Artykuł metodologiczny

Ocena słabości w modelu starzejącej się myszy

DOI:

10.3791/69076

⸱

23 września 2025

 ,  , 
1Dept. of Anesthesiology & Perioperative Medicine, Mayo Clinic, 2Dept. of Physiology & Biomedical Engineering, Mayo Clinic

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Celem niniejszego protokołu jest dostarczenie instrukcji i wytycznych dotyczących oceny kruchości fizycznej u laboratoryjnych myszy C57Bl/6x129J. Szczegóły dotyczące każdej miary używanej w indeksie kruchości fizycznej zostały wyjaśnione. Przedstawiono również kilka metod raportowania wyników dotyczących słabości.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wskaźnik słabości (FI) to potężna metoda oceny modeli starzenia się zwierząt, pełniąca rolę wskaźnika biologicznego wieku i długości zdrowia. Kruchość oznacza stan zwiększonej podatności na negatywne skutki wynikające z nagromadzenia deficytów zdrowotnych, które ograniczają niezależność. Koncepcja ta jest cenna dla badań nad zwierzętami, które wspierają geronaukę o człowieku. Na przykład, korzystając z wyników FI, zwierzęta o podobnym wieku chronologicznym można rozróżnić według ich wieku biologicznego. W związku z tym FI może być wykorzystywany w badaniach przedklinicznych do pomiaru wieku biologicznego, śledzenia kruchości podłużnie oraz oceny długości zdrowia.

Niedawno opracowano wskaźnik słabości myszy, wykorzystując 31 deficytów związanych ze zdrowiem. Jednak jego długość i wymaganie specjalistycznego sprzętu stanowią ograniczenia w praktycznym zastosowaniu. Przedstawiamy tutaj dostosowany 16-pozycjonowy wskaźnik słabości, który wyklucza parametry wymagające specjalnej instrumentacji lub testów inwazyjnych. Wybrane deficyty są łatwe do zaobserwowania lub mierzenia i oceniają układy skóry, układu mięśniowo-szkieletowego, neuromięśniowego, czuciowego, mocowo-moczowego i układu oddechowego. Masa ciała jest mierzona do śledzenia podłużnego, ale wyłączona z obliczeń FI. Każdy deficyt oceniany jest jako 0, 0,5 lub 1, w zależności od nasilenia, a FI obliczany jest jako średnia z 16 wyników deficytu.

Ten uprościony FI umożliwia szybką ocenę dużych grup, może być stosowany podłużnie do tych samych zwierząt i nie wymaga specjalistycznego sprzętu. Wykazujemy jego wykonalność u myszy C57BL/6×129, wykazując wzrost słabości związany z wiekiem, zmienność między pojedynczymi myszami oraz zdolność wykrywania deficytów w wielu systemach. To narzędzie umożliwia laboratoriom włączanie słabości do różnorodnych projektów eksperymentalnych, zapewnia praktyczne podejście do oceny długości zdrowia oraz zwiększa znaczenie translacyjne w geronauce. Ten wskaźnik kruchości jest zaadaptowany z wcześniej zweryfikowanych metod klinicznej słabości myszy i przeznaczony do prostego, podłużnego zastosowania równolegle z trwającymi badaniami.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Kruchość obejmuje zwiększoną podatność na niekorzystne skutki zdrowotne, typowo związane z zaawansowanym wiekiem1, 2, 3 lat. Objawia się to jako zmniejszona odporność na stresory i utrata normalnej funkcji fizjologicznej, co potencjalnie ogranicza niezależność i predysponuje starsze osoby do współistniejących chorób i śmiertelności 3,4,5. Słabość może pomóc wyjaśnić różnice w wynikach zdrowotnych, które często obserwuje się u osób w tym samym wieku chronologicznym6 lat. U ludzi oceny słabości obejmują fenotyp słabości 7,8 oraz indeks słabości 9,10,11, które oceniają odpowiednio wydajność fizyczną (np. osłabienie, wytrzymałość lub utratę masy ciała) oraz liczbę deficytów w różnych układach narządów. Badania na zwierzętach uwzględniły ocenę słabości z pięcioma kryteriami fizycznymi oraz 31-pozycyjną indeks słabości 12,13,14. Oba podejścia mają swoje mocne i słabe strony. Fenotypowanie słabości pozwala na doskonałą charakterystykę obniżonej wydajności fizycznej, co jest wartościowe dla projektów zainteresowanych sarkopenią, zaburzeniami neuroruchowymi lub innymi zmianami funkcji fizycznej związanymi ze starzeniem. Fenotypowanie jest nieinwazyjne i nieterminalne. Jednak ta metoda ilościowego określania słabości wymaga specjalistycznego sprzętu (np. bieżni dla gryzoni, rotarodów, kółek biegowych i mierników chwytu) i jest bardzo czasochłonna. Fenotyp kruchości skupiony na funkcji fizycznej nie ma takiej wytrzymałości jak wskaźniki uwzględniające słabość w różnych układach ciała. W związku z tym indeksy słabości opracowane w celu oceny deficytów w wielu systemach tworzą bardziej kompleksową ocenę słabości. Są również zazwyczaj nieinwazyjne, łatwe w podawaniu i nie wymagają specjalistycznego sprzętu ani długiego czasu. Wskaźniki słabości oparte na akumulacji deficytu nie oceniają łatwo funkcji poznawczych i wprowadzają subiektywność do deficytów punktowania, szczególnie jeśli używa się wielu ewaluatorów, choć efekty tej subiektywności można zminimalizować poprzez omówienie i udoskonalanie technik oceny15.

Celem niniejszej metody jest ilościowe określenie słabości za pomocą prostego, praktycznego narzędzia, pozwalającego na dodawanie słabości jako wyniku podłużnego do istniejących i przyszłych projektów. Przy opracowywaniu miary słabości uwzględniono wiele kwestii, jedną z nich była uzależnienie od specjalistycznego sprzętu. Zaproponowano kilka metod fenotypowania słabości, ale wymagają one sprzętu, który może być niedostępny dla niektórych lub niepraktyczny do częstego używania. Na przykład monitorowanie na otwartym polu jest stosowane w niektórych badaniach fenotypowania słabości do pomiaru zachowań eksploracyjnych i dobrowolnej aktywności fizycznej16,17. Fenotypizacja przez monitoring na otwartym polu wymaga zarówno specjalistycznego sprzętu kamerowego, jak i komputerowego oraz znacznego zaangażowania czasowego, gdy myszy indywidualnie przechodzą okresy aklimatyzacji i obserwacji. Inne fenotypy wymagają użycia specjalistycznego sprzętu, takiego jak bieżnie dla gryzoni i Rotarody 13,18,19. Wymagania, jakie zestaw testów, w tym te i inne metody, nakłada na osoby zwierzęce, są zbyt duże w stosunku do częstych, powtarzalnych testów wymaganych w projekcie badań podłużnych, nie wspominając o aklimatyzacji zwierząt i szkoleniu badaczy wymaganym dla każdego z nich. Tak więc, choć nie jest to zgodne z naszym celem, fenotypowanie kruchości oraz powszechnie stosowane testy mogą być zastosowane w eksperymentach wymagających przekroju poprzecznego i rzadko obserwujących podłużnie.

Indeksy kruchości są zazwyczaj nieinwazyjne, praktyczne do integracji w projektach i mogą być czasopłacalne 12,20. Użycie indeksu pozwala również na czerpanie szczegółów z istniejących metodologii, które okazały się powtarzalne i wiarygodne 15,21. We współpracy z wieloma pracownikami weterynaryjnymi posiadającymi doświadczenie w ocenie słabości myszy, z większej listy12 wybrano skróconą listę kryteriów/deficytów, w tym kryteriów dotyczących skóry (łysienie, utrata koloru sierści, zapalenie skóry, stan sierści), mięśniowo-szkieletowej (kifoza, sztywność ogona, guzy, spuchnięty brzuch, ocena kondycji ciała), neuromięśniowa (zaburzenia chodu, drżenie), sensoryczne (zaćma, wydzielina/obrzęk oczu), układ ur-stopalny (wypadanie odbytu i pochwy/prącia) oraz układ oddechowy (tempo oddychania/głębokość). Te deficyty zostały wybrane konkretnie, ponieważ obejmują szeroki zakres systemów i mogą być oceniane bez sprzętu lub specjalistycznych egzaminów poza badaniami na otwartym terenie i ręcznymi. Konkretna lista, z której pochodzą, została klinicznie zweryfikowana12 i potwierdzona jako wysoka niezawodność między oceniającymi, co wykazały liczne grupy laboratoryjne 15,21. Było to ważne założenie, biorąc pod uwagę subiektywny charakter wielu wybranych deficytów. Powody wyłączenia deficytów z indeksu skróconego obejmowały wymóg specjalizacji jakiejś formy sprzętu (siła chwytu, temperatura) wykraczającej poza pożądany zakres tego prostego indeksu (utrata wąsów, zaburzenia przedsionkowe, nieprzezroczystość rogówki, utrata wzroku i słuchu, mikroftalmia, wydzielina z nosa, piloerekcja) oraz unikanie instytucjonalnych punktów końcowych (biegunka, wady zgłopowaniowe, skala grymasu myszy). Obecne narzędzie stanowi zatem pragmatyczny podzbiór zweryfikowanego indeksu 31 pozycji, dostosowany do minimalizacji potrzeb sprzętowych i obciążenia czasowego, przy jednoczesnym zachowaniu pokrycia wielosystemowego. Ważne jest, aby zauważyć, że niniejszy protokół opisuje jeden ze sposobów, w jaki większy indeks słabości może być dostosowany do celów danego eksperymentu, służąc jako przewodnik dla badaczy zainteresowanych uproszczonymi lub dostosowanymi narzędziami oceny słabości myszy. Masa ciała również została uwzględniona w ocenie, ale nie w szacunku wskaźnika słabości, ponieważ sprzeczne raporty sugerują zmienny wpływ zarówno przyrostu, jak i utraty masy ciała na słabość 12,14,22,23. Celem skrócenia listy deficytów używanych do określania indeksu słabości było podkreślenie elastyczności i zdolności adaptacji takiego indeksu, jednocześnie uproszczenie narzędzia pomiarowego do wybranych kryteriów oraz zachowanie kompleksowej oceny słabości u myszy C57Bl/6x129J. Ta zmiana pozwala na pełną ocenę słabości bez konieczności stosowania specjalistycznych metod lub skomplikowanych badań. Po pewnym szkoleniu badacze mogą spodziewać się, że kompleksowa ocena słabości fizycznej zajmie mniej niż 2 minuty dla jednej myszy, podczas gdy prawie 4 minuty dla dłuższej, 31 pozycji indeksu12.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszystkie myszy (C57Bl/6x129J) były hodowane w koloniach utrzymywanych w Mayo Clinic. Myszy były grupowo trzymane z rodzeństwem płci, utrzymywane według 12-godzinnego harmonogramu światła i ciemności w określonych warunkach wolnych od patogenów, z improwizowanym dostępem do jedzenia i wody. Próba wygodowa myszy (n = 46; 36 samic) w wieku od 12 do 30 miesięcy była oceniana pod kątem słabości co 2 tygodnie przez osiem miesięcy. Wszystkie protokoły i wytyczne dotyczące opieki nad zwierzętami zostały zatwierdzone przez Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt w Mayo Clinic (protokół A00003349, zatwierdzony 5 października 2023), zgodnie z wytycznymi Narodowego Instytutu Zdrowia. Kryteria eutanazji dla celów humanitarnych obejmowały utratę masy ciała większą lub równą 20% masy ciała, niemożność poruszania się, brak dostępu do jedzenia i/lub wody oraz guzy, w tym pojedyncze guzy o długości 2 cm w najdłuższym punkcie guza, wiele guzów o skumulowanym rozmiarze guza (sumie najdłuższego punktu każdego guza) o długości 2 cm, lub guzy, które z jakiegokolwiek powodu owrzodzą lub tracą integralność skóry pokrywającej guz.

1. Przygotowanie

UWAGA: Podczas oceny zdolności fizycznej zadbaj o czyste i wolne od zagrożeń miejsce pracy do obsługi myszy oraz noszenie odpowiedniego sprzętu ochronnego do życia osobistego.

  1. Zbierz niezbędny sprzęt – wagę, notebook lub laptop do zapisywania danych oraz klatkę na myszy.

2. Ocena słabości fizycznej

  1. Podziel ocenę na trzy części: badanie otwarte, badanie manualne oraz ważenie. Przeprowadzaj oceny w stałym miejscu i o regularnej porze dnia, aby zminimalizować wpływ lęku lub otoczenia na deficyty.
    1. Badanie na otwartym terenie: Przenieś interesującą mysz do otwartego środowiska i zbadać kilka cech fizycznych, w tym obecność łysienia, utratę koloru sierści, zapalenie skóry, zły stan sierści, kifozę, sztywność ogona, zaburzenia chodu, drżenie oraz nieprawidłowe oddychanie.
    2. Badanie ręczne: Delikatnie podrażnij mysz, aby badacz mógł dokładniej zbadać cechy fizyczne, w tym obecność łyszenia, utratę koloru sierści, zapalenie skóry, guzy, spuchnięty brzusz, zaćmę, wydzielinę z oka, wypadanie odbytnicy, wypadanie pochwy/macicy/prącia oraz słabą kondycję ciała.
      UWAGA: Ponieważ skarfowanie jest z natury stresujące, podczas transferów i niektórych ocen można stosować alternatywne metody obchodzenia, takie jak bańki lub unieruchomienie rurkami, aby zminimalizować dyskomfort u zwierząt i lepiej dostosować się do polityk instytucji.
    3. Po badaniach na otwartym polu i ręcznie zważ mysz. Zeruj wagę między każdym zwierzęciem i zapisuj do najbliższych 0,1 g. Ponownie, dbaj o spójność oceny co porę dnia, aby zminimalizować naturalne niespójności okołodobowe.
  2. Po ocenie każdej klatki dla myszy oczyść łuskę i otwarte pole, spryskując powierzchnie środkiem dezynfekującym lub innym odpowiednim środkiem czyszczącym i wytrzyj ręcznikiem papierowym.

3. Badanie, w tym następujące 17 cech i zachowań

  1. Łysienie – objawy wypadania i/lub przerzedzania włosów
    1. Oceniaj łysienie zarówno podczas badań na otwartym terenie, jak i manualnych. Typowe obszary wypadania i przerzedzania włosów to tył szyi/górna część pleców, szyja i pachy oraz brzuch. Należy zauważyć, że na spodzie myszy, zwłaszcza w okolicach stawów, występują naturalne obszary cieńszego włoska. Łysienie należy liczyć tylko wtedy, gdy utrata i przerzedzenie włosów wykraczają poza naturalne wzorce obserwowane u młodych, niesłabych myszy.
    2. Ocenę łysienia następująco: 0 = normalna gęstość sierści; 0,5 ≤ 25% powierzchni ciała wykazuje utratę futra; 1,0 ≥ 25% powierzchni ciała wykazuje utratę futra
  2. Utrata koloru futra – zmiana koloru futra, np. z czarnego na szary, brązowy lub biały
    1. Oceniaj utratę koloru sierści zarówno podczas badań na otwartym polu, jak i ręcznych. Zmiany koloru futra często zaczynają się od spodu myszy, ale wraz z postępem przeradzają się do zmian całego ciała.
    2. Utrata punktacji koloru futra w następujący sposób: 0 = normalny kolor; 0,5 = plamate, ogniskowe zmiany szarości, brązu lub bieli; 1,0 = szara, brązowa lub biała sierść na >25% powierzchni ciała
  3. Występowanie zmian skórnych w zapaleniu skóry
    1. Oceniaj zapalenie skóry zarówno podczas badania na otwartym terenie, jak i manualnego. Obecność wszelkich zmian skórnych wskazujących na zapalenie skóry, z większością ogniskowych zmian na szyi, bokach i pod brodą.
    2. Ocena zapalenia skóry następująco: 0 = nieobecny; 0,5 = ogniskowe zmiany o niewielkich rozmiarach; 1,0 = zmiany wieloogniskowe lub rozległe
  4. Stan sierści – oznaki złego wyglądu pielęgnacji
    1. Oceniaj stan sierści podczas badania na otwartym terenie. Normalny stan sierści, zwykle występujący u młodych, niesłabych myszy, obejmuje gładką, gładką, błyszczącą sierść. Potargane, skołtunione i/lub nieuporządkowane futro to oznaki złego stanu sierści i często towarzyszą łysieniu oraz zmianom koloru futra.
    2. Oceniaj stan sierści następująco: 0 = gładka, gładka, błyszcząca sierść; 0,5 = lekko potargany; 1.0 = zaniedbany i niedbany, skołtuniony wygląd
  5. Kifoza – obecność krzywizny kręgosłupa lub pochylonej postawy
    1. Ocenić kifozę podczas badania na otwartym polu. Kifoza najczęściej występuje w górnej części pleców i objawia się wyraźną wklęsłą krzywizną wykraczającą poza to, co obserwuje się u młodych, niesłabych myszy. Aby potwierdzić obecność kifozy, należy dotknąć górnej części kręgosłupa i zbadać kątem skłonności kifotycznej. Szukaj stałej pochylonej postawy po kifozie, która będzie widoczna jako pochylenie całego ciała, a nie jako bardziej lokalne schylenie kifotyczne.
    2. Ocena kifozy następująco: 0 = brak krzywizny kręgosłupa szyjnego do klatki piersiowej (około 180° do 150°); 0,5 = lekkie skrzywienie kręgosłupa od szyjnego do piersiowego (około 150° do 130°); 1,0 = znacząca krzywizna (<130°) i zgarbiona postawa
  6. Ogon się usztywnia—brak reakcji na lekki dotyk
    1. Oceń usztywnienie ogona podczas badania na otwartym polu. Gdy mysz swobodnie się porusza, delikatnie głaszcz ogon palcem. Ogon zdrowej myszy owija się wokół palca, gdy jest dotykany. Najlepiej zaobserwować to, gdy mysz jest zrelaksowana.
    2. Wzmocnienie ogona punktowego następująco: 0 = żadne; 0,5 = responsywność ogona, ale nie wygięcia się; 1.0 = ogon nie reaguje na dotyk
  7. Zaburzenia chodu – nieprawidłowości podczas lokomocji
    1. Ocenić obecność zaburzeń chodu podczas badania na otwartym terenie. Typowe zmiany w chodzie to ciągnięcie kończyn, krążenie, chwiejanie się i szeroki postaw. Wykorzystaj umiejętność wspinaczki, aby ocenić chod, umieszczając mysz na dużej pokrywie klatki, przechylając ją i delikatnie głaszcząc tył myszy, aby zmotywować się do wspinaczki.
    2. Oceny za zaburzenia chodu następująco: 0 = żadne; 0,5 = nienormalny chód, ale mysz potrafi chodzić; 1.0 = wyraźna nieprawidłowość chodu, która utrudnia swobodne poruszanie się
  8. Drżenie – nieprowokowane drżenie lub drżenie
    1. Oceniaj drżenie podczas obserwacji na otwartym polu. Obserwuj mysz podczas odpoczynku i ruchu pod kątem obecności drżenia, które zwykle objawia się drżeniem łap.
    2. Drżenie ocen następująco: 0 = brak drgania; 0,5 = drżenie lub drżenie łapy podczas chodzenia lub wysokiego poziomu aktywności; 1.0 = wyraźne drżenie z upośledzoną zdolnością do swobodnego poruszania się
  9. Szybkość oddychania/głębokość – nietypowy wysiłek oddechowy
    1. Ocena szybkości/głębokości oddechu podczas badania na otwartym polu. Wszelkie zmiany w stosunku do normalnego, regularnego oddychania w spoczynku, jak u młodej, niesłabej myszy, są oceniane. Zazwyczaj zmiany obejmują zwiększone tempo i zmniejszenie głębi oddychania.
    2. Szybkość/głębokość oddechu w następujący sposób: 0 = normalny; 0,5 = umiarkowana zmiana szybkości/głębokości; 1,0 = wyraźna zmiana szybkości/głębokości, czyli dyszenie.
  10. Obecność guzów nieprawidłowych
    1. Oceniaj obecność guzów podczas badania manualnego. Podczas skarżenia myszy obejrzyj mysz pod kątem widocznych guzów i przesuń palcem po jej spodniej stronie, aby sprawdzić, czy nie ma wyczuwalnych guzów. Widoczna asymetria jest oznaką potencjalnych guzów. Obecność guzów można potwierdzić, jeśli to możliwe, po śmierci .
    2. Ocena guzów następująco: 0 = brak; 0,5 = jeden guz o objętości mniejszej niż 1 cm3 ; 1,0 = pojedynczy guz większy niż 1 cm3 objętości lub kilka mniejszych guzów
  11. Rozdęty odwłok – obecność nadmiaru wybrzuszenia poniżej klatki piersiowej
    1. Ocenić spuchnięty brzuch podczas badania manualnego. Podczas drapania myszy oceń obecność nadmiaru wybrzuszenia lub płynu brzusznego. Zwróć uwagę na obecność lekkiego wypukłości poniżej klatki piersiowej do wyraźnego, literatego wypukłości w kształcie litery W w odbrzuszu, widocznej podczas badania.
    2. Ocena nadwyrężonego brzucha następująco: 0 = brak; 0,5 = niewielkie wybrzuszenie; 1,0 = wyraźne wypięcie, wybrzuszenie w kształcie litery W poniżej żeber
  12. Zaćma – obecność mętnych oczu/białych plam
    1. Oceniaj zaćmę podczas badania manualnego. Będąc na karku, sprawdź oczy myszy pod kątem zamglonia rogówki. Całkowite zamglonie co najmniej jednego oka liczy się jako 1,0.
    2. Punktacja zaćmy następująca: 0 = żadna; 0,5 = mała, nieprzezroczysta plama/zmiany na jednej lub obu rogówkach; 1.0 = znaczące zamglonie/plamienie jednej z obu rogówek
  13. Wydzielina z oczu – nagromadzenie się płynów ustrojowych wokół oczu
    1. Oceniaj wydzielinę ocznu podczas badania manualnego. Podczas karka myszy oceń oczy myszy pod kątem wydzielin, skorupów lub przebarwień wokół krawędzi oczu. Wydzielina jest zazwyczaj sucha, wiąże się z obrzękiem i powoduje zmiany w normalnym, gładkim, czarnym kolorze oczu widocznym u młodych, niesłabych myszy.
    2. Wydzielina z oczu następująca: 0 = normalna; 0,5 = lekki obrzęk i/lub wydzieliny wokół jednego lub drugiego oka; 1.0 = znaczne obrzęki i/lub wydzieliny wokół jednego lub obu oczu
  14. Wypadanie odbytnictwa – nieprawidłowe wypłynięcie odbytnicy
    1. Ocenić wypadanie odbytnicy podczas badania manualnego. Podczas karku obserwuj oznaki wypadania tkanek w przypadku braku widocznego napięcia. Zrób wypadnięcie tkanki odbytniczej z odbytu.
    2. Ocena wypadania odbytu następująco: 0 = brak wypadania; 0,5 = trochę wypadniętej tkanki, zdrowo wyglądający; 1,0 = znacząca tkanka wypadnięta, tkanka niezdrowa.
  15. Wypadanie pochwy/macicy/prącia – nieprawidłowe wypychanie narządów płciowych
    1. Ocenić wypadanie pochwy/macicy/prącia podczas badania manualnego. Podczas karku obserwuj oznaki wypadania tkanek w przypadku braku widocznego napięcia. Zrób wypadnięcie genitaliów.
    2. Ocena wypadania pochwy/macicy/prącia następująco: 0 = brak wypadania; 0,5 trochę wypadniętej tkanki, wygląda zdrowo; 1,0 = znacząca tkanka wypadnięta, tkanka niezdrowa.
      UWAGA: Wypadanie może wystąpić z powodu niepokoju podczas manipulacji, więc jeśli podejrzewa się niedobór, należy położyć mysz z powrotem na otwartym polu, podnosząc ogon, aby potwierdzić obecność wypadniętej tkanki.
  16. Ocena kondycji ciała – obecność nadmiaru lub minimalnej ilości tłuszczu oraz dowody utraty masy mięśniowej
    1. Oceniaj stan kondycji ciała podczas badania manualnego. Podczas drażnienia myszy zwróć uwagę na ilość tłuszczu pokrywającego dolną część pleców i kość łonową; Słabość zwykle wiąże się z utratą tłuszczu w tym obszarze. Umiarkowana utrata tłuszczu, skutkująca bardziej widocznymi kośćmi niż u młodych, niesłabych myszy, zostanie oceniona na poziomie 0,5. Gdy kości staną się bardzo wyraźne, nawet ostre, lub pojawi się widoczna utrata masy mięśniowej, wynik będzie 1,0.
    2. Ocena kondycji ciała następująco: 0 = kości wyczuwalne, ale niewyraziste; 0,5 = kości wyraźnie i/lub ledwo odczuwalne; 1.0 = kości bardzo widoczne i/lub niewyczuwalne.
  17. Ocena wagi w regularnej porze dnia (np. w ciągu 2 do 4 godzin od początku okresu nieaktywności) po badaniu na otwartym polu i manualnym.
    1. Oceń wagę według pomiarów słabości.

4. Wdrożenie oceny słabości fizycznej

UWAGA: Duża część wdrożenia tej oceny powinna być dostosowana do potrzeb eksperymentatora i jego celów eksperymentalnych. Szczegóły przedstawione tutaj mogą posłużyć jako przykład, jak można wdrożyć ocenę słabości oraz dostarczyć pomocnych wskazówek ogólnych.

  1. Częstotliwość: Po zidentyfikowaniu kohorty lub kolonii myszy do oceny, przeprowadzaj oceny słabości fizycznej co 2 tygodnie. Utrzymuj regularny czas i dzień ocen podczas okresu oceny.
  2. Rejestrowanie danych: Podczas oceny każdej myszy należy ocenić wynik (0, 0,5 lub 1,0) dla każdego z miar słabości i zapisać wagę; jako końcowy wynik słabości używa się średniej wyników wszystkich szesnastu deficytów. Zrób wszelkie istotne notatki dotyczące zdrowia i zachowania myszy, w tym zmiany w miarach, które będą wymagały większej uwagi podczas kolejnych ocen oraz nieprawidłowe zachowania po manipulacji. Nie dokonuj ponownego punktowania wcześniejszych wyników. Oblicz indeks słabości jako średnią arytmetyczną 16 wyników deficytu (0/0,5/1,0), wyraźnie wykluczając masę ciała z obliczeń.
    UWAGA: Kluczowe jest, aby upewnić się, że poprawne dane są przypisywane właściwej myszy w trakcie okresu podłużnej oceny.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Próbka wygodowa naturalnie starzejących się myszy C57Bl/6x129J została oceniona pod kątem słabości przy użyciu opisanego tutaj indeksu. Każda mysz (n = 46; 36 samic) powyżej 12 miesięcy życia była oceniana co 2 tygodnie, a okres oceny trwał około 6 miesięcy. Wybrano kohortę przekrojową w wieku czterech interesujących się osób (12, 18, 24 i 30 miesięcy), aby ocenić wskaźniki słabości w grupach wiekowych obejmujących odpowiednio 100%, 95%, 80% i 30% przeżycia, odpowiednio

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Kluczowe dla sukcesu tego indeksu słabości jest spójność przy ocenie wielu subiektywnych kryteriów, które mogą występować przy deficytach. Można podjąć kilka kroków, aby zapewnić jakość wyników i ogólną wiarygodność tego indeksu. Ten sam badacz może być używany podczas obserwacji, zapewniając, że ta sama ocena wyniku deficytu będzie przyznawana dla wszystkich zwierząt i punktów czasowych. Jeśli projekt eksperymentu lub logistyka uniemożliwiają tę spójność, każdy badacz powinien samodzielnie zapoznać się z indeksem przed ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszyscy autorzy nie mają konfliktów interesów do zgłoszenia.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wspierane przez NIH R01 AG057052

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Skala cyfrowa (wielojednostkowa)DrzewoKHR3001
Peroxigard  Gotowy do użyciaVirox Technologies IncPRTU242101 Środek odkażający

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Faulkner, J. A., Larkin, L. M., Claflin, D. R., Brooks, S. V. Age-related changes in the structure and function of skeletal muscles. Clin Exp Pharmacol Physiol. 34 (11), 1091-1096 (2007).
  2. Buford, T. W., et al. Models of accelerated sarcopenia: Critical pieces for solving the puzzle of age-related muscle atrophy. Ageing Res Rev. 9 (4), 369-383 (2010).
  3. Fielding, R. A., et al. Sarcopenia: An undiagnosed condition in older adults. Current consensus definition: Prevalence, etiology, and consequences. International working group on sarcopenia. J Am Med Dir Assoc. 12 (4), 249-256 (2011).
  4. Johnson, R. L., et al. Frailty index is associated with periprosthetic fracture and mortality after total knee arthroplasty. Orthopedics. 42 (6), 335-343 (2019).
  5. Johnson, R. L., et al. Impact of frailty on outcomes after primary and revision total hip arthroplasty. J Arthroplasty. 34 (1), 56-64.e55 (2019).
  6. Ribeiro, A. R., Howlett, S. E., Fernandes, A. Frailty - a promising concept to evaluate disease vulnerability. Mech Ageing Dev. 187, 111217(2020).
  7. Fried, L. P., et al. Frailty in older adults: Evidence for a phenotype. J Gerontol A Biol Sci Med Sci. 56 (3), M146-M156 (2001).
  8. Bandeen-Roche, K., et al. Phenotype of frailty: Characterization in the women's health and aging studies. J Gerontol A Biol Sci Med Sci. 61 (3), 262-266 (2006).
  9. Mitnitski, A. B., Mogilner, A. J., Rockwood, K. Accumulation of deficits as a proxy measure of aging. ScientificWorldJournal. 1, 323-336 (2001).
  10. Rockwood, K., Mitnitski, A. Frailty in relation to the accumulation of deficits. J Gerontol A Biol Sci Med Sci. 62 (7), 722-727 (2007).
  11. Mitnitski, A., Rockwood, K. Aging as a process of deficit accumulation: Its utility and origin. Interdiscip Top Gerontol. 40, 85-98 (2015).
  12. Whitehead, J. C., et al. A clinical frailty index in aging mice: Comparisons with frailty index data in humans. J Gerontol A Biol Sci Med Sci. 69 (6), 621-632 (2014).
  13. Baumann, C. W., Kwak, D., Thompson, L. V. Assessing onset, prevalence and survival in mice using a frailty phenotype. Aging (Albany NY). 10 (12), 4042-4053 (2018).
  14. Heinze-Milne, S. D., Banga, S., Howlett, S. E. Frailty assessment in animal models. Gerontology. 65 (6), 610-619 (2019).
  15. Feridooni, H. A., Sun, M. H., Rockwood, K., Howlett, S. E. Reliability of a frailty index based on the clinical assessment of health deficits in male c57bl/6j mice. J Gerontol A Biol Sci Med Sci. 70 (6), 686-693 (2015).
  16. Todorovic, S. T., Smiljanic, K. R., Ruzdijic, S. D., Djordjevic, A. N. M., Kanazir, S. D. Effects of different dietary protocols on general activity and frailty of male wistar rats during aging. J Gerontol A Biol Sci Med Sci. 73 (8), 1036-1044 (2018).
  17. Hall, C. S. Emotional behavior in the rat. I. Defecation and urination as measures of individual differences in emotionality. Journal of Comparative Psychology. 18 (3), 385-403 (1934).
  18. Liu, H., Graber, T. G., Ferguson-Stegall, L., Thompson, L. V. Clinically relevant frailty index for mice. J Gerontol A Biol Sci Med Sci. 69 (12), 1485-1491 (2014).
  19. Kwak, D., Baumann, C. W., Thompson, L. V. Identifying characteristics of frailty in female mice using a phenotype assessment tool. J Gerontol A Biol Sci Med Sci. 75 (4), 640-646 (2020).
  20. Kane, A. E., Ayaz, O., Ghimire, A., Feridooni, H. A., Howlett, S. E. Implementation of the mouse frailty index. Can J Physiol Pharmacol. 95 (10), 1149-1155 (2017).
  21. Kane, A. E., Hilmer, S. N., Huizer-Pajkos, A., Mach, J., Nines, D., Boyer, D., Gavin, K., Mitchell, S. J., de Cabo, R. Factors that Impact on Interrater Reliability of the Mouse Clinical Frailty Index. J Gerontol A Biol Sci Med Sci. 70 (6), 694-695 (2015).
  22. Baumann, C. W., Kwak, D., Thompson, L. V. Phenotypic frailty assessment in mice: Development, discoveries, and experimental considerations. Physiology (Bethesda). 35 (6), 405-414 (2020).
  23. Parks, R. J., et al. A procedure for creating a frailty index based on deficit accumulation in aging mice. J Gerontol A Biol Sci Med Sci. 67 (3), 217-227 (2012).
  24. Vang, P., Vasdev, A., Zhan, W. Z., Gransee, H. M., Sieck, G. C., Mantilla, C. B. Diaphragm muscle sarcopenia into very old age in mice. Physiol Rep. 8 (1), e14305(2020).
  25. Foltz, C. J., Ullman-Cullere, M. Guidelines for assessing the health and condition of mice. Lab Animal. 28 (4), 28-32 (1999).
  26. Mitchell, C. M., Salyards, G. W., Theriault, B. R., Langan, G. P., Luchins, K. R. Evaluation of pain and distress and therapeutic interventions for rectal prolapse in mice to reduce early study removal. J Am Assoc Lab Anim Sci. 60 (6), 692-699 (2021).
  27. Abellan Van Kan, G., et al. The i.A.N.A task force on frailty assessment of older people in clinical practice. J Nutr Health Aging. 12 (1), 29-37 (2008).
  28. Abellan Van Kan, G., Rolland, Y. M., Morley, J. E., Vellas, B. Frailty: Toward a clinical definition. J Am Med Dir Assoc. 9 (2), 71-72 (2008).
  29. Roh, E., Choi, K. M. Health consequences of sarcopenic obesity: A narrative review. Front Endocrinol (Lausanne). 11, 332(2020).
  30. Brooks, S. P., Dunnett, S. B. Tests to assess motor phenotype in mice: A user's guide. Nat Rev Neurosci. 10 (7), 519-529 (2009).
  31. Fahlstrom, A., Yu, Q., Ulfhake, B. Behavioral changes in aging female c57bl/6 mice. Neurobiol Aging. 32 (10), 1868-1880 (2011).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Frailty IndexBiological AgeHealth SpanLongitudinal AssessmentMouse Frailty ScoreOpen Field ExaminationManual ExaminationBody Condition ScoreGait Disorders

Powiązane artykuły