Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Przecięcie więzadła krzyżowego przedniego i płukanie płynu maziowego w modelu gryzoni w celu zbadania zapalenia stawów i pourazowej choroby zwyrodnieniowej stawów

3.4K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/68713

⸱

2 września 2025

 ,  ,  ,  , 
1Department of Orthopaedic Surgery, Brigham and Women's Hospital, Harvard Medical School, 2Department of Medicine, Brigham and Women's Hospital, Harvard Medical School

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

W niniejszym artykule opisujemy chirurgiczną metodę transekcji więzadła krzyżowego przedniego (ACL) jako wiarygodny model wywoływania choroby zwyrodnieniowej stawu kolanowego u gryzoni oraz metody pobierania płynu maziowego kolana, pomiaru obrzęku kolana i oceny ciężkości choroby zwyrodnieniowej stawów.

Streszczenie

Choroba zwyrodnieniowa stawów (OA) jest chorobą stawów charakteryzującą się przewlekłym bólem i obecnie nie ma na nią lekarstwa. Podgrupa choroby zwyrodnieniowej stawów, pourazowa choroba zwyrodnieniowa stawów (PTOA), może wystąpić po urazie stawu. Kolano jest jednym z najbardziej dotkniętych stawów, a wśród urazów kolana do najczęstszych należą urazy ACL. Objawowa choroba zwyrodnieniowa stawów, której towarzyszą zmiany w stawie, takie jak degradacja chrząstki i tworzenie osteofitów, może rozwinąć się wiele lat po początkowym urazie, ale wczesne zmiany w stawie można wykryć wkrótce potem. Stan zapalny jest uważany za jeden z czynników przyczyniających się do rozwoju PTOA, a mediatory prozapalne wytwarzane w odpowiedzi na uraz mogą katalizować rozwój PTOA. W modelach zwierzęcych chirurgiczne uszkodzenie struktur w kolanie jest szeroko stosowaną metodą indukcji choroby zwyrodnieniowej stawów, a powszechną techniką chirurgiczną jest przecięcie ACL (ACLT). Celem tego badania jest opisanie naszej techniki ACLT do indukcji choroby zwyrodnieniowej stawów, a także metod monitorowania stanu zapalnego stawów i ilościowego określenia nasilenia choroby zwyrodnieniowej stawów. Aby ocenić stan zapalny po operacji, opisujemy technikę pomiaru obrzęku kolana, a także technikę pobierania i analizy płynu maziowego kolana. Aby ocenić długoterminowe zmiany w stawach związane z chorobą zwyrodnieniową stawów, przedstawiamy półilościowy system punktacji, który opracowaliśmy w celu oceny ciężkości choroby zwyrodnieniowej stawów za pomocą obrazowania mikrotomografii komputerowej.

Wprowadzenie

Więzadło krzyżowe przednie (ACL) jest krytyczną strukturą w stawie kolanowym, zapewniającą stabilność i zapobiegającą nadmiernemu ruchowi kości piszczelowej do przodu w stosunku do kości udowej1. Urazy ACL są jednymi z najczęstszych urazów kolana, szczególnie w sportach, które obejmują nagłe zatrzymania, skoki lub zmiany kierunku2. Urazy te mogą wahać się od częściowych rozdarć do całkowitych pęknięć i często wymagają interwencji chirurgicznej w celu optymalnego powrotu do zdrowia3. Jednak nawet po leczeniu chirurgicznym urazy ACL często prowadzą do długotrwałych zmian w stawie, w tym zużycia chrzęstnego, tworzenia się osteofitów i zmian strukturalnych kości podchrzęstnej. Zmiany te łącznie przyczyniają się do zwyrodnienia stawów, powszechnie określanego jako pourazowa choroba zwyrodnieniowa stawów (PTOA)4,5.

Podczas gdy progresja od początkowego uszkodzenia ACL do objawowego PTOA może trwać od 2 lat do nawet 20 lat po urazie, wczesne zmiany w stawach można wykryć w ciągu zaledwie kilku tygodni 6,7,8,9. Jedną z kluczowych cech tych wczesnych zmian jest podwyższona obecność cytokin zapalnych (np. interleukiny (IL)-1, IL-6, czynnika martwicy nowotworu (TNF)) i markerów rozpadu macierzy zewnątrzkomórkowej (np. metaloproteinaz (MMP) i CTX-II). Ocena tych markerów stanu zapalnego i degradacji w płynie maziowym dostarcza kluczowych informacji na temat ostrych i przewlekłych faz patologii stawów. Na przykład poziomy IL-1 i IL-6 osiągają szczyt w płynie maziowym uszkodzonego stawu w ciągu pierwszego miesiąca po urazie. Chociaż poziomy te spadają z czasem, rzadko wracają do normalnego, wyjściowego poziomu, nawet wiele lat po leczeniu 10,11,12. Ta początkowa reakcja prozapalna wyzwala kaskadę uszkodzeń stawów, w tym zapalenie błony maziowej, degradację chrząstki i zmiany biomechaniczne, utrwalając rozpad tkanek i przyspieszając zwyrodnienie stawów. Ponadto ostry stan zapalny po urazie ACL często powoduje wysięk w stawie i obrzęk kolana, czego przykładem jest obrzęk i gromadzenie się płynu w stawie14.

Aby odtworzyć uszkodzenie ACL i zbadać progresję PTOA, szeroko stosowany jest model chirurgicznie indukowanej transsekcji ACL (ACLT) u myszy15,16. Model ten polega na przecięciu ACL w celu symulacji urazu i ocenie wynikających z niego konsekwencji biologicznych i mechanicznych. Model ACLT jest cennym narzędziem do badania odpowiedzi zapalnej, degradacji chrząstki i zmian biomechanicznych po urazie, umożliwiając wgląd w molekularne i komórkowe mechanizmy napędzające PTOA. Ponadto umożliwia ocenę strategii terapeutycznych mających na celu złagodzenie zwyrodnienia stawów i zachowanie ich funkcji. U ludzi analiza mazi stawowej jest szeroko stosowana do monitorowania stanu zapalnego i degradacji chrząstki w czasie, ponieważ uzyskanie płynu maziowego jest stosunkowo proste 17,18. Jednak u myszy pobieranie płynu maziowego po modelach urazów jest trudne. W tym manuskrypcie opisujemy naszą technikę chirurgiczną ACLT i metodę płukania stawu kolanowego do pobierania płynu maziowego w celu oceny markerów stanu zapalnego i degradacji. Przedstawiamy również metodę pomiaru rozmiaru kolana w celu ilościowego określenia obrzęku po urazie stawu. Dodatkowo opisujemy naszą metodę oceny mikrotomografii komputerowej w celu oceny ciężkości PTOA po ACLT. Podejścia te zapewniają uzupełniające się narzędzia do oceny ostrych i przewlekłych skutków uszkodzenia ACL w warunkach przedklinicznych.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie badania na zwierzętach zostały przeprowadzone zgodnie z Wytycznymi dotyczącymi opieki i wykorzystywania zwierząt laboratoryjnych i zostały zatwierdzone przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki nad Zwierzętami i Ich Wykorzystywania w Brigham and Women's Hospital.

1. Przygotowanie zwierząt

UWAGA: Wybór płci myszy powinien być zgodny z celami badania, ponieważ nawet jeśli ACLT niezawodnie indukuje PTOA u obu płci, nasilenie i progresja mogą się różnić.

  1. Przygotowanie znieczulenia: Przygotuj wcześniej roztwór znieczulający ketamino-ksylazynę (KX).
    UWAGA: Można również zastosować znieczulenie wziewne (2% izofluranu).
  2. Kontrola chirurgiczna: Użyj oddzielnej, dopasowanej do wieku, pozorowanej grupy operacyjnej jako kontroli chirurgicznej.
    UWAGA: Kolano przeciwległe nie powinno służyć jako kontrola pozorna, ponieważ może to budzić obawy dotyczące dobrostanu zwierząt. Można go jednak użyć jako zdrowej, nieuszkodzonej grupy kontrolnej w celu ustalenia podstawowych warunków stawów w sparowanych analizach.
  3. Wybór wieku zwierząt: Użyj 8-tygodniowych myszy, aby odzwierciedlić typowy wiek, w którym najczęściej występują łzy ACL. Jednak każda dojrzała szkieletowo mysz może przejść tę procedurę.

2. Opieka przedoperacyjna

UWAGA: Jeśli myszy są transportowane z innego obiektu, przed wykonaniem operacji należy odczekać co najmniej 1 tydzień, aby zaaklimatyzowały się w nowym środowisku.

  1. Upewnij się, że operacja jest wykonywana w sposób aseptyczny, a wszystkie powierzchnie są wysterylizowane (np. przy użyciu sterylnych obłożeń do zakrycia obszarów chirurgicznych) oraz upewnij się, że używasz sterylnych narzędzi i odpowiednich chirurgicznych środków ochrony osobistej (PPE).
  2. Wywołać znieczulenie, podając dootrzewnowe wstrzyknięcie ketaminy (100 mg/kg) i ksylazyny (10 mg/kg).
  3. Po znieczuleniu nałóż lubrykant do oczu i ogol sierść nad kolanem, które ma być operowane, zakrywając przednie i boczne boki od połowy goleni do połowy uda za pomocą małych maszynek do strzyżenia włosów.
    UWAGA: Wybór kolana kończyny tylnej zależy od uznania badacza, w oparciu o łatwość operacji
  4. Upewnij się, że mysz jest w pełni znieczulona i nie reaguje na odruch szczypania palców.
  5. Zdezynfekuj odsłoniętą skórę, nakładając antybakteryjny środek do mycia skóry (np. betadyna i 70% alkohol). Powtórz dezynfekcję 3 razy.
  6. Opioidowy lek przeciwbólowy (np. 0,05 mg/kg buprenorfiny) należy podawać podskórnie w celu analgezji prewencyjnej.
    UWAGA: Lek przeciwbólowy powinien być albo formułą o przedłużonym uwalnianiu, aby zapewnić efekt przeciwbólowy przez 72 godziny po zabiegu, albo powinien być podawany regularnie w tym czasie w celu złagodzenia bólu podczas rekonwalescencji.
  7. Należy podać NLPZ (np. 5 mg/kg meloksykamu) zgodnie z zaleceniami, chyba że podanie NLPZ wpływa na interesujący nas wynik.
  8. Umieść mysz na jej grzbietowej stronie pod mikroskopem preparacyjnym. Upewnij się, że kolano, które ma być operowane, jest skierowane do góry i znajduje się w viewpole mikroskopu.
  9. Przykryj mysz sterylną zasłoną, pozostawiając mały otwór w kształcie dziurki od klucza.
  10. Ustaw nogę, która ma być operowana, z kolanem zgiętym pod kątem około 90° z rzepką skierowaną do góry. Użyj taśmy chirurgicznej, aby utrzymać kolano w zgiętej pozycji.

3. Przecięcie więzadła krzyżowego przedniego

  1. Dostosuj mikroskop, aby ustawić ostrość na rzepce.
  2. Za pomocą kleszczy uszczypnij skórę nad rzepką i wykonaj małe podłużne nacięcie w linii środkowej nad kolanem za pomocą ostrza skalpela. Przedłuż nacięcie do około 1 cm i cofnij skórę, aby odsłonić ścięgno rzepki (ryc. 1A).
  3. Zegnij kolano pod kątem około 120°. Użyj ręki niedominującej, aby utrzymać zgięcie kolana i utrzymać cofnięte krawędzie skóry, ułatwiając wizualizację ścięgna rzepki (ryc. 1B).
  4. Zidentyfikuj przyśrodkową granicę ścięgna rzepki i wykonaj nacięcie ostrzem nr 11 wzdłuż tego brzegu, rozciągając się od jego środka do górnego bieguna rzepki, aby otworzyć torebkę stawową (ryc. 1C-E).
    UWAGA: Jeśli wystąpi krwawienie, delikatnie uciskaj sterylnym bawełnianym wacikiem przez 5-10 sekund, aby kontrolować hemostazę.
  5. Za pomocą kleszczy z końcówką delikatnie chwyć ścięgno rzepki, unosząc lekko do góry i przesuwając się na boki, aby zwichnąć rzepkę i całkowicie odsłonić staw kolanowy (ryc. 1F).
  6. Na tym etapie widoczna będzie poduszeczka tłuszczowa podrzepkowa (IFP) (ryc. 2A). Używając kleszczyków z końcówkami, delikatnie przesuń przyśrodkową część monitora IFP, aby odsłonić ACL, zachowując integralność IFP (rysunek 2B).
    UWAGA: Unika się całkowitego usunięcia IFP, ponieważ odgrywa on rolę w wytwarzaniu markerów stanu zapalnego. Ponieważ model ten koncentruje się na badaniu odpowiedzi zapalnej po urazie, który prowadzi do PTOA, preferowane jest zachowanie IFP. Jeśli wystąpi krwawienie, delikatnie uciskaj sterylnym bawełnianym wacikiem przez 5-10 sekund, aby kontrolować hemostazę.
  7. Utrzymując kolano w zgięciu pod kątem 120 °, zidentyfikuj ACL, który rozciąga się od wewnętrznej powierzchni bocznego kłykcia kości udowej do środka płaskowyżu piszczelowego (ryc. 2C, D).
  8. Za pomocą nożyczek mikrochirurgicznych ostrożnie przeciąć ACL pod wizualizacją mikroskopu, upewniając się, że otaczająca chrząstka, łąkotka i inne więzadła pozostają nienaruszone (ryc. 2E). Na tym etapie model ACLT jest gotowy. W niektórych przypadkach można uwidocznić pozostałości przeciętego ACL (ryc. 2F).
  9. Potwierdź przecięcie ACL, wykonując test przednio-tylnej szuflady. Zegnij kolano pod kątem około 90°, ustabilizuj bliższą kość piszczelową palcami i użyj kleszczy z końcówką, aby delikatnie przyłożyć siłę tylną do dystalnej części kości udowej. Tylne przesunięcie dystalnej części kości udowej potwierdza pomyślne ACLT (ryc. 3).
  10. Ustaw rzepkę i ścięgno rzepki do ich anatomicznej pozycji, lekko podnosząc i przesuwając przyśrodkowo (ryc. 4A, B). Zamknij torebkę stawową pojedynczym szwem za pomocą wchłanialnych szwów 6-0, mocujących mięsień otaczający rzepkę do sąsiedniej przyśrodkowej tkanki mięśniowej. Następnie zamknij skórę za pomocą 2-3 szwów za pomocą wchłanialnych szwów 6-0 (ryc. 4C).
  11. W przypadku operacji pozorowanej należy wykonać tę samą procedurę, ale bez transekcji ACL. Otwórz torebkę stawową i zwichnij rzepkę i IFP zgodnie z opisem. Uwidocznij ACL bez jego przenikania, a następnie wymień rzepkę i IFP, a następnie zamknij torebkę stawową i skórę.

4. Opieka pooperacyjna

  1. Po operacji umieść mysz na poduszce grzewczej i pozwól jej dojść do siebie po znieczuleniu, aż będzie w pełni przytomna.
  2. Gdy mysz będzie już w pełni zdolna do poruszania się, przenieś ją do czystej klatki ze świeżą ściółką w celu regeneracji.
  3. Przez pierwsze 72 godziny po operacji należy ściśle monitorować mysz pod kątem oznak bólu lub niepokoju, w tym: zmian masy ciała (zwykle nie więcej niż 5% spadku), zmniejszonej pielęgnacji lub nadmiernej pielęgnacji wokół miejsca nacięcia, oznak ogólnego pogorszenia stanu zdrowia (takich jak zgarbiona postawa, grymas twarzy lub nieprawidłowe oddychanie) oraz zakażenie rany (w tym obrzęk, wydzielina lub rozejście się rany). W przypadku stosowania meloksykamu należy go podawać co 24 godziny przez 48 godzin.
  4. Po początkowych 72 godzinach po operacji należy utrzymać mysz jak zwykle, aż do punktu końcowego będącego przedmiotem zainteresowania w oparciu o projekt badania.

5. Ocena rozmiaru kolana (obrzęk)

  1. Oceń obrzęk kolana, mierząc przyśrodkowo-boczną szerokość kolana za pomocą suwmiarki z noniuszem (do precyzyjnych i kontrolowanych pomiarów zalecana jest suwmiarka cyfrowa z pokrętłem do precyzyjnej regulacji). Zmierz żywe zwierzę lub sekcję zwłok. Zamykaj zacisk stopniowo, aż delikatnie zetknie się z przyśrodkowymi i bocznymi granicami kolana.
    UWAGA: Chociaż zacisk powinien być dobrze dopasowany, należy uważać, aby nie wywierać nadmiernego nacisku, ponieważ może to ścisnąć kolano i sztucznie zmniejszyć zmierzoną szerokość, prowadząc do niedokładnych wyników. Celem jest utrzymanie prawidłowego dopasowania zacisku bez widocznego uciskania kolana. Dokręcanie powinno się zatrzymać, gdy zaczną się dalsze regulacje mające na celu zmniejszenie rozmiaru kolana (ryc. 5).
  2. Ułóż znieczulone lub poddane eutanazji zwierzę grzbietowo na płaskiej powierzchni, upewniając się, że kolano jest skierowane do góry. Zegnij kolano pod kątem około 90° i utrzymuj tę pozycję. Aby utrzymać kolano w zgięciu, zabezpiecz nogę za pomocą taśmy chirurgicznej lub, jeśli wykonujesz zabieg po eutanazji, szpilki preparucyjnej. Zmierz szerokość kolana za pomocą suwmiarki zgodnie z opisem.
  3. Alternatywnie, jeśli znieczulenie nie jest preferowane, należy wykonać pomiary z wieloma osobami, aby jedna osoba mogła delikatnie przytrzymać zwierzę, podczas gdy druga uzyskała pomiary szerokości kolan.
  4. Aby zapewnić niezawodność, zmierz każde kolano co najmniej dwa razy. Zastosuj tę samą technikę zarówno do kontuzjowanych, jak i przeciwległych (nieuszkodzonych) kolan. Podawaj dane jako różnicę między dwoma kolanami (rozmiar kolana delta), a nie jako wartości bezwzględne, co zmniejsza zmienność wynikającą z techniki pomiaru i różnic w indywidualnym rozmiarze myszy.

6. Pobieranie płynu maziowego (płukanie stawu kolanowego)

  1. Poddaj zwierzę eutanazji przy użyciu zatwierdzonej metody, zgodnie z krajowymi przepisami licencyjnymi, lokalnymi wytycznymi i protokołami eksperymentalnymi. W tym badaniu eutanazję przeprowadzono przy użyciu uduszeniaCO2 , a następnie zwichnięcia szyjki macicy.
  2. Odsłoń staw kolanowy, wykonując przednie podłużne nacięcie nad kolanem, przecinając skórę i leżące pod nią tkanki, aby w pełni odsłonić ścięgno rzepki i rzepkę.
  3. Za pomocą ostrza nr 11 otwórz torebkę stawową wzdłuż przyśrodkowej strony więzadła rzepki, rozciągając się od jego środka do górnej krawędzi rzepki (ryc. 6A, B).
  4. Przemieszcz rzepkę, delikatnie przesuwając ją na boki, aby uzyskać dostęp do przestrzeni stawowej, uważając, aby nie uszkodzić otaczających struktur.
  5. Zegnij kolano pod kątem około 120°, aby upewnić się, że jama stawowa jest dobrze ustawiona do płukania, aby ułatwić zbieranie płynu maziowego (ryc. 6C).
  6. Napełnij probówkę 100 μl soli fizjologicznej buforowanej fosforanami (PBS) w temperaturze pokojowej.
  7. Za pomocą pipety P10 wykonaj seryjne płukanie kolan z 2,5 μl PBS o temperaturze pokojowej (ryc. 6D-F) i dodaj do wstępnie napełnionej probówki, co daje w sumie 8 powtórzeń. Łączna objętość płynu z płukania kolana powinna osiągnąć 120 μL.
  8. Odwirować płyn z płukania kolana w temperaturze 4 °C przez 5 minut w temperaturze 240 g w celu oddzielenia składników komórkowych od supernatantu.
    UWAGA: Komponenty komórkowe mogą być używane do zliczania komórek, analizy CytoSpin lub cytometrii przepływowej. W przypadku analizy metodą cytometrii przepływowej konieczne może być zebranie próbek od wielu zwierząt w celu uzyskania wystarczającej liczby komórek do dokładnej analizy.
  9. Przechowywać supernatant w temperaturze -80 °C do późniejszej analizy.
    UWAGA: W tym badaniu supernatant użyto do analizy multipleksowej cytokin prozapalnych i metaloproteaz macierzy (MMP).

7. Analiza mikrotomografii komputerowej (nasilenie PTOA w dystalnej części kości udowej)

  1. Przygotowanie próbki: Po pobraniu płynu maziowego należy pobrać stawy piszczelowo-udowe, starannie preparując dystalną część kości udowej i bliższą kość piszczelową, upewniając się, że zachowana jest integralność stawu.
    UWAGA: Usuń nadmiar tkanki mięśniowej otaczającej kolano, ale zachowaj ostrożność, aby zachować integralność struktury kości. Zachowaj tkankę maziową, jeśli zapalenie błony maziowej jest analizowane histologicznie; zbierać niezależnie, jeśli markery prozapalne są oceniane za pomocą qPCR.
  2. Utrwalić próbki w 4% paraformaldehydzie (PFA) w temperaturze 4 °C przez 5 dni. Przenieś je do 70% etanolu i przechowuj w temperaturze 4 °C.
  3. Wykonaj skany mikrotomografii komputerowej o wysokiej rozdzielczości przy użyciu następujących parametrów: izotropowy rozmiar woksela 7 μm, napięcie lampy rentgenowskiej 55 kVp, prąd 0,145 mA, czas integracji 600 ms na projekcję.
  4. Po zeskanowaniu wyeksportuj dane microCT jako pliki DICOM w celu dalszej analizy.
  5. Załaduj pliki DICOM do oprogramowania do przetwarzania obrazu w celu wizualizacji, rekonstrukcji 3D i analizy.
  6. Użyj narzędzia do rekonstrukcji 3D, aby ocenić wszystkie obszary kolana, a w widoku strzałkowym dystalnej kości udowej zidentyfikuj cztery obszary zainteresowania (ROI) od tylnego do przedniego w celu oceny (ryc. 9)19 Tylna dolina płytki wzrostu, tylny aspekt szczytu płytki wzrostu, przedni aspekt szczytu płytki wzrostu, i przednie koryto płytki wzrostowej.
  7. Po zidentyfikowaniu ROI wybierz odpowiedni obraz w widoku koronalnym. Powtórz te czynności dla każdego ROI, aby uzyskać w sumie cztery obrazy dla każdego stawu piszczelowo-udowego.
  8. Zapisuj obrazy jako zaślepione pliki w celu bezstronnej analizy.
  9. Stopień nasilenia PTOA na obrazach mikrotomografii koronalnej, jak wcześniej zgłaszano19. Krótko mówiąc, ten półilościowy system punktacji ocenia asymetrię kości udowej, obecność i wielkość osteofitów oraz spłaszczenie kłykcia kości udowej w czterech lokalizacjach anatomicznych. Następnie oceń każdą witrynę w skali od 0 do 6, gdzie 6 oznacza najsurowszą, aby uzyskać łączny możliwy wynik 24. Niech co najmniej dwóch niezależnych, zaślepionych egzaminatorów oceni witrynę i uśredni wyniki, aby uzyskać ostateczny wynik.
    UWAGA: Dwóch niezależnych egzaminatorów powinno oceniać obrazy mikrotomografii komputerowej, a egzaminatorzy muszą być ślepi na warunki eksperymentalne, aby zmniejszyć stronniczość. Ostateczny wynik PTOA jest określany poprzez uśrednienie wyników obu egzaminatorów.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Procedura ACLT jest skuteczną i powtarzalną metodą chirurgiczną wywoływania choroby zwyrodnieniowej stawów w kolanie gryzonia. Po zabiegu ACLT przeprowadzonym w sterylnych warunkach, myszy nie wykazywały żadnych oznak niepokoju lub infekcji w miejscu nacięcia i poruszały się swobodnie bez oznak kulawizny w operowanej kończynie.

Rozmiar kolana mierzono w celu monitorowania obrzęku kolana po ACLT (ryc. 7A). Aby kontrolować różnice w rozmiarze myszy, szerokość zranio...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Ten opis techniki zawiera szczegółową metodę chirurgiczną wywoływania uszkodzeń ACL u myszy poprzez transektację ACL, oferując kontrolowany model do badania PTOA. Model chirurgiczny ACLT jest szeroko stosowanym podejściem przedklinicznym do indukcji PTOA i skutecznie replikuje kluczowe cechy patologiczne obserwowane w urazach ACL u ludzi, w tym zmienioną biomechanikę stawów, zapalenie błony maziowej i degradację chrząstki (ryc. 7 i ryc. 8)15,16,...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
1x sól fizjologiczna buforowana fosforanami (PBS)Cytiva (Cytiwa)SH30256.02
4% paraformaldehyduFisher NaukowyAAJ19943K2
70% etanoluFisher NaukowyBP82031GAL
Wchłanialne szwy 6-0Patterson Zaopatrzenie weterynaryjne07-893-1916
Kleszcze tępo-końcówkowe Narzędzia naukowe11051-10
Waciki bawełnianeFisher Naukowy22-029-685
Mikroskop preparacyjnyMikrosystemy LeicaM165 FC
Elektryczna maszynka do goleniaBraintree Naukowe CLP-9961
Chusteczki z etanolemFisher Naukowy22-246073
Ethiqa XR (buprenorfina SR)Okładka721171,3 mg/ml
Smar do oczuPatterson Zaopatrzenie weterynaryjneNC1701236 
Cienkie nożyczkiNarzędzia naukowe14061-10
Poduszka grzewczaFisher NaukowyNC1061604
HorosHoroshorosproject.org
Izofluran Patterson Zaopatrzenie weterynaryjne07-890-8115
KetaminaPatterson Zaopatrzenie weterynaryjne07-890-8598
MeloksykamPatterson Zaopatrzenie weterynaryjne07-893-75655 mg/ml
Test multipleksowyMesoScaleDiscoveryK15069M-1
Uchwyt na igłęDorsz36-2000
Skalpel nr 11 Narzędzia naukowe10011-00
Pipeta P10GilsonF144055M
Końcówki do pipet P10Fisher Naukowy02-707-439
Pałeczka do wacików powidonowo-jodowychLinia medlineMDS093901ZZ
Scanco Medical & System CT-35Skanhttps://www.scanco.ch/systems-overview.html7 i cienkie; &mikro; m rozmiar woksela, 55 kVp, 0,145 i cienki; mA, 600  Ms
Sterylne obłożeniaMcKesson General MedicalNC2032042
Chirurgiczna maska na twarzFisher Naukowy18-048-010
Rękawice chirurgiczneBisZobacz materiał 7823PF
Taśma chirurgicznaPatterson Zaopatrzenie weterynaryjne07-888-0614
StrzykawkiBD3096231 ml
Nożyczki sprężynowe VannasŚwiatowe instrumenty precyzyjne501778Ostrza 3 mm
Vernier capilerNeiko Numer katalogowy: 01407A
Ksylazyna Patterson Zaopatrzenie weterynaryjne07-893-8424

Bibliografia

  1. Furman, W., Marshall, J. L., Girgis, F. G. The anterior cruciate ligament: a functional analysis based on postmortem studies. J Bone Joint Surg Am. 58 (2), 179-185 (1976).
  2. Shimokochi, Y., Shultz, S. J. Mechanisms of noncontact anterior cruciate ligament injury. J Athl Train. 43 (4), 396-408 (2008).
  3. Engler, I. D., et al. Trends in anterior cruciate ligament reconstruction techniques and postoperative care among leaders in the field: a survey of the Herodicus Society. Orthop J Sports Med. 12 (10), 23259671241274770(2024).
  4. Amano, K., et al. Synovial fluid profile at the time of anterior cruciate ligament reconstruction and its association with cartilage matrix composition 3 years after surgery. Am J Sports Med. 46 (4), 890-899 (2018).
  5. Anderson, D. D., et al. Posttraumatic osteoarthritis: improved understanding and opportunities for early intervention. J Orthop Res. 29 (6), 802-809 (2011).
  6. MOON Group. The clinical radiographic incidence of posttraumatic osteoarthritis 10 years after anterior cruciate ligament reconstruction: data from the MOON nested cohort. Am J Sports Med. 49 (5), 1251-1261 (2021).
  7. Cinque, M. E., Dornan, G. J., Chahla, J., Moatshe, G., LaPrade, R. F. High rates of osteoarthritis develop after anterior cruciate ligament surgery: an analysis of 4108 patients. Am J Sports Med. 46 (8), 2011-2019 (2018).
  8. Nelson, F., et al. Early posttraumatic osteoarthritis-like changes in human articular cartilage following rupture of the anterior cruciate ligament. Osteoarthr Cartil. 14 (2), 114-119 (2006).
  9. Davidson, E. J., et al. Chondral injury associated with ACL injury: assessing progressive chondral degeneration with morphologic and quantitative MRI techniques. Sports Health. 16 (5), 722-734 (2024).
  10. Marks, P. H., Donaldson, M. L. C. Inflammatory cytokine profiles associated with chondral damage in the anterior cruciate ligament-deficient knee. Arthroscopy. 21 (11), 1342-1347 (2005).
  11. Lohmander, L. S., Atley, L. M., Pietka, T. A., Eyre, D. R. The release of crosslinked peptides from type II collagen into human synovial fluid is increased soon after joint injury and in osteoarthritis. Arthritis Rheum. 48 (11), 3130-3139 (2003).
  12. Palmieri-Smith, R. M., Wojtys, E. M., Potter, H. G. Early cartilage changes after anterior cruciate ligament injury: evaluation with imaging and serum biomarkers-a pilot study. Arthroscopy. 32 (7), 1309-1318 (2016).
  13. Leite, C. B. G., Merkely, G., Charles, J. F., Lattermann, C. From inflammation to resolution: specialized pro-resolving mediators in posttraumatic osteoarthritis. Curr Osteoporos Rep. , (2023).
  14. Kikuchi, N., et al. Joint effusion at 3 months after anterior cruciate ligament reconstruction is associated with reinjury. Knee Surg Sports Traumatol Arthrosc. 31 (5), 1798-1804 (2023).
  15. Lorenz, J., Grässel, S. Experimental osteoarthritis models in mice. Methods Mol Biol. 1194, 401-419 (2014).
  16. Hayami, T., et al. Characterization of articular cartilage and subchondral bone changes in the rat anterior cruciate ligament transection and meniscectomized models of osteoarthritis. Bone. 38 (2), 234-243 (2006).
  17. Lattermann, C., et al. Logistical challenges and design considerations for studies using acute anterior cruciate ligament injury as a potential model for early posttraumatic osteoarthritis. J Orthop Res. 35 (3), 641-650 (2017).
  18. Lattermann, C., et al. Biomarkers on the day of ACL reconstruction and sex predictive of knee-related quality of life at 2-year follow-up. Orthop J Sports Med. 5 (3 Suppl 3), 2325967117(2017).
  19. Leite, C. B. G., et al. Maresin 1-LGR6 axis mitigates inflammation and posttraumatic osteoarthritis after transection of the anterior cruciate ligament in mice. Osteoarthr Cartil. , (2025).
  20. Glasson, S. S., Chambers, M. G., Van Den Berg, W. B., Little, C. B. The OARSI histopathology initiative: recommendations for histological assessments of osteoarthritis in the mouse. Osteoarthr Cartil. 18 (Suppl 3), S17-S23 (2010).
  21. Armstrong, A. R., Carlson, C. S., Rendahl, A. K., Loeser, R. F. Optimization of histologic grading schemes in spontaneous and surgically-induced murine models of osteoarthritis. Osteoarthr Cartil. 29 (4), 536-546 (2021).
  22. Gilbert, S. J., et al. Inflammatory and degenerative phases resulting from anterior cruciate rupture in a non-invasive murine model of posttraumatic osteoarthritis. J Orthop Res. , (2018).
  23. Braza-Boïls, A., Alcaraz, M. J., Ferrándiz, M. L. Regulation of the inflammatory response by tin protoporphyrin IX in the rat anterior cruciate ligament transection model of osteoarthritis. J Orthop Res. 29 (9), 1375-1382 (2011).
  24. Shen, P. -C., et al. Lentiviral small hairpin RNA knockdown of macrophage inflammatory protein-1γ ameliorates experimentally induced osteoarthritis in mice. Hum Gene Ther. 24 (10), 871-882 (2013).
  25. Irie, K., Uchiyama, E., Iwaso, H. Intraarticular inflammatory cytokines in acute anterior cruciate ligament injured knee. Knee. 10 (1), 93-96 (2003).
  26. Swärd, P., Frobell, R., Englund, M., Roos, H., Struglics, A. Cartilage and bone markers and inflammatory cytokines are increased in synovial fluid in the acute phase of knee injury (hemarthrosis): a cross-sectional analysis. Osteoarthr Cartil. 20 (11), 1302-1308 (2012).
  27. Christiansen, B. A., et al. Non-invasive mouse models of posttraumatic osteoarthritis. Osteoarthr Cartil. 23 (10), 1627-1638 (2015).
  28. Proffen, B. L., McElfresh, M., Fleming, B. C., Murray, M. M. A comparative anatomical study of the human knee and six animal species. Knee. 19 (4), 493-499 (2012).
  29. Chu, C. R., Szczodry, M., Bruno, S. Animal models for cartilage regeneration and repair. Tissue Eng Part B Rev. 16 (1), 105-115 (2010).
  30. Huang, L., et al. Early changes in osteochondral tissues in a rabbit model of posttraumatic osteoarthritis. J Orthop Res. 39 (12), 2556-2567 (2021).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Przeglądaj więcej artykułów

przecięcie ACLzapalenie kolanadegradacja chrząstkiobrazowanie MicroCTrekrutacja leukocytówinterleukina 1 beta
Przecięcie więzadła krzyżowego przedniego i płukanie płynu maziowego w modelu gryzoni w celu zbadania zapalenia stawów i pourazowej choroby zwyrodnieniowej stawów
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.