Artykuł metodologiczny

Bezpieczny, skuteczny i ekonomiczny protokół wprowadzania kręgowej królika

DOI:

10.3791/68702

⸱

19 sierpnia 2025

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Tianjin Union Medical Center, The First Affiliated Hospital of Nankai University, 2Tianjin Medical University, 3Tianjin University of Traditional Chinese Medicine

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W tym artykule opisano bezpieczny, skuteczny i ekonomiczny protokół krok po kroku do mocowania tylnej części odcinka lędźwiowego u królików białych z Nowej Zelandii, ustanawiając ustandaryzowane podejście do wprowadzania kręgowej w tym modelu zwierzęcym.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Tylne mocowanie śrubą lędźwiową jest najczęstszą metodą chirurgiczną przepukliny dysku lędźwiowego, ale pacjenci często borykają się z wieloma powikłaniami po operacji. Wystąpienie poluzowania toru śrubowego może prowadzić do awarii zgrzewania, a nawet zagrażającego życiu wytłaczania gąsienicy śrubowej. Jednak obecnie brakuje modeli zwierzęcych ukierunkowanych konkretnie na zmiany w torze po mocowaniu lędźwiowej. W badaniu tym opracowano metodę wprowadzania kręgowej opartą na białych królikach nowozelandzkich, zaprojektowaną w celu zminimalizowania ryzyka pooperacyjnej penetracji do kanału kręgowego, unikając w ten sposób urazu rdzenia kręgowego. W niniejszym protokole jako punkt wejścia zaleca się punkt przecięcia linii poziomej od górnej krawędzi wyrostka poprzecznego i skrzyżowania szypułki. Kąt wsunięcia powinien wynosić około 45°-55° na zewnątrz i 20°-40° w dół. Dodatkowo, w oparciu o umieszczanie pod bezpośrednim widzeniem i wykorzystanie instrumentów komercyjnych, metoda ta jest prostsza i bardziej opłacalna w porównaniu z istniejącymi technikami modelowania dużych zwierząt. Stanowi on model zwierzęcy do późniejszych badań podstawowych nad poluzowaniem gąsienicy śrubowej i mikrośrodowiskiem otaczającym gąsienicę.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Przepuklina dysku lędźwiowego (LDH) jest częstą przyczyną przewlekłego bólu dolnej części pleców i promieniującego bólu nóg, szczególnie u osób młodych i w średnim wieku 1,2,3. Stan ten zwykle wynika z pęknięcia pierścienia włóknistego krążka międzykręgowego, co prowadzi do przepukliny jądra miażdżystego i ucisku korzeni nerwowych 4,5. Podczas gdy wielu pacjentów odnosi korzyści z leczenia zachowawczego, takiego jak odpoczynek i modyfikacja stylu życia, terapia farmakologiczna, fizjoterapia, ćwiczenia rehabilitacyjne, noszenie ortezy i blokada nerwów lub terapia iniekcji zewnątrzoponowych6, operacja jest konieczna w przypadku innych, zwłaszcza tych z ciężkimi objawami lub nieskutecznym leczeniem zachowawczym 7,8,9.

Tylne mocowanie śrubą lędźwiową (PLF) jest standardowym zabiegiem kręgosłupa, szczególnie odpowiednim dla pacjentów z niestabilnością kręgosłupa, uciskiem korzeni nerwowych lub zmianami zwyrodnieniowymi3. Poluzowanie następuje, gdy siła mocowania między włożonymi a kością zostaje utracona, co uniemożliwia stabilizację kręgów 10,11. Poluzowanie może wahać się od niewielkiego ruchu do całkowitego oderwania i zwykle wiąże się z nawracającymi objawami, nasilającym się bólem pleców lub niestabilnością kręgosłupa12. Badania donoszą, że poluzowanie występuje w 5% do 20% przypadków PLF10, w zależności od takich czynników, jak poziom techniczny szpitala, wiek pacjenta i czynności pooperacyjne. Konkretne mechanizmy leżące u podstaw poluzowania pozostają niejasne. Obecnie odpowiednie modele zwierzęce do takich badań są ograniczone. Badanie to szczegółowo opisuje opracowanie protokołu chirurgicznego do tylnego mocowania lędźwiowej u królików białych z Nowej Zelandii, który może stanowić podstawowy model dla przyszłych badań nad mechanizmami poluzowywania.

W badaniach podstawowych dobór odpowiednich modeli zwierzęcych ma kluczowe znaczenie dla określenia wiarygodności i wyników badań. W badaniach nad zwyrodnieniem dysku lędźwiowego myszy i szczury mają ograniczone zastosowanie ze względu na stosunkowo małe krążki międzykręgowe13. Inne zwierzęta, takie jak kozy, świnie i psy, mają ograniczenia związane ze znieczuleniem i nie mają szerokiego zastosowania14 ze względu na koszty zakupu zwierząt, hodowli i obiektów hodowlanych. Biały królik nowozelandzki, zwierzę średniej wielkości, jest szeroko stosowany w badaniach nad dyskami ze względu na stosunkowo duże kręgi, wystarczającą przestrzeń operacyjną i proste znieczulenie poprzez wstrzyknięcie żyły usznej bez konieczności korzystania z respiratora15. Biorąc pod uwagę te czynniki, biały królik nowozelandzki jest uważany za model idealny. Obecnie nie istnieje żaden zwierzęcy model PLF, więc metoda chirurgiczna do chirurgii kręgosłupa lędźwiowego u królików została opracowana w oparciu o wcześniejsze doświadczenia.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Protokół eksperymentalny na zwierzętach został poddany przeglądowi i zatwierdzony przez Komisję Etyki ds. Dobrostanu i Etyki Zwierząt Laboratoryjnych Instytutu Medycyny Radiologicznej Chińskiej Akademii Nauk Medycznych (numer etyki: IRM/2-IACUC-2404-005). Wszystkie procedury postępowania ze zwierzętami były zgodne z odpowiednimi krajowymi przepisami dotyczącymi dobrostanu zwierząt i etyki.

UWAGA: W tym badaniu do badań eksperymentalnych wykorzystano białe króliki nowozelandzkie. Króliki były pospolite, o wadze około 2,5-3,0 kg, w wieku 3-5 miesięcy i płci żeńskiej. Króliki były trzymane w standardowym pomieszczeniu dla królików zwykłej klasy.

1. Znieczulenie

  1. Dezynfekować salę operacyjną światłem ultrafioletowym przez 30 minut za pomocą lampy ultrafioletowej.
  2. Znieczulić królika, podając 3% pentobarbitalu sodu (30 mg/kg) w sterylnym roztworze soli fizjologicznej przez żyłę ucha brzeżnego.
    UWAGA: Wstrzyknąć 2/3 3% roztworu pentobarbitalu sodu i obserwować reakcję źrenicy i odruch źrenicowy królika. Upewnij się, że źrenice zwężają się, a odruch źrenicowy słabnie. Jeśli po 5 minutach nie wystąpi osłabienie, rozważ wstrzyknięcie pozostałej 1/3. Jeśli odruch osłabnie, wstrzyknij 2 ml 0,9% soli fizjologicznej.

2. Zabieg chirurgiczny

  1. Gdy znieczulenie jest odpowiednie, obserwuj bezpośredni odruch rogówkowy i upewnij się, że odruch rogówkowy jest zmniejszony, co wskazuje na skuteczne znieczulenie. Ustaw królika w pozycji leżącej w celu przygotowania miejsca operacji. Przed zabiegiem należy dwukrotnie zdezynfekować miejsce nacięcia królika nalewką jodową i umieścić sterylną serwetę chirurgiczną podczas zabiegu (ryc. 1A).
    UWAGA: Upewnij się, że wszystkie narzędzia chirurgiczne są sterylizowane w autoklawie.
  2. Wykonaj 5-centymetrowe nacięcie skóry w linii środkowej w okolicy lędźwiowej (ryc. 1B) i sekwencyjnie przeciąć skórę i powierzchowną powięź skalpelem.
  3. Korzystając z rozciągliwości między skórą a tkanką podskórną, ostrożnie oddziel i całkowicie odsłoń tkankę podskórną, wyraźnie odsłaniając korzeń wyrostka kolczystego Ryc. 1C).
  4. Za pomocą kleszczy hemostatycznych tępo wypreparuj wyrostek poprzeczny i szypułkę segmentu chirurgicznego, unikając sąsiednich segmentów stawu międzywyrostkowego (ryc. 1D). Użyj małego retraktora, aby całkowicie odsłonić obszar operacyjny (ryc. 1E).
  5. Zidentyfikuj punkt wejścia igły na przecięciu linii poziomej od górnej krawędzi wyrostka poprzecznego i skrzyżowania szypułki (ryc. 1F). Wywierć mały otwór w kości korowej pod kątem około 45°-55° na zewnątrz i 20°-40° w dół za pomocą wiertła chirurgicznego (ryc. 1G).
  6. Włóż pedikularne (3.5 mm × 10.0 mm) jedna po drugiej (Rysunek 1H).
  7. Zamontuj korbowód wzdłużny o odpowiedniej wielkości i dokręć śrubą z walcowym (Rysunek 1I do Rysunku 1J).
  8. Upewnij się, że są dobrze zamocowane w trzonie kręgu i że pręt mocujący jest prawidłowo zablokowany. Sprawdź położenie stabilizacji wewnętrznej za pomocą bezpośredniej wizualizacji śródoperacyjnej. Upewnij się, że nie ma znacznego krwawienia, przepłucz obszar operacyjny solą fizjologiczną i wykonuj ciągłe szycie mięśni i powięzi za pomocą wchłanialnego szwu 4-0.
  9. Użyj szwu 7-0 do przerywanych pionowych szwów materaca do nacięcia skóry, a następnie zastosuj środek antyseptyczny na bazie jodu i przykryj sterylną gazą, zabezpieczając go na miejscu. Operacja jest zakończona (ryc. 1K).

3. Opieka pooperacyjna

  1. Po odzyskaniu przytomności należy sprawdzić zdolność motoryczną kończyn tylnych, aby ocenić powodzenie operacji.
    UWAGA: Potwierdź, że po odzyskaniu przytomności przez królika po znieczuleniu jego funkcja motoryczna kończyny jest nienaruszona, może się normalnie poruszać i nie ma oznak porażenia połowiczego lub paraplegii.
  2. Przez pierwsze 3 dni po zabiegu należy podawać 1,2 × 106 j./kg penicyliny we wstrzyknięciu domięśniowym dziennie, aby zapobiec zakażeniu rany.

4. Badanie morfologiczne

  1. Pod koniec 12 tygodnia po operacji wywołać zator powietrzny przez żyłę ucha brzeżnego, aby poddać zwierzę eutanazji. Następnie użyj tylnego dostępu lędźwiowego, aby odsłonić tkanki miękkie przykręgosłupowe i wykonaj discektomię lędźwiową. Po pobraniu próbek i potwierdzeniu segmentu chirurgicznego należy je tymczasowo przechowywać w 4% paraformaldehydzie w celu utrwalenia tkanek. Następnie wykonaj mikrotomografię komputerową i skany rentgenowskie.
    1. Usuń próbki kręgosłupa z 4% paraformaldehydu i zetrzyj płyn utrwalający powierzchnię. Następnie poddaj próbki skanowaniu Micro-CT. Ustaw parametry skanowania w następujący sposób: napięcie 60 kV, prąd 200 μA i rozdzielczość 8 μm. Wykonaj przetwarzanie końcowe obszarów zainteresowania (ROI) w zeskanowanych plikach za pomocą specjalistycznego oprogramowania do analizy i wizualizacji obrazu (patrz Tabela materiałów). Wykonuj obrazowanie rentgenowskie jednocześnie z mikrotomografią komputerową.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ocena funkcji motorycznych po przebudzeniu
Natychmiast po tym, jak królik odzyskał przytomność po znieczuleniu, oceniono funkcję motoryczną jego tylnych kończyn. Stwierdzono, że wprowadzenie śrubowego systemu mocowania odcinka lędźwiowego nie wpłynęło na funkcje motoryczne królika (patrz film uzupełniający 1), co wskazuje, że rdzeń kręgowy nie został uszkodzony podczas zabiegu.

Ocena mikrotomografii komputerowej i rentgenowskiej
Aby zbad...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Najpoważniejszym powikłaniem tylnego mocowania śrubą lędźwiową (PLF) jest możliwość uszkodzenia rdzenia kręgowego spowodowanego penetracją przez do kanału kręgowego podczas wprowadzania10. Najbardziej krytycznym aspektem tej metody jest naświetlenie wyrostka poprzecznego i szypułki, a także kąta, pod jakim wkręcane są. Regulacja kąta wsunięcia może zapobiec przedostawaniu się do kanału kręgowego i powodowaniu urazu rdzenia kręgowego. Dodatkowo, ze względu na anatomiczną charakterystykę kręgów król...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają żadnych istotnych interesów finansowych ani niefinansowych, które mogliby ujawnić.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Badanie to zostało sfinansowane przez Tianjin Key Medical Discipline (Specialty) Construction Project (TJYXZDXK-064B), Tianjin Health Commission Science and Technology Project (TJWJ2022XK025, TJWJ2022QN039, TJWJ2023QN041), Tianjin Institute of Spinal Surgery.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Wezwanie do działaniaZADZIORYSstosowany w anaylsach
Przeglądarka danychZADZIORYSstosowany w anaylsach
Mikrotomografia komputerowaZADZIORYSstosowany w anaylsach
Nowy pentobarbital królika zelandzkiegoTianjin Yuda Laboratory Animal Breeding Co., Ltd. Pekin Jiehui Biotechnology Co. MCEwykorzystane w tym badaniu
pedikularneHebei Ruihe Sprzęt medyczny Co., Ltd532003510stosowany w zabiegu chirurgicznym
penicylinaMCE (Certyfikat MCE)HY-17591Rstosowany w Pielęgnacji Pooperacyjnej
PentobarbitalPekin Jiehui Biotechnology Co.stosowany w anestezjologii
PrętyHebei Ruihe Sprzęt medyczny Co., Ltd532003510stosowany w zabiegu chirurgicznym
narzędzia chirurgiczne i szwyHebei Ruihe Sprzęt medyczny Co., Ltd532003510stosowany w zabiegu chirurgicznym

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Crowley, J. D., et al. Single level posterolateral lumbar fusion in a New Zealand white rabbit (oryctolagus cuniculus) model: Surgical anatomy, operative technique, autograft fusion rates, and perioperative care. JOR Spine. 4 (1), e1135(2021).
  2. Luo, Y. G., Yu, T., Liu, G. M., Yang, N. Study of bone-screw surface fixation in lumbar dynamic stabilization. Chin Med J (Engl). 128 (3), 368-372 (2015).
  3. Jiang, G., et al. Mid-term outcomes of screw loosening in lumbar dynamic stabilization with polyetheretherketone rods versus titanium rods: A minimum 4-year follow-up. World Neurosurg. 196, 123630(2025).
  4. Liu, G. M., et al. Extracellular matrix-coating pedicle screws conduct and induce osteogenesis. Eur J Orthop Surg Traumatol. 24 (Suppl 1), S173-S182 (2014).
  5. Schmoelz, W., Erhart, S., Unger, S., Disch, A. C. Biomechanical evaluation of a posterior non-fusion instrumentation of the lumbar spine. Eur Spine J. 21 (5), 939-945 (2012).
  6. Yaman, O., et al. The role of conservative treatment in lumbar disc herniations: Wfns spine committee recommendations. World Neurosurg X. 22, 100277(2024).
  7. Walsh, W. R., et al. Posterolateral spinal fusion in a rabbit model using a collagen-mineral composite bone graft substitute. Eur Spine J. 18 (11), 1610-1620 (2009).
  8. Riordan, A. M., Rangarajan, R., Balts, J. W., Hsu, W. K., Anderson, P. A. Reliability of the rabbit postero-lateral spinal fusion model: A meta-analysis. J Orthop Res. 31 (8), 1261-1269 (2013).
  9. Palumbo, M., Valdes, M., Robertson, A., Sheikh, S., Lucas, P. Posterolateral intertransverse lumbar arthrodesis in the New Zealand white rabbit model: I. Surgical anatomy. Spine J. 4 (3), 287-292 (2004).
  10. Valdes, M., Palumbo, M., Appel, A. J., Mcallister, S., Ehrlich, M. Posterolateral intertransverse lumbar arthrodesis in the New Zealand white rabbit model: Ii. Operative technique. Spine J. 4 (3), 293-299 (2004).
  11. Ilharreborde, B., et al. Biomechanical evaluation of posterior lumbar dynamic stabilization: An in vitro comparison between universal clamp and wallis systems. Eur Spine J. 20 (2), 289-296 (2011).
  12. Ahn, Y. H., Chen, W. M., Lee, K. Y., Park, K. W., Lee, S. J. Comparison of the load-sharing characteristics between pedicle-based dynamic and rigid rod devices. Biomed Mater. 3 (4), 044101(2008).
  13. Cakir, B., et al. Adjacent segment mobility after rigid and semirigid instrumentation of the lumbar spine. Spine (Phila Pa 1976). 34 (12), 1287-1291 (2009).
  14. Christensen, F. B., Dalstra, M., Sejling, F., Overgaard, S., Bünger, C. Titanium-alloy enhances bone-pedicle screw fixation: Mechanical and histomorphometrical results of titanium-alloy versus stainless steel. Eur Spine J. 9 (2), 97-103 (2000).
  15. Jin, Y., et al. Establishment of a new model of lumbar intervertebral disc degeneration with pathological characteristics. Global Spine J. 13 (4), 984-994 (2023).
  16. Zhao, X. B., Ma, H. J., Geng, B., Zhou, H. G., Xia, Y. Y. Early clinical evaluation of percutaneous full-endoscopic transforaminal lumbar interbody fusion with pedicle screw insertion for treating degenerative lumbar spinal stenosis. Orthop Surg. 13 (1), 328-337 (2021).
  17. Chen, S., et al. Establishment of an animal model of adjacent segment degeneration after interbody fusion and related experimental studies. J Orthop Surg Res. 18 (1), 666(2023).
  18. Fu, F., et al. Aberrant spinal mechanical loading stress triggers intervertebral disc degeneration by inducing pyroptosis and nerve ingrowth. Sci Rep. 11 (1), 772(2021).
  19. Eck, J. C., et al. Biomechanical study on the effect of cervical spine fusion on adjacent-level intradiscal pressure and segmental motion. Spine (Phila Pa 1976). 27 (22), 2431-2434 (2002).
  20. Biswas, J. K., et al. Artificial intervertebral disc replacement to provide dynamic stability to the lumbar spine: A finite element study. J Long Term Eff Med Implants. 28 (2), 101-109 (2018).
  21. Štoković, N., et al. Evaluation of synthetic ceramics as compression resistant matrix to promote osteogenesis of autologous blood coagulum containing recombinant human bone morphogenetic protein 6 in rabbit posterolateral lumbar fusion model. Bone. 140, 115544(2020).
  22. Hei, L., et al. Evaluation of a rabbit model of adjacent intervertebral disc degeneration after fixation and fusion and maintenance in an upright feeding cage. Neurol Res. 43 (6), 447-457 (2021).
  23. Fredericks, D., et al. Comparison of two synthetic bone graft products in a rabbit posterolateral fusion model. The Iowa Orthopaedic Journal. 36, 167(2016).
  24. Elliott, D. M., et al. The effect of relative needle diameter in puncture and sham injection animal models of degeneration. Spine (Phila Pa 1976). 33 (6), 588-596 (2008).
  25. Mattucci, S., et al. Basic biomechanics of spinal cord injury - how injuries happen in people and how animal models have informed our understanding. Clin Biomech (Bristol). 64, 58-68 (2019).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Protok wprowadzania rubstabilizacja rubowa odcinka l d wiowegotylna stabilizacja odcinka l d wiowegoobluzowanie toru rubymodel zwierz cy kr gos upauraz rdzenia kr gowegopunkt wej cia do pediku ytechnika umieszczania rubmodel du ych zwierz t

Powiązane artykuły