Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

In vivo (in vivo ) Zapis całokomórkowy patch-clamp neuronów peptydergicznych podwzgórza u larw danio pręgowanego

780 wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/68943

⸱

22 sierpnia 2025

 ,  ,  , 
1School of Life Sciences, Shanghai University, 2Division of Biology and Biological Engineering, California Institute of Technology

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

W artykule przedstawiono protokół rejestracji in vivo aktywności elektrycznej neuronów peptydergicznych podwzgórza z wykorzystaniem elektrofizjologii całokomórkowych klamer u nienaruszonych larw danio pręgowanego.

Streszczenie

Podwzgórze to starożytny obszar mózgu, który reguluje różne aspekty fizjologii i zachowania, w tym sen i czuwanie, apetyt, homeostazę energetyczną, lęk, depresję i interakcje społeczne. Określone populacje neuronów w podwzgórzu wywierają swoje działanie poprzez uwalnianie neuroprzekaźników i neuropeptydów. Zapis całokomórkowy jest niezbędnym podejściem do badania roli tych czynników w przekaźnictwie synaptycznym i funkcjonowaniu mózgu. Jednak dostęp do neuronów podwzgórza w celu zapisów elektrofizjologicznych u nienaruszonych ssaków jest trudny ze względu na ich lokalizację głęboko w mózgu. W rezultacie nasza wiedza na temat wewnętrznych właściwości i funkcji fizjologicznych neuronów podwzgórza jest ograniczona. Larwa danio pręgowanego jest użytecznym alternatywnym modelem do badania neuronów podwzgórza ze względu na przezroczysty i mały, ale dobrze zachowany mózg kręgowców. W tym miejscu przedstawiamy protokół rejestracji in vivo całokomórkowych naszywek na neuronach podwzgórza u nienaruszonych larw danio pręgowanego. Korzystając z tej techniki, możemy nagrywać z neuronów peptydygicznych w podwzgórzu, badać reakcje tych neuronów na bodźce czuciowe i badać ich wpływ na neurony znajdujące się w dalszej części podwzgórza. Ta eksperymentalna technika stanowi zatem użyteczne podejście do badania fizjologicznych funkcji neuronów neuropeptydergicznych podwzgórza u nienaruszonych zwierząt.

Wprowadzenie

Jako popularny model zwierzęcy kręgowców, danio pręgowany (Danio rerio) jest szeroko stosowany w badaniach neurobiologicznych i ma kilka zalet1. Ich zestaw genów i architektura mózgu są wysoce konserwatywne u ssaków i mają bogaty repertuar behawioralny, co czyni je przydatnymi do badania mechanizmów genetycznych i neuronalnych, które leżą u podstaw zachowań, takich jak sen, lęk, depresja i interakcje społeczne 2,3,4,5,6 . Ich niewielkie rozmiary i niskie koszty utrzymania sprawiają, że idealnie nadają się do wysokoprzepustowych badań przesiewowych genów lub leków mających na celu leczenie chorób neuropsychiatrycznych 7,8. Wreszcie, przezroczystość optyczna larw danio pręgowanego, w połączeniu z zaawansowanymi technikami mikroskopu świetlnego oraz dostępnością wielu reporterów fluorescencyjnych, sprawia, że są one szczególnie dobrze przystosowane do monitorowania aktywności neuronalnej i astroglejowej w rozdzielczości komórkowej w całym mózgu 9,10,11.

Podwzgórze danio pręgowanego, znajdujące się głęboko w brzusznym międzymózgowiu, jest anatomicznie i molekularnie zachowane z podwzgórzem ssaków, ale jest o 2-3 rzędy wielkości mniejsze, co zapewnia prostszy system do badania funkcji podwzgórza12. Neurony podwzgórza tworzą rozległe połączenia synaptyczne z wieloma obszarami mózgu, w tym ze wzgórzem, pniem mózgu, przysadką mózgową i kresomózgowiem, za pośrednictwem których regulują fizjologiczną homeostazę, sygnalizację neuroendokrynną i zachowania autonomiczne13,14. Taka modulacja zachowania i fizjologii w dużej mierze opiera się na neuropeptydach, które są krótkołańcuchowymi aminokwasami, które działają poprzez wiązanie się z receptorami sprzężonymi z białkiem G (GPCR)15. W przeciwieństwie do szybko działającego uwalniania neuroprzekaźników aminokwasowych w synapsie, neuropeptydy mogą dyfundować na większe odległości poprzez transmisję objętościową i pośredniczyć w powolnym modulacyjnym wpływie na transmisję synaptyczną i pobudliwość neuronów16.

Ostatnie badania na danio pręgowanym ujawniły różnorodne funkcje neuropeptydów podwzgórza dzięki multidyscyplinarnym podejściom, takim jak obrazowanie wapnia w całym mózgu, sekwencjonowanie RNA pojedynczych komórek, wysokoprzepustowa analiza behawioralna i mapowanie obwodów neuronalnych 4,12,17,18. Te nowe techniki przekształciły naszą zdolność do charakteryzowania różnorodności komórkowej na dużą skalę, łączenia mechanizmów molekularnych z funkcjami neuropeptydowymi na poziomie obwodu i mapowania obwodów neuronalnych, które leżą u podstaw określonych zachowań19,20. Jednak te podejścia pozostają ograniczone pod względem zdolności do rozwiązywania szybkiej dynamiki fizjologicznej i precyzyjnych mechanizmów synaptycznych, które leżą u podstaw funkcji neuropeptydów.

Technika patch-clamp, opracowana przez Nehera i Sakmanna, pozostaje złotym standardem w badaniu fizjologii neuronów ze względu na niezrównaną rozdzielczość czasową i precyzję biofizyczną, umożliwiając bezpośredni pomiar fluktuacji potencjału błonowego, prądów synaptycznych i dynamiki kanałów jonowych21,22. Technika ta jest szczególnie nieoceniona w badaniu komórek neuropeptydergicznych, których charakterystyczne wzorce pękania i wpływy neuromodulacyjne wymagają bezpośredniego pomiaru elektrofizjologicznego, aby w pełni zrozumieć ich rolę w zachowaniu i homeostazie 15,16,23.

W tym przypadku opracowaliśmy zoptymalizowany protokół, który umożliwia wiarygodne zapisy całokomórkowe neuronów peptydergicznych podwzgórza larw danio pręgowanego, pomimo wyzwań technicznych związanych z głęboką lokalizacją anatomiczną tych neuronów. Metodologia ta zapewnia bezpośredni dostęp do aktywności elektrycznej tych komórek, umożliwiając szczegółowe badanie ich reakcji na bodziec wzrokowy i słuchowy (ryc. 1). Integrując elektrofizjologię patch-clamp z optogenetyką, możemy precyzyjnie scharakteryzować funkcjonalną łączność między obwodami podwzgórza a neuronami znajdującymi się w dół (ryc. 2 i ryc. 3), ułatwiając badanie neuropeptydów w homeostazie fizjologicznej i kontroli behawioralnej. Podejście to wypełnia krytyczną lukę w badaniach neurobiologicznych, umożliwiając mechanistyczną eksplorację funkcji neuronów podwzgórza na poziomie biofizycznym, komórkowym i obwodowym jednocześnie.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie eksperymenty zostały zatwierdzone przez Komitet ds. Opieki i Użytkowania Instytucjonalnego (IACUC) na Uniwersytecie w Szanghaju (protokół na zwierzętach YS 2025-169) oraz IACUC na Uniwersytecie Kalifornijskim (protokół na zwierzętach 1836). Danio pręgowany od 5 do 7 dni po zapłodnieniu (dpf) karmiono wrotkami i wykorzystywano do eksperymentów. Na tym etapie rozwoju płeć nie jest określona. Do hodowli wykorzystano dorosłe osobniki danio pręgowanego na masie perłowej [mitfa(w2/w2)] w tle24 .

1. Roztwory i receptury

  1. Przygotować pożywkę E3 zawierającą 5 mM NaCl, 0,17 mM KCl, 0,33 mM CaCl2 i 0,33 mM MgSO4. Dostosować roztwór za pomocą NaOH do pH 7,2. Przechowywać w temperaturze pokojowej do spożycia w ciągu 1 miesiąca.
  2. Przygotuj roztwór zewnątrzkomórkowy zawierający 134 mM NaCl, 2,9 mM KCl, 2,1 mM CaCl2, 1,2 mM MgCl2, 10 mM HEPES i 10 mM glukozy. Osmolalność roztworu zewnątrzkomórkowego wynosi ~290 mOsmol L-1. Dostosować roztwór za pomocą NaOH do pH 7,8. Przechowywać w temperaturze 4 °C do spożycia w ciągu 1 miesiąca.
  3. Przygotować roztwór wewnątrzkomórkowy zawierający 100 mM K-glukonianu, 10 mM KCl, 2 mM CaCl2, 2 mM Mg-ATP, 0,3 mM Na-GFP, 10 mM HEPES i 10 mM EGTA. Osmolalność roztworu wewnątrzkomórkowego wynosi ~280 mOsmol L-1. Dostosuj roztwór za pomocą KOH do pH 7,4. Porcję 100 μl roztworu wewnętrznego rozlać do probówek do mikrofug i przechowywać w temperaturze -20 °C do wykorzystania w ciągu 1 roku.
    UWAGA: Dodatek Mg-ATP i Na-GTP jest zalecany w przypadku długotrwałych i stabilnych zapisów. Roztwór wewnątrzkomórkowy musi być filtrowany przez membranę 0,22 μm, która usuwa cząstki stałe i zanieczyszczenia mikrobiologiczne, które mogłyby zagrozić tworzeniu się plomby lub prowadzić do zatkania pipety.
  4. α-bungarotoksyna: Rozpuścić 1 mg α-bungarotoksyny w 1 ml pożywki E3 do końcowego stężenia 1 mg/ml. Porcję roztworu rozlać na probówki do mikrofug i przechowywać w temperaturze -20 °C do wykorzystania w ciągu 1 roku.
  5. Agaroza o niskiej temperaturze topnienia: Rozpuścić 0,75 g agarozy w 50 ml pożywki E3 w szklanej butelce do końcowego stężenia 1,5%. Podgrzej mieszaninę w kuchence mikrofalowej, aż agaroza się rozpuści, a roztwór będzie klarowny i jednorodny. Stopioną agarozę należy przechowywać w temperaturze 42-45 °C w łaźni wodnej do użycia w ciągu 1 miesiąca.

2. Przygotowanie i rozbiór danio pręgowanego

  1. Umieść pojedyncze dorosłe samce i samice ryb zawierających pożądany transgen, np. Tg(hcrt:RFP) rybę25, w zbiorniku godowym i oddziel je przezroczystą przegrodą na noc. Rano drugiego dnia usuń przegrodę, aby umożliwić rybom rozmnażanie się. Zbierz zapłodnione zarodki na dnie zbiornika i wczesnym popołudniem przywróć dorosłe ryby do ich domowych zbiorników.
  2. Wychowaj zarodki na szalce Petriego o średnicy 9 cm z podłożem E3 zawierającym 0,0005% błękitu metylenowego. Umieścić zarodki w inkubatorze w temperaturze 28,5 °C w cyklach światła i ciemności o godzinie 14:10. Zmieniaj rozwiązanie E3 każdego dnia.
    UWAGA: Błękit metylenowy w pożywce E3 jest stosowany w celu zapobiegania wzrostowi grzybów do 3 dni po zapłodnieniu (dpf), ale jest zastępowany samym podłożem E3 w 3 dpf, ponieważ błękit metylenowy może wpływać na metabolizm komórkowy i funkcję mitochondriów na późniejszych etapach rozwoju26.
  3. Przesiewaj larwy ryb pod stereomikroskopem epi-fluorescencyjnym z maksymalnym powiększeniem (~115x) zaczynającym się od około 3 dpf. Umieść pojedyncze ryby w kropelkach wody (większych niż ich rozmiar ciała), aby ułatwić sortowanie. W przypadku ryb starszych niż 3 dpf należy znieczulić ryby za pomocą 3 ml pożywki E3 zawierającej 0,01% tricainy, aby stłumić spontaniczną aktywność lokomotoryczną. Zbierz larwy z jasną ekspresją fluoroforu w podwzgórzu.
    UWAGA: Podczas pracy z tricainą należy nosić rękawice nitrylowe, okulary ochronne i fartuch laboratoryjny. Nadmiar tricainy należy zutylizować wraz z odpadami chemicznymi zgodnie z protokołami dla zwierząt.
  4. Po przesiewie należy natychmiast wypłukać trikainę za pomocą pożywki E3 i umieścić larwy z powrotem w inkubatorze. Dodać ~5 ml roztworu paszowego zawierającego wrotki na szalkę Petriego, zaczynając od 5 dpf do dnia eksperymentów. Zmień roztwór E3 i codziennie karm ryby wrotkami.
  5. Przy 5-7 dpf zbieraj larwy ryb, które wyglądają zdrowo i wykazują aktywną lokomocję. Przenieś je na małą szalkę Petriego (o średnicy 3,5 cm) za pomocą szklanej pipety.
  6. Usuń wodę wokół ryby i dodaj 20 μl 1 mg/ml α-bungarotoxin na rybę na ~30 s. Następnie wypłukać lek, dodając ~ 3 ml pożywki E3 do szalki Petriego.
    UWAGA: Podczas pracy z α-bungarotoksyną należy nosić rękawice nitrylowe, okulary ochronne i fartuch laboratoryjny. Nadmiar α-bungarotoksyny należy zutylizować wraz z odpadami chemicznymi zgodnie z protokołami na zwierzętach.
  7. Przykryj szalkę Petriego folią aluminiową, aby ryba była w ciemności i stopniowo stawała się sparaliżowana.
    UWAGA: α-bungarotoksyna jest blokerem receptora acetylocholiny, który specyficznie działa na połączenie nerwowo-mięśniowe, paraliżując w ten sposób ryby bez wpływu na układ nerwowy. Ryby po paraliżu nadal mogą odczuwać bodźce środowiskowe, a funkcja mózgu jest normalna 9,27.
  8. Sprawdź, czy nie ma paraliżu po ~15 minutach za pomocą mikroskopu stereoskopowego i wybierz sparaliżowaną rybę, która wykazuje normalne bicie serca i silne krążenie krwi w mózgu i ciele.
  9. Przenieś rybę do specjalnie wykonanej komory zapisowej, która jest szalką Petriego o średnicy 35 mm z otworem o średnicy 10 mm pośrodku i szklanym szkiełkiem nakrywkowym o wymiarach 20 x 20 mm przyklejonym na dole w celu zakrycia otworu. Usuń wodę i dodaj ~200 μL 1,5% niskotopliwej agarozy.
  10. Umieść rybę grzbietem do góry w agarozie za pomocą kleszczy (Dumont #5). Gdy agaroza całkowicie zastygnie, dodaj roztwór zewnątrzkomórkowy, aby przykryć agarozę. Potrzeba 5-10 minut, aby agaroza w pełni zastygła.
  11. Pokrój i usuń agarozę nad głową ryby za pomocą mikronoża. Następnie wykonaj małe nacięcie w skórze nad komorą mózgu między tykiem nerwu wzrokowego a móżdżkiem za pomocą szklanej mikropipety z otworem końcówki ~1 μm do pipety wprowadzającej się do mózgu w następnym kroku.
  12. Usuń resztki tkanek lub skrzepy krwi wokół otworu preparacyjnego za pomocą pipety z potłuczonego szkła.

3 Nagrywanie z użyciem zacisku krosowego całej komórki

  1. Przygotować mikropipety rejestrujące z otworem końcówki ~1 μm i rezystancją ~20 MΩ przy użyciu kapilar borokrzemianowych w dniu eksperymentu. Wyciągnięte mikropipety należy przechowywać w pojemniku i używać ich tego samego dnia, aby zapobiec zanieczyszczeniu.
  2. Włącz komputer, kamerę CCD, monitor, wzmacniacz, digitizer, mikromanipulator i powiązane oprogramowanie. Amplifier i digitizer muszą być włączone przed otwarciem oprogramowania.
  3. Ostrożnie przenieś rybę na zestaw elektrofizjologiczny, gdzie zostanie przeprowadzony eksperyment z zaciskiem łatowym.
  4. Perfuzjować ryby natlenionym roztworem zewnątrzkomórkowym w ilości ~ 2 ml na minutę za pomocą pompy perystaltycznej, aby utrzymać zdrowie ryb i żywotność komórek.
  5. Przesuń komorę zapisu za pomocą translatora X-Y (wykonanego na zamówienie), aby wyśrodkować rybę w polu widzenia obiektywu 4x pod pionowym mikroskopem.
  6. Przełącz się na obiektyw 60x i przesuń tłumacza, aby zobrazować docelowy obszar podwzgórza. Dostosuj różnicowy kontrast interferencyjny (DIC) Nomarskiego za pomocą światła podczerwonego 900 nm, aby uzyskać najlepszą wizualizację komórek.
  7. Włącz źródło światła wzbudzającego fluorescencję (np. żarówkę rtęciową) i użyj go do wizualizacji neuronów fluorescencyjnych w podwzgórzu. Zlokalizuj zdrowe neurony, które wykazują jasną fluorescencję i wyraźne granice komórek, co często wskazuje na dobre zdrowie komórek i ułatwia wysokiej jakości zapisy elektrofizjologiczne.
  8. Powoli napełnij mikropipetę rejestrującą roztworem wewnątrzkomórkowym za pomocą drobnej końcówki do mikroładowania.
  9. Przymocuj elektrodę do headstage amplifier i dokręć pokrętło, aby zapobiec wyciekowi powietrza. Zastosuj lekkie nadciśnienie (~150-200 mBar) do wnętrza mikropipety przez rurkę podłączoną do uchwytu, co zapobiega przedostawaniu się zanieczyszczeń na granicy faz powietrze-roztwór do końcówki elektrody.
  10. Opuść mikropipetę do roztworu kąpieli za pomocą mikromanipulatora w trybie szybkim i umieść końcówkę mikropipety nad wypreparowanym otworem pod obiektywem 4x.
  11. Przełącz mikromanipulator w tryb wolny i zmień obiektyw na 60x. Powoli przesunąć końcówkę szklanej pipety przez otwór rozpoznawczy i wzdłuż komory między dwiema półkulami tektalnymi.
  12. Ustawić końcówkę pipety prostopadle w kierunku docelowej celi fluorescencyjnej oglądanej zarówno za pomocą DIC, jak i fluorescencji. Gdy końcówka pipety dotknie błony komórkowej, tworzy się małe wgłębienie.
    UWAGA: Aby uwidocznić głębokie tkanki, takie jak podwzgórze, stosuje się IR-DIC 900 nm wraz z filtrami polaryzatora i analizatora, które są precyzyjnie dostosowane do IR-DIC.
  13. Szybkie uwolnienie nadciśnienia, gdy końcówka dotknie komórki, umożliwia ogniwu utworzenie uszczelki z pipetą. Jednocześnie zastosuj krótkie podciśnienie przez rurkę podłączoną do uchwytu.
    UWAGA: Wartość rezystancji w oprogramowaniu powinna szybko wzrosnąć do > 1 GΩ, co oznacza, że powstaje uszczelnienie o wysokiej rezystancji. Gdy fluorescencyjna komórka podwzgórza zostanie pomyślnie zarejestrowana, w końcówce mikropipety rejestrującej powinna znajdować się fluorescencyjna błona komórkowa.
  14. Clamp ogniwo pod napięciem -60 mV i odczekaj 1-2 minuty, aż linia bazowa i rezystancja dostępu ustabilizują się. Zastosuj krótki impuls elektryczny lub delikatne ssanie doustnie, aby rozerwać błonę komórkową pod końcówką mikropipety.
  15. Kompensacja prądu pojemnościowego i rezystancji szeregowej w konfiguracji oprogramowania elektrofizjologicznego. Odrzuć dane, jeśli rezystancja szeregowa jest większa niż 100 MΩ i zmienia się > 20% w nagraniach.
  16. Zastosuj impuls napięciowy 1 s -10 mV w trybie napięciowym , aby monitorować wewnętrzną rezystancję membrany przed i po eksperymentach. Wyrzuć komórkę, jeśli opór błony lub potencjał błony bardzo się różni.
  17. Pierwszy zapis w trybie cęgów napięciowych (VC), gdy ogniwo jest utrzymywane na wartości ujemnej. Po ustanowieniu stabilnego zapisu, w razie potrzeby przełącz się w tryb cęgów prądowych (IC).
    UWAGA: Giga-seal może nie być stabilny krótko po pęknięciu, więc zaciśnięcie ogniwa na poziomie -60 mV w trybie VC przez kilka minut na początku eksperymentu może zapewnić lepsze warunki komórkowe.
  18. Po zakończeniu eksperymentu przetwarzaj analizę danych elektrofizjologicznych i wykrywanie skoków w trybie offline za pomocą MATLAB.
  19. Po eksperymentach poddaj larwy eutanazji ryb za pomocą 1,5% podchlorynu sodu (NaClO) i zutylizuj je zgodnie z instytucjonalnymi protokołami opieki nad zwierzętami.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

W niniejszym artykule przedstawiamy udoskonaloną technikę rejestracji metodą patch-clamp z całej komórki in vivo do badania neuronów podwzgórza u nienaruszonego danio pręgowanego, koncentrując się w szczególności na neuronach hipokretynowych (Hcrt).

Jak przedstawiono w Rycina 1nasza metodologia umożliwia bezpośrednie rejestracje elektrofizjologiczne z tych neuronów położonych głęboko w mózgu u nienaruszonego zwierzęcia (Rysunek 1A

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Opisany tutaj protokół umożliwia rejestrację neuronów peptydergicznych w podwzgórzu larwy danio pręgowanego, jednym z najgłębszych i najtrudniejszych technicznie obszarów mózgu. Ze względu na nieodłączną trudność tego przygotowania, udane nagrania patch-clamp wymagają skrupulatnego zwrócenia uwagi na kilka krytycznych parametrów, a mianowicie jakość pipety, technikę podejścia, czystość roztworu i zdrowie tkanek. Czynniki te łącznie decydują o prawdopodobieństwie osiągnięcia i utrzymania stabilnych zapisów giga-seal. Po p...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy deklarują, że nie występują konflikty interesów i nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Serdecznie dziękujemy dr. Danielowi Wagenaarowi za pomoc w projektowaniu urządzeń do eksperymentów optogenetycznych. Praca ta była wspierana przez granty R35 NS122172 i R34 NS126800 z National Institutes of Health dla D.A.P. oraz Shanghai Overseas Talents Introduction Program dla R.Z.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
WzmacniaczAkson700 mld
Kapilary ze szkła borokrzemianowegoSutterZobacz materiał BF100-58-10 Zobacz materiał BF100-58-10
Kamera CCDDage-MTIIR-1000 (wersja IR-1000)
Komputery do zapisów elektrofizjologicznychDolinaPrecyzja 3660
Digidata (dane cyfrowe)Akson1440A
Klatka FaradayaZamówienie
KleszczeF.S.T.Dumont #5
InkubatorLonroy powiedział:GZP-150B
Filtr membranowyMillipore SigmaSLGV004SL
Mikro nóżF.S.T.10318-14
CelOlympusMplan 5X/0,1; UMPlanFI/IR 60X/0.9W
Pompa perystaltycznaDłuższyPrzekaźnik BT100-1L
Uchwyt na pipetyNarishige powiedział:H-7do preparacji
ŚciągaczaInstrument SutteraZobacz materiał P-97
Mikroskop stereoskopowy do fluorescencyjnych badań przesiewowych i preparacjiOlympusSZX16
StymulatorA.M.P.IMistrz8 powiedział:
Mikromanipulator trójwymiarowyInstrument SutteraZobacz materiał MPC-325
Pionowy mikroskop DIC na podczerwieńOlympusBX51WI
Stół wibroizolacyjnyTMC (Międzynarodowa Organizacja T61-541-06
Monitor wideoSŁOŃCESP-717 (wersja angielska)
Kąpiel wodnaYiheng powiedział:HWS-12 powiedział:
Tłumacz X-YZamówienie

Bibliografia

  1. Bradbury, J. Small fish, big science. PLoS Biology. 2, e148(2004).
  2. Rihel, J., et al. Zebrafish behavioral profiling links drugs to biological targets and rest/wake regulation. Science. 327, 348-351 (2010).
  3. Oikonomou, G., Prober, D. A. Attacking sleep from a new angle: Contributions from zebrafish. Curr Opin Neurobiol. 44, 80-88 (2017).
  4. Lovett-Barron, M., et al. Multiple convergent hypothalamus-brainstem circuits drive defensive behavior. Nat Neurosci. 23, 959-967 (2020).
  5. Wagle, M., et al. Brain-wide perception of the emotional valence of light is regulated by distinct hypothalamic neurons. Mol Psychiatry. 27, 3777-3793 (2022).
  6. Dreosti, E., Lopes, G., Kampff, A. R., Wilson, S. W. Development of social behavior in young zebrafish. Front Neural Circuits. 9, 39(2015).
  7. MacRae, C. A., Peterson, R. T. Zebrafish as tools for drug discovery. Nat Rev Drug Discov. 14, 721-731 (2015).
  8. Zon, L. I., Peterson, R. T. In vivo drug discovery in the zebrafish. Nat Rev Drug Discov. 4, 35-44 (2005).
  9. Ahrens, M. B., et al. Brain-wide neuronal dynamics during motor adaptation in zebrafish. Nature. 485, 471-477 (2012).
  10. Mu, Y., et al. Glia Accumulate Evidence that Actions Are Futile and Suppress Unsuccessful Behavior. Cell. 178, 27-43 (2019).
  11. Yang, E., et al. A brainstem integrator for self-location memory and positional homeostasis in zebrafish. Cell. 185, 5011-5027.e20 (2022).
  12. Machluf, Y., Gutnick, A., Levkowitz, G. Development of the zebrafish hypothalamus: Hypothalamic neuronal specification. Ann N Y Acad Sci. 1220, 93-105 (2011).
  13. Tessmar-Raible, K., et al. Conserved sensory-neurosecretory cell types in annelid and fish forebrain: Insights into hypothalamus evolution. Cell. 129, 1389-1400 (2007).
  14. Bonnavion, P., et al. Hubs and spokes of the lateral hypothalamus: Cell types, circuits, and behaviour: LHA cell types and circuits. J Physiol. 594, 6443-6462 (2016).
  15. van den Pol, A. N. Neuropeptide transmission in brain circuits. Neuron. 76, 98-115 (2012).
  16. Watts, A. G. Neuropeptides and the integration of motor responses to dehydration. Annu Rev Neurosci. 24, 357-384 (2001).
  17. Lovett-Barron, M., et al. Ancestral circuits for the coordinated modulation of brain state. Cell. 171, 1411-1423.e17 (2017).
  18. Chiu, C. N., et al. A zebrafish genetic screen identifies neuromedin U as a regulator of sleep/wake states. Neuron. 89, 842-856 (2016).
  19. Chowdhury, S., et al. Brainstem neuropeptidergic neurons link a neurohumoral axis to satiation. Cell. 188, 1563-1579 (2025).
  20. Herget, U., Ryu, S. Coexpression analysis of nine neuropeptides in the neurosecretory preoptic area of larval zebrafish. Front Neuroanat. 9, 1-11 (2015).
  21. Sakmann, B., Neher, E. Single-Channel Recording. , Springer. New York. (2009).
  22. Zhang, R., Du, J. In vivo whole-cell patch-clamp recording in the zebrafish brain. , Springer. New York. (2016).
  23. Barrios, J. P., et al. Hypothalamic dopamine neurons control sensorimotor behavior by modulating brainstem premotor nuclei in zebrafish. Curr Biol. 30, 4606-4618 (2020).
  24. White, R. M., et al. Transparent adult zebrafish as a tool for in vivo transplantation analysis. Cell Stem Cell. 2, 183-189 (2008).
  25. Liu, J., et al. Evolutionarily conserved regulation of hypocretin neuron specification by Lhx9. Development. 142, 1113-1124 (2015).
  26. Nipu, N., et al. Methylene blue at recommended concentrations alters metabolism in early zebrafish development. Commun Biol. 8, 1-11 (2025).
  27. Du, W., et al. The locus coeruleus modulates intravenous general anesthesia of zebrafish via a cooperative mechanism. Cell Rep. 24, 3146-3155.e3 (2018).
  28. Singh, C., Oikonomou, G., Prober, D. A. Norepinephrine is required to promote wakefulness and for hypocretin-induced arousal in zebrafish. Elife. 4, 1-22 (2015).
  29. Lin, J. Y., et al. ReaChR: A red-shifted variant of channelrhodopsin enables deep transcranial optogenetic excitation. Nat Neurosci. 16, 1499-1508 (2013).
  30. Zhang, R., Wei, H., Xia, Y., Du, J. Development of light response and GABAergic excitation-to-inhibition switch in zebrafish retinal ganglion cells: Functional development of zebrafish retinal ganglion cells. J Physiol. 588, 2557-2569 (2010).
  31. Zhang, R., Du, W., Prober, D. A., Du, J. Müller Glial cells participate in retinal waves via glutamate transporters and AMPA receptors. Cell Rep. 27, 2871-2880.e2 (2019).
  32. Kole, M. H. P., Stuart, G. J. Signal processing in the axon initial segment. Neuron. 73, 235-247 (2012).
  33. Petersen, C. C. H. Whole-cell recording of neuronal membrane potential during behavior. Neuron. 95, 1266-1281 (2017).
  34. Jin, K., et al. Brain-wide cell-type-specific transcriptomic signatures of healthy ageing in mice. Nature. 638, 182-196 (2025).
  35. Scala, F., et al. Phenotypic variation of transcriptomic cell types in mouse motor cortex. Nature. 598, 144-150 (2021).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

neurony podwzg rzarejestracja in vivorejestracja elektrofizjologicznatransmisja synaptycznauwalnianie neuroprzeka nik wsygnalizacja neuropeptydowam zg kr gowc w
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki Korzystania

Zasady

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.