Artykuł metodologiczny

Grzybicza limfadenektomia nerek u myszy

647 wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/68695

⸱

30 grudnia 2025

 ,  ,  ,  , 
1Department of Surgery, Yale University School of Medicine, 2Department of Immunobiology, Yale University School of Medicine, 3Department of Internal Medicine, Section of Rheumatology, Yale University, 4Howard Hughes Medical Institute, Yale University School of Medicine

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

Protokół ten opisuje procedurę przeżycia dla bezpiecznej i dobrze tolerowanej obustronnej limfadenektomii nerki u myszy.

Streszczenie

Choroby autoimmunologiczne są wynikiem nieprawidłowego celowania komórek odpornościowych w tkanki własne, co prowadzi do patologii i uszkodzenia narządów życiowych. Wtórne narządy limfoidalne służą jako miejsce aktywacji komórek B i T oraz obwodowej tolerancji immunologicznej, co jest konsekwencją drenacji antygenowej i transportu komórek prezentujących antygeny (APC) przez lokalne limfatyczne. Rola miejscowych węzłów chłonnych jako początkowego miejsca aktywacji limfocytów została opisana w przypadku guzów, infekcji i chorób autoimmunologicznych specyficznych dla narządów, ale nie w autoimmunologii ogólnoustrojowej. Toczeń rumieniowaty układowy, jedna z takich chorób, to powszechna choroba autoimmunologiczna, której częste zaangażowanie nerek prowadzi do uszkodzenia nerek, a w końcu do niewydolności. Dalsze zrozumienie roli węzłów chłonnych nerk, które są głównym miejscem drenażu antygenów i transportu APC z nerek, jest ograniczone przez brak możliwości selektywnego zaburzenia tej tkanki. Opisano tutaj procedurę przeżywalnościową zapewniającą bezpieczną i dobrze tolerowaną obustronną lymfadenektomię nerek u myszy. Zawiera szczegółowe instrukcje, pomoce wizualne, pomocne wskazówki na poprawę sukcesu oraz rozwiązywanie pułapek proceduralnych. Długoterminowe przeżycie jest doskonałe i obserwowano go co najmniej 4 miesiące po operacji. Przecięte węzły chłonne nerek są nienaruszone i natychmiast gotowe do dalszego przetwarzania. Zabieg ten najlepiej sprawdza się w badaniach lokalnego wpływu na węzły chłonne nerk.

Wprowadzenie

Choroby autoimmunologiczne obejmują każdy narząd w ludzkim ciele, od stosunkowo ograniczonych narządów, takich jak autoimmunologiczne zapalenie wątroby, zapalenie błony naczyniowej i cukrzyca typu 1, po powszechne choroby, takie jak stwardnienie układowe czy sjögrena 1,2,3,4,5. Tolerancja immunologiczna jest kluczowym etapem rozwoju komórek B i T, aby zapobiegać samoreaktywności6. Chociaż centralna tolerancja przez klonalną delekcję w grasicy jest konieczna i skuteczna, sama ta metoda pozostawia luki w obronie przed autoimmunologią 7,8. Tolerancja obwodowa to wtórna bariera dla samoreaktywności poprzez anegię, delecję lub wyczerpanie limfocytów B i T, która zachodzi w wtórnych narządach limfatycznych, w tym w regionalnych węzłach chłonnych odprowadzających tkanki po drenażu antygenowym 9,10. Jednak coraz bardziej jasne staje się, że komórki autoreaktywne mogą przebywać w tych węzłach chłonnych i migrować z nich u osób podatnych genetycznie i/lub środowiskowo po niewłaściwej aktywacji11,12.

Toczeń rumieniowaty układowy to jedna z takich chorób autoimmunologicznych, z wyraźnym zaangażowaniem komórek B i T w wielu układach narządowych13. Szczególnie częstym i chorobliwym objawem jest zapalenie nerek tocznia i postęp do końcowego stadium choroby nerek14. Zdolność do zrozumienia bezpośredniego wpływu lokalnie występujących komórek B i T w chorobach nerek wywołanych chorobami autoimmunologicznych, w przeciwieństwie do krążącej ogólnoustrojowej patofizjologii, jest obecnie ograniczona przez brak możliwości selektywnego zaburzenia tych węzłów. Mając na uwadze tę lukę, opracowano procedurę przeżywalności dla mysiej obustronnej limfadenektomii nerkowej, która została opisana tutaj.

Ogólnym celem tego protokołu jest bezpieczne i niezawodne wycięcie obustronnych węzłów chłonnych nerek u myszy o wysokiej przeżywalności i tolerancji pooperacyjnej. Zabieg ten najlepiej sprawdziłby się w badaniach lokalnego wpływu węzłów chłonnych nerek na stymulację, aktywację i tolerancję komórek odpornościowych związanych z chorobą nerek. Zabieg ten jest idealny w połączeniu z modelami autoimmunologicznymi lub onkologicznymi wpływającymi na nerki.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie procedury są wykonywane zgodnie z protokołami Komitetu ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt Yale Institutional Animal Care and Use Committee. Do opracowania tej procedury wykorzystano szczep Balb/c w wieku 8-12 tygodni, myszy skłonne do tocznia (MRL/MpJ-Faslpr/J /J) oraz dopasowane wiekowo/płciowo/genotypowe grupy pozorowane15. Ponadto testowano także dzikie myszy typu C57BL/6 w wieku 8-12 tygodni, a węzły zostały bezpiecznie usunięte. Uwzględniono zarówno samce, jak i samice myszy. Odczynniki i używany sprzęt są wymienione w Tabeli Materiałów.

1. Przygotowanie instrumentów, zwierząt i sali operacyjnej

  1. Wysterylizuj wszystkie narzędzia chirurgiczne. Upewnij się, że powierzchnia operacyjna i stożek znieczulający są oczyszczone 70% etanolem.
  2. Ustaw mikroskop operacyjny, zapewniając chirurgowi operacyjnemu komfort ergonomii.
  3. Ustaw maszynę do waporyzatora z inhalacją z nosem i ssaniem, aby nadmiar usuwać środki znieczulenia. Zorganizuj powierzchnię operacyjną z cyrkulacją ciepłej wody, aby utrzymać temperaturę ciała i zapasy zwierzęcia w dogodnym, sterylnym miejscu.
  4. Indukowanie znieczulenia poprzez podanie 2%-3% wdechowego izofluranu z przepływem tlenu 2 L/min przez stożek nosowy z inhalowanego waporyzatora (zgodnie z zatwierdzonymi protokołami instytucjonalnymi).
    1. Zapewnij odpowiednią powierzchnię znieczulenia, potwierdzając częstość oddechu na poziomie około 30-40 oddechów na minutę oraz brak reakcji na szczypanie tylnej stopy. Okresowo sprawdzaj odpowiednią płaszczyznę znieczulenia i odpowiednio dostosowuj przepływ izofluranu.
      UWAGA: Alternatywnie, odpowiedni jest również środek znieczulejący w zastrzykach.
  5. Przestrzegaj wytycznych instytutu dotyczących odpowiedniego leczenia przeciwbólowego i znieczulenia miejscowego. Na przykład można podskórnie podać długodziałający środek przeciwbólowy, taki jak buprenorfina XR w dawce 3,25 mg/kg, oraz podskórnie podawać do 0,04 mL/5 g roztworu lidokainy o masie ciała 1mg/mL w planowanych miejscach nacięcia.
  6. Przygotuj zwierzę do zabiegu, nakładając lubrykant do oczu, wyrywając lub przycinając futro z tyłu po obu stronach, sterylizując grzbiet roztworem povodiny/jodu, następnie 70% etanolu i ustawiając prawy boczny dekubit (prawą stroną do dołu).
    1. Użyj taśmy, aby zabezpieczyć lewą rękę zwierzęcia w górę i ogon w dół, aby uzyskać rozluźnioną, ale wydłużoną postawę (Rysunek 1A). To przesuwa nerkę bardziej w dół, co przekłada się na lepszą wizualizację i ekspozycję.
  7. Noś sterylne rękawiczki i załóż sterylne zasłony na zwierzę z oknem na pole operacyjne. Zachowaj sterylność przez cały zabieg.
    1. OPCJONALNIE: Wstrzyknięcie 10-20 μL sterylnego, przefiltrowanego 5% Evans Blue w soli fizjologicznej z buforem fosforanowym w obustronnych poduszkach tylnych stóp przed ustawieniem zwierząt w celu lepszej identyfikacji węzłów chłonnych nerek przez drenaż przewodubiodrowego 16 (Rysunek 1D-G).
      UWAGA: Należy uważać, że ten barwnik może zakłócać analizę cytometryczną barwienia i przepływu. Dodatkowo, z czasem Evans Blue również przeniknie do cisterna chyli, zobacz "rozwiązywanie problemów" dla wskazówek (Tabela 1).

figure-protocol-1
Rysunek 1: Anatomiczne ustawienie myszy i narządów oraz opcjonalne podanie zastrzyku Evans Blue. (A) Ustawienie i zabezpieczenie zwierząt przed ekspozycją lewej nerki. (B) Orientacja anatomiczna w ramach okien operacyjnych. Łańcuch węzłów chłonnych lewej nerki znajduje się obok naczyń nadnerczowych i aorty, powyżej naczyń nerkowych. Prawy węzeł chłonny nerek znajduje się tuż nad naczyniami nerkowymi. (C) Ustawienie zwierząt i ich zabezpieczenie dla odpowiedniej ekspozycji nerek. (D-G) Zastosowanie 20 μL 5% zastrzyku Evans Blue. (D) Lewa tylna stopa i łańcuch węzłów chłonnych lewej nerki (biała strzałka) przed farbowaniem. Zwróć uwagę na ogólne położenie cysterna chyli (przerywanego pudełka), które często jest przezroczyste i/lub trudne do zidentyfikowania, chyba że jest pulchne i ma limfę. (E) Lewa tylna stopa i łańcuch węzłów chłonnych lewej nerki (biała strzałka) 5 minut po wstrzyknięciu barwnika. Zwróć uwagę na naczynia limfatyczne aferentne (strzałka). (F) Prawa tylna stopa i prawy węzeł chłonny nerek (biała strzałka) przed farbowaniem. G) Prawa tylna stopa i prawy węzeł chłonny nerek (biała strzałka) 5 minut po zastrzyku barwnikiem. Zwróć uwagę na naczynia limfatyczne aferentne (czarne strzałki). Paski skalowe: A,C = 1,0 cm; D-G (widoki tylnej stopy) = 0,5 cm; D-G (widoki wewnętrzne) = 0,1 cm. Proszę kliknąć tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

2. Limfadenektomia lewej nerki

  1. Wykonaj 1 cm skośne nacięcie przez skórę, tuż poniżej śledziony (około 1 cm poniżej ostatecznego żebra). Tępo rozciąć skórę z dala od ściany brzucha/klatki piersiowej i zidentyfikować śledzionę w obrębie jamy brzusznej.
    1. Wykonaj nacięcie o średnicy 1 cm przez mięśnie ściany brzucha tuż poniżej śledziony, aby uzyskać dostęp do jamy otrzewnej (rysunek 2A,B).
      UWAGA: U myszy o skórze bez pigmentacji śledziona jest łatwo widoczna przez przygotowaną skórę jako ciemny, ruchomy organ bocznie położony w odwłoku, tuż poniżej ostatecznego żebra.
  2. Zidentyfikowaj lewą nerkę jako gładki narząd wzdłuż tylnej ściany brzucha, tuż poniżej śledziony. Nerki i związane z nimi węzły chłonne nerek znajdują się w okolicach otrzewnych. Używając dwóch skośnych kleszczy, tępo rozciąć tył lewej nerki, aby uzyskać dostęp do otrzewnej zaotrzewnej (Rysunek 2C).
    UWAGA: Prawidłowa i bezpieczna technika tępego rozwarstwiania polega na wywieraniu niewielkiego nacisku za pomocą zamkniętych kleszczy na pożądanej płaszczyźnie tkanki i delikatnym otwarciu instrumentu, rozciągając płaszczyzny tkanek.
  3. Odbijają lewą nerkę przednie-przyśrodkowo.
  4. Za pomocą mikroskopu rozcinającego zidentyfikuj poduszkę tłuszczową otaczającą lewy węzeł chłonny nerki, który będzie znajdował się za lewą nerką i nad lewymi naczyniami nerkowymi. Identyfikacja i unikanie nadnerczy od góry, aorty od tyłu oraz cysternalnych chyli przedniośrodkowo (rysunek 1B,D).
  5. Używając cienko zakończonych szczypiec, tępo rozciń wokół torebki węzła chłonnego (oddzielając ją od otaczających naczyń), jednocześnie delikatnie stosując napięcie przeciwnapięcia za pomocą ukośnych kleszczy (rysunek 2E). Można także użyć nożyczek cienkich, aby tępo rozłożyć ten płaszcz.
  6. Używając cienkokońcówkowych, prostych kleszczy, cofnij cefaladę lewego węzła chłonnego nerki, a nożyczki cienkie ostro naciąć przyłączenia tylno-przyśrodkowe węzła chłonnego. Uważaj, aby nie uszkodzić pobliskich naczyń krwionośnych oraz cysterna chyli/przewódu piersiowego (Rysunek 2F).
  7. Obserwuj obszar pod kątem hemostazy (Rysunek 2G).
  8. Przywróć nerkę do jej pozycji anatomicznej i zamknij brzuch w dwóch warstwach (ściana brzucha i skóra) za pomocą szwów z monofilamentu polipropylenowego 6-0 w trybie biegającym. Nałóż sterylny klej chirurgiczny na ranę.

figure-protocol-2
Rysunek 2: Lewa limfadenektomia nerkowa. (A) Lewe skośne nacięcie tuż poniżej i z tyłu cienia śledziony. (B) Identyfikacja śledziony od góry (biała linia), lewego nadnercza od tyłu (strzałka) i lewego nerki od dołu (linia). (C) Płaszczyzna do otrzewnowej zaokrzesnowej powstaje przez tępe rozcięcie bezpośrednio za nerką (strzałka). (D) Lewy węzeł chłonny nerek (białe strzałki) jest natychmiast widoczny w osłonie tłuszczowej. (E) Między pobliskimi naczyniami a węzłem (białe strzałki) powstaje płaszczyzna. (F) Węzeł jest delikatnie cofany i ostro wycięty wzdłuż utworzonej płaszczyzny. (G) Potwierdzono hemostazę, a pusta przestrzeń (wyblakłe strzałki od (D)), gdzie wcześniej znajdował się węzeł chłonny (biała strzałka), jest odnotowana jako wolna od pozostałych węzłów chłonnych. (H) Lewy węzeł chłonny to często łańcuch wielu węzłów (białe strzałki). Inset to łańcuch węzłów chłonnych ex vivo (1 mm x 3,5 mm). Pręty łuski: 0,2 cm. Znacznik = 1 mm. Proszę kliknąć tutaj, aby zobaczyć większą wersję tej figury.

3. Prawe naczynie limfadenektomiczne

  1. Przesuń zwierzę do lewego bocznego piostanku (lewy bok w dół). Ponownie użyj taśmy, aby przymocować prawą rękę zwierzęcia w górę i ogon w dół, aby uzyskać zrelaksowaną, ale wydłużoną postawę. Jest to szczególnie ważne po prawej stronie, gdzie wątroba może zakłócać ekspozycję (rysunek 1C).
  2. Zrób 1 cm skośne nacięcie przez skórę tuż poniżej ostatecznego żebra (nieco bardziej powyżej lewej strony). Tępo odciąć skórę od ściany brzucha/klatki piersiowej i wykonać nacięcie o średnicy 1 cm przez mięśnie ściany brzucha, aby uzyskać dostęp do jamy otrzewnej (Rysunek 3A).
  3. Zidentyfikowaj prawą nerkę jako gładki narząd wzdłuż tylnej ściany brzucha, tuż poniżej wątroby. Może być konieczne użycie wymazu z bawełnianym końcówką, aby cofnąć cefalad wątroby. Używając dwóch skośnych kleszczy, tępo rozcina się z tyłu prawej nerki, aby uzyskać dostęp do otrzewnej zakrzesnowej (Rysunek 3B,C).
  4. Prawy obraz odbija się przednie-przyśrodkowo.
  5. Za pomocą mikroskopu rozcinającego zidentyfikuj poduszkę tłuszczową otaczającą prawy węzeł chłonny nerki, która będzie znajdować się za prawą nerką i powyżej prawych naczyń nerkowych. Identyfikacja i unikanie nadnerczy od góry (Rysunek 1B,D).
  6. Używając cienkokońcowych kleszczy lub nożyczek cienkokoletowych, tępo rozciń wokół torebki węzła chłonnego (oddzielając ją od otaczających naczyń), jednocześnie stosując delikatne przeciwdziałanie za pomocą skośnych kleszczy (Rysunek 3E).
  7. Używając cienkokońcowych prostych kleszczy, cofnij prawą głowę węzła chłonnego nerki, jednocześnie ostro naciąć przyłączenia tylne przyśrodkowe węzła chłonnego (Rysunek 3F). Uważaj, aby nie uszkodzić naczyń krwionośnych nerek, które biegną tuż poniżej węzła chłonnego.
  8. Obserwuj obszar pod kątem hemostazy (rysunek 3G).
    UWAGA: Ogólnie rzecz biorąc, w prawym węźle chłonnym nerek znajduje się większy, tylnie drenażujący naczynie krwionośne, które jest bardziej podatne na krwawienie po udanym usunięciu węzła chłonnego. Krwawienie z tego naczynia można kontrolować delikatnym naciskiem za pomocą wymazu z bawełnianym końcówką, aż do osiągnięcia hemostazy.
  9. Przywróć nerkę do jej pozycji anatomicznej i zamknij brzuch w dwóch warstwach (ściana brzucha i skóra) za pomocą szwów z monofilamentu polipropylenowego 6-0 w trybie biegającym. Nałóż sterylny klej chirurgiczny na ranę.

figure-protocol-3
Rysunek 3: Prawy limfadenetektomia nerki. (A) Nacięcie skośne prawego brzucha, tuż poniżej i z tyłu od ostatecznego żebra. (b) Krawędź wątroby jest oznaczona od góry (biała linia), a lewa nerka od dołu (linia). Prawa nadnercza jest ukryta przez krawędź wątroby. (C) Płaszczyzna do otrzewnowej zaokrzesnowej powstaje przez tępe rozcięcie bezpośrednio za nerką (strzałka). (D) Prawy węzeł chłonny nerek (białe strzałki) jest natychmiast widoczny w osłonce tłuszczowej. (E) Następnie wokół węzła (biała strzałka) tworzona jest płaszczyzna. (F) Węzeł jest delikatnie cofany i ostro wycięty wzdłuż utworzonej płaszczyzny. (G) Potwierdzono hemostazę, a pusta przestrzeń (wyblakłe strzałki od (D)), gdzie wcześniej znajdował się węzeł chłonny (biała strzałka), jest odnotowana jako wolna od pozostałych węzłów chłonnych. (H) Prawy węzeł chłonny to pojedynczy, kulisty węzeł (biała strzałka). Włożony węzeł chłonny ex vivo (2 mm x 1,5 mm). Pręty łuski: 0,2 cm. Znacznik = 1 mm. Proszę kliknąć tutaj, aby zobaczyć większą wersję tej figury.

4. Opieka pooperacyjna

  1. Przenieście zwierzę do czystej klatki, która jest częściowo na ciepłej wodzie z cyrkulacją i dostępem do jedzenia i wody ad libitum.
  2. Pozwól zwierzęciu dojść do siebie po znieczuleniu (~10-15 min) i uważnie obserwuj oznaki niepokoju. Jeśli zwierzęta nie wychodzą szybko do siebie po znieczuleniu przy odpowiednich zachowaniach (np. zwiększone oddechy, samonaprawianie, chodzenie, pielęgnacja), należy je uśpić humanitarnie (zgodnie z zatwierdzonymi protokołami instytucjonalnymi).
  3. Gdy wszystkie zwierzęta wyzdrowieją z znieczulenia, należy zwrócić klatki do placówki opieki z dostępem do wody, jedzenia, ściółki i materiałów wzbogacających ad libitum.
  4. Obserwuj myszy co 12 godzin przez 3 dni co 12 godzin pod kątem objawów bólu lub niepokoju (np. pochylona postawa, zmniejszona aktywność, zmniejszone zaangażowanie, zła pielęgnacja). Humanitarnie uśpiać myszy wykazujące oznaki stresu.
  5. Jeśli używasz trwałego szwu (np. polipropylena monofilamentowego 6-0), obejrzyj nacięcia w 10. dniu po operacji i usuń wszelkie pozostałe materiały do szwów.

5. Obsługa węzłów chłonnych

UWAGA: Wycięty węzeł chłonny jest natychmiast gotowy do wejścia do rurociągów do dalszych zastosowań.

  1. Na początku poznawania tej procedury i anatomii potwierdz wycięcie węzłów chłonnych za pomocą histologii lub cytometrii przepływowej, używając wybranych barwników przeciwciał.
  2. Umieść tkankę w pożywce hodowli komórkowej (np. DMEM, RPMI) lub soli fizjologicznej z buforem fosforanowym (PBS) na lodzie dla technik z żywymi komórkami lub w fiksatorze (np. 10% neutralnej buforowanej formaliny, 4% paraformaldehydu) w planowanej histologii.
    UWAGA: Szybkim, ale mniej dokładnym sposobem potwierdzenia obecności węzłów chłonnych jest umieszczenie usuniętej próbki w PBS. Zazwyczaj próbka głównie węzłów chłonnych zapada się, podczas gdy próbka tkanki tłuszczowej unosi się na powierzchni; Jednak przy pierwszej optymalizacji procedury zaleca się dalsze testy potwierdzające.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Procedurę tę można wykonać w 15-20 minut na każdą mysz. Aby potwierdzić dokładność tego zabiegu, wykonano obustronne limfadenektomie nerek u pięciu dzieci w wieku 8-12 tygodni, o wieku wieku, płci i genotypie dopasowanym według miotu. Wszystkie myszy dobrze tolerowały zabieg i miały 100% przeżycia okołooperacyjnego. Usunięte próbki umieszczono w PBS na lodzie. Wszystkie próbki natychmiast zatonęły, potwierdzając niską zawartość tłuszczu. Usunięte próbki (oraz cztery oddzielne grupy tkankowe tłuszczowe) były następnie mia...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Opisano tutaj procedurę przeżywalnościową zapewniającą bezpieczną i dobrze tolerowaną obustronną lymfadenektomię nerek u myszy. Głównym ograniczeniem tego zabiegu jest stosunkowo mały rozmiar węzłów chłonnych nerek, co wymaga zastosowania mikroskopu operacyjnego. Bez mikroskopu operacyjnego pewność resekcji może być trudna do przeprowadzenia. Niektóre genetyczne modele myszy mają powiększone węzły chłonne, co ułatwia identyfikację i naukę techniki17. U zdrowych, dzikich myszy węzły chłonne mogą by...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

R.A.F. jest doradcą dla Glaxo Smith Kline, Plythera Inc. oraz Ventus Therapeutics. Wszyscy inni autorzy deklarują brak konkurencyjnych interesów.

Podziękowania

Dziękujemy J. Aldermanowi, B. Caduganowi, E. Hughes-Picardowi i J. Horrocksowi za pomoc administracyjną oraz C. Hughesowi za zarządzanie kolonią myszy. H.N.B. jest stypendystą Yale Surgeon Scientist Training Program, który częściowo finansował i wspierał ten projekt. Prace te były również finansowane przez Howard Hughes Medical Institute (dla R.A.F.) oraz American College of Surgeons Resident Research Award (dla H.N.B.).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Obwód anestezjologicznyDowolnyAlbo znieczulenie do zastrzyków
Cytometr przepływowy BD LSRII (lub odpowiednik)BD BiosciencesWyposażony w oprogramowanie FACS Diva
Buprenorfina XRDowolnyDla przeciwbólu
Medium do hodowli komórkowych  Dowolny(dla technik z żywymi komórkami; np. DMEM lub RPMI)
DAPIBiolegenda422801Stężenie robocze: 15 ug/mL
Lampy LED mikroskopu z podwójną lub podwójną gęsią szyjkąDowolny
Etanol (70% w wodzie)DowolnyDo czyszczenia
FITC-sprzężony antymyszy CD45.2 (104)Biolegenda109806Stężenie robocze: 5 ug/mL
Kleszcze: Ukośne kleszcze z cienkim końcówkami (x2)RobozRS-5058Materiał: Dumoxel; Wzór #5, kąt 45 stopni; Rozmiar grotu 0,1 x 0,06 mm
Kleszcze: Kleszcze z drobnymi końcówkamiRobozRS-4960Materiał: Dumostar; Wzór #1; Rozmiar grotu: 0,20 x 0,12 mm
Kleszcze: Kleszcze z drobnymi końcówkamiRobozRS-4966Materiał: Dumostar, wskazówka biologiczna; Wzór #3; Rozmiar grotu: 0,08 x 0,04 mm
LidokainaDowolnyDla przeciwbólu
MyszyJaxDla szczepu C57BL/6, dzikich myszy: The Jackson Laboratories #000664
Przewozki igłyRobozRS-6410uchwyt na igły Castroviejo; Prosta
Mikroskop operacyjnyLeicaMZ9.5Stereo mikroskop operacyjny Leica Mz9.5
OPCJONALNIE: Barwnik Evans BlueSigmaE2129-10GDo śledzenia limfy.
Sól fizjologiczna z buforem fosforanowym (PBS)Dowolny
Roztwór povidonu i joduDowolnyDo przygotowania/sterylizacji skóry
Nożyczki: Nożyczki z dodatkowymi cienkimi końcówkamiRobozRS-5605McPherson-Vannas; Krawędź tnąca 3 mm; zakrzywiony
Nożyczki: Nożyczki średnieRobozRS-5676Noyes; Krawędź tnąca 13 mm; proste
Klej chirurgicznyDowolnynp. klej tkankowy 3M Vetbond
Szew: polipropylen 6-0 niebieski monofilamentDowolny
Utrwalacz tkankowyDowolny(dla planowanej histologii; tj. 10% neutralnej formaliny buforowanej lub 4% paraformaldehydu)
Poduszka grzewcza z cyrkulacją w ciepłej wodzieDowolny
Myszy    Laboratoria JacksonaW przypadku szczepu Balb/c, myszy podatne na toczeń (MRL/MpJ-Fas-lpr/J): #000485

Bibliografia

  1. Amador-Patarroyo, M. J., Peñaranda, A. C., Bernal, M. T. Autoimmunity. Autoimmunity: From bench to bedside. Anaya, J. -M. , El Rosario University Press. Colombia. (2013).
  2. Echeverri, A. F., Tobón, G. J. Systemic autoimmune diseases. Autoimmunity: From bench to bedside. Anaya, J. -M. , El Rosario University Press. Colombia. (2013).
  3. García-Carrasco, M., et al. Autoimmune disorders and pathogenesis. Autoimmunity: From bench to bedside. Anaya, J. -M. , El Rosario University Press. Colombia. (2013).
  4. Sarmiento-Monroy, J. C., Mantilla, R. D., Rojas-Villarraga, A., Anaya, J. -M., et al. Lupus and immunological profiling. Autoimmunity: From bench to bedside. Anaya, J. -M. , El Rosario University Press. In: Anaya, J.-M. (2013).
  5. Solari, N. F., Cherñavsky, A. C., et al. Rheumatologic autoimmune syndromes. Autoimmunity: From bench to bedside. Anaya, J. -M. , El Rosario University Press. Colombia. (2013).
  6. Kamradt, T., Mitchison, N. A. Tolerance and autoimmunity. N Engl J Med. 344 (9), 655-664 (2001).
  7. Rouiz-Argüelles, A., et al. Hematologic autoimmune conditions. Autoimmunity: From bench to bedside. Anaya, J. -M. , El Rosario University Press. Colombia. (2013).
  8. Venanzi, E. S., Benoist, C., Mathis, D. Good riddance: Thymocyte clonal deletion prevents autoimmunity. Curr Opin Immunol. 16 (2), 197-202 (2004).
  9. Meng, X., et al. Immunological mechanisms of tolerance: Central, peripheral and the role of T and B cells. Asia Pac Allergy. 13 (4), 175-186 (2023).
  10. Swartz, M. A., Hubbell, J. A., Reddy, S. T. Lymphatic drainage function and its immunological implications: From dendritic cell homing to vaccine design. Semin Immunol. 20 (2), 147-156 (2008).
  11. O'Byrne, A. M., Van Baarsen, L. G. M. Lymph nodes as gatekeepers of autoimmune diseases. RMD Open. 10 (4), e004097(2024).
  12. Hampton, H. R., Chtanova, T. Lymphatic migration of immune cells. Front Immunol. 10, 1168(2019).
  13. Fortuna, G., Brennan, M. T. Systemic lupus erythematosus: Epidemiology, pathophysiology, manifestations, and management. Dent Clin North Am. 57 (4), 631-655 (2013).
  14. Hanly, J. G., et al. The frequency and outcome of lupus nephritis: Results from an international inception cohort study. Rheumatology. 55 (2), 252-262 (2016).
  15. Andrews, B. S., et al. Spontaneous murine lupus-like syndromes: Clinical and immunopathological. J Exp Med. 148, 1198-1215 (1978).
  16. Harrell, M. I., Iritani, B. M., Ruddell, A. Lymph node mapping in the mouse. J Immunol Methods. 332 (1-2), 170-174 (2008).
  17. Morse, H. C., et al. Abnormalities induced by the mutant gene, lpr. Patterns of disease and expression of murine leukemia viruses in SJL/J mice homozygous and heterozygous for lpr. J Exp Med. 161 (3), 602-616 (1985).
  18. Ayalon, G., et al. Antibody semorinemab reduces tau pathology in a transgenic mouse model and engages tau in patients with Alzheimer's disease. Sci Transl Med. 13 (593), eabb2639(2021).
  19. Dong, X., et al. Antigen presentation by dendritic cells in renal lymph nodes is linked to systemic and local injury to the kidney. Kidney Int. 68 (3), 1096-1108 (2005).
  20. Lan, H. Y., Nikolic-Paterson, D. J., Atkins, R. C. Trafficking of inflammatory macrophages from the kidney lymph nodes during experimental glomerulonephritis. Clin Exp Immunol. 92, 336-341 (1993).
  21. Karmali, R. J., Suami, H., Wood, C. G., Karam, J. A. Lymphatic drainage in renal cell carcinoma: Back to the basics. BJU Int. 114 (6), 806-817 (2014).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

W z y ch onne nerekuszkodzenie nerekmigracja kom rek odporno ciowychwycinanie w z w ch onnychcytometria przep ywowaautoimmunologiczna choroba nerekdrena antygen wkom rki CD45 dodatniechirurgia myszy

Powiązane artykuły