Artykuł metodologiczny

Badanie porównawcze zawartości polisacharydów i aktywności przeciwutleniającej Hippophae rhamnoides subsp. sinensis i Hippophae gyantsensis

DOI:

10.3791/68855

⸱

15 sierpnia 2025

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1State Key Laboratory of Southwestern Chinese Medicine Resources, School of Pharmacy, Chengdu University of Traditional Chinese Medicine, 2School of Ethnic Medicine, Chengdu University of Traditional Chinese Medicine

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W badaniu tym porównano zawartość polisacharydów w Hippophae rhamnoides subsp. sinensis Rousi i Hippophae gyantsensis (Rousi) Y. S. Lian, uzyskanych przez ekstrakcję gorącą wodą i oznaczonych ilościowo za pomocą kolorymetrii kwasu fenolowo-siarkowego. Zbadaliśmy również aktywność przeciwutleniającą in vitro polisacharydów z tych dwóch gatunków Hippophae za pomocą eksperymentów wymiatania wolnych rodników 2,2-difenylo-1-pikrylohydrazylu.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W artykule przedstawiono dobrze zaprojektowane i dogłębne badanie porównawcze plonów, zawartości i aktywności przeciwutleniającej polisacharydów dwóch gatunków Hippophae o dużej wartości badawczej, a mianowicie Hippophae rhamnoides subsp. sinensis Rousi i Hippophae gyantsensis (Rousi) Y. S. Lian. Całkowite polisacharydy H. rhamnoides subsp. sinensis i H. gyantsensis uzyskano poprzez ekstrakcję gorącą wodą. Plony porównano, a zawartość polisacharydów dokładnie określono za pomocą kolorymetrii kwasu fenolowo-siarkowego i porównano. Tymczasem aktywność przeciwutleniającą polisacharydów oceniano za pomocą wymiatania wolnych rodników za pomocą 2,2-difenylo-1-pikrylohydrazylu (DPPH). Wyniki wykazały, że wydajność polisacharydów (procent surowego ekstraktu w stosunku do surowca) H. rhamnoides subsp. sinensis (1,18% ± 0,02%) była znacznie niższa niż H . gyantsensis (3,12% ± 0,06%) (P < 0,01). Zawartość polisacharydów (zdefiniowanych jako czyste polisacharydy w ekstrakcie) H. rhamnoides subsp. sinensis (352,97±1,07 mg/g) była istotnie wyższa niż H . gyantsensis (300,21 ± 1,49 mg/g) (P < 0,01). Półhamujące stężenie aktywności wymiatania wolnych rodników DPPH przez polisacharydy H. rhamnoides subsp. sinensis (0,026 ± 0,004 mg/ml) było nieco niższe niż w przypadku polisacharydów H. gyantsensis (0,021 ± 0,004 mg/ml). Nie stwierdzono jednak istotnej różnicy między tymi dwoma gatunkami Hippophae (P > 0,05). Eksperyment ten wyjaśnił różnice w wydajności, zawartości i aktywności przeciwutleniającej polisacharydów między H. rhamnoides subsp. sinensis i H. gyantsensis. Prace te mogą stanowić podstawę naukową do oceny jakości rokitnika zwyczajnego i dalszego rozwoju aktywnych składników polisacharydowych.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Rokitnik to suszone dojrzałe owoce roślin z rodziny Elaeagnaceae. Jest powszechnie stosowanym materiałem leczniczym i jadalnym w Chinach, a także ważnym źródłem suplementów diety i produktów zdrowotnych w Indiach, Rosji, Finlandii i innych krajach europejskich ze względu na swoje właściwości pobudzające śledzionę w celu wspomagania trawienia, łagodzenia kaszlu i wydalania flegmy, promowania krążenia krwi i rozpraszania zastoju krwi1. Rokitnik zawiera bogaty wachlarz składników bioaktywnych, takich jak flawonoidy, związki fenolowe, polisacharydy, glikozydy i kwasy organiczne, i ma długą historię stosowania w tradycyjnej medycynie chińskiej 2,3. Ogólnie rzecz biorąc, flawonoidy są uważane za najważniejsze związki bioaktywne rokitnika. Jednak ostatnio uznano, że polisacharydy mają również doskonałe działanie fizjologiczne i farmakologiczne i dlatego przyciągnęły uwagę badaczy naukowych. Wykazano, że polisacharydy rokitnika mają działanie regulujące układ odpornościowy, chroniące wątrobę oraz regulujące zaburzenia metabolizmu lipidów i mikrobioty jelitowej, a także działanie przeciwutleniające, przeciwzapalne, przeciwnowotworowe i hipoglikemiczne 4,5,6. Mogą działać jako naturalne przeciwutleniacze, umożliwiając w ten sposób rozwój nowej żywności funkcjonalnej i farmaceutyków. Tymczasem polisacharydy rokitnika są również podatne na rozkład przez kwas żołądkowy, co jest korzystne dla wchłaniania i wykorzystania składników odżywczych w organizmie człowieka 7,8.

Ekstrakcja gorącą wodą (HWE), ekstrakcja wspomagana mikrofalami i ekstrakcja wspomagana ultradźwiękami to powszechnie stosowane metody ekstrakcji polisacharydów rokitnika9. Struktury polisacharydów otrzymanych różnymi metodami ekstrakcji różnią się10pod względem składu monosacharydowego, masy cząsteczkowej (Mw), stopnia rozgałęzienia, zawartości kwasu uronowego, typów wiązań glikozydowych i konformacji trihelisy11,12. Ogólnie rzecz biorąc, roztwory polisacharydów o wysokiej Mw mają wysoką lepkość i niską rozpuszczalność, co może wpływać na ich aktywność biologiczną i zastosowania13. HWE jest najczęściej stosowaną techniką ekstrakcji polisacharydów w warunkach laboratoryjnych i przemysłowych ze względu na swoją zaletęw postaci prostoty 14,15. Ponadto jest to jedna z najczęściej stosowanych metod ekstrakcji polisacharydów rokitnika9. Dlatego w tym badaniu polisacharydy zostały wyekstrahowane za pomocą HWE. Podstawowe metody oznaczania zawartości polisacharydów obejmują metody kwasu fenolowo-siarkowego i antronowo-kwasu siarkowego 16,17,18,19. Metoda kwasu fenolowo-siarkowego jest szeroko stosowana ze względu na prostą procedurę wykrywania, dobrą stabilność i wysoką czułość20. Wen i wsp. określili zawartość polisacharydów ekstrahowanych z rokitnika metodą kwasu fenolowo-siarkowego21. Dlatego w tym doświadczeniu zawartość polisacharydów oznaczono metodą kwasu fenolowo-siarkowego. Głębokość roztworu związku pomarańczowego powstałego w wyniku reakcji fenol-kwas siarkowy jest proporcjonalna do zawartości polisacharydów i można ją określić przy długości fali 490 nm22.

Naturalne polisacharydy wykazują niezwykłe działanie przeciwutleniające in vivo i in vitro. Polisacharydy malinowe mogą łagodzić stres oksydacyjny w modelach diety wysokotłuszczowej poprzez regulację mikrobioty jelitowej23. Polisacharydy są głównymi składnikami aktywnymi Pueraria lobata i wykazują różnorodną aktywność biologiczną, w tym antyoksydację24. Dou i in. odkryli, że polisacharydy jeżyny pełnią funkcje fizjologiczne, takie jak antyoksydacja25. Aktywność przeciwutleniającą polisacharydów zwykle ocenia się na podstawie ich zdolności do wymiatania różnych wolnych rodników, w tym 2,2-difenylo-1-pikrylohydrazylu (DPPH), hydroksylowych i anionowych rodników ponadtlenkowych, a także ich zdolności wymiatania rodników ABTS26. Analiza DPPH jest szeroko stosowana, ponieważ mierzy zdolność przeciwutleniaczy do redukcji fioletowych rodników DPPH do bladożółtych, stabilnych cząsteczek poprzez transfer atomów wodoru27. Pozostałe fioletowe rodniki DPPH określa się ilościowo za pomocą spektrofotometru w ultrafiolecie (UV) widzialnym (Vis) przy około 515-520 nm w celu określenia aktywności przeciwutleniającej28,29.

Wcześniejsze badania dotyczyły zawartości i aktywności przeciwutleniającej polisacharydów rokitnika21. Jednak zdecydowana większość tych badań ograniczała się do Hippophae rhamnoides subsp. sinensis. Jest to najczęściej używany i szeroko rozpowszechniony gatunek Hippophae w Chinach i jest oficjalnie odnotowany w Farmakopei Chińskiej. Badania nad Hipphophae gyantsensis, gatunkiem endemicznym dla Xizang w Chinach, który jest często stosowany w medycynie tybetańskiej i udokumentowany w Katalogu Tybetańskich Materiałów Leczniczych Prowincji Syczuan, są rzadko opisywane. Ponadto w żadnym badaniu nie porównano zawartości i aktywności przeciwutleniającej polisacharydów z różnych gatunków Hippophae , a mianowicie H. rhamnoides subsp. sinensis i H. gyantsensis. Dlatego w niniejszym badaniu najpierw porównano zawartość polisacharydów w H. rhamnoides subsp. sinensis i H. gyantsensis ekstrahowanych za pomocą HWE i oznaczanych ilościowo za pomocą kolorymetrii kwasu fenolowo-siarkowego. Aktywność przeciwutleniającą polisacharydów z tych dwóch gatunków Hippophae była dalej badana za pomocą testów wymiatania wolnych rodników DPPH. Oczekuje się, że niniejsze badanie dostarczy danych naukowych do oceny jakości i dalszego rozwoju aktywnych składników polisacharydowych powyższych dwóch gatunków Hippophae .

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Próbki i materiały

  1. Zbierz próbki rokitnika z różnych Hippophae z płaskowyżu Qinghai-Xizang.
    UWAGA: Próbki zostały zidentyfikowane przez profesora nadzwyczajnego Yue Liu z Uniwersytetu Tradycyjnej Medycyny Chińskiej w Chengdu. Próbki bonów zostały zdeponowane w Szkole Medycyny Etnicznej Uniwersytetu Tradycyjnej Medycyny Chińskiej w Chengdu. Informacje dotyczące pobierania próbek przedstawiono w tabeli 1. Szczegółowe informacje na temat odczynników i sprzętu użytego w tym badaniu są wymienione w Tabeli Materiałów.
  2. Suszyć próbki w piecu w temperaturze 40 °C przez 72 godziny.
  3. Zmielić 20 g każdej próbki rokitnika na proszek i przepuścić przez sito nr 3. Każdą próbkę należy przetworzyć za pomocą trzech równoległych powtórzeń. Kontynuuj miażdżenie próbek, które nie przeszły przez sito, a następnie przesiewaj je, aż wszystkie zostaną przesiane.
  4. Próbki należy przechowywać w temperaturze -20 °C do badań kontrolnych.

2. Ekstrakcja polisacharydów rokitnika

UWAGA: W badaniu tym przyjęto wcześniej ustaloną metodę ekstrakcji rokitnika zwyczajnego z pewnymi modyfikacjami w celu otrzymania polisacharydów30.

  1. Odważyć 5,0 g sproszkowanej próbki rokitnika i umieścić ją w kolbie okrągłodennej o pojemności 250 ml. Dodać 50 ml bezwodnego etanolu do proszku i moczyć go w temperaturze pokojowej (RT; 25 °C) przez 24 godziny w celu usunięcia składników lipofilowych. Każdą próbkę należy przetworzyć za pomocą trzech równoległych powtórzeń.
  2. Przefiltrować próbkę proszkową, która została namoczona przez noc, za pomocą lejka Buchnera, a następnie wyrzucić filtrat, aby uzyskać pozostałość filtra. Pozostałości po filtrze przemyć trzykrotnie 50 ml wody dejonizowanej i wysuszyć do stałej masy w temperaturze 40 °C.
  3. Przenieść odtłuszczoną pozostałość z filtra do wysuszonej kolby okrągłodennej o pojemności 250 ml, dodać 150 ml wody dejonizowanej w stosunku ciało stałe do cieczy 1:30 (g/ml) i przeprowadzić ekstrakcję zwrotną w łaźni wodnej w temperaturze 80 °C dwa razy przez 2 godziny za każdym razem. Oddzielić przeselektor w celu otrzymania surowego roztworu polisacharydów rokitnika.
  4. Zagęścić ekstrakt za pomocą wyparki obrotowej w temperaturze 50 °C przez 1,5 godziny. Stężony roztwór przechowywać w lodówce w temperaturze 4 °C do późniejszego użycia.
  5. Dodać odczynnik Sevage (CHCl3:C4H9OH = 4:1, v:v) do surowego roztworu polisacharydów przy stosunku objętościowym odczynnika do surowego roztworu polisacharydów wynoszącym 1:4. Mieszać mieszaninę mieszadłem magnetycznym z prędkością 1050 obr./min przez 20 min.
  6. Przenieść ciecz do probówki wirówkowej o pojemności 50 ml i odwirować ją pod ciśnieniem 4000 × g przez 15 minut, a następnie zebrać supernatant. Powtórz powyższą operację trzy razy, aż na granicy faz nie pojawi się biały osad kłaczkowaty.
  7. Skoncentruj ekstrakt polisacharydowy z rokitnika po usunięciu białka. Dodać bezwodny etanol w stosunku objętościowym 1:3 do wytrącania bezwodnego etanolu i umieścić mieszaninę w temperaturze 4 °C na noc.
  8. Usunąć górną warstwę bezwodnego etanolu, przenieść mieszaninę do probówki wirówkowej o pojemności 50 ml i odwirować ją przy 4000 × g przez 15 minut w celu uzyskania osadu. Osad należy liofilizować w celu uzyskania całkowitej zawartości polisacharydów.
  9. Oblicz całkowitą wydajność polisacharydów, korzystając z równania (1) poniżej:
    figure-protocol-1
    UWAGA: W równaniu (1) m oznacza masę (g) polisacharydów rokitnika, a M oznacza masę (g) próbki rokitnika.

3. Oznaczanie zawartości polisacharydów

  1. Przygotowanie roztworu
    1. Przygotowanie roztworu odczynnika fenolowego
      1. Dokładnie odważyć 3 g fenolu i przenieść go do brązowej kolby miarowej. Dodaj 50 ml wody dejonizowanej, aby rozpuścić fenol.
      2. Dokładnie wstrząśnij mieszaniną, aż będzie jednorodna. Oznaczyć kolbę i przechowywać ją do późniejszego wykorzystania.
    2. Przygotowanie roztworu wzorca glukozy
      1. Dokładnie zważyć 10 mg bezwodnej glukozy i przenieść ją do kolby miarowej o pojemności 10 ml. Dodaj wodę dejonizowaną, aby rozpuścić glukozę i dobrze wstrząsnąć mieszaniną.
      2. Rozcieńczyć mieszaninę do żądanej objętości wodą dejonizowaną, aby uzyskać roztwór wzorcowy glukozy.
    3. Przygotowanie roztworu próbki do badań.
      1. Dokładnie odważyć 5 mg liofilizowanych polisacharydów rokitnika (ZG1-ZG5 i JZ1-JZ5) do kolb miarowych (n = 10). Dodać wodę dejonizowaną do każdej kolby do końcowej objętości 50 ml.
      2. Sonikować mieszaninę przez 20 minut, aż polisacharydy całkowicie się rozpuszczą. Każdą próbkę należy przetworzyć za pomocą trzech równoległych powtórzeń.
  2. Budowa krzywej standardowej
    UWAGA: W metodzie kwasu fenolowo-siarkowego polisacharydy reagują ze stężonym kwasem siarkowym, tworząc pochodne furfuralu, które następnie kondensują się z fenolem, tworząc pomarańczowo-żółty związek. Maksymalna długość fali absorpcyjnej tego związku wynosi około 490 nm. W związku z tym długość fali detekcji dla tego eksperymentu została ustalona na 490 nm22.
    1. Rozcieńczyć wzorcowy roztwór glukozy wodą dejonizowaną do stężenia 0,1 mg/ml. Za pomocą mikropipety ostrożnie przenieś 200, 300, 400, 500, 600 i 700 μl roztworu wzorca glukozy do sześciu oddzielnych czystych probówek. Dodaj czystą wodę do całkowitej objętości 1,0 ml, a następnie delikatnie wymieszaj każdy roztwór, aby zapewnić równomierne rozcieńczenie.
    2. Dodać 1,0 ml 6% roztworu fenolu i 5,0 ml kwasu siarkowego do wyżej wymienionych probówek. Dobrze wymieszaj, ostudź, a następnie odstaw na RT na 30 minut.
      UWAGA: Fenol jest toksycznym związkiem chemicznym, a stężony kwas siarkowy działa żrąco. Podczas przygotowywania roztworów fenolu i kwasu siarkowego należy założyć rękawice, a zabieg należy przeprowadzić wewnątrz dygestorium.
    3. Przenieś wyżej wymienione próbki do kuwet i zamiast próbki użyj czystej wody jako ślepej próby. Zmierzyć ich absorbancję przy długości fali 490 nm za pomocą spektrofotometru UV-Vis i trzech powtórzeń.
    4. Wykreślić krzywą wzorcową ze stężeniami glukozy jako osią x i wartościami absorbancji jako osią y. Uzyskaj równanie regresji i oblicz współczynnik korelacji (R²).
      UWAGA: Spektrofotometr UV-Vis należy podgrzać z półgodzinnym wyprzedzeniem. Podczas pomiaru absorbancji na tym etapie, absorbancja musi mieścić się w przedziale od 0,2 do 0,8. W związku z tym stężenie próbki musi być określone ilościowo.
  3. Badanie metodologiczne
    1. Test precyzji:
      1. Pobrać JZ2 i przygotować roztwór badany zgodnie z metodą opisaną w kroku 3.1.3. Przeprowadzić kolorymetrię kwasu fenolowo-siarkowego, postępując zgodnie z metodą opisaną w kroku 3.2.2.
      2. Następnie należy oznaczyć absorbancję zgodnie z procedurą opisaną w kroku 3.2.3. Powtórz tę procedurę sześć razy i oblicz względne odchylenie standardowe (RSD).
    2. Test stabilności:
      1. Przygotować roztwór próbki JZ2, postępując zgodnie z metodą opisaną w kroku 3.1.3. Po 0, 2, 4, 6, 8 i 10 godzinach od przygotowania próbki przeprowadzić kolorymetrię kwasu fenolowo-siarkowego zgodnie z metodą określoną w kroku 3.2.2.
      2. Następnie należy określić absorbancję, postępując zgodnie z procedurą opisaną w kroku 3.2.3 i obliczyć RSD.
    3. Test powtarzalności:
      1. Przygotować roztwór próbki JZ2, postępując zgodnie z metodą opisaną w kroku 3.1.3. Przygotuj sześć replik równolegle. Przeprowadzić kolorymetrię kwasu fenolowo-siarkowego zgodnie z metodą określoną w kroku 3.2.2.
      2. Następnie należy określić absorbancję, postępując zgodnie z procedurą opisaną w kroku 3.2.3 i obliczyć RSD.
    4. Test regeneracji:
      1. Pobrać JZ2 i przygotować roztwór badany zgodnie z metodą opisaną w kroku 3.1.3. Przygotuj dziewięć replik równolegle. Dodać roztwory odniesienia odpowiadające 80%, 100 i 120 % całkowitej zawartości polisacharydów w próbce i przygotować trzy równoległe próbki.
      2. Przeprowadzić kolorymetrię kwasu fenolowo-siarkowego zgodnie z metodą określoną w kroku 3.2.2. Następnie należy określić absorbancję, postępując zgodnie z procedurą opisaną w kroku 3.2.3 i obliczyć stopień odzysku, stosując równanie (2).
        figure-protocol-2
        UWAGA: W równaniu (2) A reprezentuje ilość glukozy w roztworze próbki rokitnika, B oznacza ilość dodanej glukozy, a C oznacza zmierzoną wartość roztworu zawierającego glukozę i roztwór próbki rokitnika.
  4. Określanie zawartości
    1. Przygotować roztwór próbki zgodnie z opisem w kroku 3.1.3 i przeprowadzić kolorymetrię kwasu fenolowo-siarkowego zgodnie z metodą określoną w kroku 3.2.2.
    2. Oznaczyć absorbancję, postępując zgodnie z procedurą opisaną w kroku 3.2.3 i obliczyć zawartość polisacharydów przy użyciu metody krzywej wzorcowej. Wykonaj te czynności równolegle trzy razy dla każdej próbki.

4. Aktywność wymiatania rodników DPPH31,32

  1. Dokładnie odważyć 2,7 mg DPPH do pustej kolby miarowej o pojemności 50 ml. Rozpuścić go w 50 ml bezwodnego etanolu w celu przygotowania roztworu podstawowego DPPH o stężeniu 0,054 mg/ml i otrzymać roztwór roboczy DPPH.
    UWAGA: Roztwór DPPH należy przechowywać w ciemności.
  2. Dokładnie odważyć 5 mg witaminy C (Vc) do pustej kolby miarowej o pojemności 10 ml i rozpuścić ją w 10 ml wody dejonizowanej, aby przygotować roztwór Vc o stężeniu 0,5 mg/ml. Rozcieńczać go kolejno w celu przygotowania roztworów testowych Vc o stężeniach 0,5, 0,125, 0,03125, 0,0078125 i 0,001953 mg/ml.
  3. Dokładnie odważ 5 mg każdego polisacharydu rokitnika (ZG1-ZG5 i JZ1-JZ5). Rozpuścić każdą próbkę w 10 ml wody dejonizowanej, aby przygotować roztwory próbek polisacharydów rokitnika o stężeniu 0,5 mg/ml. Rozcieńczać kolejno powyższe roztwory, aby przygotować roztwory testowe polisacharydu rokitnika o stężeniach 0,5, 0,125, 0,03125, 0,0078125 i 0,001953 mg/ml.
  4. Używając roztworu DPPH jako substratu, przygotować następujące grupy na 96-dołkowej płytce: ujemną grupę kontrolnąA 0 (150 μl wody i 50 μl roztworu DPPH), grupę próbkiA 1 (150 μl próbki lub roztworu Vc i 50 μl roztworu DPPH) i grupę kontrolną próbkiA2 (150 μl próbki i 50 μl bezwodnego etanolu). Wykonaj tę procedurę w trzech egzemplarzach.
  5. Pozwól reakcji postępować przez 30 minut w ciemności. Następnie zmierz absorbancję przy 517 nm. Powtórz eksperyment trzy razy i oblicz szybkość wymiatania wolnych rodników DPPH za pomocą równania (3).
    UWAGA: Absorbancja roztworu DPPH powinna być utrzymywana na poziomie 0,7 ± 0,02. Zbyt wysokie i niskie stężenia mogą prowadzić do niedokładnych odczytów absorbancji, wpływając w ten sposób na końcowe wyniki eksperymentów.
    figure-protocol-3
    W równaniu (3) A0 to absorbancja wody dejonizowanej i roztworu DPPH, A1 to absorbancja próbki lub roztworu Vc i DPPH, a A2 to absorbancja próbki i bezwodnego etanolu.
  6. Obliczanie stężenia półhamującego (Ic50)
    1. Wygeneruj wizualnie uporządkowaną tabelę danych ilustrującą korelację między stężeniami związków testowych reakcji (0,5, 0,125, 0,03125, 0,0078125 i 0,001953 mg/ml) a odpowiadającymi im procentowymi wartościami reakcji.
    2. Użyj nieliniowego dopasowania krzywej (z GraphPad Prism), aby określić IC50 i błąd standardowy.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wydajność surowych polisacharydów
Polisacharydy ekstrahowano za pomocą HWE. Refluks kąpieli wodnej pokazano na rysunku uzupełniającym 1. Stężenie roztworu ekstraktu polisacharydowego zilustrowano na rysunku uzupełniającym 2. Efekt stratyfikacji wirowania po odbiałczaniu przedstawiono na rysunku uzupełniającym 3. Pięć partii H. rhamnoides subsp. sinensis ma plony polisacharydów 0,89% ± 0,01%, 0,78% ± 0,02%, 1,63% ± 0,03%, 1,50% ± 0,01...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Rokitnik to tradycyjna medycyna tybetańska. Polisacharydy są ważnymi składnikami rokitnika. Przeprowadzono wiele badań nad oznaczaniem zawartości polisacharydów i aktywności przeciwutleniającej21. Jednak tylko nieliczni porównali zawartość polisacharydów i aktywność przeciwutleniającą różnych gatunków Hippophae , takich jak gatunki lecznicze H. rhamnoides subsp. sinensis i H. gyantsensis. W związku z tym w niniejszej pracy określono zawartość polisacharydów w dw...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają do ujawnienia żadnych konfliktów interesów.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Praca ta była wspierana finansowo przez Narodową Fundację Nauk Przyrodniczych Chin (nr 82374145), Fundację Nauk Przyrodniczych Prowincji Syczuan (nr 2025ZNSFSC0608) oraz Chińską Narodową Fundację Nauk Przyrodniczych (nr U23A20520)

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Waga analityczna (z dokładnością do 0,0001 g)Sartorius Scientific Instruments (Pekin) Co., Ltd.BSA224S-CW
Waga analityczna (z dokładnością do 0,00001 g)Sartorius Scientific Instruments (Pekin) Co., Ltd.CPA225D
Wirówka wolnoobrotowa stołowaShanghai Zigui Instrument Co., Ltd.TD4K-Z
Wskaźnik DPPH (Protokół DPPH)Szanghaj Yuanye Bio-Technology Co., Ltd.CAS 1898-66-4
EtanolChengdu Kelong Chemical Products Co., Ltd.CAS 64-17-5
Rurka EPHunan BKMAK Holding Co., Ltd.Zobacz materiał BS-20-M2 ml
LiofilizatorKorporacja LabconcoLABCONCO (LABCONCO)
Glukoza bezwodnaChengdu Kelong Chemical Products Co., Ltd.CAS 50-99-7Wzorzec odniesienia
GraphPad  Prim 9.5.0 Oprogramowanie GraphPadN/AOkreśl wartość IC50 i wartość P.
Piec do suszenia z cyrkulacją gorącego powietrzaShanghai Yiheng Technology Instrument Co., Ltd.NB-DGG-9070A
Kwas L-askorbinowyBeijing Labgic Technology Co., Sp. z o.o.CAS 50-81-7Lek kontroli pozytywnej
Czytnik mikropłytekSzanghaj Shanpu Biotechnology Co., Ltd.Odczyt Max 1500
Płytka 96-dołkowaBeijing Labgic Technology Co., Sp. z o.o.11512
Wersja OriginPro 2025Laboratorium PoczątkoweN/ATworzenie wykresu liniowego stawki za odprawę
KOŃCÓWKI DO PIPETBeijing Labgic Technology Co., Sp. z o.o.Zobacz materiał BS-200-T200 μ L
KOŃCÓWKI DO PIPETBeijing Labgic Technology Co., Sp. z o.o.T-1000-B1000 μ L
FenolChengdu Kelong Chemical Products Co., Ltd.CAS 108-95-2
Parownik obrotowy  BUCHI Handel Sprzętem Laboratoryjnym (Szanghaj) Ltd.Buchi R-100
Standardowy system czystej wody typu odczynnikaQingdao Flom Technology Co., Sp. z o.o.FBZ2001-góra-p
Termostatyczna łaźnia wodna z wyświetlaczem cyfrowymGuan'an Scientific Instruments (Zhejiang) Co., Ltd.WB100-6F
Spektrofotometr UV-widzialnyShanghai Mapada Instruments Co., Ltd. V-1100D
UltradźwiękowaSheng Zheng ChaoJie Industrial Co., Ltd.CJ-060SDMyjka ultradźwiękowa 360 W 50 Hz

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Chinese Pharmacopoeia Committee. Pharmacopoeia of the People's Republic of China. 1, Chinese Medical Science and Technology Press. (2025).
  2. Su, S. Y., et al. Structure elucidation, immunomodulatory activity, antitumor activity and its molecular mechanism of a novel polysaccharide from Boletusreticulatus Schaeff. Food Sci Hum Wellness. 12 (2), 647-661 (2023).
  3. Wang, Y. X., et al. Utilizing relative ordered structure theory to guide polysaccharide purification for structural characterization. Food Hydrocoll. 115, 106603(2021).
  4. Zhang, W., et al. Seabuckthorn berry polysaccharide protects against carbon tetrachloride-induced hepatotoxicity in mice: via anti-oxidative and anti-inflammatory activities. Food Funct. 8 (9), 3130-3138 (2017).
  5. Wang, X., et al. Seabuckthorn berry polysaccharide extracts protect against acetaminophen induced hepatotoxicity in mice via activating the Nrf-2/HO-1-SOD-2 signaling pathway. Phytomedicine. 38, 90-97 (2018).
  6. Zhao, L., et al. Proteomic analysis reveals the molecular mechanism of Hippophae rhamnoides polysaccharide intervention in LPS-induced inflammation of IPEC-J2 cells in piglets. Int J Biol Macromol. 164, 3294-3304 (2020).
  7. Chen, J. H., Chen, X., Zhou, G. H., Xu, X. L. Ultrasound: a reliable method for regulating food component interactions in protein-based food matrices. Trends Food Sci Technol. 128, 316-330 (2022).
  8. Pundir, S., et al. Ethnomedicinal uses, phytochemistry and dermatological effects of Hippophae rhamnoides L.: A review. J Ethnopharmacol. 266, 113434(2021).
  9. Teng, H., He, Z. G., Hong, C. Z., Xie, S. Z., Zha, X. Q. Extraction, purification, structural characterization and pharmacological activities of polysaccharides from sea buckthorn (Hippophae rhamnoides L.): A review. J Ethnopharmacol. 324, 117809(2024).
  10. Niu, H., et al. Pectin-stabilized emulsions: Structure-emulsification relationships, covalent and non-covalent modifications, and future trends. Trends Food Sci Technol. 159, 104986(2025).
  11. Dou, Z. M., Chen, C., Huang, Q., Fu, X. The structure, conformation, and hypoglycemic activity of a novel heteropolysaccharide from the blackberry fruit. Food Funct. 12 (12), 5451-5464 (2021).
  12. Niu, H., et al. Multiscale combined techniques for evaluating emulsion stability: A critical review. Adv Colloid Interface Sci. 311, 102813(2023).
  13. Yuan, D., Li, C., Huang, Q., Fu, X. Ultrasonic degradation effects on the physicochemical, rheological and antioxidant properties of polysaccharide from Sargassum pallidum. Carbohydr Polym. 239, 116230(2020).
  14. Chen, R., et al. Extraction, structural characterization and biological activities of polysaccharides from mulberry leaves: A review. Int J Biol Macromol. 257, 128669(2024).
  15. Lei, J., et al. Pressurized hot water extraction, structural properties, biological effects, and in vitro microbial fermentation characteristics of sweet tea polysaccharide. Int J Biol Macromol. 222 (Pt B), 3215-3228 (2022).
  16. Chen, F., Huang, G. L. Antioxidant activity of polysaccharides from different sources of ginseng. Int J Biol Macromol. 125, 906-908 (2019).
  17. Chen, Y. F., Yang, H., Shen, Z. Z., Ye, J. R. Whole-genome sequencing and potassium-solubilizing mechanism of Bacillus aryabhattai SK1-7. Front Microbiol. 12, 722379(2022).
  18. Yun, Y. H., et al. A green method for the quantification of polysaccharides in Dendrobium officinale. RSC Adv. 5, 105057-105065 (2015).
  19. Kim, J. M., et al. Quantitative determination of fucoidan using polyion-sensitive membrane electrodes. Anal Chim Acta. 877, 1-8 (2015).
  20. Ogura, I., Sugiyama, M., Tai, R., Mano, H., Matsuzawa, T. Optimization of microplate-based phenol-sulfuric acid method and application to the multi-sample measurements of cellulose nanofibers. Anal Biochem. 681, 115329(2023).
  21. Wen, J., et al. Polysaccharides from sea buckthorn - Ultrasound-assisted enzymatic extraction, purification, structural characterization, and antioxidant activity analysis. Food Chem X. 26, 102265(2025).
  22. Yue, F. F., et al. Effects of monosaccharide composition on quantitative analysis of total sugar content by phenol-sulfuric acid method. Front Nutr. 9, 963318(2022).
  23. Dou, Z. M., et al. Pectin-type polysaccharides from raspberry (Rubus idaeus L.): structure characterization and activity against DSS-induced colitis. Carbohydr Polym. 364, 123710(2025).
  24. Li, Q., et al. α-D-1,3-glucan from Radix Puerariae thomsonii improves NAFLD by regulating the intestinal flora and metabolites. Carbohydr Polym. 299, 120197(2023).
  25. Dou, Z. M., Chen, C., Fu, X. Digestive property and bioactivity of blackberry polysaccharides with different molecular weights. J Agric Food Chem. 67 (45), 12428-12440 (2019).
  26. Zhou, S. Y., Huang, G. L., Huang, H. L. Extraction, derivatization and antioxidant activities of onion polysaccharide. Food Chem. 388, 133000-133009 (2022).
  27. Musa, K. H., Abdullah, A., Kuswandi, B., Hidayat, M. A. A novel high throughput method based on the DPPH dry reagent array for determination of antioxidant activity. Food Chem. 141 (4), 4102-4106 (2013).
  28. Garcia, E. J., et al. Antioxidant activity by DPPH assay of potential solutions to be applied on bleached teeth. Braz Dent J. 23 (1), 22-27 (2012).
  29. Wei, A., Shibamoto, T. Antioxidant/lipoxygenase inhibitory activities and chemical compositions of selected essential oils. J Agric Food Chem. 58 (12), 7218-7225 (2010).
  30. Song, Y. C. Extraction, purification and modulation of mice gut microbiota by sea buckthorn polysaccharides. , Xihua University. (2022).
  31. Dong, N., et al. Exploring quality variations of Polygonati Rhizoma during nine-steaming and nine-drying process through color-polysaccharides-antioxidant activity linkages. Chin Tradit Herbal Drugs. 56 (2), 476-486 (2025).
  32. Rumpf, J., Burger, R., Schulze, M. Statistical evaluation of DPPH, ABTS, FRAP, and Folin-Ciocalteu assays to assess the antioxidant capacity of lignins. Int J Biol Macromol. 233, 123470(2023).
  33. Zhang, C. C., et al. Research progress in microevolutionary process of excellent traits and quality of Dao-di herbs. Chin Mater Med. 48 (22), 6021-6029 (2023).
  34. Li, X. W., Zhang, H. T., Zhang, Z. J. The relation between contents of flavonoids in leaves of Hippophae tibetana Schlecht. and ecological factors. J Ecological Environ. 27 (02), 239-245 (2018).
  35. Li, C., et al. Characterization, antioxidant and immunomodulatory activities of polysaccharides from Prunella vulgaris Linn. Int J Biol Macromol. 75, 298-305 (2015).
  36. Cao, C., et al. Physicochemical characterization, potential antioxidant and hypoglycemic activity of polysaccharide from Sargassum pallidum. Int J Biol Macromol. 139, 1009-1017 (2019).
  37. Li, Q. Y., et al. A comparison study on structure-function relationship of polysaccharides obtained from sea buckthorn berries using different methods: antioxidant and bile acid-binding capacity. Food Sci Hum Wellness. 13 (1), 494-505 (2024).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Zawarto polisacharyd waktywno przeciwutleniaj carokitnikekstrakcja gor c wodmetoda fenolowo siarczanowatest DPPHneutralizacja wolnych rodnik wwydajno polisacharyd w

Powiązane artykuły