Method Article

Metoda selektywnej deprywacji snu REM z wykorzystaniem selektywnego odbijania nosa do zapominania REM (SNiFFer)

DOI:

10.3791/69042

⸱

April 21st, 2026

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Humanics, University of Tsukuba, 2International Institute for Integrative Sleep Medicine, Tsukuba Institute for Advanced Research (TIAR), University of Tsukuba, 3Division of Neurophysiology, Department of Physiology and Cell biology, Kobe University School of Medicine, 4Institute of Systems and Information Engineering, University of Tsukuba, 5Institute of Medicine, University of Tsukuba

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Przedstawiamy nowatorski protokół selektywnego pozbawiania snu z szybkim ruchem oczu (REM) u gryzoni.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Sen dzieli się szeroko na etapy szybkiego ruchu oczu (REM) oraz fazy nie-REM, a opracowano różne techniki deprywacji snu do badania ich funkcji. Tradycyjne metody — takie jak stymulacja mechaniczna czy upuszczanie zwierzęcia podczas snu REM — często prowadzą do szybkiego przyzwyczajenia się i niezamierzonych efektów stresu, co utrudnia interpretację. Przedstawiamy nową, łagodną i łagodną metodę deprywacji snu REM u gryzoni: SNiFFer. Gryzonie są znane z dużej wrażliwości na bodźce nosowe. W tej metodzie miękki pędzel delikatnie głaszcze nos zwierzęcia podczas snu REM, niezawodnie wywołując pobudzenie. Aby selektywnie zastosować tę technikę podczas snu REM, zastosowaliśmy oparty na sztucznej inteligencji system klasyfikacji etapów snu w czasie rzeczywistym (EEG). Interwencja była wywoływana tylko podczas epizodów REM, a w grupie kontrolnej włączono grupę kontrolną, otrzymującą ten sam wzór stymulacji niezależnie od stanu snu. Dodatkowo zastosowaliśmy SNiFFer w paradygmacie Trace Fear Conditioning, aby sprawdzić, czy deprywacja snu REM w ciągu 6 godzin od nauki zakłóca konsolidację pamięci. W porównaniu z grupami kontrolnymi z jarzem, zwierzęta leczone SNiFFerem wykazały istotne skrócenie całkowitego epizodu REM i czasu trwania epizodów REM, co wskazuje na specyficzność i skuteczność metody. Podsumowując, technika SNiFFer oferuje wysoce selektywne, minimalnie inwazyjne podejście dotykowe do deprywacji snu REM u myszy. Umożliwia precyzyjną kontrolę warunków eksperymentalnych i otwiera nowe możliwości badania roli snu REM w pamięci i poznaniu — z łaskotliwym akcentem.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Szybki ruch oczu (REM) – sen odgrywa kluczową rolę w procesach poznawczych, takich jak konsolidacja pamięci 1,2. Aby zbadać funkcjonalne znaczenie snu REM w mózgu, deprywacja snu REM jest powszechnie stosowana jako podejście eksperymentalne. Obecnie szeroko stosuje się cztery główne metody indukcji deprywacji REM u gryzoni: metoda obracającego się dysku1, metoda doniczki3, metoda air-puff4 oraz techniki stymulacji fizycznej 5,6. Chociaż metody obrotowego dysku i doniczki są bardzo skuteczne w eliminowaniu snu REM, często powodują znaczny stres u zwierzęcia, taki jak ekspozycja na wodę czy zmęczenie fizyczne7, co może zakłócać interpretację wyników behawioralnych i fizjologicznych. Podobnie metody air-puff i konwencjonalnej stymulacji fizycznej zwykle dostarczają szerokie, niespecyficzne bodźce do organizmu, co skutkuje zmiennością intensywności bodźca i ograniczonym wyborem grup kontrolnych 4,8.

Przeprowadziliśmy kompleksowe porównanie literatury obejmujące ponad sześć dekad badań nad deprywacją snu REM, które zostało przedstawione w Pliku Uzupełniającym 1 oraz Tabeli Uzupełniającej 1. Włączyliśmy fundamentalne badania historyczne, mechanistyczne, neurochemiczne, hormonalne i behawioralne z głównych linii badawczych, w tym Jouvet, Rechtschaffen, Bergmann, Tufik, Andersen i Borbély. Tabela uzupełniająca 1 porządkuje kluczowe artykuły chronologicznie. Śledzi metodologiczną ewolucję technik deprywacji snu REM i podsumowuje ich główne odkrycia biologiczne, neurochemiczne, hormonalne, immunologiczne, termoregulacyjne i behawioralne. Ponieważ niniejszy rękopis jest sstrukturyzowany jako artykuł metodyczny, a nie kompleksowy przegląd historyczny, został on dodany jako informacja uzupełniająca.

Aby zaradzić tym ograniczeniom, opracowaliśmy nowatorską metodę oferującą wysoką selektywność w zakresie deprywacji snu REM. Technika ta została zaprojektowana tak, aby selektywnie pozbawiać gryzonie snu REM w precyzyjnie kontrolowany sposób. W tym podejściu ograniczamy bodziec do nosa zwierzęcia — jednego z najbardziej wrażliwych obszarów u gryzoni9. Ponadto stosujemy system klasyfikacji etapów snu w czasie rzeczywistym przez AI, aby wykrywać i przerywać epizody snu REM o specyficzności czasowej10. Ten system AI odnosi się do sygnału EEG z ostatnich 4 sekund z pojedynczego kanału i ocenia aktualne etapy uśpienia myszy. Takie rozwiązanie umożliwia również implementację grup kontrolnych z jarzębami, umożliwiając interwencję dopasowaną czasowo. Chociaż jesteśmy klasyfikowani jako technika deprywacji snu REM opartej na stymulacji fizycznej, nasz protokół różni się od metod konwencjonalnych. Najpierw zastosowaliśmy analizę faz snu w czasie rzeczywistym z wykorzystaniem AI, aby zapewnić precyzyjną i spójną interwencję specyficzną dla REM. Po drugie, ogranicza obszar stymulacji tylko do górnej części nosa, która jest jednym z najbardziej wrażliwych obszarów u myszy6, co skutkuje minimalnymi wahaniami w czasie trwania i sile stymulacji. Na koniec nowo utworzyliśmy grupę kontrolną z jarzami, która otrzymywała identyczne ilości stymulacji co kontrolna dla czynników zakłócających. Protokół ten proponuje metodę badania funkcji specyficznych dla snu REM.

Aby ocenić użyteczność tej metody, zastosowaliśmy ją do zbadania roli snu REM w konsolidacji pamięci strachowej śladowej (trace fear). Wcześniejsze badania wykazały, że deprywacja snu REM upośledza konsolidację pamięci strachu zależną od hipokampa, w tym opóźnione wspomnienia strachu11,12. Jednak istnieją sprzeczne dowody dotyczące wpływu deprywacji snu REM na procesy pamięci, które angażują rozproszone i złożone obwody mózgowe 5,13. Konsolidacja pamięci strachu śladowego wymaga powiązania wstrząsu stopy (bodziec niewarunkowany), sygnału słuchowego (bodziec warunkowy) oraz odstępu między nimi — procesu znanego z rekrutacji wielu obszarów mózgu, w tym hipokampa, przyśrodkowej kory przedczołowej oraz ciałamigdałowatego 14. Dlatego pozbawiliśmy myszy snu REM na 6 godzin bezpośrednio po śladowym warunkowaniu lęku15, co jest kluczowym dla konsolidacji pamięci16. Korzystając z tego protokołu, oceniliśmy wpływ deprywacji snu REM na konsolidację śladów pamięci zależnych od skoordynowanej aktywności rozproszonych układów nerwowych. Ten artykuł przedstawia nowatorską metodę opisującą szczegółowy protokół eksperymentalny testujący efekty.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszystkie eksperymenty na zwierzętach zostały zatwierdzone przez Komitet ds. Opieki i Wykorzystania Zwierząt Uniwersytetu Tsukuba. W badaniu wykorzystano samce i samice myszy C57BL/6J (11–13 tygodni, 20–35 g). Pełna lista materiałów i narzędzi użytych w tym badaniu znajduje się w Tabeli Materiałów.

1. Chirurgiczne wszczepienie elektrod EEG17

  1. Znieczulenie i przygotowanie zwierzęcia
    1. Wprowadzić znieczulenie 4% izofluranem zmieszanym z powietrzem w ciągu 3 minut. Odpowiednią znieczulenie potwierdzono przez brak odruchu wycofania się pedału i napięcia mięśniowego, a także stabilne wzorce oddechowe.
    2. Ogol grzbietową część głowy i szyi od karku do okolic między oczami, używając golarki elektrycznej. Gdy mysz wskaże na czuwanie, takie jak ruch wąsa, ponownie wprowadź znieczulenie.
  2. Fiksacja głowy i odsłonięcie czaszki
    1. Zabezpiecz zwierzę w stereotaksyjnej ramie, zapewniając ustawienie nosa i czaszki. Od tego momentu aż do końca całego zabiegu znieczulenie było nieprzerwanie utrzymywane za pomocą systemu pompy parownika izofluranowego.
    2. Nakładaj maść okulistyczną na oba oczy, aby zapobiec wysuszaniu rogówki. Usuń pozostałe włosy kremem depilacyjnym.
    3. Wykonaj nacięcie w linii środkowej na skórze głowy i delikatnie cofnij skórę, odsłaniając czaszkę od tylnej linii ucha do przedniej linii oka. Usuń tkankę śluzową wacikiem.
  3. Identyfikacja i wyrównanie punktów orientacyjnych
    1. Identyfikacja bregmy i lambdy; Reguluj ramię stereotaksyjne tak, aby te punkty były poziome w granicach ±0,05 mm. Sprawdź, czy współrzędne boczne ±3,0 mm od bregmy również są poziome (±0,05 mm).
  4. Wiercenie i montaż śrub
    1. Zaznacz następujące współrzędne względem bregmy. Wywierć cztery otwory pilotowe jako te współrzędne. Przednie–tylne / przyśrodkowo–boczne: +1,5 mm / ±1,5 mm, –3,0 mm / ±1,7 mm.
    2. Włóż śruby do nagrywania EEG w każdy otwór i zabezpiecz je klejem żelowym na bazie cyjanoakrylanu. Zawiń i przykryj odsłoniętą czaszkę i ołowie cienką warstwą cementu dentystycznego.
  5. Opieka pooperacyjna
    1. Podaj 0,5 mL roztworu glukozy 5% oraz 0,13 mL ibuprofenu (lub równoważnego środka przeciwbólowego).
    2. Wróć mysz do jej domowej klatki, cylindrycznej klatki z pleksi (21,9 cm średnicy, 31,6 cm wysokości) umieszczonej w izolowanej komorze (45,7 x 50,8 x 85,4 cm). Komora utrzymywana jest w temperaturze 23,5 ± 2,0 °C, wilgotności względnej 50,0% ± 10,0% oraz 12-godzinnym cyklu światła/ciemności (faza jasna: 9:00–21:00).
    3. Umieść zwierzę w ogrzanej klatce do regeneracji. Czekaj przed klatką, aż mysz się obudzi. Po operacji zwierzęta były przetrzymywane w indywidualnych pomieszczeniach i nie wracały do grupowych na czas trwania eksperymentu.

2. Obsługa i habituacja

  1. Harmonogram eksperymentów
    1. Rozpoczęcie manipulacji w fazie lekkiej 24–48 godzin po operacji. Kontynuuj przez cztery kolejne dni.
  2. Procedura operacyjna
    1. Pierwszego dnia połóż mysz na 2 minuty na 2 razy. Połóż mysz na otwartej dłoni eksperymentatora, palce wyciągnięte i dłoń skierowaną do góry. Umieść dłoń nieco wyżej niż przedramię, ponieważ myszy naturalnie wspinają się na wyniesione powierzchnie. Pozwól myszy poruszać się swobodnie bez ograniczeń; Jeśli mysz próbuje wspiąć się na przedramię, delikatnie przywróć ją do dłoni, lekko trzymając podstawę ogona. Każdy interwał trwa ponad 20 minut. Powinno to być przeprowadzane w fazie lekkiej.
      UWAGA: Jeśli mysz wyskoczy z ręki lub ją ugryzie, użyj materiału lub bibuły do zakrycia ręki tylko pierwszego dnia. Ubrania można ponownie wykorzystać i należy je prać co 2 tygodnie.
    2. W dniu 2–4 połóż mysz na 2 minuty na 3x. Każdy interwał i okres przeprowadzenia są takie same jak w dniu pierwszym. Oceń habituację pod względem zachowania: myszy nieprzyzwyczajone zazwyczaj próbują uciec, skacząc lub gryząc mocno, podczas gdy myszy przyzwyczajone aktywnie eksplorują dłoń, próbując uciec minimalnie i bez gwałtownego gryzienia.
    3. Po zakończeniu ostatniej sesji obsługi podłącz mysz do kabla do nagrywania EEG.
      UWAGA: Gdy materiał podkładowy jest zbyt duży i utrudnia nos myszy, usuń je ręcznie i usuń podczas obsługi lub podczas podłączania.

3. Podstawowe nagranie EEG

  1. Zacznij od 5. i 6. dnia pooperacyjnego. Nagrywaj ciągłe EEG od 11:00 do 17:00 każdego dnia. Jeśli materiał na ściółkę utrudnia dostęp do nosa myszy, stopniowo usuń nadmiar ściółki, aby zapewnić czysty dostęp do nosa i minimalizować zakłócenia zwierzęcia podczas dalszych procesów.

4. Warunkowanie strachu18,19

  1. Rozpocznij 7. (lub 8.) dzień pooperacyjny między 10:00 a 11:00. Do przygotowania należy spryskać 70% etanolem komorę kondycyjną (30 x 25 x 24 cm), która składa się z przezroczystych ścian akrylowych i stalowej siatki podłogowej (pręty o średnicy 2,0 mm oddalone od siebie o średnicy 6,0 mm).
  2. Protokół treningowy (łącznie 1 100 s)
    1. Dostarcz pięć sygnałów słuchowych (20 s dźwięk wznoszący, 5–20 kHz przy 1,25 Hz, 0,8 s) przy 180 s, 400 s, 620 s, 840 s i 1060 s. Każdy sygnał dźwiękowy połącz z amortyzatorem stopy (1,0 mA, 2 s) z prędkością 218 s, 438 s, 658 s, 878 s i 1098 s.

5. Brak snu REM

  1. Grupa z deprywacją snu REM (grupa RSD)
    1. Bezpośrednio po warunkowaniu strachu (ZT2-ZT8) monitoruj EEG w czasie rzeczywistym, aktywując system klasyfikacji etapów snu oparty na AI, umożliwiający wykrywanie snu REM w czasie rzeczywistym. Po wykryciu snu REM delikatnie łaskocz nos zwierzęcia miękkim pędzlem do malarstwa, aż się ponownie pobudzi, ze średnim opóźnieniem od początku bodźca do pobudzenia 0,89 ± 0,063 s (średnia ± SEM).
    2. Podczas eksperymentu pobudzenie definiowano jako reakcję behawioralną na bodziec dotykowy, a konkretnie ruch wąsa po stymulacji. Zapisz znacznik czasu każdego łaskotania do późniejszej analizy.
      UWAGA: Ruch łaskotania wykonywano bez stałego wzoru kierunkowego (np. w przód i w tył, w górę lub okrężnie), przy zachowaniu stałej lekkiej stymulacji dotykowej ograniczonej do górnej części nosa. Jeśli nos jest zablokowany, stymulacja kieruj się w stronę obszaru wibrysalnego (wąsa), który zazwyczaj jest odsłonięty. Jeśli mysz jest zwrócona tyłem do pędzla, obróć klatkę w razie potrzeby, aby zapewnić niezakłócony dostęp do okolic nosa. Przy użyciu klatki z otwartym dachem stymulacja może być również stosowana z góry, aby zapewnić stały dostęp nosowy lub wibrysalny.
  2. Grupa kontrolna z jarzmem (grupa szarżona)
    1. Sparuj każdą mysz z zakręconą myszą odpowiednikiem pozbawionym REM. Stosuj łaskotanie nosa na zaprzężonej myszy w synchronizację z epizodami REM jej partnera, dopasowując zarówno początek, jak i czas trwania gry. Każda mysz używa tego samego dedykowanego pędzla przez cały eksperyment deprywacji snu REM. Po każdym użyciu spryskaj pędzel słabo kwaśną wodą i przetrzyj chusteczką. Zostaw co najmniej 24-godzinny odstęp między użyciami, aby upewnić się, że czyszczony pędzel jest całkowicie suchy.

6. Testy przypominania sobie pamięci

  1. Test przypominania kontekstowego (Test A)
    1. Zacznij od 24 godzin (±3 godziny) po deprywacji snu. Wróć mysz do oryginalnej komory kondycjonowania (z 70% zapachem etanolu). Nagrywaj zachowanie zamrożenia przez 5 minut.
  2. Test przypominania dźwiękowego (Test B)
    1. Sesję przeprowadzić 3 godziny po Teście A.
    2. Przygotowanie kontekstu: Spryskać wodą w kontekście B (pryzmat trójkątny (30 cm wysokości), składający się z trzech ścian o długościach boków 31 cm, 24 cm i 24 cm. Dwie ściany pokryte są białym papierem, a trzecia ściana wykonana jest z przezroczystego akrylu, przez który w tle widoczny jest niebieski prostokąt. Budowla ma plastikową podłogę i przezroczysty akrylowy sufit.
    3. Nagrywaj zachowanie zamrożenia przez 6 minut. Wykonaj pojedynczy sygnał dźwiękowy o 180 s, identyczny jak w treningu przy 180 s.

7. Analiza danych

  1. Ocena fazy snu (Rysunek 1C-G)17
    1. Dla każdego Wake/NREM/REM oblicz łączną ilość, liczbę epizodów, średni czas trwania epizodu oraz liczbę przejścia snu na podstawie danych ocenionych przez ekspertów. Kryteria każdego etapu są następujące.
      Ślad: Niska amplituda, wysoka częstotliwość (β/γ)
      NREM: Wysoka amplituda, niska częstotliwość (δ)
      REM: Niska amplituda, dominująca theta
  2. Jakość deprywacji (Rysunek 1B)
    1. Oceń etap snu, podczas którego każdy bodziec łaskotania jest stosowany, porównując jego znacznik czasu z danymi EEG zaanotowanymi przez ludzkiego eksperta.
  3. Zachowanie zamrożenia (Rysunek 1H,J-K)
    1. Użyj FreezeFrame4 (Akcymetria) do ilościowego określenia nieruchomości (z wyłączeniem oddychania) podczas testów kondycjonowania strachu i przypominania sobie.
      1. Uruchom oprogramowanie FreezeFrame 4 i wybierz tryb nagrywania . W menu File (w lewym górnym rogu) określ docelowy folder do zapisu plików nagrań. W czterech białych polach wejściowych na lewym panelu wprowadź unikalne identyfikatory odpowiadające każdej myszy, zapewniając dopasowanie do czterech okien wyświetlania plików po prawej stronie ekranu.
      2. Kliknij panel protokołu na dole interfejsu i zdefiniuj parametry nagrywania, w tym całkowity czas nagrywania oraz czas sygnałów słuchowych i wstrząsów stóp zgodnie z projektem eksperymentalnym.
      3. Kliknij Referencja na środku ekranu, aby uzyskać obraz tła referencyjnego. Włóż mysz do komory kondycjonującej, a następnie kliknij Start , aby rozpocząć nagrywanie.
  4. Analiza wskaźnika dyskryminacji (Rysunek 1L)
    1. Oblicz wskaźnik dyskryminacji według następującego wzoru:
      Zamrożenie średnio w 5 minutach w teście A – zamrożenie w pierwszych 3 minutach średnio w teście B) / maksymalne zamrożenie w 5 minutach średnio w teście A, zamrożenie w pierwszych 3 minutach średnio w teście B.
  5. Analiza indeksu reaktywności uderzeniowej (Rysunek 1I)
    1. Używaj toru ręcznego, aby zmierzyć dwuwymiarowy ruch zwierząt 2 przed i po punkcie startowym szoku podczas sesji treningowej strachu. Oblicz wskaźnik reaktywności wstrząsowej według następującego wzoru:
      Ruch podczas szoku - Ruch przed wstrząsem / Ruch podczas szoku + Ruch przed wstrząsem

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Chirurgiczne wszczepienie elektrod EEG
Myszy powinny być całkowicie znieczulone podczas operacji. Jeśli wykazują objawy niepowodzenia znieczulenia, takie jak szarpanie, należy je usunąć z protokołu. Podobnie, jeśli krwawienie trwa dłużej niż 10 sekund, może spowodować poważne uszkodzenia mózgu myszy, dlatego zaleca się jej wyłączenie z eksperymentów. Po operacji większość myszy zwykle budzi się w ciągu 1 godziny. Ich chod i ruchy oczu powinny wrócić do normy, podobnie jak przed operacją.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Protokół ten umożliwia selektywne pozbawianie snu REM u myszy z uwięzionymi myszami kontrolnymi. W przeciwieństwie do tradycyjnych metod, takich jak techniki doniczki czy obracającego się dysku, system ten umożliwia wdrożenie precyzyjnie dopasowanych grup kontrolnych, w których zwierzęta otrzymują identyczną stymulację w tym samym dobowym czasie. Ponadto takie podejście minimalizuje zmienność lokalizacji stymulacji, co jest częstym ograniczeniem konwencjonalnego delikatnego obsługiwania i zaciągania się powietrzem. W rez...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy deklarują brak konkurencyjnych interesów.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dziękujemy Y. Nakata za klasyfikację etapów snu. Dziękujemy wszystkim członkom IIIS. Prace te są wspierane przez granty AMED JP21zf0127005, JP21km0908001, JP23wm0525003, Japan Society for the Promotion of Science (JSPS) (26H02428, 24H00894, 23H02784, 22H00469, 16H06280 dla M.S., 23K19393 i 24K18212 dla I.K., 25KJ0664 dla C.K., 24H00893 dla T.N.) oraz Takeda Science Foundation.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
5% glukozyOtsukba35061410
6-pinowy złączHirose172-0989
KlejKonishi16351
Aparat znieczulającyShinano SeisakushoSN-487-0T
Obudowa zaciskowaHirose688-9095
Nasadka zaciskowaHirose688-8982
Freezeflame4Associates medycznyRRID:SCR_014429Wersja 4.104
GraphPad PrismGraphPadRRID:SCR_002798Wersja 10.5.0
IbuprofenPrzemysł Chemiczny TokioI0415
IzofluranViatris901036504
Loctite454HenkelUFI:  MAK2-7WRP-G202-F235
Mysz (C57BL/6J)Laboratorium JacksonaRRID: IMSR_JAX:00066411,0 - 13,0 tydzień wieku podczas sesji treningowej strachu
PędzelNamurataiseidou4943668000448SDflat nr 8, długość grotu: 8,2 mm; szerokość: 18,8 mm
Płyn ProviniceShofu21400BZZ00451000250 mL
Proszek ProviniceShofu21400BZZ00451000250 g
SleepSignRecorderKISSEI COMTECRRID:SCR_018200Wersja 1.2.10
Śruba ze stali nierdzewnejYamazakiNie maφ 1.0 & razy; 2.0
Standardowe instrumenty stereotaksyjneALA Scientific68038
Olej słonecznikowySigma-AldrichS5007-250ML
Biały petrolatumTaiyo PharmaceuticalK09-TS

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Karni, A., Tanne, D., Rubenstein, B. S., Askenasy, J. J. M., Sagi, D. Dependence on REM Sleep of Overnight Improvement of a Perceptual Skill. Science. 265, 679-682 (1994).
  2. Stickgold, R., James, L., Hobson, J. A. Visual discrimination learning requires sleep after training. Nat Neurosci. 3, 1237-1238 (2000).
  3. Hong Wang, J., van den Buuse, M., Wen Tian, S., Ye Ma, Y. Effect of paradoxical sleep deprivation and stress on passive avoidance behavior. Physiol Behav. 79, 591-596 (2003).
  4. Gross, B. A., et al. Stress-free automatic sleep deprivation using air puffs. J Neurosci Methods. 251, 83-91 (2015).
  5. Kumar, T., Jha, S. K. Sleep Deprivation Impairs Consolidation of Cued Fear Memory in Rats. PLoS One. 7, e47042(2012).
  6. Hagewoud, R., et al. A Time for Learning and a Time for Sleep: The Effect of Sleep Deprivation on Contextual Fear Conditioning at Different Times of the Day. Sleep. 33, 1315-1322 (2010).
  7. Esumi, L. A., Palma, B. D., Gomes, V. L., Tufik, S., Hipólide, D. C. Inflammatory markers are associated with inhibitory avoidance memory deficit induced by sleep deprivation in rats. Behav Brain Res. 221, 7-12 (2011).
  8. Zager, A., Andersen, M. L., Ruiz, F. S., Antunes, I. B., Tufik, S. Effects of acute and chronic sleep loss on immune modulation of rats. Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol. 293, R504-R509 (2007).
  9. Woolsey, T. A., Van der Loos, H. The structural organization of layer IV in the somatosensory region (S I) of mouse cerebral cortex: The description of a cortical field composed of discrete cytoarchitectonic units. Brain Res. 17, 205-242 (1970).
  10. Koyanagi, I., et al. Fully automatic REM sleep stage-specific intervention systems using single EEG in mice. Neurosci Res. 186, 51-58 (2023).
  11. Ishikawa, H., Yamada, K., Pavlides, C., Ichitani, Y. Sleep deprivation impairs spontaneous object-place but not novel-object recognition in rats. Neurosci Lett. 580, 114-118 (2014).
  12. Graves, L. A., Heller, E. A., Pack, A. I., Abel, T. Sleep Deprivation Selectively Impairs Memory Consolidation for Contextual Fear Conditioning. Learn Mem. 10, 168-176 (2003).
  13. Graves, L. A., Heller, E. A., Pack, A. I., Abel, T. Sleep Deprivation Selectively Impairs Memory Consolidation for Contextual Fear Conditioning. Learn Mem. 10, 168-176 (2003).
  14. Guimarais, M., Gregório, A., Cruz, A., Guyon, N., Moita, M. M. Time Determines the Neural Circuit Underlying Associative Fear Learning. Front. Behav Neurosci. 5, 89(2011).
  15. Srinivasan, S., et al. Transient reactivation of small ensembles of adult-born neurons during REM sleep supports memory consolidation in mice. Nat Commun. 16, 7210(2025).
  16. Kumar, D., et al. Sparse Activity of Hippocampal Adult-Born Neurons during REM Sleep Is Necessary for Memory Consolidation. Neuron. 107, 552-565.e10 (2020).
  17. Oishi, Y., et al. Polygraphic Recording Procedure for Measuring Sleep in Mice. J Vis Exp. (107), e53678(2016).
  18. Bouton, M. E., Bolles, R. C. Conditioned fear assessed by freezing and by the suppression of three different baselines. Anim Learn Behav. 8, 429-434 (1980).
  19. LeDoux, J. E. Emotional memory systems in the brain. Behav Brain Res. 58, 69-79 (1993).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Tags

REM Sleep DeprivationSelective REM DeprivationSNiFFer MethodRodent SleepSleep Stage ClassificationEEG MonitoringYoked ControlTrace Fear ConditioningMemory ConsolidationTactile Stimulation

Related Articles