Wszystkie procedury eksperymentalne zostały zatwierdzone przez Komisję Etyki Zwierząt Uniwersytetu Sportowego w Pekinie (nr zatwierdzenia 2022034A). Szczury były trzymane indywidualnie w ośrodku zwierząt Uniwersytetu Sportowego Pekinu w kontrolowanych warunkach (temperatura: 22-24 °C; wilgotność: 45%-55%; 12-godzinny cykl światła/ciemności). Specyficzne szczury wolne od patogenów (SPF) w wieku 11 tygodni i 12-tygodniowe samce SHR, wraz z normotensyjnymi szczurami WKY dopasowanymi do wieku, zostały pozyskane w Beijing Vital River Laboratory Animal Technology Co., Ltd. (Licencja nr SYXK [Pekin] 2021-0053) w celach hodowlanych. Odczynniki i sprzęt użyty w tym badaniu są wymienione w Tabeli Materiałów.
1. Zwierzęta doświadczalne i grupowanie
Szczury w ciąży otrzymywały standardową dietę hodowlaną gryzoni oraz wodę ad libitum. Wszystkie szczury urodziły się spontanicznie, a ich potomstwo było odstawiane od standardowej diety gryzoni. Podczas godowania samice i samce szczurów tego samego szczepu (WKY lub SHR) były trzymane wspólnie w stosunku 1:1. Obecność korka pochwy i plemnika w cytologii pochwy została użyta do wyznaczenia pierwszego dnia ciąży (GD1). Po potwierdzeniu ciąży szczury zostały losowo przydzielone do czterech grup: normotensywnie siedzący tryb życia (p-WKY-SED), ćwiczenia normotensyjne (p-WKY-EX), nadciśnieniowe siedzące (p-SHR-SED) lub nadciśnieniowe (p-SHR-EX). Analizy eksperymentalne przeprowadzono na szczurach w dniu ciąży 21 (GD21), płodach w dniu zarodku 21 (ED21) oraz na 3-milionskich potomstwach męskich i żeńskich z każdej grupy.
2. Procedura aerobowych ćwiczeń matki
Przed rozpoczęciem gody samice szczurów były przyzwyczajane do obiektu mieszkalnego przez tydzień, po czym nastąpił 5-dniowy okres adaptacji do wody, obejmujący 15 minut dziennie ekspozycji na wodę o głębokości 10 cm, utrzymywaną w temperaturze 34-35 °C. Po udanym kopulacji szczury z grupy ćwiczeń rozpoczęły uporządkowany program pływania. Protokół rozpoczął się od 4-dniowej fazy adaptacyjnej w wodzie o głębokości 40 cm (34-35 °C), podczas której dzienny czas pływania stopniowo wydłużał się z początkowych 20 minut na 10 minut każdego dnia. Od piątego dnia do GD20 szczury pływały przez 60 minut dziennie, 6 dni w tygodniu. Aby kontrolować potencjalny stres związany z zanurzeniem w wodzie, szczury z grup osiadłych umieszczano w płytkiej wodzie (głębokość 10 cm, 34-35 °C) na ten sam czas bez aktywnego pływania10 cm.
3. Pomiar ciśnienia krwi
Ciśnienie skurczowe (SBP), rozkurczowe (DBP) oraz średnie ciśnienie tętnicze (MAP) mierzono u 3-miesięcznych potomków szczurów (zarówno samców, jak i samic) za pomocą systemu CODA Monitor tail-cuff w warunkach przytomnych i spoczynkowych. Wszystkie pomiary przeprowadzono w cichym środowisku między 8:00 a 12:00 w temperaturze otoczenia około 25 °C.
Poduszka grzewcza była włączana godzinę wcześniej i ustawiana na 37-38 °C, aby zapewnić osiągnięcie wymaganej temperatury przed pomiarem. Wybrano odpowiednio dopasowany unieruchomiony element na podstawie masy ciała każdego szczura, a zwierzę delikatnie wprowadzono do środka. Po stabilizacji szczur był umieszczony na grzewczym poduszce na 5 minut, aby zapewnić odpowiedni przepływ krwi do ogona. Na podstawie rozmiaru ogona szczura wybrano odpowiednio dopasowany mankiet do zatkania (O-Cuff) oraz mankiet do pomiaru ciśnienia objętości (VPR-Cuff). Podczas pracy mankiet O-Cuff był starannie umieszczony około 1 cm od podstawy ogona, a następnie nakładano mankiet VPR-Cuff na ogon. Po 5-minutowym okresie aklimatyzacji rozpoczęto pomiary ciśnienia krwi, gdy szczur pozostawał przytomny i w spoczynku. Każdy szczur przeszedł pięć cykli aklimatyzacji, po których następowało dziesięć kolejnych cykli pomiarów w celu rejestrowania danych o ciśnieniu krwi. Przez cały czas trwania zabiegu zwierzęta były ściśle monitorowane i natychmiast usuwane z unieruchomienia po zakończeniu protokołu pomiarowego.
4. Operacja MI/RI u szczurów
Szczury były poszczone przez 12 godzin przed operacją, z darmowym dostępem do wody. Masa ciała była mierzona przed znieczuleniem. Znieczulenie było indukowane przy użyciu 5% izofluranu i utrzymywane z 2% izofluranem podczas zabiegu. Każdy szczur był układany na plecach i zabezpieczany na poduszce grzewczej ustawionej na 37 °C.
Intubacja otchawicowa doustna wykonano za pomocą cewnika 16 G, który delikatnie wprowadzono do tchawicy i zabezpieczono na miejscu. Cewnik został następnie podłączony do zintegrowanego systemu znieczulenia i wentylacji. Parametry wentylacji ustawiono na szybkość oddechu 70 oddechów na minutę, objętość pływowa 8 mL/kg oraz stosunek wdechu do wydechu 1:2.
Elektrody były podskórnie wprowadzane w kończyny szczura zgodnie ze standardowym ułożeniem ołowia: czarne dla prawej kończyny przedniej, zielone dla prawej tylnej i czerwone dla lewej kończyny tylnej. Elektrody były podłączone do eksperymentalnego systemu funkcji biologicznych oraz biowzmacniacza, a monitorowanie elektrokardiograficzne (EKG) wykonywano za pomocą oprogramowania LabChart.
Włosy na klatce piersiowej szczura zostały ogolone, a miejsce operacji zdezynfekowane alkoholem. Wykonano nacięcie na skórze po lewej stronie mostka odpowiadającego sercu. Wykonano sekcje, aby odsłonić żebra. Między trzecim a czwartym żebrem założono retraktor klatki piersiowej, aby otworzyć jamę piersiową. Osierdzie zostało starannie rozerwane i oddzielone, aby całkowicie odsłonić serce. Towarzysząca jej wielka żyła sercowa została użyta jako punkt orientacyjny. Około 1-2 mm poniżej lewego przedsionka, 8-0 Szew przechodził przez powierzchnię naepisercową, aby podwiązać lewą przednią tętnicę wieńcową zstępującą przednią (LAD). Na miejscu węzła umieszczono małą drewnianą rurkę, a węzeł ślizgowy wiązano w celu zablokowania przepływu krwi. Jama klatki piersiowej została następnie szybko zamknięta. Pomyślna ligacja została potwierdzona przez uniesienie segmentu ST na elektrokardiogramie oraz widoczną sinicę w obszarze mięśnia sercowego niedokrwiennego.
Po 45 minutach zasunięcia węzeł został poluzowany, a drewniana rurka usunięta, aby rozpocząć reperfuzję. Powietrze zostało wydalone z jamy piersiowej, która następnie została zamknięta i zszyta. Miejsce operacji zostało zdezynfekowane povidon-jodem, kończąc procedurę.
Model MI/RI został więc ustanowiony po 24 godzinach reperfuzji. Gdy samoistne oddychanie wróciło, usunięto rurkę tchawicową, a szczura odesłano do czystej klatki.
5. Echokardiografia
Ocena echokardiograficzna została przeprowadzona za pomocą kolorowego ultradźwięku dla małych zwierząt wyposażonego w sondę L22-8K3 o wysokiej częstotliwości (częstotliwość centralna: 15 MHz). Szczury były znieczulone 5% izofluranem podczas indukcji i utrzymywane poniżej 2% izofluranu przez cały czas trwania zabiegu. Każdy szczur był umieszczony w pozycji leżącej i zabezpieczany na platformie chirurgicznej, utrzymując temperaturę na poziomie 37 °C. Stan oddechowy był stale monitorowany, a przepływ izofluranów dostosowywano w razie potrzeby, aby uniknąć zbyt głębokiej lub płytkiej znieczulenia, która mogłaby obniżyć dokładność pomiarów USG serca.
Po ogoleniu okolicy klatki piersiowej nałożono odpowiednią ilość żelu do sprzężenia USG. Sonda USG została umieszczona nad lewą przednią ścianą klatki piersiowej, aby uzyskać obrazy echokardiograficzne w trybie M z widoków przymostkowej o długości i osi krótkiej lewej komory. Dla każdego parametru obliczono średnią wartość sześciu kolejnych cykli serca. Funkcję serca oceniano poprzez pomiar średnicy wewnętrznej lewej komory w skurczu (LVID), średnicy wewnętrznej lewej komory w rozgorczu (LVIDd), skrócenia frakcyjnego (FS) oraz frakcji wyrzutowej (EF).
6. Operacja MCAO u szczurów
Szczury były głodzone przez 12 godzin przed operacją, ale miały swobodny dostęp do wody. Model MCAO został opracowany przy użyciu zoptymalizowanej metody szwów Zea-Longa. Znieczulenie było indukowane 5% izofluranem i utrzymywane przy 2% izofluranu. Po zaobserwowaniu rozluźnienia mięśni oraz ustabilizowaniu się oddychania i tętna, szczury umieszczono na plecach i zabezpieczono na termostatycznie sterowanej poduszce grzewczej.
Okolica szyjna szczura była rutynowo golona i dezynfekowana. Wykonano nacięcie w linii środkowej nieco na lewo od szyi, a warstwy mięśni zostały tępo rozcięte w celu odsłonienia i izolacji lewej tętnicy szyjnej (CCA), tętnicy szyjnej zewnętrznej (ECA) oraz tętnicy szyjnej wewnętrznej (ICA). ECA była podwiązywana cienką nicią szwową, a CCA i ICA tymczasowo zaciskane za pomocą klipsów tętnicowych. W ECA wykonano nacięcie, a szwowa zatorowość została wprowadzona do CCA przez otwór ECA. Po przecięciu ECA został on delikatnie pociągnięty w dół, aby wyrównać się z ICA, umożliwiając prostą ścieżkę do inserwacji zatorowca. Zator został ostrożnie przeniesiony do segmentu śródczaszkowego ICA. Wprowadzenie zostało przerwane po napotkaniu niewielkiego oporu, co wskazywało na prawidłowe ustawienie. W tym momencie zatorek został wprowadzony 18-20 mm od rozgałęzienia ECA i ICA, odpowiadając wcześniej wyznaczonej głębokości, a czubek zamykał początek tętnicy środkowej mózgowej (MCA).
Średnica końcówki zatorowości była dobrana na podstawie masy ciała szczura: 0,31-0,32 mm dla szczurów <200 g oraz 0,38-0,40 mm dla szczurów ważących 281-330 g. Po potwierdzeniu prawidłowego umieszczenia zator został zabezpieczony, usunięto klipsy tętnicowe, nacięcie skórne zszyto i zdezynfekowano miejsce operacji jodem povidonowym.
Pomyślne założenie szwu potwierdzono przez zmniejszenie przekroczenia krwi o ponad 50% po stronie dotkniętej chorobą. Po 2 godzinach niedokrwienia zator został wycofany, aby rozpocząć reperfuzję. Model urazu niedokrwiennego mózgu i reperfuzji został ustanowiony po 24 godzinach reperfuzji.
Deficyty neurologiczne u szczurów oceniano 24 godziny po MCAO za pomocą systemu punktacji Zea Longa. Kryteria punktacji były następujące (Tabela 1).
W kolejnych analizach uwzględniono tylko szczury z oceną Zea Longa od 1 do 3. Szczury z wynikiem 0 lub 4 zostały wykluczone z powodu braku skutecznej okluzji lub nadmiernego uszkodzenia mózgu, odpowiednio.
7. Laserowe obrazowanie z kontrastem plamkowym (LSCI)
Szczury były głodzone przez 12 godzin przed eksperymentem, ale miały swobodny dostęp do wody. Znieczulenie było indukowane przy użyciu 5% izofluranu i utrzymywane na poziomie 2%.
Szczury zostały następnie ułożone w pozycji na brzuchu i zabezpieczone w urządzeniu stereotaksyjnym. Po goleniu i dezynfekcji skóry głowy wykonano nacięcie środkowe wzdłuż szwu strzałkowego, aby odsłonić czaszkę. Tkanka łączna i okost na powierzchni czaszki zostały starannie usunięte. Zachowując integralność kości twardej kości twardej, obie strony czaszki zostały przeciężone wiertłem czaszkowym, aż kość stała się przezroczysta. Utworzono okno czaszkowe o wymiarach 8 mm × 15 mm, co umożliwiło wyraźną wizualizację naczyń korowych pod mikroskopem.
System LSCI został aktywowany, a pozycja urządzenia i ogniskowa zostały dostosowane do wyraźnej wizualizacji okna czaszki. Zastosowano źródło światła laserowego o długości fali 780 nm. Obszar oświetlenia był rejestrowany za pomocą urządzenia sprzężonego z naładowaniem, z czasem naświetlenia 15 ms i częstotliwością 15 klatek na sekundę. Monitorowanie ciągłe trwało 15-30 sekund, aby uzyskać obrazy o rozdzielczości 1280 × 960 pikseli. System następnie przekształcił oryginalne obrazy plamkowe na mapy przepływu krwi oraz dane ilościowe o perfuzji.
Początkowy przepływ krwi mózgowej w obszarach zaopatrzenia MCA na obu półkulach został po raz pierwszy zarejestrowany przed niedokrwieniem. Następnie skóra głowy była zszywana i dezynfekowana przed rozpoczęciem zabiegu MCAO. Przepływ krwi w mózgu w obu półkulach był monitorowany nieprzerwanie bezpośrednio po zakryciu, 2 godziny i 24 godziny po niedokrwieniu.
Przez cały okres monitoringu znieczulenie było utrzymywane izofluranem, a termofor regulowany tak, aby temperatura ciała szczura była stała na poziomie 37 °C. Zbieranie danych rozpoczęło się, gdy zwierzę wykazywało stabilny oddech i tętno.
8. Barwienie na 2,3,5-tryfenylo-tetrazolu chlorku (TTC)
Roztwór TTC 2% (w/v) przygotowano przez rozpuszczenie 0,2 g proszku TTC w 10 mL soli fizjologicznej z buforem fosforanowym (PBS, pH 7,4). Roztwór został przelany do rurki wirówki owiniętej folią, dokładnie przeprowadzony wirem, aby zapewnić całkowite rozpuszczenie, a następnie umieszczony w kąpieli wodnej podgrzewanej do 37 °C.
Po 24 godzinach reperfuzji szczury zostały znieczulone 5% izofluranem i uśpione przez wykrwawienie przez aortę brzuszną. Serce i mózg zostały natychmiast pobrane i dokładnie przepłukane 10 mL PBS. Tkanki były zamrażane w temperaturze −40 °C przez 30 minut, następnie osadzane w formach i przecinane koronalnie od przodu do tyłu z grubością 2-3 mm na kawałek. Plasterki były inkubowane w 2% roztworze TTC. Plasterki serca inkubowano w kąpieli wodnej o temperaturze 37 °C, chronionej przed światłem przez 10 minut, natomiast plasterki mózgu inkubowano w tych samych warunkach przez 25 minut. Plasterki były obracane co 5 minut podczas inkubacji, aby zapewnić równomierne barwienie. Po barwieniu plastry były płukane trzykrotnie 10 mL PBS i utrwalane w 10 mL 10% formaliny przez 24 godziny.
Po 24 godzinach utrwalenia wyjmowano fragmenty tkanek i delikatnie osuszano gazą, aby usunąć nadmiar wilgoci. Każdy kawałek umieszczano na przezroczystej szklanej płytce, a obie strony były skanowane. Na zeskanowanych obrazach białe obszary wskazywały na zawał tkanki niedokrwiennej, natomiast obszary czerwone oznaczały żywotną (nieniedokrwienną) tkankę. Analiza obrazów została przeprowadzona za pomocą oprogramowania ImageJ do obliczenia stosunku powierzchni zawału zarówno między cięciami mięśnia sercowego, jak i mózgowego. Obszar zawału serca (%) = (obszar zawału / całkowity obszar mięśnia sercowego) × 100%; Obszar zawału mózgu (%) = (obszar zawału po stronie MCAO / całkowita powierzchnia półkuli ipsilateralnej) × 100%.
9. Notatki bezpieczeństwa i obchodzenie się z materiałami niebezpiecznymi
Izofluran był przetwarzany wewnątrz okapu spalinowego, aby zapobiec wdychaniu i przechowywany w chłodnym, dobrze wentylowanym pomieszczeniu. Formalina i TTC były traktowane za pomocą rękawiczek nitrylowych i masek na twarz, aby zminimalizować kontakt ze skórą i ryzyko wdychania. TTC zostało uznane za światłoczułe i dlatego przechowywane oraz używane w opakowaniach owiniętych folią.
Obszar operacyjny został zdezynfekowany 75% etanolem, a wszystkie instrumenty były autoklawowane w temperaturze 121 °C przez 20 minut przed użyciem. Operatorzy nosili sterylne rękawice i fartuchy, aby utrzymać warunki aseptyczne podczas zabiegów.
Monitorowanie pooperacyjne przeprowadzano co 6 godzin przez 24 godziny, aby zapewnić dobrostan zwierząt. Zwierzęta wykazujące poważny stres, takie jak ciągłe drżenie lub brak jedzenia i wody, były natychmiast uśpione zgodnie z wytycznymi etycznymi instytucji.
Wszystkie odpady TTC i formaliny były zbierane w oznaczonych pojemnikach z zagrożeniem biologicznym i utylizowane zgodnie z protokołem instytucjonalnego zarządzania odpadami niebezpiecznymi. Tkanki zwierzęce zostały spalone w wyznaczonym przez uniwersytet zakładzie bioodpadów. Skażone materiały chirurgiczne zostały poddane autoklawowi przed utylizacją.
10. Analiza statystyczna
Wszystkie dane przedstawiono jako średnią ± SEM. Analizy statystyczne przeprowadzono za pomocą oprogramowania GraphPad Prism 8. Różnice między czterema grupami oceniano za pomocą dwukierunkowej analizy wariancji (dwukierunkowa ANOVA; czynniki: nadciśnienie i ćwiczenia). Porównania między potomstwem męskim i żeńskim oceniono za pomocą dwustronnego niesparowanego testu Studenta t. Wartość p < 0,05 została uznana za istotną statystycznie.