyjnym, zachowując naturalny kolor, fakturę i jędrność tkanek. Każdy etap zabiegu chirurgicznego odsłaniał interesujący obszar kręgów szyjnych i był wykonywany zgodnie ze standardową praktyką neurochirurgiczną22.

Badanie in vivo implantacji sztucznego dysku u 4 kóz wykazało pomyślne wykonanie tego protokołu na poziomie C4-C5 w modelu zwierzęcym kozy i przyniosło przewidywalne wyniki pod względem dokładności chirurgicznej i natychmiastowej stabilności implantu. Obrazowanie wewnątrz i po zabiegu, takie jak fluoroskopia, radiografia i tomografia komputerowa, konsekwentnie potwierdzało dokładne umieszczenie protezy w przestrzeni IVD.

Stosowanie fluoroskopii śródoperacyjnej podczas kluczowych etapów, takich jak wstawianie dysku próbnego, ustawianie prowadnicy piły oraz umieszczenie końcowego sztucznego dysku, zapewniało precyzję i zapobiegało błędom proceduralnym. Po zakończeniu procesu cięcia inspekcja przygotowanych kanałów kilowych wykazała czyste i dobrze wyrównane ślady kilu bez śladów nadmiernego wbijania lub uszkodzeń otaczających konstrukcji. Koreki z cementu kostnego skutecznie służyły jako blokada brzuszna dla migracji kila w kanałach, tworząc stabilną podstawę dla sztucznej protezy dysku.

Tomografia komputerowa okazała się cenną metodą obrazowania pooperacyjnego, umożliwiającą rekonstrukcje wielopłaszczyznowe umożliwiające precyzyjną ocenę trójwymiarowego położenia implantu względem przestrzeni IVD i płyt wierzchołowych kręgów (rysunek 7). Prawidłowe ustawienie sztucznego dysku, przywrócenie wysokości tarczy oraz symetryczne przygotowanie kanału kila osiągnięto przy minimalnych zmianach (rysunek 7). Dodatkowo zastosowanie tytanowych płyt blokujących skutecznie uszczelniało cementowane korki, zapobiegając przepychaniu cementu.

Kontrolne badania fluoroskopowe (24 godziny i 21 dni po implantacji) dodatkowo potwierdziły położenie sztucznego dysku oraz integralność strukturalną otaczających kręgów (Rysunek 9).

figure-results-1
Rysunek 9: Kontrola pooperacyjna po implantacji sztucznego dysku. (A-B) Jedno z wszczepionych zwierząt obserwowano 24 godziny po operacji, wraz z odpowiadającym obrazem fluoroskopowym, wykazując oznaki odpowiedniego leczenia bólu i ogólnego samopoczucia, takie jak prawidłowa postawa. (C-D) To samo zwierzę oceniono 21 dni po implantacji, a fluoroskopowe zdjęcie potwierdzało bezpieczne umieszczenie implantu. Proszę kliknąć tutaj, aby zobaczyć większą wersję tej figurki.

Wyniki funkcjonalne, w tym powrót do zdrowia neurologicznego i mobilność, oceniano w ciągu 21 dni po implantacji u wszystkich czterech kóz. Przez cały ten okres wszystkie zwierzęta wykazywały normalne zachowania, utrzymywały dobry apetyt i nie wykazywały oznak bólu, deficytów neurologicznych ani kulawizny. Ponadto nie zaobserwowano żadnych oznak infekcji miejsca operacji u żadnej z czterech kóz przez cały 21-dniowy okres po implantacji, na podstawie objawów klinicznych, takich jak normalna temperatura ciała, brak obrzęku, zaczerwienienie lub wydzielina w miejscu operacji, stabilny apetyt, normalne zachowanie oraz brak kulawizny lub choroby ogólnoustrojowej (Wideo uzupełniające S1 i S2 S2).

Ilustracja uzupełniająca S1: Artroplastyka tarczy szyjnej kozy z użyciem sztucznego implantu dysku w przestrzeni międzykręgowej C4-C5 w celu oceny wykonalności techniki implantacji. Procedura obejmowała następujące etapy: (A) Dyskektomię i tworzenie kanałów w kościstych płytach końcowych, w linii środkowej brzusznej grzebienia kręgowego (zielone strzałkowe głowice). (B) Wszczepienie urządzenia sztucznego dysku. (C) Rozszerzanie utworzonych kanałów za pomocą elektrycznie zasilanego żarna (żółta strzałka). (D) Wprowadzenie cementu kostnego do kanałów (strzałka), a następnie pokrycie płytą tytanową, aby zapobiec wytłaczaniu koreka kostnego cementowego. (E) Obrazy rentgenologiczne brzuszne (po lewej) i bocznej (po prawej) uzyskane po implantacji sztucznego dysku i nałożeniu cementu kostnego, ale przed umieszczeniem płyty tytanowej na korkach cementowych kostnych. Kilki tytanowej płyty końcowej (czerwone strzałki) urządzenia sztucznego dysku umieszczone są w kanałach kilowych na każdym końcu kręgu. Proszę kliknąć tutaj, aby pobrać ten plik.

Wideo uzupełniające S1: Nagranie wideo pokazuje zwierzę trzy dni po wszczepieniu sztucznego dysku. Proszę kliknąć tutaj, aby pobrać ten plik.

Dodatkowy film S2: Nagranie, nagrane 21 dni po wszczepieniu sztucznego dysku, uchwyciło 4 zwierzęta eksperymentalne wykazujące normalne zachowanie. Proszę kliknąć tutaj, aby pobrać ten plik.

Dyskusja

Wyniki tego badania na modelu zwierzęcym kozy i in vivo pokazują precyzję i powtarzalność opisanego protokołu implantacji sztucznego dysku na poziomie C4-C5 w kręgosłupach szyjnych. Badanie to skutecznie oceniło techniczną wykonalność zabiegu, podkreślając znaczenie obrazowania, specyficznego, dostosowanego instrumentu oraz prawidłowego ustawienia implantu, struktur kręgowych i podejścia chirurgicznego podczas kluczowych etapów chirurgicznych23.

Istotnym rezultatem tego badania było niezawodne stworzenie prawidłowo wyrównanych kanałów kilowych oraz stabilne umiejscowienie protezy. Systematyczne stosowanie fluoroskopii podczas zabiegu chirurgicznego zapewniało dokładność, szczególnie podczas zakładania dysku w próbach i końcowego zakładania protezy. To podejście oparte na obrazowaniu ma na celu minimalizację ryzyka nieprawidłowego ustawienia, które wcześniej zgłaszano jako potencjalne powikłanie nad implantacją sztucznego dysku24. Dodatkowo zastosowanie rozciągacza kręgowego Caspara zapewniało kontrolowaną i stabilną przestrzeń roboczą, umożliwiającą precyzyjne usuwanie materiału z tarczy i przygotowanie kanału stępki. Stosowanie rozpraszacza kręgowego Caspara do implantacji sztucznego dysku jest podobne, podobnie jak podejścia stosowane w przedniej dekompresji i fiksacji szyjki, co dodatkowo wspiera potencjał translacyjny tego protokołu25.

Cement kostny, szczególnie polimetakrylan (PMMA), był często stosowany w zabiegach takich jak wertebroplastyka i kifoplastyka w celu stabilizacji złamań uciskowych kręgosłupa25. Cement kostny był również stosowany do poprawy utrwalenia do szypki w kostkach osteoporotycznych, ponieważ udowodniono, że poprawia ich stabilność w uszkodzonej kości26. W obecnej technice chirurgicznej zastosowano cement kostny oraz tytanowe płytki blokujące, aby zwiększyć stabilność poprzez zakotwicenie protezy i ograniczenie przemieszczenia oraz umożliwić ocenę długoterminowej integracji płaszcza z włókna sztucznego dysku z płytką końcową kręgu. Środki te zostały wprowadzone, aby poprawić trwałą integralność implantu i zapewnić długotrwałe ustabilizowanie kręgosłupa. Jednak dodatkowe użycie cementu kostnego i utrwalania płytek najprawdopodobniej zwiększy ryzyko powikłań związanych z implantami, takich jak zwiększone obciążenie sąsiednich struktur, zaburzenia remodelacji kości, reakcje ciał obcych czy trudności w operacjach rewizyjnych. Przyszłe badania sztucznych dysków dotyczące długoterminowych wyników funkcjonalnych powinny również skupić się na konieczności wprowadzenia tego dodatkowego kroku zapobiegającego migracji kila.

Chociaż badanie in vivo u kóz miało na celu głównie ocenę wykonalności i krótkoterminowych efektów wszczepienia sztucznego dysku, wyniki wykazały sukces implantacji bez oznak radiologicznych infekcji, migracji implantu czy rozpadu materiału implantowego w ciągu 21 dni po operacji. Przeprowadzono oceny funkcjonalne w celu oceny krótkotrwałej pooperacyjnej rekonwalescencji zwierzęcia, w tym powrotu do zdrowia nerwowego, reakcji na ból, mobilności oraz ogólnego samopoczucia, i wszystkie cztery zwierzęta wykazywały normalne zachowanie, dobry apetyt oraz brak oznak bólu, kulawizny czy infekcji miejsca operacji. Wyniki te wskazują, że opisany protokół jest skuteczny i dobrze tolerowany u kóz doświadczalnych.

Potencjalne strategie rozwiązywania typowych problemów śródoperacyjnych (np. nieprawidłowe ustawienie implantów, trudności w tworzeniu szczelin na stępkę lub nieprawidłowe zastosowanie cementu) zostały rozwiązane lub zapobiegnięte poprzez precyzyjne przygotowanie procedury na przedoperacyjnym obrazowaniu oraz pomiar wymiarów dysku międzykręgowego i kręgowego oraz fluoroskopię. Efektywność, użyteczność i powtarzalność metody były wspierane przez powtarzające się kontrole wewnątrzoperacyjne za pomocą fluoroskopii oraz potwierdzone precyzyjne umiejscowienie w pozycji leżącej grzbietowej, umożliwiano stosowanie narzędzi dostosowanych do rozmiaru kozy oraz monitorowano wszystkie etapy chirurgiczne obejmujące pozycjonowanie szyi, anatomiczną identyfikację właściwego miejsca, piłowanie kilu, zakładanie stępki, implantację, nakładanie cementu, oraz fiksację płyt.

Pomimo swoich mocnych stron, badanie to jest ograniczone przez stosunkowo krótki czas obserwacji. Chociaż 21-dniowy okres dostarczył kluczowych informacji na temat wczesnych wyników pooperacyjnych, długoterminowa stabilność biomechaniczna, integracja kości oraz adaptacja funkcjonalna wymagają dalszej oceny przez dłuższy czas. Dodatkowo, różnice w anatomii, wieku i gęstości kości zwierząt mogą wpływać na wyniki i powinny być brane pod uwagę w przyszłych badaniach. Chociaż analiza biomechaniczna oryginalnej wersji tego sztucznego dysku już wykazała jego zdolność do naśladowania złożonej kinetycznej naturalnego dysku21, mechaniczna ocena ostatecznej wersji z nowym wewnętrznym rdzeniem została zakończona, a wyniki zostaną opublikowane w przyszłym długoterminowym badaniu kohortowym z udziałem tych czterech kóz.

Podsumowując, badanie to wykazało precyzję, powtarzalność i bezpieczeństwo opisanego protokołu implantacji sztucznego dysku w modelu in vivo kozy. Wyniki sugerują, że ta technika daje nadzieję na interwencje zachowujące ruch w kręgosłupie szyjnego i może stanowić cenną podstawę dla dalszych badań translacyjnych. Przyszłe badania powinny obejmować analizę interwencji w kręgosłupie szyjnym zachowającym ruch, a także dłuższe okresy obserwacji oraz badania histopatologiczne jednostek kręgosłupa są niezbędne do oceny długoterminowej stabilności implantu i osseointegracji na końcu płyty w celu określenia bezpieczeństwa i możliwego zastosowania klinicznego u psów, a ostatecznie u ludzi.

Oświadczenia

Autorzy nie mają żadnych konfliktów interesów do zgłoszenia.

Podziękowania

Ta publikacja jest częścią projektu BioAID (projekt nr 10025453), wspieranego przez Program Otwartych Technologii AES i częściowo finansowanego przez Holenderską Radę Badawczą (NWO).

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
laboratorium implantów
Laboratorium 3DUniversity Medical Center Utrecht 3D, Utrecht, Holandia  Laboratorium odpowiedzialne za zaprojektowanie urządzenia implantacyjnego. [https://www.umcutrecht.nl/nl/3d-lab/]
Oprogramowanie
Clideo.comClideo Ltd., CyprEdytor wideo online i narzędzia.
Materialise Mimics w wersji 25.1Materialise, Leuven, BelgiaPrzetwarzanie danych CT DICOM
Oprogramowanie 3-Matic wersja 17Materialise, Leuven, BelgiaOprogramowanie do projektowania urządzeń implantacyjnych
RadiAnt DICOM Viewer (wersja 2024.2)Medixant, Poznafigure-materials-1, PolskaPrzeglądarka CT DICOM
Producent implantów
AmnovisAmnovis, Aarschot, BelgiaDruk i obróbka narzędzi do implantacji, w tym trail cages+ Saw guide [https://www.amnovis.com/]
Druk 3D metalowy  Produkcja i wydruki 3D metalowe Engieering, Houlle, FrancjaDruk i obróbka końcowa tytanowej płyty końcowej BioAID. [https://www.3d-metalprint.com/]
OSYPKA AGRheinfelden, NiemcySterylizacja implantu BioAID tlenkiem etylenu (EO) po montażu implant jest umieszczany w sterylizatorze EO (8%). Cykl sterylizacji przebiega w niskiej temperaturze (38 stopni i 42 stopni; C) przez 3 godziny. [https://osypka.de/]
EmpaEmp, St. Gallen, SzwajcariaTrawienie plazmowe z zastosowaniem 2x 40 min plazmy Ar/O2, 16/4 sccm, 30 W, 4 Pa w reaktorze wsadowym [https://www.empa.ch/]
Implant
Bionate® 80A PCUDSM Biomedical, Geleen, Holandia7006035Średnia Hardbessa: 82,6, masa cząsteczkowa Mw: 385272 Da, PDI: 2,5, Wytrzymałość rozciągania: 8402,1 psi, grubość   1,8mm
UHMWPE membrana  DSM Biomedical, Geleen, HolandiaGrubość 38 um, gęstość powierzchniowa 5g/m2, pora 0,9um
Kurtka z włókna dzianinowego UHMWPE Centexbel, Grâ ce-Hollogne, Belgia2/1 oczka na oczku, 8 oczek/cm
Ulteeva Purity &hand;  DSM Biomedical, Geleen, HolandiaUlteeva +HA,  SGX, dtex110, TS 100, wcześniej Dyneema Purity®
Instrument i maszyna
ProX DMP320 Systemy 3D, Karolina Południowa, USABezpośrednia maszyna do drukowania metalu wykorzystująca selektywną technologię topienia laserowego;
Miele professional G 7826Miele Nederland B.V., Vianen, HolandiaHigieniczna pralka 
BLUE SEAL 100*360 mmInterster, Wormerveer, Holandia3FKFB210819Przezroczysty laminat sterylizacyjny o rozmiarze 100*360 mm
Sterylizator MMM OB10643MMM Group, Planegg, NiemcyAutoklaw parowy
Model fluoroskopii NZS 229Philips, Eindhoven, HolandiaFluoroskopia
AGFA DR 600 AGFA Valory, BelgiaAparat rentgenowski
64-slice, Siemens SOMATOM Definition ASSiemens Medical Solutions USA, Inc., USAAparat do badania komputerowego
Cewnik Foley 10frx40cm z balonem 10ccTeleflex, USA170605-12Cewnik moczu Foleya rozmiar 12
Ioban 23M, MN, USA6640EUChirurgiczna zasłona impregnowana jodem 
2.0 Tytanowa śruba blokadowa LeiLOXRita Leibinger, BW, Niemcy245-420-18Tytanowa samogwintna śruba blokująca 2,4 mm.
PDS 2-0 z igłą CP-1Johnson & Johnson Medical GmbH, Norderstedt, NiemcyPDP466HPolidioksanonem plus antybakteryjnym 2-0 (materiał do szwów wchłaniających)  
Monocryl 2-0 z igłą Taperpoint PlusJohnson & Johnson Medical GmbH, Norderstedt, NiemcyMCP3170HPoliglekapron 25 plus antybakteryjne 2-0 (materiał do szwania) z kropką stożkową plus igłą
Monocryl 2-0 z igłą odwrotnego cięciaJohnson & Johnson Medical GmbH, Norderstedt, NiemcyMCP4443HPoliglecaprone 25 plus antybakteryjne 2-0 (materiał do szwania) z odwróconą igłą tnącą
Uchwyt na krótkie elementy Syncage CSYNTHES GMBH, Szwajcaria 3,96,989Specjalny uchwyt na eksperymentalne rozmiary implantu 4.5.
Curion® Worek na mocz CuriBag (2 litry), 25 kawałkówMedeco BV, Holandia55902Rurka o średnicy 110 cm i zawór poprzeczny
Shiley & hand; Rurka tchawicowa z TaperGuard™ KajdankiMedtronic co. Minnesota, USALata 18790Murphy Eye z preloadowanym styletem, 9,0 mm średnicy wewnętrznej, 12,1 mm średnicy przewagi
Collin Baby Samotrzymający retraktorBrun GmbH, Tuttlingen, NiemcyBV329RCOLLIN (NIEMOWLĘCI) Brzuch Zbiór samooporny, pełny rozciągacz, 155 mm (6 1/8"), z zamknięciem na kulki, cechy BV328R, BV327R, BV326R
Nożyczki MetzenbaumAesculap GmbH, Tuttlingen, NiemcyBC601RNożyczki Metzenbaum - proste -/- 14,5 cm
Gelpi Retractor Wipro, Bengaluru, Indie051-9970Zestaw HGIII L=185mm
Gelpi Retractor Aesculap GmbH, Tuttlingen, NiemcyBV996RZestaw HGIII L=135mm
Rękojeść z ostrza bobra Spektrum weterynaryjne, Lyon, FrancjaSAH.002544rozmiar 4'', numer baldes: 64 i 65 
Wiertło Synthes 2.0 mmSYNTHES GMBH, Szwajcaria 310.19
Kirschner   WiersSYNTHES GMBH, Szwajcaria 292.20Synthes 2,0 mm KWIRE Z TROCAR POINT 150 mm
CASPAR, rozpraszacz kręgówKLS, Tuttlingen, NiemcySBH 110-740-02Lewy, krótkoząbkowany pręt: 110 mm
C-Lox  Kiretka kręgosłupowa Rita Leibinger, BW, Niemcy134-0700-22Stal nierdzewna 22 cm
MTI Curette MTI, Ohio, USAL= 8,8 mm, Łączna długość = 19 mm, figure-materials-2  curette 6,3mm, haczyk Curette 45figure-materials-3
Chevalier Jackson Laryngeal Chwytające Kleszcze Chevalier Jackson;Stryker, Michigan, USAS35.4300011.75″ 299MM
Scoville Curette GerMedUSA, Nowy Jork, USAG46-150210" w dół
Tarcza piłyDePuy Synthes, Indiana, USA519.104SDługość użytkowa: 50 mm, grubość cięcia: 0,6 mm, szerokość: 10 mm
Orthopedic COLIBRI IIDePuy Synthes, Indiana, USA5,32,101Wiertarka/piła ossilacyjna
PALACOS® R (cement kostny)Heraeus (Kulzer), NiemcyK202475Cement kostny o wysokiej lepkości, radioplastik, zielona barwa
Płyta rekonstrukcyjna ze stopu LeiLOX TiRita Leibinger, BW, Niemcy142-0220-044 otwory. odległość między dwoma otworami w okolicy. 9mm, długość = 32,95mm, szerokość maks. = 5,95mm, szerokość min.= 3,6mm, wysokość = 1,55mm 
Actimove CervirollOttobock, Duderstadt, Niemcy72859-44piankowy płaszcz wokół szyi (rozmiar Large)
Leki
Dexdomitor 0,5 mg/mlOrion Corporation, Espoo, FinlandiaEU/2/02/033/001-002Deksmedetomidyna chlorowodorkowa 0,5 mg/ml do zastrzyków (10 ml) 
Gips buprenorfinowy 20 μm/godzinęSANDOZ BV, Almere, HolandiaRVG 114802Plaster transdermalny
Propofol 20 mg/mlFresenius Kabi Nederland b.v., Huis ter Heide, HolandiaRVG 110811Propofol 20 mg/ml emulsji do zastrzyków lub infuzji (50ml) i nbsp;
Fluniksyna meglumina 50 mg/ml  Laboratoria Calier S.A., Les Franqueses del Vallè s, SpianES/V/0127/001Butelka 100 ml, QM01AG90 - Flunixin
Neopen®MSD intervet, Boxmeer, NizozemskaREG NL 1556Neomycyna (100 mg/ml) – benzylofenicylina prokaina (200 mg/ml)
Remifentanyl 2mgMylan B.V., Amstelveen, HolandiaRVG 104757SKŁAD REMIFENTANYLU 2,19 mg/fiolka odpowiadający REMIFENTANYLOWI 2 mg/fiolka
Szampon z BetadynąMylan B.V., Amstelveen, HolandiaRVG 08943Povidone-jod 75 mg/ml (120 ml)
Opłotowanie betadynyMylan B.V., Amstelveen, HolandiaRVG 01331 Roztwór povidonu i jodu 100mg/ml (500ml)
Amoksycylina / kwas klavulanowySANDOZ BV, Almere, HolandiaRVG 29725Zawiera 500 mg amoksycyliny i 50 mg kwasu klavulanowego (proszk)
HiBiScrubMö Inlycke Health Care AB., Utrecht, HolandiaRVG 10156Chlorheksydyna diglukonian 40 mg/ml (500 ml)
Chlorheksydyna 0,5% w alkoholu 70%  Spray (magneta)DODANA FARMACEUTYKA, Oss, HolandiaROL. 1642783Chlorheksydyna 0,5% w alkoholu 70%  Spray (250ml)
Cisatracurium 2mg/ml Hameln Pharma GmbH, Hameln, Niemcy92667161 ml  zawiera: Cisatracurium besylan 2,68 mg (równowartość 2 mg cisatracurium)

Bibliografia

  1. Cohen, S. P. Epidemiology, diagnosis, and treatment of neck pain. Mayo Clin Proc. 90 (2), 284-299 (2015).
  2. Kane, S. F., Abadie, K. V., Willson, A. Degenerative cervical myelopathy: recognition and management. Am Fam Physician. 102 (12), 740-750 (2020).
  3. Pilkington, E. J., et al. Prevalence, clinical presentation, and etiology of myelopathies in 224 juvenile dogs. J Vet Intern Med. 38 (3), 1598-1607 (2024).
  4. Tabbì, M., et al. Treatment of canine disc-associated cervical spondylomyelopathy with a cervical distraction-stabilization technique (C-LOX combined with LCP plate) and clinical outcomes. Animals (Basel). 13 (16), 2549(2023).
  5. Da Costa, R. C. Cervical spondylomyelopathy (wobbler syndrome) in dogs. Vet Clin North Am Small Anim Pract. 40 (5), 881-913 (2010).
  6. De Decker, S., Da Costa, R. C., Volk, H. A., Van Ham, L. M. Current insights and controversies in the pathogenesis and diagnosis of disc-associated cervical spondylomyelopathy in dogs. Vet Rec. 171 (21), 531-537 (2012).
  7. Jeffery, N. D., Levine, J. M., Olby, N. J., Stein, V. M. Intervertebral disk degeneration in dogs: consequences, diagnosis, treatment, and future directions. J Vet Intern Med. 27 (6), 1318-1333 (2013).
  8. Romaniyanto,, et al. An update of current therapeutic approach for intervertebral disc degeneration: a review article. Ann Med Surg (Lond). 77, 103619(2022).
  9. Reints Bok, T. E., et al. Instrumented cervical fusion in nine dogs with caudal cervical spondylomyelopathy. Vet Surg. 48 (7), 1287-1298 (2019).
  10. Sattari, S. A., et al. Anterior cervical discectomy and fusion versus posterior decompression in patients with degenerative cervical myelopathy: a systematic review and meta-analysis. J Neurosurg Spine. 38 (6), 631-643 (2023).
  11. Hashimoto, K., Aizawa, T., Kanno, H., Itoi, E. Adjacent segment degeneration after fusion spinal surgery: a systematic review. Int Orthop. 43 (4), 987-993 (2019).
  12. Fiani, B., Nanney, J. M., Villait, A., Sekhon, M., Doan, T. Investigational research: timeline, trials, and future directions of spinal disc arthroplasty. Cureus. 13 (7), e16739(2021).
  13. Qin, J., et al. Artificial cervical vertebra and intervertebral complex replacement through the anterior approach in animal model: a biomechanical and in vivo evaluation of a successful goat model. PLoS One. 7 (12), e52910(2012).
  14. Choi, H., Baisden, J. L., Yoganandan, N. A comparative in vivo study of semi-constrained and unconstrained cervical artificial disc prostheses. Mil Med. 184 (Suppl 1), 637-643 (2019).
  15. Taylor, B. A., et al. Evaluation of total disc arthroplasty: a canine model. Am J Orthop (Belle Mead NJ). 37 (4), E64-E70 (2008).
  16. Adamo, P. F. Cervical arthroplasty in two dogs with disk-associated cervical spondylomyelopathy. J Am Vet Med Assoc. 239 (6), 808-817 (2011).
  17. Marinho, P. V. T., et al. Development of an intervertebral disc prosthesis prototype for the canine cervical spine. Cienc Rural. 53, e20220027(2023).
  18. Falzone, C., Tranquillo, V., Gasparinetti, N. Comparison of two surgical techniques for the treatment of canine disc-associated cervical spondylomyelopathy. Front Vet Sci. 9, 880018(2022).
  19. Nilssen, P. K., et al. Complications and reoperations in young versus old patients undergoing cervical disc arthroplasty. North Am Spine Soc J. 21, 100589(2025).
  20. Parish, J. M., Asher, A. M., Coric, D. Complications and complication avoidance with cervical total disc replacement. Int J Spine Surg. 14 (s2), S50-S56 (2020).
  21. Jacobs, C. A. M., et al. Mechanical characterization of a novel biomimetic artificial disc for the cervical spine. J Mech Behav Biomed Mater. 142, 105808(2023).
  22. Platt, S. R., Da Costa, R. C. Cervical vertebral column and spinal cord.Veterinary surgery: small animal. , Elsevier. St. Louis. (2018).
  23. Chin, K. R., Lubinski, J. R., Zimmers, K. B., Sands, B. E., Pencle, F. Clinical experience and two-year follow-up with a one-piece viscoelastic cervical total disc replacement. J Spine Surg. 3 (4), 630-640 (2017).
  24. Dicesare, J. A. T., et al. Mechanical failure of the Mobi-C implant for artificial cervical disc replacement: report of 4 cases. J Neurosurg Spine. 33 (6), 727-733 (2020).
  25. Wang, L., et al. Comparative study between Caspar cervical retractor system and traditional S retractor in application on anterior cervical decompression and fixation. Orthop Surg. 15 (2), 510-516 (2023).
  26. Seo, J. H., Ju, C. I., Kim, S. W., Kim, J. K., Shin, H. Clinical efficacy of bone cement augmented screw fixation for the severe osteoporotic spine. Korean J Spine. 9 (2), 79-84 (2012).

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Artroplastyka kr ka szyjnegoimplantacja biomimetycznego kr kaosseointegracjatytanowe p yty ko coweoperacja wymiany kr kaobrazowanie fluoroskopowemocowanie cementem kostnymparametry biomechaniczne
Technika chirurgiczna wszczepienia biomimetycznej sztucznej tarczy międzykręgowej w model zwierzęcy kozy
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki Korzystania

Zasady

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.