Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Ocena miażdżycy w aorcie u myszy z wstrzyknięciem AAV8-PCSK9 za pomocą barwienia olejem czerwonym O

1.6K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/68795

⸱

8 sierpnia 2025

 , 
1Department of Endocrinology, The First Affiliated Hospital of USTC, Division of Life Sciences and Medicine, University of Science and Technology of China, 2Anhui Provincial Key Laboratory of Metabolic Health and Panvascular Diseases

W tym artykule

Podsumowanie

Ten protokół opisuje krok po kroku metodę preparowania, perfuzji, barwienia, obrazowania i ilościowego oznaczania zmian miażdżycowych en face w aorcie myszy za pomocą barwienia czerwienią olejową O.

Streszczenie

Modele mysie od dawna są podstawowymi narzędziami w badaniach nad miażdżycą, dostarczając krytycznych informacji na temat molekularnych i komórkowych mechanizmów leżących u podstaw powstawania płytki nazębnej, metabolizmu lipidów i stanów zapalnych układu krążenia. Poza myszami Apoe-/- lub Ldlr-/-, wstrzyknięcie AAV8-PCSK9D377Y normalnym myszom C57BL / 6J z jednoczesnym karmieniem dietą typu zachodniego jawi się jako powszechnie stosowany model do badań translacyjnych w miażdżycy. Barwienie olejem czerwonym O jest podstawową techniką wizualizacji akumulacji neutralnych lipidów w tkankach naczyniowych. Jego prostota, opłacalność i wysoka czułość w wykrywaniu zmian lipidowych sprawiają, że jest to złoty standard w ocenie obciążenia blaszką miażdżycową w badaniach przedklinicznych. W tym badaniu zapewniamy szczegółowy, powtarzalny protokół rozwarstwienia, perfuzji, otwarcia podłużnego, barwienia czerwienią olejową O, obrazowania i półautomatycznej kwantyfikacji obciążenia miażdżycowego w aorcie en face, bez konieczności stosowania szpilek lub skomplikowanych etapów montażu. Nasze wyniki pokazują, że połączenie wstrzyknięcia AAV8-PCSK9D377Y i żywienia dietą typu zachodniego skutecznie indukuje znaczne powstawanie zmian miażdżycowych u myszy, a barwienie en face Oil Red O jest wiarygodną i wydajną techniką oceny odkładania się lipidów i obciążenia płytką nazębną. Co więcej, chociaż protokół ten jest zoptymalizowany pod kątem modelu indukowanego przez AAV8-PCSK9 u myszy C57BL/6J, można go łatwo dostosować do stosowania w innych modelach i gatunkach, takich jak myszy Apoe-/-, myszy Ldlr-/- i złote chomiki syryjskie Ldlr-/-.

Wprowadzenie

Miażdżyca, charakteryzująca się odkładaniem się lipidów i stanem zapalnym w obrębie wewnętrznej części tętnicy, stanowi patologiczne podłoże choroby wieńcowej i szerokiego zakresu chorób sercowo-naczyniowych (CVD), w tym zawału mięśnia sercowego i udaru mózgu1,2,3,4. Choroby układu krążenia pozostają główną przyczyną zachorowalności i śmiertelności na całym świecie, stanowiąc znaczne globalne obciążenie zdrowotne i ekonomiczne3,5. Miażdżyca, jako główna patologiczna podstawa CVD, przyciągnęła szeroką uwagę badawczą mającą na celu odkrycie mechanizmów leżących u jej podstaw i opracowanie skutecznych strategii terapeutycznych. Modele mysie odgrywają kluczową rolę w wyjaśnianiu mechanizmów leżących u podstaw miażdżycy oraz w ocenie potencjalnych interwencji terapeutycznych6. Opracowanie modeli zwierzęcych odegrało zasadniczą rolę w pogłębieniu naszej wiedzy na temat miażdżycy, umożliwiając naukowcom analizę zaangażowanych mechanizmów komórkowych i molekularnych oraz ocenę pojawiających się strategii terapeutycznych6,7. Klasyczne mysie modele miażdżycy, takie jak myszy z niedoborem apolipoproteiny E (Apoe−/−) i myszy z niedoborem receptora lipoprotein o niskiej gęstości (Ldlr−/−), od dawna są stosowane do wywoływania hiperlipidemii i silnego tworzenia płytki nazębnej. Jednak generowanie i utrzymywanie tych genetycznie zmodyfikowanych linii wymaga intensywnego rozmnażania, co może być czasochłonne i ograniczać elastyczność eksperymentalną8,9,10. Aby przezwyciężyć te ograniczenia, na znaczeniu zyskało alternatywne podejście wykorzystujące serotyp 8 wirusa związanego z adenowirusem, kodujący mutację polegającą na wzmocnieniu funkcji w konwertazie proproteiny subtylizyny/keksyny typu 9 (AAV8-PCSK9D377Y). Po podaniu myszom C57BL/6J typu dzikiego w połączeniu z dietą wysokotłuszczową i wysokocholesterolową typu zachodniego, metoda ta skutecznie indukuje hipercholesterolemię i zmiany miażdżycowe w stosunkowo krótkim czasie - bez potrzeby skomplikowanych krzyżówek genetycznych lub krzyżowania wstecznego w tłach podatnych na miażdżycę9,11. Pomimo swoich zalet, model AAV8-PCSK9 ma pewne ograniczenia, które zasługują na rozważenie. Warto zauważyć, że na stopień hipercholesterolemii i rozwój zmian miażdżycowych mogą mieć wpływ takie zmienne, jak dawka wirusa i sposób podawania, które mogą wprowadzać zmienność między zwierzętami i wpływać na odtwarzalność wyników eksperymentalnych11.

Aby ocenić obciążenie chorobą w takich modelach, barwienie aorty en face Oil Red O zapewnia dobrze sprawdzoną, czułą technikę wizualizacji i ilościowego określania bogatych w lipidy zmian miażdżycowych wzdłuż powierzchni światła układu krwionośnego12,13. Podejście to oferuje zarówno dane jakościowe, jak i ilościowe i jest szeroko stosowane w badaniach przedklinicznych do oceny skutków manipulacji genetycznej, interwencji farmakologicznej lub modulacji diety14.

W tym badaniu prezentujemy praktyczny i powtarzalny protokół izolacji, perfuzji, otwarcia podłużnego, barwienia czerwienią olejową O, obrazowania i półautomatycznej kwantyfikacji zmian miażdżycowych w aortach myszy z pełnym wierzchowaniem. W tym protokole AAV8-PCSK9D377Y podaje się w dawce 5 × 1011 genomów wektorowych (vg) na mysz poprzez wstrzyknięcie do żyły ogonowej. W połączeniu z dietą typu zachodniego (WD) zawierającą 40% kcal z tłuszczu i 1,25% cholesterolu, w ciągu 12-16 tygodni można zaobserwować silny rozwój zmian miażdżycowych. Protokół usprawnia każdy etap procesu, eliminując potrzebę przypinania tkanek do powierzchni wosku, a zamiast tego stosując uproszczoną technikę spłaszczania, która zmniejsza zmienność i wymagania techniczne. Metoda jest nie tylko zoptymalizowana pod kątem modelu indukowanego AAV8-PCSK9D377Y u myszy C57BL/6J, ale jest również łatwo stosowana do innych powszechnie stosowanych modeli miażdżycy, w tym myszy Apoe-/- i Ldlr-/-, a także Ldlr-/- syryjskich chomików złotych15,16,17,18,19, które okazały się obiecującym modelem ze względu na ich metabolizm lipidów podobny do ludzkiego.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie procedury na zwierzętach zostały przeprowadzone zgodnie z wytycznymi przedstawionymi w NIH i zostały zatwierdzone przez Komitet Etyki Zwierząt Uniwersytetu Nauki i Technologii w Chinach (Zatwierdzenie Etyki No. USTCACUC27120124102).

UWAGA: Wszystkie procedury związane z AAV8-PCSK9 powinny być przeprowadzane w certyfikowanym komorze bezpieczeństwa biologicznego klasy II w warunkach poziomu bezpieczeństwa biologicznego 2 (BSL-2). Personel musi nosić odpowiednie środki ochrony osobistej (PPE), w tym fartuch laboratoryjny, rękawice jednorazowe i okulary ochronne.

1. Indukcja miażdżycy u myszy

  1. Wstrzyknąć dożylnie 8-tygodniowej myszy C57BL/6J AAV8-PCSK9D377Y (5 × 1011 vg/mysz przez żyłę ogonową).
  2. Natychmiast po wstrzyknięciu należy umieścić mysz na WD (zawierającym 40% kcal z tłuszczu i 1,25% cholesterolu).
  3. Karm mysz WD przez 12-16 tygodni, aby wywołać powstawanie zmian miażdżycowych.
    UWAGA: Powszechnie stosowany jest 12-tygodniowy okres karmienia i wykazano, że indukuje wyraźne tworzenie się blaszek miażdżycowych, szczególnie w modelach indukowanych przez AAV8-PCSK9. Dłuższy czas trwania (np. 16 tygodni) może skutkować bardziej zaawansowanymi zmianami, a optymalny punkt czasowy powinien być wybrany na podstawie konkretnych celów eksperymentalnych.
  4. Regularnie monitoruj masę ciała, ogólny stan zdrowia i poziom lipidów w osoczu przez cały okres karmienia. W celu profilowania lipidowego należy pobrać próbki krwi na początku badania i w wybranych punktach czasowych (np. co 4 tygodnie) poprzez krwawienie z żyły podżuchwowej lub ogonowej w krótkim znieczuleniu izofluranowym.

2. Eutanazja i perfuzja

  1. Podawać pentobarbital sodu (200 mg/kg, wstrzyknięcie dootrzewnowe) w celu eutanazji myszy.
  2. Otwórz klatkę piersiową, aby odsłonić serce.
  3. Wykonać nacięcie w uszku prawego przedsionka i przelać zimną sól fizjologiczną buforowaną fosforanami (PBS, około 10 ml) przez lewą komorę za pomocą igły 21 G, aby wypłukać krew.

3. Rozwarstwienie aorty

  1. Usuń nadmiar tkanek, takich jak płuca i grasica, aby odsłonić aortę piersiową od serca do przepony.
  2. Użyj cienkich nożyczek preparacyjnych i precyzyjnych kleszczy, aby usunąć otaczającą tkankę tłuszczową wokół łuku aorty. Delikatnie podnieś tkankę tłuszczową otaczającą podstawę aorty piersiowej w pobliżu przepony. Wyciąć wzdłuż korzenia tkanki tłuszczowej za pomocą cienkich nożyczek preparujących (upewniając się, że struktura naczyniowa nie jest uszkodzona), kontynuując sekcję w górę do łuku aorty, aby całkowicie odsłonić naczynie aorty.
    UWAGA: Dysocjacja okołonaczyniowej tkanki tłuszczowej od aorty ma kluczowe znaczenie i sugeruje się, aby ten krok wykonać z aortą in situ (przed wycięciem z myszy), ponieważ wypreparowanie tłuszczu okołonaczyniowego z aorty jest technicznie trudne po wypreparowaniu aorty i umieszczeniu jej w PBS.
  3. Przeciąć naczynie u podstawy aorty piersiowej za pomocą precyzyjnych nożyczek. Podnieś odcięty koniec za pomocą kleszczy i wypreparuj w górę wzdłuż naczynia w kierunku łuku aorty. Przeciąć trzy główne gałęzie aorty w odpowiedniej odległości.
  4. Transekt w korzeniu aorty w celu oddzielenia aorty piersiowej od serca, izolując cały segment do dalszej analizy.
  5. Przenieść wycięte naczynie do wstępnie schłodzonego 4% roztworu paraformaldehydu (PFA) i inkubować w temperaturze 4 °C przez noc (12-16 godzin). Aby ustandaryzować obsługę i ułatwić przetwarzanie wsadowe, podczas utrwalania należy umieszczać poszczególne aorty w dołkach płytki 24- lub 48-dołkowej.
    UWAGA: Należy unikać długotrwałego utrwalania (powyżej 24 godzin), ponieważ nadmierna inkubacja w PFA może spowodować stwardnienie naczynia, utrudniając cięcie wzdłużne i dalszą analizę.
    UWAGA: 4% PFA jest toksycznym i lotnym utrwalaczem, który stwarza ryzyko narażenia dróg oddechowych i skóry. Wszystkie czynności związane z utrwalaniem PFA muszą być wykonywane w dygestoriach podczas noszenia środków ochrony indywidualnej, w tym rękawic nitrylowych, fartucha laboratoryjnego i okularów ochronnych. Unikać wdychania i kontaktu ze skórą. Zużyty roztwór PFA powinien być zbierany w wyznaczonych pojemnikach na odpady formaldehydu, wyraźnie oznakowany i utylizowany jako niebezpieczne odpady chemiczne przez instytucjonalną lub licencjonowaną firmę zajmującą się utylizacją odpadów chemicznych.

4. Barwienie czerwienią olejową O

  1. Przemyj stałe aorty trzy razy PBS, aby usunąć resztki PFA.
  2. Jak pokazano w Rysunek 1, otwórz aortę wzdłużnie pod mikroskopem preparacyjnym za pomocą cienkich nożyczek, zaczynając od korzenia aorty wzdłuż wewnętrznej krzywizny. Alternatywnie należy otworzyć aortę przed mocowaniem, co może ułatwić łatwiejsze rozkładanie i ustawianie naczynia podczas montażu. W razie potrzeby otwórz podłużnie główne gałęzie łuku aorty - takie jak tętnica ramienno-głowowa (BCA), prawa tętnica szyjna (RCA) i lewa tętnica podobojczykowa - aby odsłonić dodatkowe obszary11. Zachowaj ostrożność na tym etapie, ponieważ płytki nazębne w tych obszarach mogą się oderwać lub ulec uszkodzeniu.
    UWAGA: Każde podejście można wybrać w oparciu o preferencje operatora i stan tkanki.
  3. Przygotować roztwór roboczy Oil Red O, rozcieńczając 0,5% zapas izopropanolu wodą dejonizowaną w stosunku 3:2 (v/v, stężenie końcowe 0,3%). Inkubować w łaźni wodnej o temperaturze 37 °C przez 5 minut, aby całkowicie rozpuścić barwnik.
  4. Przefiltrować przez membranę 0,22-0,45 μm, aby usunąć osady. Roztwór należy przechowywać w łaźni wodnej o temperaturze 37 °C do czasu użycia.
  5. Usuń PBS z każdej studzienki. Dodaj roztwór roboczy Oil Red O, aby całkowicie zanurzyć aortę. Inkubować w temperaturze pokojowej (RT) przez 10 minut.
  6. Po inkubacji odessać roztwór i natychmiast dodać 1 ml 60% izopropanolu do każdej studzienki. Umieść talerz na shakerze i delikatnie zamieszaj, aby umyć.
  7. Po około 30 sekundach, gdy obszary naczynia nieuszkodzone wydają się przezroczyste, przerwij płukanie, odsysając izopropanol. Przepłukać próbki dwukrotnie PBS.
  8. Po zabarwieniu czerwienią olejową O, w razie potrzeby należy przyciąć pozostałą okołonaczyniową tkankę tłuszczową. Na tym etapie tkanka tłuszczowa jest zazwyczaj dobrze wybarwiona i wizualnie odróżnialna, co pozwala na dokładniejszą identyfikację i usunięcie bez naruszania integralności ściany naczynia.
  9. Po barwieniu czerwienią olejową O, otwórz aortę wzdłużnie i ostrożnie zamontuj ją płasko na szklanym szkiełku w celu natychmiastowego zobrazowania pod mikroskopem stereoskopowym.
  10. Alternatywnie, przed obrazowaniem należy przechowywać próbki przez krótki czas w PBS w temperaturze 4 °C. W przypadku tętnic, które są trudne do spłaszczenia, przypnij naczynia do czarnej płytki woskowej za pomocą cienkich igieł, aby zapewnić optymalne ustawienie i przejrzystość. W celu długotrwałej konserwacji zamontuj witraże na szkiełkach podstawowych, uszczelnij je żelatyną glicerolową, a następnie zobrazuj je bezpośrednio.
    UWAGA: Przebarwione aorty przenieść na nową płytkę w celu umycia, aby uniknąć zanieczyszczenia resztkami Oil Red O.
    UWAGA: Olej czerwony O jest lipofilowym barwnikiem zwykle przygotowywanym w izopropanolu, który jest łatwopalny i drażniący. Z roztworami ORO należy obchodzić się w dygestoriach chemicznych, aby uniknąć wdychania oparów. Unikać kontaktu ze skórą i oczami. Roztwory barwiące Oil Red O należy zbierać oddzielnie w pojemnikach na łatwopalne odpady chemiczne. Utylizować zgodnie z lokalnymi przepisami dotyczącymi utylizacji odpadów niebezpiecznych.

5. Obrazowanie

  1. Zamontuj przebarwione aorty na białym tle, aby zwiększyć kontrast. Utrzymuj elastyczność statku.
    UWAGA: Tło o wysokim kontraście ułatwia skuteczniejsze rozpoznawanie płytki nazębnej za pomocą oprogramowania do analizy obrazu. Inne kolory tła mogą być również używane w zależności od preferencji użytkownika.
  2. Zobrazuj całą aortę za pomocą skanera płaskiego lub mikroskopu preparacyjnego z kamerą o wysokiej rozdzielczości.
  3. Zapewnij równomierne oświetlenie i spójne powiększenie wszystkich próbek (np. powiększenie od 6 do 8 razy). Jeśli aorta wyschnie podczas obrazowania, należy ją ponownie nawodnić za pomocą chusteczek z kiwi nasączonych solą fizjologiczną lub PBS.

6. Kwantyfikacja zmian miażdżycowych

  1. Otwórz obraz w ImageJ. W poniższych krokach opisano procedurę analizy na przykładzie ImageJ.
    UWAGA: Inne oprogramowanie do analizy obrazu (np. Zeiss Zen, Fiji) może być również używane w zależności od preferencji użytkownika i dostępności.
  2. Ustaw skalę za pomocą znanego odniesienia (np. podziałki liniowej lub linijki). Użyj narzędzia Linia prosta, aby narysować znaną odległość. Przejdź do opcji Analizuj > ustaw skalę, wprowadź odległość i jednostki, wybierz opcję Globalna i kliknij przycisk OK.
  3. Użyj narzędzia Wielokąt lub Zaznaczanie odręczne, aby obrysować cały obszar aorty.
  4. Zmierz obszar za pomocą funkcji Analizuj > Mierz.
  5. Zidentyfikuj obszary blaszki miażdżycowej za pomocą opcji Image > Dostosuj próg koloru >. Dostosuj nasycenie i jasność, aby wyizolować obszary O-dodatnie w kolorze czerwieni oleju.
  6. Kliknij przycisk Wybierz, aby wygenerować binarne zaznaczenie poplamionych obszarów. Zmierz wybrane regiony za pomocą funkcji Analizuj > Mierz. Zastosuj te same ustawienia progowe do wszystkich obrazów w partii.
    UWAGA: Biorąc pod uwagę, że resztkowy tłuszcz lub artefakty mogą powodować fałszywie dodatnie barwienie, użytkownicy mogą zdecydować się na ręczne lub półautomatyczne definiowanie obszarów płytki nazębnej w oparciu o ich specyficzne potrzeby eksperymentalne i jakość obrazu. Ręczne śledzenie obszaru płytki nazębnej można przeprowadzić przy użyciu tej samej metody, co przy określaniu całkowitej powierzchni naczynia.
  7. Eksportuj wyniki (File > Save As > Results) jako .csv do dalszej analizy.
  8. Wyraź obszar płytki nazębnej jako obszar płytki nazębnej/całkowity obszar aorty × 100%. Aby uzyskać dokładniejszą ocenę obciążenia blaszką miażdżycową, należy określić ilościowo powierzchnię blaszki miażdżycowej według regionów anatomicznych (np. łuk aorty, zwłaszcza mniejsza krzywizna i całkowita aorta) i wyrazić wyniki jako procent powierzchni blaszki miażdżycowej w stosunku do całkowitej powierzchni każdego odpowiedniego obszaru: powierzchnia blaszki miażdżycowej (%) = (powierzchnia blaszki miażdżycowej / całkowita powierzchnia obszaru) × 100%.
    UWAGA: Aby zminimalizować potencjalne odchylenie, zalecana jest analiza zaślepiona. W przypadku analizy dużej liczby obrazów cały przepływ pracy od progowania do pomiaru można zautomatyzować za pomocą rejestratora makr (wtyczki > makra > rekordu) i przetwarzać zbiorczo za pomocą makra > wsadowego > makra. Umożliwia to wydajną i powtarzalną analizę o wysokiej przepustowości.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Aby ocenić stopień odkładania lipidów w ścianie aorty, wykonano barwienie en face Oil Red O aort wyizolowanych od samców myszy C57BL/6J, którym wstrzyknięto AAV8-PCSK9D377Y i które przez 12 tygodni otrzymywały dietę typu Western, wraz z dopasowanymi wiekowo myszami kontrolnymi. Po systemowej perfuzji PBS i starannym preparowaniu, całe aorty zostały ostrożnie rozcięte wzdłuż i zabarwione Oil Red O w celu wizualizacji atherosclerotic lesions bogatych w lipidy. Całościowa procedura eksperymentalna została przedst...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Opisana w tym badaniu metoda barwienia en face Oil Red O oferuje solidne, powtarzalne i efektywne czasowo podejście do oceny obciążenia zmianami miażdżycowymi w całej aorcie. W tym badaniu specjalnie wybraliśmy łuk aorty i aortę piersiową jako obszary zainteresowania do analizy płytki nazębnej, a nie całą aortę. Decyzja ta była podyktowana naturą AAV8-PCSK9D377Y model20, który zazwyczaj powoduje mniej rozległe tworzenie blaszek miażdżycowych w porównaniu z klasycznymi modelami nokautu g...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

To badanie było wspierane przez granty z Narodowej Fundacji Nauk Przyrodniczych Chin (Granty nr 82370444).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Myszy C57BL/6JGemPharmatech NR N000013
  4% paraformaldehydBeyotimeP0099Do utrwalania
tkanek AAV8-PCSK9D377Y cząsteczki wirusa WzbiopAV208001Aby wywołać miażdżycę
Drobne kleszczeNarzędzia naukowenr 11254-20Do rozwarstwienia aorty
ImageJNIH1.47
IsopropanolSangon biotechA600918Aby oczyścić nadmiar oleju czerwony
Czerwony olej O 0,5% roztwór w izopropanoluPoly Scientific R& D CorpS1849-32OZDo barwienia czerwienią olejową O
Sól fizjologiczna buforowana fosforanamiServicebioG4202Do perfuzji i czyszczenia aort
Nożyczki sprężynoweNarzędzia do nauki o naborzenr 15003-08Do rozwarstwiania aorty
Mikroskop stereoskopowyMshotMZ62Do rozwarstwiania aorty i obrazowania
Dieta zachodnia Dieta badawczaD12108CW celu wywołania miażdżycy

Bibliografia

  1. Libby, P., et al. Atherosclerosis. Nat Rev Dis Primers. 5 (1), 56(2019).
  2. Björkegren, J. L. M., Lusis, A. J. Atherosclerosis: Recent developments. Cell. 185 (10), 1630-1645 (2022).
  3. Libby, P. The changing landscape of atherosclerosis. Nature. 592 (7855), 524-533 (2021).
  4. Wang, Z., Chen, S., Zhang, F., Akhmedov, S., Weng, J., Xu, S. Prioritization of Lipid Metabolism Targets for the Diagnosis and Treatment of Cardiovascular Diseases. Research (Wash D C). (8), 0618(2025).
  5. GBD 2021 Stroke Risk Factor Collaborators. Global, regional, and national burden of stroke and its risk factors, 1990-2021: A systematic analysis for the global burden of disease study 2021. Lancet Neurol. 23 (10), 973-1003 (2024).
  6. Von Scheidt, M., et al. Applications and limitations of mouse models for understanding human atherosclerosis. Cell Metab. 25 (2), 248-261 (2017).
  7. Gisterå, A., Ketelhuth, D. F. J., Malin, S. G., Hansson, G. K. Animal models of atherosclerosis-supportive notes and tricks of the trade. Circ Res. 130 (12), 1869-1887 (2022).
  8. Emini Veseli, B., et al. Animal models of atherosclerosis. Eur J Pharmacol. 816, 3-13 (2017).
  9. Ilyas, I., et al. Mouse models of atherosclerosis in translational research. Trends Pharmacol Sci. 43 (11), 920-939 (2022).
  10. Jiang, H., et al. Innovative atherosclerosis models: Advancing pathophysiology and translational research. Research (Wash D C). 8, 0617(2025).
  11. Bjørklund, M. M., et al. Induction of atherosclerosis in mice and hamsters without germline genetic engineering. Circ Res. 114 (11), 1684-1689 (2014).
  12. Chen, P. -Y., Qin, L., Simons, M. Imaging and analysis of oil red o-stained whole aorta lesions in an aneurysm hyperlipidemia mouse model. J Vis Exp. (183), e61277(2022).
  13. Nunnari, J. J., Zand, T., Joris, I., Majno, G. Quantitation of oil red o staining of the aorta in hypercholesterolemic rats. Exp Mol Pathol. 51 (1), 1-8 (1989).
  14. Xu, S., et al. The novel coronary artery disease risk gene jcad/kiaa1462 promotes endothelial dysfunction and atherosclerosis. Eur Heart J. 40 (29), 2398-2408 (2019).
  15. Sun, L., et al. Endothelial MICU1 protects against vascular inflammation and atherosclerosis by inhibiting mitochondrial calcium uptake. J Clin Invest. 135 (7), e181928(2025).
  16. Su, M., et al. Endothelial IGFBP6 suppresses vascular inflammation and atherosclerosis. Nat Cardiovasc Res. 4 (2), 145-162 (2025).
  17. Zhang, Z., et al. A natural small molecule isoginkgetin alleviates hypercholesterolemia and atherosclerosis by targeting acly. Theranostics. 15 (10), 4325-4344 (2025).
  18. Zhao, Y., et al. Small rodent models of atherosclerosis. Biomed Pharmacother. 129, 110426(2020).
  19. Zhang, F., Yin, Y., Weng, J., Xu, S. Cepharanthine aggravated atherosclerosis and liver injury in Apoe−/− and Ldlr−/− mice. Cardiol Plus. 10 (1), 23-33 (2025).
  20. Liu, M. -N., et al. Revisiting the role of GDF15 in atherosclerosis in mouse and human. Acta Pharmacol Sin. , doi: 10.1038/s41401-025-01561-3 (2025).
  21. Balamurugan, K., et al. Protocol to evaluate hyperlipidemia in zebrafish larvae. STAR Protoc. 3 (4), 101819(2022).
  22. Schneider, C. A., Rasband, W. S., Eliceiri, K. W. NIH image to imageJ: 25 years of image analysis. Nat Methods. 9 (7), 671-675 (2012).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Ocena miażdżycymyszy AAV8-PCSK9aorta en faceobciążenie blaszką miażdżycowąodkładanie lipidówmyszy na diecie bogatotełuszczowej (Western Diet)sekcja aorty myszyzmiana miażdżycowaakumulacja lipidów

Ten artykuł został opublikowany

Film wkrótce dostępny

Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.