Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Badanie nawracającego urazu udaru niedokrwiennego w modelu wtórnej okluzji środkowej tętnicy mózgowej u myszy

916 wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/68806

⸱

16 września 2025

 ,  ,  , 
1Department of Pharmacology, University of California, Davis, 2Department of Nutrition, China Medical University, 3Division of Neurosurgery, Department of Surgery, College of Medicine and Hospital, National Taiwan University, 4Institute of Toxicology, College of Medicine, National Taiwan University, 5Department of Medical Research, China Medical University Hospital, China Medical University, 6Department of Pediatrics, College of Medicine and Hospital, National Taiwan University

* These authors contributed equally

W tym artykule

Informacja o sprostowaniu

Important: There has been an erratum issued for this article. View Erratum Notice

Podsumowanie

Przedstawiamy tutaj metodę wtórnego zamknięcia tętnicy środkowej u myszy, aby zbadać postęp nawracającego udaru niedokrwiennego. Opisano zabiegi chirurgiczne, opiekę pooperacyjną, zmiany patologiczne neuronów oraz wskaźnik przeżywalności.

Streszczenie

Udar jest drugą najczęstszą na świecie przyczyną śmiertelności i niepełnosprawności, a nawracające udary znacząco przyczyniają się do złych wyników i wzrostu obciążenia neurologicznym. Pomimo postępów w leczeniu ostrego udaru klinicznego, eksperymentalne modele nawracającego udaru niedokrwiennego pozostają ograniczone ze względu na złożoność proceduralną i wysoką śmiertelność. W tym badaniu dążyliśmy do ustalenia nawracającego udaru niedokrwiennego w modelu myszy oraz oceny zmian patologicznych mózgu i deficytów funkcjonalnych za pomocą dwustopniowego protokołu okluzji środkowej tętnicy mózgowej (MCAO). Dorosłe samce myszy C57BL/6J przeszły przejściowe MCAO pod laserowym monitorowaniem przepływu krwi Laserem Dopplera. Wtórne badanie MCAO wykonano 14 dni po początkowej operacji, aby zasymulować nawrót udaru. Oceny pooperacyjne obejmowały analizę aktywności lokoruchowej, ocenę deficytów neurobehawioralnych za pomocą systemu punktacji sześciopunktowej, markery zapalne, w tym czynnik indukujący hipoksję-1α (HIF-1α) oraz czynnik martwicy nowotworów-α (TNF-α), a także ocenę histopatologiczną z użyciem barwienia hematoksyliny i eozyny (H&E). Po nawracającym podaniu MCAO myszy wykazywały istotnie zmniejszoną aktywność lokomotoryczną, spowolnioną prędkość ruchu oraz obniżone wyniki neurobehawioralne oraz wzrost wskaźników zapalnych w porównaniu z grupami kontrolnymi. Wykrywanie histopatologiczne wykazało umiarkowaną do ciężkiej martwicy komórek neuronalnych, wakuolację neuropilową oraz miejscowe krwotok w korze i hipokampie u myszy nawracających MCAO. Markery zapalne zostały również wywołane podczas tego nawracającego zabiegu MCAO. Ten dwustopniowy model myszy MCAO po raz pierwszy przedstawia metodę, która skutecznie symuluje nawracający udar niedokrwienny z konsekwentnymi wynikami neurologicznymi i patologicznymi oraz poprawia przeżycie pooperacyjne. Model ten może stanowić wiarygodną platformę dla badań mechanistycznych i może być stosowany w przyszłej ocenie terapii neuroprotekcyjnych w przypadku nawracających udarów.

Wprowadzenie

Udar pozostaje jedną z głównych przyczyn zgonów i długotrwałej niepełnosprawności na całym świecie, stanowiąc znaczące obciążenie kliniczne i społeczno-ekonomiczne. Ponad 30 milionów osób na całym świecie cierpi na udar i jego konsekwencje, w tym utratę ruchu, zaburzenia poznawcze oraz zwiększone ryzyko chorób naczyń 1,2. Pomimo postępów w leczeniu ostrym, takim jak tromboliza i endowaskularna trombektomia, wielu ocalałych pozostaje w wysokim ryzyku nawrotu udaru, co wiąże się z pogorszeniem rokowania, większą niepełnosprawnością i wzrostem śmiertelności. Nawracające udary występują u około 10-20% pacjentów w ciągu 90 dni od zdarzenia pierwotnego, z najwyższym ryzykiem podczas przejściowego ataku niedokrwiennego lub drobnego udaru3. Co ważniejsze, nawracający udar często dotyka obszary naczyniowe i prowadzi do bardziej rozległego zawału i poważnych urazów, takich jak zaburzenia hemodynamiczne mózgu4, ostra i przewlekła dysregulacja odporności oraz martwica neuronu podkorowego5, co sugeruje, że mózg może stać się bardziej podatny i powodować więcej powikłań po początkowym niedokrwiennym ataku.

Niektóre ostatnie badania przeprowadzały modele udaru niedokrwiennego lub krwotocznego na zwierzętach eksperymentalnych i ujawniły specyficzne dla regionu wzorce urazów, zakłócone odpowiedzi nerwowo-naczyniowe oraz różne endogenne mechanizmy naprawy dopasowane do ludzkich warunków klinicznych 6,7. Jednak modele badawcze dotyczące nawracających udarów pozostają mniej ugruntowane ze względu na skomplikowane procedury i wysoką śmiertelność. Niektóre wcześniejsze badania wykazały model fototrombotyczny myszy, który okazał się cennym narzędziem do badania nawracających udarów niedokrwiennych 8,9,10. Wykazali nasilone uszkodzenie neuronów, przedłużoną odpowiedź zapalną oraz spadek funkcji poznawczych u myszy z nawracającym udarem, a także badali mechanizmy leżące u podstaw, w tym demencję wielozawałową i zapalne priming 8,9,10.

Inne badanie wykazało nowatorski, starzejący się model myszy z nawracającym krwokiem śródmózgowym w obustronnym prążkowiu, który był dwukrotnie wstrzyknięty kolagenazą, co skutkowało opóźnieniem w funkcjonowaniu lokomotorycznym oraz powodowało utratę funkcji poznawczych i uszkodzenia neurologiczne u nawracających myszy11. Warto zauważyć, że modele myszy fototrombotycznego i krwotocznego udaru często wywołują zmiany w określonych obszarach anatomicznych podczas nawracających udarów, co odzwierciedla wrodzone różnice metodologiczne. Takie wariacje generują heterogeniczne wzorce uszkodzeń neuronów, zakłócają dynamikę mikrokrążenia i wywierają różniące się efekty na obwodowe odpowiedzi immunologiczne11,12. Dla porównania, model MCAO, powszechnie uznawany za najbardziej reprezentatywny paradygmat udaru niedokrwiennego u gryzoni, oferuje zaletę stabilności proceduralnej i pozwala na precyzyjną kontrolę zarówno miejsca, jak i czasu trwania zamknięcia mózgu. Niemniej jednak MCAO i nawracające MCAO wykazały również znacznie wysokie ryzyko śmiertelności13,14, co nakłada istotne ograniczenia na ich szersze zastosowanie w badaniach eksperymentalnych. W tym badaniu dążyliśmy do stworzenia stabilnego i powtarzalnego dwustopniowego modelu myszy MCAO, który naśladuje nawracający udar. Oceniliśmy związane z tym uszkodzenia neuronów, zaburzenia funkcjonalne oraz zmiany histopatologiczne. Model ten wykazał również stabilny wskaźnik przeżycia, co sugeruje jego zastosowanie w przyszłych badaniach nad patofizjologią nawracających udarów oraz strategiami terapii neuroprotekcyjnych.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie eksperymenty na zwierzętach zostały przeanalizowane i zatwierdzone przez Komitet ds. Opieki i Wykorzystania Zwierząt Instytucjonalnych (IACUC) Narodowego Uniwersytetu Tajwańskiego (Plan Badawczy ID20230335) i przeprowadzono je zgodnie z ustalonymi wytycznymi etycznymi dotyczącymi opieki i wykorzystania zwierząt laboratoryjnych.

1. Przygotowanie zwierząt

  1. Domowy 8-tygodniowy samec myszy C57BL/6J waży 20-25 g w kontrolowanych warunkach środowiskowych przy 22 ± 1 °C, przy wilgotności względnej 55% i cyklu 12 godzin światła i 12 godzin ciemności. Zapewniaj opiekę humanitarną z bezpłatnym dostępem do żywności i wody destylowanej.
  2. Losowo przydziel 28 samców myszy do trzech grup: fałszywych (n = 8), MCAO (n = 10) i MCAO nawracających (n = 10). Kwarantanna zwierząt przez 2 tygodnie (−d14); przeprowadzać aklimatyzację, ważenie i grupowanie w punkcie −d7; podawanie MCAO w wieku d0; przeprowadzenie testów behawioralnych na d0, d2, d14 i d16; oraz wykonuje nawracające operacje MCAO w wieku 14.

2. Pierwsze chirurgiczne podanie MCAO

  1. Sterylizuj wszystkie narzędzia chirurgiczne przez autoklawowanie, waż każdą mysz, podawaj karprofen doustnie w dawce 5 mg/kg 1 godzinę przed pierwszym nacięciem oraz indukuj znieczulenie 3% izofluranem w gazie zmieszanym z tlenem.
  2. Monitoruj tempo oddychania (100-120 oddechów/min, BPM) i oceniaj głębokość znieczulenia, sprawdzając powiekę i odruch połykania. Umieść obiekt na elektronicznej płycie grzewczej, aby utrzymać temperaturę ciała na poziomie 37 °C.
  3. Ogol tył i szyję blisko głowy oraz usuń futro i zanieczyszczenia myszy za pomocą odkurzacza. Stosuj maść okulistą, szoruj skórę i dezynfekuj metodą aseptyczną podczas operacji przetrwania gryzoni.
  4. Użyj nożyczek i kleszczy, aby wykonać początkowe nacięcie o średnicy 0,5 cm między uszami, odsłaniając lewą stronę centralnej linii zespolenia i tylną część bregmy na czaszce. Usuń tkankę miękką z czaszki za pomocą kleszczy.
  5. Wycentruj adapter laserowego Dopplerowa w mózgu myszy i przyklej go klejem tkankowym w pozycji 3 mm bocznie w lewo i 2 mm ogonowo od bregmy, dbając o to, by krawędź adaptera była przycięta do podstawy czaszki, a następnie zabezpiecz nasadkę laserowego Dopplera klejem, aby umożliwić ciągłe monitorowanie przepływu krwi.
    UWAGA: W tym etapie mocuj nasadkę laserową Dopplera przy bregmie za pomocą kleju tkankowego, ustawiając ją na przecięciu szwów koronalnego i strzałkowego na górnej linii środkowej kości głowy, aby zapewnić stabilne monitorowanie przepływu krwi w mózgu.
  6. Gdy jesteś pewny wydzielonego obszaru, wyciągnij klej tkankowy mikropipetą i nałóż klej wokół podstawy adaptera.
  7. Przygotuj cement dentystyczny i nałóż odpowiednią ilość wokół nasadki Dopplera, aby zapewnić jej stabilność przez cały zabieg.
  8. Obróć zwierzę do pozycji leżącej i wykonaj nacięcie skórne o długości 1 cm od wlotu klatki piersiowej w kierunku brody wzdłuż linii środkowej szyi.
  9. Kontynuuj rozwarstwienie w celu oddzielenia tylnej części brzucha mięśni dwugłowych, mostkowości i mostkowości, a następnie zastosowanie retraktorów, aby delikatnie odciągnąć mięśnie, odsłoniając tętnice szyjne (CCA), zewnętrzne (ECA) i wewnętrzne (ICA), a następnie umieść odcinek jedwabiu 6-0 wokół CCA.
    UWAGA: W tym etapie gruczoły ślinowe powinny być skierowane ku górze, aby ułatwić izolację rozgałęzienia CCA i ECA. ICA jest położona wyżej niż CCA. rozwarstwienie za pomocą kleszczy stosuje się, aby zapobiec pęknięciu naczyń oraz izolować otaczające tkanki miękkie i nerwy.
  10. Zlokalizuj małą gałąź (tętnicę tarczycową górną, STA) wystającą z ECA. Użyj kauteryzatora dwubiegunowego, aby spalić tę małą gałąź. Przejdź do przecięcia spalonego statku; to jeszcze bardziej odizoluje ECA.
    UWAGA: STA jest zazwyczaj pierwszą gałęzią ECA wyłaniającą się poniżej poziomu większego rogu kości gnykowej. Aby zapobiec uszkodzeniom, użyj kauteryzatora do choroby afektywnej dwubiegunowej, aby wypalić gałąź naczynia i osiągnąć hemostazę.
  11. Umieść dwa sekcje szwów 6-0 Silk wokół ECA. Zrób stały węzeł po dystalnej stronie ECA i luźny węzeł w miejscu rozgałęzienia.
  12. Włóż sondę igły laserowego Dopplerowa do adaptera sondy na czaszce. Upewnij się, że oprogramowanie do pozyskiwania pokazuje wartość przepływu krwi mózgowej (CBF). Zapisz wartość wyjściową.
    UWAGA: Standaryzowany pomiar CBF uzyskany za pomocą laserowego Dopplera został przedstawiony jako jednostki perfuzji (PU), z wartościami bazowymi zwykle kalibrowanymi w zakresie od 350 do 450. Jeśli zaobserwowane zostaną obniżone wartości jednostki perfuzji (PU), należy dostosować pozycję adaptera sondy laserowej Dopplera w myszy, aby zapewnić dokładny pomiar (patrz krok 2.5).
  13. Zacisnąć ICA za pomocą zacisku naczyniowego mikronaczyniowego i użyć jedwabnej sekcji 6-0 wokół CCA, aby zrobić węzeł ślizgowy i tymczasowo podwiązać CCA.
    UWAGA: W tym etapie na monitorze laserowym Dopplera wykrywa się obniżenie CBF.
  14. Przygotuj nylonowy monofilament pokryty silikonem, gumą. Oznacz filament srebrnym markerem na odległości 9-10 mm od końca silikonowej główki i użyj nożyczek mikrochirurgicznych, aby zrobić małe nacięcie między ciasnym szwem a luźnym szwem na ECA.
    UWAGA: Pozostałość krwi w miejscu nacięcia należy oczyścić i przepłukać solą fizjologiczną z buforem fosforanowym (PBS), aby zachować integralność naczyń.
  15. Ostrożnie włóż filament (silikonową głową do przodu) do ECA przez małe nacięcie.
    UWAGA: Ten krok wstawiania filamentu jest pominięty w fikcyjnych zwierzętach.
  16. Gdy około połowa silikonowej głowicy zostanie włożona, lekko dokręć luźny szew wokół tętnicy i filamentu oraz zdejmij zacisk z ICA.
  17. Przetnij ECA pod pierwszym ciasnym węzłem, ostrożnie obróć naczynie ECA i filament w dół (przeciwnie do ruchu wskazówek zegara), tak aby głowica silikonowa była skierowana do góry, i popchnij końcówkę filamentu w stronę ICA.
    UWAGA: Ten etap jest kluczowy i musi być wykonywany powoli w kierunku przeciwnym do ruchu wskazówek zegara, aby zminimalizować uszkodzenia naczyniowe i zmniejszyć ryzyko splątania lub pęknięcia.
  18. Gdy cała silikonowa część jest już w naczyniu krwionośnym, lekko dokręć szew trzymający, poluzuj węzeł ślizgowy na CCA i kontynuuj wpychanie filamentu, używając srebrnego oznaczenia na filamentze jako wskazówki pozycji.
  19. Nieustannie monitoruj oprogramowanie laserowego Dopplera, a gdy opór uniemożliwia dalszy przesunięcie filamentu pod odpowiednią siłą, podczas gdy obserwuje się gwałtowny spadek CBF, zakończ włączenie do dalszej arterii środkowej mózgu.
    UWAGA: Redukcja CBF do mniej niż 30% stanów przedniedokrwiennych jest standardową procedurą znaną jako metodaLongi 15.
  20. Utrzymuj filament w MCA przez 40 minut, aby wywołać uszkodzenie niedokrwienne mózgu.
  21. Usuń filament po wyznaczonym 40-minutowym okresie niedokrwiennym, aby przywrócić CBF, nałóż klej tkankowy w celu uzyskania hemostazy, zapisz odpowiadający odtworzony pomiar CBF, odłącz wszystkie retraktory i wyjmij adapter zamontowany na czaszce.
  22. Zamknij nacięcie skórne w pobliżu naczynia za pomocą klipsa do rany, utrzymuj ciągłe monitorowanie temperatury ciała w temperaturze 37 °C oraz oceń częstość oddechu. Po potwierdzeniu stabilnego ciśnienia krwi i oddychania w zakresie 160-200 uderzeń na minutę należy przerwać znieczulenie i pozwolić na regenerację.

3. Druga administracja MCAO

  1. Usuń klipsy rany 14 dni po początkowej operacji MCAO, a następnie powtórz kroki od 2.1 do 2.9, aby przygotować czaszkę, zabezpieczyć umieszczenie sondy laserowej Dopplera i naświetlić CCA.
  2. Wyizoluj CCA z otaczającej tkanki i umieść trzy segmenty szwu jedwabnego 6-0 wokół CCA.
  3. Umieść sondę Laserowego Dopplerowa w adapterze i zapisuj bazowy poziom CBF.
  4. Zrób węzeł ślizgowy po dalszej stronie CCA, stały węzeł na końcu bliższym, a luźny węzeł pomiędzy.
  5. Przygotuj silikonowo-gumowy nylon filamentu okluzyjnego do podania MCAO zgodnie z opisanym krokiem 2.14.
  6. Zrób małe nacięcie na CCA blisko stałego i włóż filament do CCA.
    UWAGA: Pozostała krew w miejscu nacięcia powinna być również oczyszczona i spłukana PBS, aby zachować integralność naczyń. To bardzo ważne.
  7. Lekko dokręć luźny węzeł i poluzuj węzeł ślizgowy. Wsuwaj filament do ICA, aż filament osiągnie odpowiednią siłę i wykryje się wyraźne zmniejszenie CBF.
    UWAGA: Redukcja CBF do mniej niż 30% schorzenia przedniedokrwiennego również jest uważana za standardową procedurę.
  8. Utrzymuj filament na miejscu przez 40 minut, aby wywołać uszkodzenie niedokrwienne, zgodnie z krokiem 2.20.
  9. Po zakończeniu wyznaczonego interwału niedokrwiennego wyjmij filament i zamknij nacięcie skórne zgodnie z procedurami opisanymi w krokach 2.21 i 2.22 początkowej operacji MCAO.

4. Opieka pooperacyjna

  1. Podawaj ciepłą, normalną sól fizjologiczną podskórnie w dawce 10 m·kg-1,day-1 dwa razy dziennie przez 3 kolejne dni, aby zapobiec odwodnieniu po operacji MCAO. Nałóż 10% roztwór povidon-jod na miejsce operacji i podaj amoksycylinę (10 mg/kg), aby zapobiec infekcji. Doustnie podawaj karprofen (5 mg/kg) przez 3 dni, aby złagodzić stres pooperacyjny i ułatwić rekonwalescencję pod nadzorem weterynaryjnym po obu zabiegach MCAO.
  2. Codziennie oceniaj stan zdrowia myszy. Rejestrujemy zmiany wyglądu, a także spożycie jedzenia i wody podczas pierwszego i drugiego zabiegu.

5. Ocena ruchu ruchu zwierząt i urazów neurobiologicznych

  1. Oceń aktywność lokomotoryczną, oceniając trajektorię ruchu, odległość i prędkość. Umieść myszy w testowych pudełkach (10 x 20 x 15 cm) i konfiguruj w warunkach niskiej jasności.
  2. Przyzwyczaj mysz do środowiska testowego poprzez 30-minutowy okres stabilizacji, po którym następuje 10-minutowa formalna ocena. Zapisz i przeanalizuj wszystkie parametry, w tym przesuniętą odległość (cm), prędkość (cm/s), czas ruchu (s), całkowity czas trwania w strefie, opóźnienie pierwszego wystąpienia oraz stopnie kursu (czasy), aby określić aktywność lokomotoryczną.
  3. Ocena urazu neurobiologicznego za pomocą zmodyfikowanego systemu punktacji funkcji ruchowych (0-6 punktów)16 i odwołując się do wyników mNSS (w części oceny funkcji ruchowych, 6 punktów)17.
  4. Zdefiniuj poziomy urazów następująco: 0 za brak deficytu neurologicznego na wynik, 1 za zgięcie kończyny przedniej na nadgarstek lub bark, 2 za zgięcie kończyn przednich połączone ze zmniejszonym oporem na boczny nacisk, 3 za jednokierunkowe krążenie w kierunku strony deficytowej, 4 za obrót podłużny w stronę deficytu, 5 za spinning podłużny połączony z aktywnością padaczkową, oraz 6 punktów za całkowitą utratę ruchu.

6. Protokół barwienia hematoksyliną i eozyną

  1. Utrwal MCAO i nawracającą tkankę mózgową MCAO w buforze 10% formacji formaldehydu, a następnie rozciął preparat na cztery równe części za pomocą 1 mm krojca mózgu myszy koronalnej. Przetworz trzecią przednią część do oceny patologicznej.
  2. Wykonaj rehydratację próbek osadzonych w parafinie: ksylen przez 10 minut, 95% etanolu przez 10 minut, 75% etanolu przez 10 minut, 50% etanolu przez 10 minut, woda destylowana (ddH2O) przez 10 minut oraz PBS przez 10 minut.
  3. Barwić próbki: barwić hematoksyliną przez 45 sekund i spłukiwać w ciepłym ddH2O w 30 °C przez 1 minutę; Bejca eozynowa przez 30 sekund i w zimnym ddH2O przez 45 sekund.
  4. Próbki odsusz i wysusz w 75%, 95%, 100% etanolu i ksylenie po 45 sekund każda, a susz na powietrzu przez 60 sekund.
  5. Zamontuj szkieły i przechowuj je w ciemnej komorze.
  6. Ocena nasilenia zmian według ustalonego kryterium na pięciopunktowej skali: 1 = minimalny (<1%); 2 = lekki (1-25%); 3 = umiarkowany (26-50%); 4 = umiarkowany do ciężkiego (51-75%); 5 = ciężki (76-100%). Przeprowadzić badanie patologiczne tkanki mózgowej pod kontrolą zaślepioną przez patologa weterynaryjnego.

7. Protokół Western blotting

  1. Ujednolicenie tkanek mózgowych z MCAO i rekurentnych myszy w buforze RIPA wzbogaconej o inhibitor proteazy i fosfatazy (fluorek sodu 30 mM, ortowanadan sodu 30 mM oraz pirofosforan sodu 30 mM).
  2. Wirówka lizatuje w ilości 10 000 x g i zbiera supernatant. Ilościowo określ stężenie białka supernatantowego za pomocą testu kwasu bicynchoninowego (BCA).
  3. Wykonaj western blotting, jak opisano wcześniej:18: załaduj 20 μg denaturowanego białka całkowitego, przygotowanego przez gotowanie w wrzącej wodzie 100 °C, do żeli z dodecylosiarczanem sodu i poliakrylamidem o stężeniu 8-12% (SDS-PAGE).
  4. Przelej 100 V przez 90 minut, aby oddzielić białka na membrany PVDF w chłodni i zablokuj błony 3% błonią surowicy bydłej przez 60 minut.
  5. Inkubować przez noc w temperaturze 4 °C z czynnikiem martwicy nowotworów alfa (TNF-α, rozcieńczenia 1:1000), dehydrogenazą gliceraldehyd-3-fosforanową (GAPDH, rozcieńczenia 1:2 000) oraz czynnikiem alfa indukującym niedołksię (HIF-1α, rozcieńczenia 1:1 000). Inkubuj błony z odpowiednimi przeciwciałami wtórnymi przez 1 godzinę.
  6. Wykrywanie ekspresji białek za pomocą zestawu podłoża do rozszerzonej chemiluminescencji (ECL) i wizualizacja za pomocą cyfrowego systemu fotoobrazowania.

8. Analiza statystyczna

  1. Przedstawić dane jako średnią ± błędu standardowego średniej (SEM) oraz przeprowadzić analizę statystyczną za pomocą jednokierunkowej analizy wariancji (ANOVA), a następnie wykonać test post hoc Tukeya, aby określić różnice między wieloma grupami. Interpretuj wyniki jako statystycznie istotne, gdy p < 0,05.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Ocena aktywności lokomotorycznej i uszkodzenia neuronów u pierwszych i nawracających myszy MCAO
W pierwszych procedurach MCAO wprowadzano nylonowy monofilament pokryty silikonową gumą z ECA, ICA do MCA na 40 minut. Przepływ krwi mózgowej (CBF) mógł być wyraźnie wykryty (spadki <30% wartości wyjściowej) dzięki laserowemu Dopplerowi, gdy włókno pozostawało w obszarze MCA. W tej procedurze wszystkie myszy stabilnie osiągnęły ten próg i przeżyły. Niektóre wcześniejsze badania wskazywały, że zmiany masy ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Udar pozostaje drugą najczęstszą przyczyną śmiertelności i niepełnosprawności na świecie, z wysokim ryzykiem nawracających udarów. Obecnie, pomimo postępów w rozwoju technologii medycznych i strategii, zapobieganie udarowi i jego nawrotom pozostaje niewystarczające do poprawy. W ostatnich dekadach różne modele badań udaru były szeroko wykorzystywane w badaniach nad urazami i mechanizmami udaru niedokrwiennego. Wśród nich metoda chirurgiczna MCAO jest uważana za najbliższą ludzkim zaburzeniom udaru niedokrwiennego i powik...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają żadnych konfliktów interesów do zgłoszenia.

Podziękowania

Prace te były technicznie wspierane przez zespoły National Laboratory Animal Center oraz finansowane przez granty od National Taiwan University Hospital Foundation na Tajwanie (112-S0074), China Medical University Hospital na Tajwanie (CMU113-S-06) oraz National Science and Technology Council w Tajpej na Tajwanie (112-2314-B-002-219). Prace te były technicznie wspierane przez National Center for Biomodels, Narodowe Instytuty Badań Stosowanych.  

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
6-0 jedwabny szew Shin-Teh Inc. TW.ST1N-ST6
1-milimetrowy koronalny rozcinač mózgu myszyThermo Fisher Scientific Inc., USAV11335
Obcinarka do włosów zwierzęcychURBANER. Uwaga do Inc.MB033
Koronalny rozcinač mózgu myszy koronnejInstrument Zivica. Inc USA BSMAS001-1
Cyfrowy system fotoobrazowyAzure Biosystem, Inc., Dublin, CA, USAAzure -300
Elektroniczny kauteryzator dwubiegunowyIndiamartAARON 940
Elektroniczna płyta grzewczaReptizooAHM23
Maść do oczuLodi Veterinary Care. NAM17033-21-38
Detektor laserowy DoppleraMoor instruments UK moorVMS-LDF1-HP
Adapter sondy laserowej DoppleraThermo Fisher Scientific Inc.05-700-76
Detektor aktywności lokoruchowej Orchid scientific Inc.Całe oprogramowanie do śledzenia Maze.
(System All Maze)Orchid scientific Inc.Trackezi. wersja 7.39
Zacisk naczyniowy mikronaczyniowyShin-Teh Inc. TW.ST-M104
Nożyce do naczyń mikrochirurgicznychShin-Teh Inc. TW.ST-V108
Monitor tempa oddechuSDR scientific Ltd. USASAR-830/AP
Nylonowy monofilament pokryty gumą silikonowąFisher ScientificNC1773962
Kleszcze skórneShin-Teh Inc. TW.ST-H212
Nożyczki do skóryShin-Teh Inc. TW.ST-S014PK
Sterylny patyczek watowyZwycięzca Medical401 003
System transferowySystem półsuchy. Laboratorium Bio-rad, USA)1703940
chemikalia
10% povidone– Roztwór joduYoshida Pharmaceutical Co., LtdPVP– I  10%
75% roztwór etanolu Sigma-Aldrich. USA111727
AmoksycylinaSigma-Aldrich, USA A5955
Albumina surowicy bydłaSigma-Aldrich, USA.A2153
KarprofenPlexx Inc. UKMD150-2
Przeciwciało GAPDHSanta Cruz Biotechnology, Kalifornia, USASC-32233
H& E rozwiązanieBioPioneer Tech. CO. TWG1005
Przeciwciało indukowane przez hipoksję na czynnik alfa 1Technologia Sygnalizacji Komórkowej, MA, USA#36169
Izofluran (znieczulenie)Nauki o życiuR510-22-10
Bezpłodna sól fizjologicznaNova-Tech Inc. USA1760RX
Czynnik martwicy nowotworów alfaTechnologia Sygnalizacji Komórkowej, MA, USA#3707

Bibliografia

  1. Johnson, W., Onuma, O., Owolabi, M., Sachdev, S. Stroke: a global response is needed. Bull World Health Organ. 94 (9), 634-634A (2016).
  2. Wu, C. T., et al. Low intensity pulsed ultrasound prevents recurrent ischemic stroke in a cerebral ischemia/reperfusion injury mouse model via brain-derived neurotrophic factor induction. Int J Mol Sci. 20 (20), (2019).
  3. Coull, A. J., Lovett, J. K., Rothwell, P. M., Oxford Vascular , S. Population based study of early risk of stroke after transient ischaemic attack or minor stroke: implications for public education and organisation of services. BMJ. 328 (7435), 326(2004).
  4. Hartkamp, N. S., et al. Relationship between haemodynamic impairment and collateral blood flow in carotid artery disease. J Cereb Blood Flow Metab. 38 (11), 2021-2032 (2018).
  5. Khanevski, A. N., et al. Recurrent ischemic stroke: incidence, predictors, and impact on mortality. Acta Neurol Scand. 140 (1), 3-8 (2019).
  6. Matur, A. V., et al. Translating animal models of ischemic stroke to the human condition. Transl Stroke Res. 14 (6), 842-853 (2023).
  7. Sommer, C. J. Ischemic stroke: experimental models and reality. Acta Neuropathol. 133 (2), 245-261 (2017).
  8. Schmidt, A., et al. Progressive cognitive deficits in a mouse model of recurrent photothrombotic stroke. Stroke. 46 (4), 1127-1131 (2015).
  9. He, X. F., et al. Extracellular ASC exacerbated the recurrent ischemic stroke in an NLRP3-dependent manner. J Cereb Blood Flow Metab. 40 (5), 1048-1060 (2020).
  10. Feng, Y., et al. Cortical microinfarcts potentiate recurrent ischemic injury through NLRP3-dependent trained immunity. Cell Death Dis. 15 (1), 36(2024).
  11. Wang, L. M., et al. A novel aged mouse model of recurrent intracerebral hemorrhage in the bilateral striatum. Neural Regen Res. 18 (2), 344-349 (2023).
  12. Uzdensky, A. B. Photothrombotic stroke as a model of ischemic stroke. Transl Stroke Res. 9 (5), 437-451 (2018).
  13. Wen, Z., et al. The effect of anterior communicating artery flow on neurovascular injury and neurobehavioral outcomes in mice with recurrent stroke. Brain Res. 1724, 146440(2019).
  14. Shvedova, M., et al. Modified middle cerebral artery occlusion model provides detailed intraoperative cerebral blood flow registration and improves neurobehavioral evaluation. J Neurosci Methods. 358, 109179(2021).
  15. Ansari, S., Azari, H., McConnell, D. J., Afzal, A., Mocco, J. Intraluminal middle cerebral artery occlusion (MCAO) model for ischemic stroke with laser doppler flowmetry guidance in mice. J Vis Exp. (51), (2011).
  16. Zhang, Y., et al. Treadmill exercise promotes neuroprotection against cerebral ischemia-reperfusion injury via downregulation of pro-inflammatory mediators. Neuropsychiatr Dis Treat. 12, 3161-3173 (2016).
  17. Chen, J., et al. Therapeutic benefit of intravenous administration of bone marrow stromal cells after cerebral ischemia in rats. Stroke. 32 (4), 1005-1011 (2001).
  18. Hsu, Y. M., Yin, M. C. EPA or DHA enhanced oxidative stress and aging protein expression in brain of d-galactose treated mice. Biomedicine (Taipei). 6 (3), 17(2016).
  19. Sayed, M. A., et al. Stroke promotes the development of brain atrophy and delayed cell death in hypertensive rats. Sci Rep. 10 (1), 20233(2020).
  20. Kotoda, M., et al. Role of myeloid lineage cell autophagy in ischemic brain injury. Stroke. 49 (6), 1488-1495 (2018).
  21. Lourbopoulos, A., et al. Inadequate food and water intake determine mortality following stroke in mice. J Cereb Blood Flow Metab. 37 (6), 2084-2097 (2017).
  22. Maddahi, A., Kruse, L. S., Chen, Q. W., Edvinsson, L. The role of tumor necrosis factor-alpha and TNF-alpha receptors in cerebral arteries following cerebral ischemia in rat. J Neuroinflammation. 8, 107(2011).
  23. Mojsilovic-Petrovic, J., et al. Hypoxia-inducible factor-1 (HIF-1) is involved in the regulation of hypoxia-stimulated expression of monocyte chemoattractant protein-1 (MCP-1/CCL2) and MCP-5 (Ccl12) in astrocytes. J Neuroinflammation. 4, 12(2007).
  24. Ma, R., et al. Animal models of cerebral ischemia: a review. Biomed Pharmacother. 131, 110686(2020).
  25. Qiao, M., et al. Development of a model of recurrent stroke consisting of a mild transient stroke followed by a second moderate stroke in rats. J Neurosci Methods. 184 (2), 244-250 (2009).
  26. Fan, C., et al. Reduced severity of outcome of recurrent ipsilateral transient cerebral ischemia compared with contralateral transient cerebral ischemia in rats. J Stroke Cerebrovasc Dis. 26 (12), 2915-2925 (2017).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Sprostowanie


Formal Correction: Erratum: Investigating Ischemic Stroke Recurrent Injury in a Secondary Middle Cerebral Artery Occlusion Model in Mouse
Posted by JoVE Editors on 1/01/1970. Citeable Link.

This corrects the article 10.3791/68806

Tagi

Nawrotowy udarmodel MCAO u myszynawr t udarudeficyty neurobehawioralneaktywno lokomotorycznamarkery zapalneocena histopatologicznaterapie neuroprotekcyjne

Ten artykuł został opublikowany

Film wkrótce dostępny

Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.