Ocena postokluzyjnego przekrwienia reaktywnego w skórze łapy szczura za pomocą laserowego obrazowania z kontrastem plamkowym

Podsumowanie

W protokole przedstawiono metodę oceny parametrów reaktywnego przekrwienia postokluzyjnego w skórze znieczulonego szczura za pomocą laserowego obrazowania z kontrastem plamkowym i inwazyjnego pomiaru ciśnienia krwi.

Streszczenie

Laserowe obrazowanie kontrastowe plamki (LSCI) to nowoczesna, nieinwazyjna technika oceny perfuzji mikronaczyniowej u ludzi i zwierząt laboratoryjnych. Połączenie LSCI z inwazyjnym pomiarem ciśnienia krwi (BP) i testem okluzji naczyniowej pozwala na badanie postokluzyjnej reaktywnej hiperemii (PORH), zapewniając ocenę rezerwy przepływu krwi mikronaczyniowej i reaktywności naczyniowej. W tym artykule przedstawiono technikę wykorzystania LSCI do rejestrowania i wizualizacji PORH w tylnej łapie szczura w znieczuleniu ogólnym. Specjalny pneumatyczny mankiet jest nadmuchiwany, aby stworzyć tymczasową (180 s) niedrożność naczyń na poziomie kości piszczelowej. Ocena późniejszego PORH (szczytowe wskaźniki przekrwienia i kinetyczne) może dostarczyć dodatkowych informacji na temat mechanizmów i nasilenia badanego procesu patologicznego (wstrząs krążenia, niewydolność serca, nadciśnienie itp.) lub zidentyfikować efekty naczyniowe nowego leku, które nie są widoczne podczas oceny perfuzji w spoczynku. Inwazyjne monitorowanie ciśnienia tętniczego umożliwia obliczenie przewodnictwa naczyniowego skóry i uwzględnienie zmian w hemodynamice układowej, co jest szczególnie ważne w eksperymentalnych modelach krytycznej choroby. Zademonstrowane zostanie również zastosowanie tego podejścia do identyfikacji dysfunkcji mikronaczyniowej w szczurzym modelu wstrząsu krwotocznego.

Wprowadzenie

Dysfunkcja mikrokrążenia bierze udział w patogenezie wielu chorób sercowo-naczyniowych, endokrynologicznych i innych, upośledzając perfuzję i dotlenienie tkanek oraz zakłócając mechanizmy regulacji naczynioruchowej hemodynamiki ogólnoustrojowej (na przykład w nadciśnieniu)¹. Zaburzenia mikrokrążenia mają również duże znaczenie patofizjologiczne w mechanizmach dysfunkcji narządowej u pacjentów w stanie krytycznym z urazami, sepsą i różnego rodzaju wstrząsami (krwotocznymi, septycznymi, kardiogennymi itp.)^{Rozdział 2}.

Obecnie w badaniach klinicznych i przedklinicznych do nieinwazyjnej oceny perfuzji tkanek i funkcji mikrokrążenia stosuje się kilka metod opartych na laserze: laserowa przepływomierz dopplerowska (LDF), laserowe obrazowanie dopplerowskie (LDI/LDPI) i laserowe obrazowanie kontrastowe (LSCI). Wśród nich LSCI jest najbardziej obiecujący do nieinwazyjnej oceny perfuzji skóry w klinice. Ma ona wyraźną przewagę nad LDF i LDI/LDPI, ponieważ metoda ta jest łatwa do zastosowania w praktyce i oferuje wizualizację całego obszaru badań zarówno z wysoką rozdzielczością przestrzenną, jak i czasową³. LSCI to technika, która wykorzystuje światło laserowe do tworzenia wzorów plamek, które są następnie analizowane w celu wizualizacji dynamiki przepływu krwi. Zapewnione są oceny mikrokrążenia w czasie rzeczywistym w wysokiej rozdzielczości, które są niezbędne w różnych obszarach badań, takich jak neurobiologia⁴, chirurgia jamy brzusznej⁵, dermatologia⁶ i inne badania naczyniowe ^7,8, zarówno w warunkach klinicznych, jak i eksperymentalnych.

Prosta ocena wartości perfuzji skóry w spoczynku jest często mało pouczająca dla identyfikacji zaburzeń mikronaczyniowych. Wynika to zarówno z nieodłącznych cech funkcjonalnych krążenia skórnego (duża zmienność, zależność od temperatury, stresu i innych czynników), jak i "fałszywie normalnej" perfuzji tkanek podczas kompensacyjnej odpowiedzi organizmu (na przykład wzrost pojemności minutowej serca we wczesnych stadiach wstrząsu septycznego). Dodatkowe wykorzystanie standardowego obciążenia funkcjonalnego pozwala na lepszą ocenę mikrokrążenia i identyfikację dysfunkcji mikrokrążenia ukrytej w warunkach spoczynku¹. Wiadomo również, że LSCI jest przydatny w ocenie mikrokrążenia skórnego pod wpływem bodźców farmakologicznych⁹.

Połączenie LSCI z testem okluzji naczyniowej pozwala na nieinwazyjną ocenę zjawiska postokluzyjnej reaktywnej hiperemii (PORH), która odzwierciedla ważne parametry funkcjonalne mikrokrążenia, w szczególności rezerwę przepływu krwi i reaktywność mikrokrążenia¹⁰. Podejście to jest szeroko stosowane w badaniach klinicznych w celu identyfikacji funkcjonalnych nieprawidłowości mikrokrążenia, które nie są widoczne na podstawie wyjściowych pomiarów perfuzji¹¹, ale ocena PORH jest rzadka w przedklinicznych badaniach na zwierzętach ^12,13. W porównaniu z badaniami klinicznymi, zastosowanie testu okluzji naczyń krwionośnych w eksperymencie in vivo daje badaczowi dodatkowe możliwości oceny mechanizmów PORH, patogenezy ciężkich chorób oraz farmakodynamiki leków wazoaktywnych. Oczywiście, możliwości te muszą mieścić się w granicach współczesnych standardów bioetycznych dotyczących humanitarnego traktowania zwierząt.

Protokół ten przedstawia metodę oceny parametrów PORH w skórze znieczulonego szczura za pomocą LSCI i inwazyjnego pomiaru ciśnienia krwi. Ta ostatnia polega na cewnikowaniu tętnicy szyjnej szczura i umożliwia pomiar średniego ciśnienia tętniczego (MAP) i częstości tętna. Dodatkowo można pobrać próbki krwi tętniczej do badań laboratoryjnych (np. gazometrii krwi). Warto zauważyć, że protokół ten jest przede wszystkim zorientowany na ostry eksperyment, który nie polega na wybudzeniu zwierzęcia z narkozy po zakończeniu procedur eksperymentalnych (na przykład modelowania krytycznej choroby). Proponowana przez nas metoda oceny mikrokrążenia u szczurów jest stosunkowo prosta i będzie szczególnie przydatna w badaniach porównawczych fizjologii i patofizjologii naczyń krwionośnych, w tym w ocenie dysfunkcji śródbłonka, a także w badaniach przedklinicznych nowych leków wazoaktywnych.

Protokół

Opisane poniżej procedury zostały wykonane w ramach protokołu zatwierdzonego przez Komisję ds. Oceny Etycznej Federalnego Centrum Badawczo-Klinicznego Medycyny Intensywnej Terapii i Rehabilitacji.

1. Przygotowanie mankietu pneumatycznego do niedrożności naczyń

1. Użyj pneumatycznego mankietu z nieinwazyjnego systemu pomiaru ciśnienia krwi (NIBP) dla szczurów, aby stworzyć przejściową niedrożność naczyń na tylnej łapie szczura.
2. Podłącz mankiet do manometru aneroidowego i gumowej pompy konwencjonalnego tonometru mechanicznego do pomiaru ciśnienia krwi u ludzi. Należy użyć trzech odcinków przezroczystej rurki z tworzywa sztucznego o średnicy 3 mm (z czego 1 m jest dołączony do systemu NIBP) i łącznika T o odpowiednim rozmiarze (rysunek 1).
3. Sprawdź funkcjonalność i szczelność zmontowanego układu pneumatycznego przed użyciem go na zwierzęciu. Upewnij się, że ciśnienie w mankiecie utrzymuje się na poziomie 200-220 mmHg przez kilka minut po napompowaniu.

2. Przygotowanie cewnika tętniczego, stacji roboczej i narzędzi chirurgicznych

1. Potraktuj miejsce pracy 70% alkoholem. Przykryj stół operacyjny sterylną obłożą. Cewniki i narzędzia do sterylizacji gazowej (w procedurach przetrwania i eksperymentach przewlekłych).
2. Do cewnikowania tętnicy szyjnej należy użyć cewnika PE-50 (średnica zewnętrzna 0,9 mm, średnica wewnętrzna 0,6 mm) o długości 12 cm z pierścieniem blokującym w odległości 25 mm od końca. Aby zapobiec perforacji tętnicy, użyj cewnika o gładkich krawędziach.
3. Do zewnętrznego końca cewnika przymocować igłę 22 G i strzykawkę o pojemności 2 ml wypełnioną heparynizowaną solą fizjologiczną (5 j.m./1 ml). Przepłukać cewnik heparynizowaną solą fizjologiczną (0,1-0,2 ml), aby zapewnić drożność i zapobiec tworzeniu się skrzepów.

3. Znieczulenie i postępowanie przedoperacyjne

UWAGA: Wszystkie środki znieczulające mogą hamować oddychanie i krążenie. Właściwe dawkowanie w zależności od gatunku zwierzęcia, szczepu, wieku i stanu zdrowia ma kluczowe znaczenie dla uniknięcia śmiertelnego przedawkowania. Personel musi być przeszkolony w zakresie znieczulenia zwierząt i monitorowania parametrów życiowych. Procedury muszą zostać zatwierdzone przez odpowiedni Instytucjonalny Komitet ds. Opieki nad Zwierzętami i Ich Wykorzystania (IACUC) lub równoważny organ etyczny. Należy zachować ostrożność podczas obchodzenia się z igłami, skalpelami i innymi ostrymi narzędziami. Zawsze używaj pojemnika na ostre przedmioty do natychmiastowej utylizacji. Nigdy nie nawijaj igieł. Należy pamiętać o ryzyku zranień igłami, które mogą przenosić czynniki odzwierzęce lub powodować urazy fizyczne.

1. Znieczulić szczura przez dootrzewnowe (IP) wstrzyknięcie mieszaniny tiletaminy (10 mg/kg) + zolazepamu (10 mg/kg) 2% roztworu w soli fizjologicznej i 0,5% roztworu ksylazyny (5 mg/kg) w roztworze soli fizjologicznej. Upewnij się, że znieczulenie jest odpowiednie, sprawdzając brak odruchów (szczypanie palców).
2. Ogol futro z przedniej i tylnej części szyi (w tym w okolicy międzyłopatkowej). Potraktuj skórę w tych obszarach środkiem antyseptycznym (70% alkoholu). Ułóż zwierzę w pozycji leżącej na podgrzewanym stole operacyjnym.
3. Monitoruj stan znieczulonego zwierzęcia, regularnie oceniając głębokość znieczulenia (spontaniczne ruchy, reakcja na bolesne bodźce), wzorzec oddechowy (częstotliwość, głębokość, rytm, świszczący oddech), kolor skóry i błon śluzowych. W razie potrzeby należy zastosować dodatkowe wstrzyknięcia tiletaminy + zolazepamu 10 mg/kg IP.
4. Unikaj znacznej hipotermii, utrzymując temperaturę odbytu zwierzęcia na poziomie 36,5-37,0 ^oC za pomocą stołu grzewczego i izolacyjnych.

4. Cewnikowanie lewej tętnicy szyjnej

1. Wykonaj 2 cm nacięcie skóry w linii środkowej na brzusznej powierzchni szyi. Za pomocą hemostatu i kleszczy tępo wypreparuj wzdłużnie mięśnie i powięź szyi, aby odsłonić lewą tętnicę szyjną i wyizolować odcinek naczynia o długości 5-7 mm. Ostrożnie oddziel nerw błędny od tętnicy szyjnej, unikając jego urazu.
2. Za pomocą jedwabnego szwu 4-0 umieść luźny krawat na ogonowej części tętnicy i podwiąż czaszkowy koniec naczynia. Użyj szczęk kleszczy mikrochirurgicznych umieszczonych pod tętnicą, aby delikatnie ją rozciągnąć, aby zapobiec krwawieniu po nacięciu.
3. Za pomocą nożyczek mikrochirurgicznych ustawionych pod kątem 45° czaszki wykonaj poprzeczne nacięcie na tętnicy między dwiema ligaturami (na głębokość nie większą niż połowa średnicy naczynia).
4. Po wykonaniu małego nacięcia w tętnicy wprowadzić cewnik w kierunku serca aż do pierścienia mocującego za pomocą kleszczy. Trzymając cewnik w świetle naczynia, zaciśnij więzadło ogonowe i zawiąż dodatkowe węzły nad pierścieniem mocującym cewnika.
5. Sprawdź drożność cewnika, odsysając niewielką ilość krwi do strzykawki i ponownie przepłucz cewnik. Zacisnąć cewnik za pomocą gładkiego uchwytu na igłę w odległości 2-3 cm od pierścienia mocującego. Wyjąć igłę i strzykawkę z cewnika.
6. Ostrożnie obróć szczura do pozycji leżącej. Wykonaj 0,5-1,0 cm nacięcie skóry w linii środkowej między łopatkami za pomocą nożyczek chirurgicznych. Drąż klamrę hemostatyczną podskórnie przez nacięcie grzbietowe w kierunku brzusznego. Chwyć zewnętrzny koniec cewnika i ostrożnie przepuszczając go przez tunel podskórny, wyprowadź go do obszaru międzyłopatkowego.
7. Wprowadzić igłę ze strzykawką o pojemności 2 ml przymocowaną do zewnętrznego końca cewnika.
8. Zamknąć rany chirurgiczne brzuszne i grzbietowe za pomocą atraumatycznej igły i szwu monofilamentowego 4-0.

5. Inwazyjny pomiar ciśnienia krwi

1. Napełnij skalibrowany przetwornik z inwazyjnego systemu pomiaru ciśnienia fizjologicznego heparynizowaną solą fizjologiczną (5 j.m. heparyny/1 ml).
2. Umieść zwierzę w pozycji brzusznej. Odłączyć strzykawkę o pojemności 2 ml od igły i podłączyć cewnik do głowicy (ryc. 2). Zdejmij zacisk z cewnika i przepłucz przewód ciśnienia krwi 0,1-0,2 ml heparynizowanej soli fizjologicznej.
3. Użyj systemu gromadzenia danych, aby mierzyć i rejestrować ciśnienie krwi i tętno. Dobrze zdefiniowana pulsacja na przebiegu ciśnienia krwi (amplituda 10-15 mm Hg i więcej) świadczy o drożności i prawidłowym ustawieniu cewnika.
   UWAGA: Aby dokładnie zmierzyć ciśnienie krwi, przetwornik musi być umieszczony na poziomie serca zwierzęcia. Jeśli w linii pomiaru ciśnienia krwi pojawią się pęcherzyki powietrza, należy je usunąć, aby uniknąć zatoru powietrznego narządów wewnętrznych.
4. Ustabilizuj znieczulone zwierzę przez 15-20 minut przed pomiarem średniego ciśnienia tętniczego (MAP) i innych podstawowych zmiennych fizjologicznych.
5. Otwórz aplikację do akwizycji danych. Z menu Plik wybierz polecenie Nowy.
6. Upewnij się, że wybrano prawidłowe wejście fizyczne (np. Wejście 1). Kliknij strzałkę menu rozwijanego w odpowiednim nagłówku kanału (np. Kanał 1) i wybierz Ustawienia kanału.
7. W oknie dialogowym dostosuj zakres napięcia (±100 mV), aby dostosować się do oczekiwanego sygnału. Ustaw jednostki wyświetlacza na mmHg.
8. Dostosuj częstotliwość próbkowania: Kliknij przycisk Częstotliwość próbkowania na pasku narzędzi. W przypadku inwazyjnego ciśnienia krwi należy ustawić częstotliwość próbkowania na 200 Hz (200 próbek/sekundę). Jeśli cele badania obejmują analizę morfologii fali tętna, należy zwiększyć częstotliwość próbkowania do 1 kHz.
9. Kliknij przycisk Start , aby rozpocząć rejestrowanie danych eksperymentalnych.
10. Po przechwyceniu żądanego segmentu danych kliknij przycisk Zatrzymaj . Zapisz plik danych za pomocą punktu menu Plik | Zapisz jako... Nadaj mu unikalną nazwę pliku.

6. Pomiar perfuzji skóry za pomocą LSCI

1. Przetrzyj podeszwową powierzchnię tylnej łapy szczura gazą nasączoną wodą, aby oczyścić skórę.
   UWAGA: Nie używaj alkoholu ani innych roztworów, które mogą powodować przekrwienie skóry.
2. Umieść pneumatyczny mankiet na tylnej łapie szczura na poziomie mięśnia piszczelowego i mięśnia brzuchatego łydki.
   UWAGA: Zachowaj ostrożność podczas wkładania palców i kostki przez światło mankietu, aby uniknąć uszkodzenia nadmuchiwanej membrany i ucisku tkanek miękkich kolana.
3. Połóż łapę szczura na kawałku gazy i dodatkowo zabezpiecz palce u nóg paskiem taśmy klejącej, aby zminimalizować artefakty ruchu (ryc. 2).
4. Przygotowanie sprzętu i oprogramowania do akwizycji danych do rejestracji perfuzji skóry metodą LSCI.
   UWAGA: W prezentowanej pracy sprzęt składa się z szybkiej kamery monochromatycznej w bliskiej podczerwieni (NIR), obiektywu kamery, polaryzatora liniowego NIR oraz źródła laserowego wraz z zestawem dyfuzorów. Oprogramowanie składa się z narzędzia do nagrywania wideo, które rejestruje klatki z określoną liczbą klatek na sekundę (90 klatek na sekundę) i czasem ekspozycji (11 ms). Rzeczywiste wymiary obszaru, który jest polem widzenia kamery to 16 x 16 mm.
5. Upewnij się, że obszar zainteresowania (stęp i śródstopie) znajduje się w centralnym punkcie obiektywu aparatu.
6. Dostosuj źródło lasera tak, aby oświetlenie było równomierne i nie nadmierne na całym obszarze zainteresowania.
7. Wyreguluj polaryzator liniowy tak, aby odbicie zwierciadlane od mierzonego obiektu było zminimalizowane.
8. Upewnij się, że parametry w narzędziu do nagrywania wideo są ustawione poprawnie, a następnie kliknij przycisk Przechwyć , aby nagrywać surowe obrazy monochromatyczne przez 30 sekund (nagrywanie podstawowe może być mniej więcej). Użyj obrazów, aby obliczyć wartości perfuzji plamki (patrz wzór (2) poniżej).
   UWAGA: W tym badaniu wykorzystano specjalnie opracowaną konfigurację eksperymentalną, ale każde dostępne na rynku urządzenie, które implementuje metodę LSCI, może być wykorzystane do wykonywania pomiarów zgodnie z tym protokołem. Zaleca się wykonywanie pomiarów LSCI w zaciemnionym pomieszczeniu, aby zminimalizować wpływ oświetlenia zewnętrznego na uzyskane wyniki.

7. Test okluzji naczyniowej i ocena PORH

1. Zamknij zawór nadmiarowy gumowej pompy.
2. Po uchwyceniu wyjściowej perfuzji skóry (w spoczynku) szybko napompuj pneumatyczny mankiet na kończynie zwierzęcia do ciśnienia większego niż skurczowe ciśnienie krwi zwierzęcia (zwykle 200-220 mmHg, aby niezawodnie zablokować przepływ krwi tętniczej i żylnej bez powodowania obrażeń kończyny).
3. Kontynuuj rejestrowanie sygnału LSCI skóry przez 180 s (30-300 s w zależności od celów badania), aby potwierdzić niedrożność naczyń, a następnie określić "biologiczne zero" perfuzji plamkowej.
4. Szybko opróżnij mankiet po osiągnięciu docelowego czasu okluzji i kontynuuj nagrywanie sygnału LSCI skóry przez kolejne 180 sekund (może być mniej więcej), aby zarejestrować dynamikę PORH.
5. Rejestruj inwazyjny przebieg ciśnienia tętniczego jednocześnie z oceną perfuzji skórnej przed, w trakcie i po niedrożności naczyń. Skorzystaj z tych danych, aby obliczyć MAP i przewodnictwo naczyniowe skóry (patrz poniżej).
6. Uzyskaj wartości perfuzji plamki za pomocą algorytmu napisanego w środowisku oprogramowania. Pierwszym krokiem jest przekształcenie surowych obrazów monochromatycznych w obrazy z kontrastem plamkowym. Oblicz średni kontrast plamki za pomocą wzoru ( 1):
   (1)
   Gdzie Intensywność to intensywność każdego piksela w danym momencie.
   UWAGA: Liczba obrazów, na podstawie których obliczany jest kontrast, może mieć duży wpływ na wynik przetwarzania. W tym badaniu wykorzystano temporalny algorytm LSCI, który uzyskuje średnio ponad 90 obrazów.
7. Zamień wartości kontrastu plamek na wartości perfuzji plamki za pomocą wzoru (2):
   (2)
8. Wybierz prostokątny obszar, który obejmuje obszar zainteresowania (stęp i śródstopie) w celu uśrednienia wartości perfuzji plamki (wewnątrz tego prostokątnego obszaru). Do dalszych obliczeń badanych parametrów należy wykorzystać ewolucję w czasie (wykres) perfuzji plamkowej uzyskanej w ten sposób.
9. Na podstawie zmierzonych wartości perfuzji skóry oblicz główne parametry PORH ( ryc. 3).
10. Oblicz przewodnictwo naczyniowe skóry (CVC) za pomocą wzoru (3):
    (3)
    Gdzie_{LSCI spoczynkowy} jest średnią wartością perfuzji plamek skóry zarejestrowaną na początku badania (dowolne jednostki = AU); MAP to średnie ciśnienie tętnicze (mmHg) zarejestrowane w tym samym okresie.
11. Obliczyć szczytową przewodnictwo naczyniowe skóry (CVC_max) za pomocą wzoru ( 3) i podstawiając odpowiednie wartości szczytowego przekrwienia (LSCI_max) i MAP.

8. Procedury doświadczalne i powtarzane pomiary

1. Po zarejestrowaniu perfuzji skóry, PORH i innych zmiennych fizjologicznych będących przedmiotem zainteresowania na początku badania, należy przeprowadzić interwencję eksperymentalną zgodnie z zatwierdzonym protokołem badania (na przykład modelowanie procesu patologicznego i/lub podawanie leku wazoaktywnego).
2. Ponowna ocena PORH i innych zmiennych fizjologicznych w następnym punkcie czasowym badania po opracowaniu symulowanego procesu patologicznego lub osiągnięciu efektu podawanego leku.

9. Zakończenie eksperymentu

1. Po zakończeniu ostrego eksperymentu należy poddać szczura eutanazji przez dotętnicze wstrzyknięcie 2% lidokainy (2 ml) w głębokim znieczuleniu ogólnym (tiletamina + zolazepam i ksylazyna). W zależności od lokalnych przepisów i protokołów, należy zastosować alternatywną metodę humanitarnej eutanazji gryzoni laboratoryjnych, która została zatwierdzona przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Wykorzystania Zwierząt (IACUC).
   UWAGA: W przypadku procedur przeżycia i planowanej rekonwalescencji zwierzęcia po znieczuleniu należy zapewnić odpowiednią opiekę i regularną ocenę stanu zwierzęcia, w tym zapobieganie hipotermii i odpowiednią analgezję pooperacyjną (np. ketoprofen 5-10 mg/kg domięśniowo).

Wyniki

Opisana powyżej metoda oceny funkcji mikrokrążenia została przez nas zastosowana w serii doświadczeń z modelowaniem wstrząsu krwotocznego (utrata krwi o 35% obliczonej objętości krwi) u samców szczurów rasy Wistar o masie ciała 250-300 g. W grupie zwierząt z krwotokiem (HS, n = 13) ocenę parametrów PORH przy jednoczesnym monitorowaniu inwazyjnego ciśnienia tętniczego wykonano 30 min po zakończeniu krwotoku. W grupie kontrolnej zwierząt operowanych pozorowo (Sham, n = 10) krwotok nie zosta...

Dyskusja

W tym artykule opisano zmodernizowaną technologię oceny mikrokrążenia skórnego i reaktywności naczyniowej w eksperymencie in vivo na gryzoniach. Aby skutecznie i ustandaryzować stosowanie tej metody w badaniach fizjologicznych i farmakologicznych, należy wziąć pod uwagę kilka dodatkowych kwestii. W powyższym protokole szczury są znieczulane kombinacją tiletaminy + zolazepamu + ksylazyny, co jest podyktowane głównie lokalnymi standardami pracy ze zwierzętami laboratoryjnymi i ograniczonym dostępem do buprenorfiny, ketamin...

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule

Nazwa	Firma	Numer katalogowy	Komentarze
Igła atraumatyczna ze szwem chirurgicznym nylonowym, 4C-0,5x16-4/0-N	Medtekhnika, Rosja	N/A	Niebieski. Długość 75 cm. USP 4/0 (MP1.5). Do szycia rany pooperacyjnej
Cewnik do tętnicy szyjnej szczura z igłą strzykawkową z końcem 22 G	SciCat, Rosja	N/A	PE-50, długość 12 cm, OD=0,9 mm, ID= 0,6 mm.Z jednym pierścieniem mocującym
Jednorazowy przetwornik ciśnienia Deltran	Produkty medyczne stanu Utah, Stany Zjednoczone	6069	Przewód 12"
Zawór 3-drogowy DiscofixC do terapii infuzyjnej i monitorowania	B. Braun, Niemcy	16494C
Heparyna	Belmedpreparaty, Białoruś	N/A	Heparyna sodowa 5000 j.m./ml, ampułki 5 ml
Lidokainy	Velpharm, Rosja	N/A	Roztwór do wstrzykiwań 20 mg/ml, ampułki 2 ml
Mankiet pneumatyczny "Systole"	Neurobotics, Rosja	N/A	Część nieinwazyjnego pomiaru ciśnienia krwi u gryzoni. Ogon typu 5-10 mm (szczury)
Chlorek sodu	Pharmasyntez, Rosja	N/A	Roztwór do infuzji 0,9%, 250 ml
Oprogramowanie LabChart8	ADInstruments, Australia	N/A	Wersja 8.1.13
Oprogramowanie MATLAB	MathWorks Inc., Stany Zjednoczone	Nie dotyczy	Wersja R2019b
Sterylna strzykawka do jednorazowego użytku, 1 mL, 3-częściowa	Huaian City Hengchun Medical Product Co. Ltd., Chiny	Nie dotyczy	Igła 27 G
Sterylna strzykawka do jednorazowego użytku, 2 (2,5) mL, 3-częściowa	Vogt Medical Vertrieb GmbH, Niemcy	1310524	Igła 23 G
Szew SILK-S	Polytechmed, Rosja	N/A	Nienasiąkliwa, pleciona, wykonana z naturalnego jedwabiu z powłoką silikonową, w kasecie w kolorze czarnym. USP 4/0 (MP1.5). Długość 100 m. Do podwiązywania naczyń krwionośnych
Xyla (Książe)	Interchemie, Holandia	Nie dotyczy	Ksylazyna 20 mg/ml, 50 ml
Zoletil 100 powiedział:	Virbac, Francja	Nie dotyczy	Tiletamina HCl 50 mg/ml, zolazepam HCl 50 mg/mL, 5 ml