Artykuł metodologiczny

Kanulacja pachwinowa w celu ustanowienia cyrkulacji pozacielesnej w modelu dorosłej świnki

DOI:

10.3791/69148

⸱

30 stycznia 2026

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Cardiac Surgery, University Hospital of Heidelberg, 2HFU Furtwangen, University of Furtwangen, 3Department of Neurology, University Hospital Carl von Ossietzky of Oldenburg, 4Department of Cardiac Surgery, University Hospital of Münster

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Niniejszy artykuł opisuje ustanowienie pozacielesnej krążenia poprzez kaniulację pachwinową oraz wyjaśnia zalety i wady związane z tą techniką.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ze względu na podobne proporcje rozmiarów, modele dorosłych wieprzowinek nadają się do badań fizjologii sercowo-naczyniowej i krążenia pozacielesnego. Standardowo połączenie z pomostowaniem krążeniowo-odpłucnym (CBP) jest ustanawiane poprzez sternotomię i kanulację dużych naczyń. Jednak podczas metodycznej implementacji mogą pojawić się problemy, na przykład z powodu małej situs, naczyń trudno widocznych lub anomalii naczyniowych z małą aortą. Jatrogenne pęknięcie aorty może zakończyć eksperyment. Dlatego potrzebny jest dalszy, bezpieczny dostęp przez naczynia pachwinowe. W badaniu in vivo używa się aparatu serc-płuc z zestawem jednorazowym (pusty tlenowy oxygenator o wydajności perfuzji do 3,5 l/min). W przypadku kanikulacji pachwinowej tętnica udowa i żyła są rozcinane w prawym pachwinie. A 14-16 lat francuski (fr.). Do kaniulowania stosuje się kaniulę Edwards Heartport oraz 22-Fr. SAP kaniula udowa. Kanulacja przeprowadza się techniką Seldingera. Kaniulowanie pachwinowe skutkowało znacznie mniejszą liczbą przerwanych eksperymentów w badaniach dużych zwierząt i pozwoliło na lepszą ulgę serca podczas sekcji. Kanulatura pachwinowa w celu ustanowienia cyrkulacji pozaciałnej w próbie modelu dużego zwierzęcia stanowi bezpieczne podejście. Powoduje to minimalne urazy aorty i poprawioną widoczność w piersi. Ponadto ten dostęp umożliwia małoinwazyjną chirurgię serca. Skupia się również na etycznych aspektach eksperymentów na zwierzętach oraz związanych z nimi sukcesach eksperymentalnych.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Modele świń in vivo nadają się do badań fizjologii sercowo-naczyniowej i krążenia ze względu na porównywalne właściwości anatomiczne i fizjologiczne. Ustanowienie cyrkulacji pozacielesnej również nie stanowi problemu ze względu na proporcje rozmiaru i wagi. Oznacza to, że można prowadzić szeroko zakrojone badania na różne tematy in vivo. Dotyczy to szczególnie badań nad użyciem maszyny serc-płuca oraz powiązanym ustanowieniem obwodu pozacielesnego 1,2. Celem przedstawionej tutaj metody jest stworzenie eksperymentalnej platformy dla pozacielesnej cyrkulacji u świń z wykorzystaniem naczyń pachwinowych. Zapewnia to mniej inwazyjne podejście w porównaniu z centralną kanulacją poprzez sternotomię środkową. Dodatkowo, kaniulacja naczyń pachwinowych jest coraz częściej stosowana w małoinwazyjnych operacjach serca oraz tymczasowym mechanicznym wsparciu krążenia 3,4. Dlatego ta metoda może być przydatna w badaniach skupionych szczególnie na tych obszarach.

Podczas ustanawiania obwodu pozacielesnego standardem do kaniulacji stosuje się aortę i przedsionek. Dostęp przez aortę może być szczególnie skomplikowany przez zmiany morfologiczne tkanki aorty, krótką aortę wstępującą lub powiększone serce w małym miejscu, które zasłania widok na aortę (Rysunek 1A-B). U świń aorta jest często szczególnie mała, krótka i znajduje się grzbietowo-odwrotnie od głównej tętnicy płucnej. Ryzyko pęknięcia aorty jatrogennej przez manipulację podczas kanilowacji może być konsekwencją. Dlatego konieczny jest inny bezpieczny dostęp tętniczy i żylny. Można to uzyskać poprzez kaniulację naczyń udowych. U dużych zwierząt (rodzaj świń domowych) średnice naczyń pachwinowych wahają się od 6 do 8 mm (tętnica udowa wspólna) oraz od 10 do 12 mm (żyła udowa). Aby zapewnić wystarczającą perfuzję narządów u zwierzęcia testowanego (40-60 kg), do kaniulowania tętniczego użyj kaniulki Fr. Edwards 14-16 (rysunek 2A) oraz kanili Fr. Sorin 22 (rysunek 2B) do kaniulowania żylnego5.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszystkie eksperymenty na dużych zwierzętach na świniach (wiek 3-4 miesiące; płeć: samiec i kobieta; waga 40-60 kg; świnie domowe), po dokładnym przeglądzie, zostały zatwierdzone przez Radę Regionalną Karlsruhe 10 października 2022 roku, pod numerem akt 35.-9185.81/G-96/22. To procedura terminalna; wszystkie zwierzęta zostały uśpione na końcu zabiegu.

1. Znieczulenie i przygotowanie zwierząt

  1. Przygotowanie leków jest zawsze prowadzone na naszym wydziale w Międzywydziałowym Centrum Badań Biomedycznych. Przed zabraniem na salę operacyjną należy podać zwierzęciu laboratoryjnemu 0,075 mL/kg midazolamu chlorowodorku (5 mg/mL) oraz 0,225 mL/kg ketaminy (100 mg/mL).
  2. Umieść żylny cewnik w żyłce ucha, przez który można podać środek przeciwbólowy z stężeniem 0,56 mg/kg masy ciała/0,5 h pirytramidu i dawką Sterofundiny 1/1.
  3. Ustabilizuj wszystkie kończyny bandażem na stole operacyjnym.
  4. Podłącz 5-odprowadzeniowy EKG do klatki piersiowej i brzucha do analizy rytmu, sonda temperaturowa odbytnicza oraz pulsoksymetr do błony śluzowej nosa do monitorowania 6,7,8,9.

2. Intubacja i wentylacja

  1. Zabezpiecz drogi oddechowe intubacją i rozpocznij wentylację kontrolowaną ciśnieniem.
  2. Stosuj następujące ustawienia wentylacji pod kontrolą ciśnienia za pomocą respiratora. Początkowe ustawienia są następujące:
    FiO2 0.6-0.8
    Częstość oddechu 12-18/min
    Objętość minutowa oddechu wynosi około 0,2 L/min/kg
  3. Stosując te ustawienia, celuj w CO2 35-40 mmHg,paO2 150-200 mmHg oraz prawidłowy metabolizm układu oddechowego z pH 7,35-7,45. Regularnie oceniaj wentylację za pomocą analiz gazogramów 7,8,9.

3. Utrzymanie znieczulenia

  1. Utrzymuj znieczulenie z sewofluranem 1,5% (podanym przez respirator) lub propofolem 1%, 8 mg/kg masy ciała/h. Jeśli głębokość znieczulenia jest niewystarczająca, zwiększyć dawkę sewofluranu do 2,0% lub podać bolus propofolu w dawce 2-4 mg/kg masy ciała. Objawy niewystarczającej znieczulenia to przebudzenie wewnątrzoperacyjne, reakcje bólowe, ruchy, oddychanie zwierzęcia, szybkie bicie serca, nadciśnienie tętnic itp. Dexpanthenol stosuje się, aby zapobiec suchości spojówkioczu 7,8,9,10.

4. Pomiar ciśnienia tętnicznego i duży centralny dostęp żylny

  1. Do monitorowania tętnic otwórz lewą pachwinę (procedura jest opisana w sekcji 5.4), odsłoń tętnicę udową i założ cewnik ciśnieniowy za pomocą nakłucia. Krzywa ciśnienia jest wyświetlana za pomocą przetwornika ciśnienia.
  2. Celuj w średnie ciśnienie tętnicze (MAP) 50-60 mmHg6. Aby utrzymać MAP, podaj dawkę objętościową noradrenaliny.
  3. Zabezpiecz dostęp do dużej objętości lumenów na zewnątrz poprzez otwarte przygotowanie żyły szyjnej. Ten cewnik ma dwa podejścia objętościowe: jeden do substytucji objętościowej i jeden do centralnego monitorowania ciśnienia żylnego (8-12 mmHg). To ciśnienie, jak również ciśnienie tętniczne, są wyświetlane za pomocą przetwornika.
  4. Wprowadź cewnik przeciznuwkowy do pomiaru wydzielania moczu. Zrównoważ objętość za pomocą worka na mocz6.

5. Procedura operacyjna

  1. Przed rozpoczęciem zabiegu chirurgicznego zaznacz obszary do operowania (standaryzowane drogi dostępu w chirurgii serca) długopisem nierozpuszczalnym w wodzie (przewodnik po nacięciu; Rysunek 3). Przykryj wszystkie nieistotne obszary niebieskimi zasłonami chirurgicznymi.
  2. Przygotuj stół operacyjny ze wszystkimi instrumentami (Rysunek 4).
  3. Sternotomia medianowa
    1. Wykonaj podłużne nacięcie skóry powyżej linii środkowej mostka, a następnie podziel warstwy podskórne, mięsień piersiowy i okostkę mostka za pomocą elektrokauteryzacji.
    2. Odsłonić linię środkową mostka dla sternotomii środkowej położonej środkowej. Upewnij się, że jama szyjną i wyrostek ksifoidalny są dobrze zdefiniowane, i tępo rozciń powierzchnię tylnej jamy piersiowej palcem.
    3. Następnie podziel mostek podłużnie piłą do mostka. Zabezpiecz hemostazę, stosując elektrokauteryzację na okostnicy i nakładając wosk kostny. Włóż płączkę mostkową.
    4. Odsłonić tkankę tłuszczową i grasicę pod powierzchnią. Otwórz osierdzie podłużnie i umieść szwy osierdziowe (mersylyna 0), aby stworzyć dołek osierdziowy.
    5. Dokładnie obejrzyj situs i serce. Ostatnie etapy następują po kaniulacji pachwinowej. Najpierw uruchom aortę wstępującą i tętnicę płucną oraz załóż szew na torebkę (polipropylen 4,0 RB-1) dla kaniuli kardioplegii.
    6. Rozciąć aortę swobodnie obwodowo w miejscu, które ma być zaciskane11.
  4. Przygotowanie naczyń pachwinowych
    1. Wykonaj podłużne nacięcie skóry (pachwinowej) i przeciń tkankę tłuszczową za pomocą elektrokauteryzacji (rysunek 5A-H). Rozwiń tkankę za pomocą retraktora tkankowego.
    2. Przecień wzdłuż mięśnia gracilis oraz przywodziciela powięzi udowej za pomocą nożyczek do cięcia, aby odsłonić tętnicę udową i żyłę między mięśniami. Następnie zawinij naczynia czerwono-niebieską gumką gumkową.
    3. Aby zabezpieczyć kaniulę w naczyniu, owiń jedwabną nić wokół naczynia i zabezpiecz ją opaskąuciskową 12.
  5. Pozycja kaniuły: Aby lepiej zrozumieć pozycję kaniuli wewnątrznaczyniowej, umieść kaniulę żylną i tętniczą na zwierzęciu testowanym (patrz diagram ilustracyjny, rysunek 6)12.
  6. Kanylacja żylna
    1. Użyj kaniulki 22 Fr. Seldinger oraz zestawu do nakłucia do kaniulowania żyły udowej. Zestaw nakłutów składa się z drutu o długości 180 cm, kanuli kłuciowej oraz rozwarczych (rysunek 7A).
    2. Schemat przedstawiono na rysunku 8A-E 12. Załóż szew sznurkiem z polipropylenem 5.0 RP-2 i przekłuj żyłę kaniulą o masie 18 GA.
    3. Włóż przewód do naczynia (żyły udowej) przez kaniulę, używając pomocy do wstawiania. Upewnij się, że przewód można luźno przesuwać tam i z powrotem.
    4. Przesuń przewód do żyły głównej górnej. Pozycję można sprawdzić za pomocą palpacji lub echokardiogramu.
    5. Usuń kaniulę i lekko uciśnij miejsce nakłucia gazą (zapobiegając utracie krwi). Ostrożnie rozszerzaj miejsce nakłucia różnymi rozszerzaczami (zacznij od najmniejszego); Drut musi być cały czas napięty.
    6. Nawlecz nitkę na kaniulę i wpchnij dolny, napięty drut do naczynia aż do poziomu przedsionka i załóż pętlę w szwie na tytoniu. Gdy klatka piersiowa jest otwarta, należy sprawdzić położenie żyły głownej górnej. Jest to konieczne do odprowadzania krwi żylnej z żyły głównej górnej i dolnej oraz do odpowiedniego odciążenia serca.
    7. Przymocuj kaniulę do szwu na woreczek tytoniowych jedwabiem. Ostrożnie wyciągnij drut i wlot kaniuli, wyduj wentylację krwią antegrade i zaciskaj zaciskiem rurkowym. Następnie podłącz kaniulę do złącza 1/2" i rurki 1/2" 3x32 CPB.
  7. Kanulacja tętnicza
    1. Do kaniulowania tętnicy udowej użyj kaniulki ks. Seldingera w rozmiarze 14-16 oraz zestawu do nakłucia. Ta ostatnia składa się z drutu o długości 100 cm, kaniuli kłuciowej oraz rozszerzaczy (rysunek 7B).
    2. Procedura jest taka sama jak w przypadku kaniulacji żylnej12. Przygotuj szwy na sznurek torebki (4-0 polipropylen RB-1) i włóż kaniulę do nakłucia.
    3. Włóż drut nad kaniulę i zdejmij ją. Poszerz miejsce nakłucia poszczególnymi rozszerzaczami (12 Fr. i 14 Fr.) i wprowadź tętniczą kaniulę 16 Fr.
    4. Usuń przewód i wlot, opróżnij wstecznie i zacisnij. Następnie podłącz kaniulę do złącza 3/8" oraz rurki 3/8" 3x32 aparatu serc-płuca i przymocuj ją do tkanki.
  8. Połączenie z pomostowaniem krążeniowo-oddechowym
    1. Po podłączeniu pomostu krążeniowo-odruchowego do naczyń pachwinowych, zaińdź obwód pozacielesny (Rysunek 9A i Wideo 1). Ze względu na niewielką różnicę wysokości między kaniulą żylną a zbiornikiem, drenaż żylny często musi być podtrzymywany przez aktywne ssanie. To ssanie wynosi około -60 do -80 mmHg i jest generowane przez pompę rolkową. Zwizualizuj ssanie, mierząc ciśnienie na rurce żylnej za pomocą przetwornika ciśnienia 13,14,15.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Zmiana typu kanulacji w celu ustanowienia pozacielesnej krążenia, z centralnej kanilacji klatki piersiowej na kanilowość pachwinową, nie spowodowała pęknięcia aorty jatrogennej w eksperymentach na zwierzętach (Tabela 1). Tłem tego jest badanie na zwierzętach, w którym operowano 18 świń na grupę. W pierwszych 15 zabiegach sześć świń doznało jatrogennego pęknięcia aorty po centralnej kanilowaniu, co było powodem zakończenia eksperymentu. Wskaźnik śmiertelności wynosił 40%. W pozostałych 21 zabiegach połącz...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Eksperymentalna chirurgia serca jest dziś niezbędna. Możliwe cele obejmują ocenę funkcji pompy lewej komory pod wpływem różnych leków i ich właściwości farmakokinetycznych, optymalizację procedur chirurgicznych oraz optymalizację perfuzji w krążeniu pozacielesnym. Dorosłe modele świń są bardzo dobrze nadane do tego celu ze względu na swoje cechy sercowo-naczyniowe i fizjologiczne.

W pozacielesnym krążeniu z wykorzystaniem maszyn...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autor(i) zadeklarowali brak potencjalnych konfliktów interesów dotyczących badań, autorstwa i/lub publikacji tego artykułu.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Prace te zostały poparte przez grupę badawczą Andreasa Möbiusa, Influence of Sevoflurane bs. Propofol w pomostowaniu krążeniowo-oddechowym w mikrokrążeniu narządów końcowych i funkcji krążeniowo-oddechowej w eksperymentach na świniach (35-9185.81/G-96/22).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Dexpanthenol 5%BayerPZN AT-2424276Znieczulenie
Zestaw HLM Trilly AF KinderEurosetyAG71155Zestaw jednorazowych maszyn do krążenia i płuc
Ketamin 5mg/mlPfizerPZN 01395650Znieczulenie
Mersilene 0EthiconR844Szwy osierdziowe z utrzymaniem
Midazolam 5 mg/5 mlHamelnPZN 05918501Znieczulenie
Perkutanes Einfü HRKIT 100 cmMaquetPIK 100Zestaw do nakłucia tętnic
Piritramid 15 mg/mlPiramalPZN 01312724Znieczulenie
Polipropylen 4,0 RB-1 (Prolene)ETHICON8710HSzew w sakiewce tytoniowej
PotiSite Kanniula Perfuzyjna Tętnicza 16 Fr.EdwardsFLK0012Kaniula pachwinowa tętnicza
Propofol 1% 200 mg/20 mlFresenius KABIPZN 18116200Znieczulenie
RAP Kaniula Żylna Udowa 22 Fr. LivaNova200-100Żylna kanulala pachwinowa
Revas Access Kit Dual Lumen 180 cmFreelifeFLK0012Zestaw nakłucia żylnego
Seide 75 cmResorbaG850Naby zamontować kaniulę wokół naczynia
Sevofluran 100% /V/V) 250mlSEVOranePZN 03796821Znieczulenie
Silikon-Loops 2,5 mm niebieskiSERAG WiessnerSL27do przygotowania żyły
Pętle silikonowe 2,5 mm czerwoneSERAG WiessnerSL26do przygotowania tętnicy
Sterofundin ISO 1/1 E ISOB/BRAUNPZN 01078955Volumy
Zestaw opaski uciskowej 7 Fr. Medtronic79005do mocowania kanniel do naczynia

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Hubert, M. B., Salazkin, I., Desjardins, J., Blaise, G. Cardiopulmonary bypass surgery in swine: a research model. J Exp Anim Sci. 42 (3), 135-149 (2003).
  2. Mickelson, H. E., et al. Swine as a Model for Cardiovascular Research: Improved Cardiopulmonary Bypass Techniques. J Invest Surg. 3 (3), 253-260 (1990).
  3. Glower, D. D., et al. Comparison of direct aortic and femoral cannulation for port-access cardiac operations. Ann Thorac Surg. 68, (1999).
  4. Bastopcu, M., Senay, S., Güllü, A., Kocyigit, M., Alhan, C. Percutaneous cannulation for cardiopulmonary bypass in robotic mitral valve surgery with zero groin complications. J Card Surg. 37 (2), (2022).
  5. Neuzil, P., et al. Direct comparison of percutaneous circulatory support systems during specific haemodynamic conditions. Eur Heart J Suppl. 5 (6), 1202-1206 (2010).
  6. Larsen, R. Anesthesia during operations using a heart-lung machine. Anesthesia Intens Care Med Cardiac Thorac Vasc Surg. , (2017).
  7. Regulation on the protection of animals used for experimental or other scientific purposes (Animal Welfare Experimental Animals Regulation - TierSchVersV). , https://www.gesetze-im-internet.de/tierschversv/BJNR312600013.html (2025).
  8. Hubrecht, R. Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. , Eighth Edition 2011, National Research Council of the National Academies. Washington DC, USA. (2011).
  9. du Sert, N. P., et al. Reporting animal research: Explanation and elaboration for the arrive guidelines 2.0. PLoS Biol. 18 (7), 3000411(2020).
  10. Kardioanästhesie, DGAI. , https://www.dgai.de/aktuelles-2/342-ai-02-2016-verbaende-empfehlungen-kardioanaesthesie/file.html (2019).
  11. Ferguson, M. K. Chapter 1 Incisions. Thorac Surg Atlas. , (2024).
  12. Sicim, H., Çaynak, B., Sicim, H., Çaynak, B. Open Seldinger Technique in Peripheral Cannulation Strategy for Minimally Invasive Cardiac Surgery. J Updates Cardiovasc Med. 12 (4), 133-141 (2024).
  13. Sreshta, E. G., Miller, T. M., McQuitty, A. L. Cardiopulmonary Bypass. Critical Care Obstetrics. , Seventh Edition, (2024).
  14. Colangelo, N., et al. Vacuum-assisted venous drainage in extrathoracic cardiopulmonary bypass management during minimally invasive cardiac surgery. Perfusion. 21 (6), 361-365 (2006).
  15. Ulrich, C., et al. Optimizing the venous drainage in minimized extracorporeal circulation system (MECC) at the Coswig Heart Center. Kardiotechnik. 19 (4), 94-97 (2010).
  16. Chapler, C. K., Cain, S. M. The physiologic reserve in oxygen carrying capacity: Studies in experimental hemodilution. Can J Physiol Pharmacol. 64 (1), 7-12 (1986).
  17. Dabadie, P., Erny, P., Destribats, B. Hemodilution and tissue oxygenation. Ann Fr Anesth Reanim. 5 (3), 204-210 (1986).
  18. Tiedge, S. Pediatric perfusion in Germany 4.0 “Hardware. Deutsche Gesell Perfusiol Tech Med. 30 (1), 008-025 (2021).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

pomi cie kr enie pozaustrojowet tnica udoway a udowatechnika Seldingerasystem kr enia pozaustrojowegochirurgia ma oinwazyjnamodel na du ych zwierz tach

Powiązane artykuły