Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Wszczepienie urządzenia wspomagającego lewą komorę (LVAD) u młodocianych świń landrace: model implantacji LVAD dla niewydolności serca u dzieci

522 wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/69151

⸱

16 stycznia 2026

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Cardiac Surgery, Fuwai Hospital, National Center for Cardiovascular Diseases, Chinese Academy of Medical Sciences and Peking Union Medical College, 2Beijing Key Laboratory of Preclinical Research and Evaluation for Cardiovascular Implant Materials, Fuwai Hospital, National Center for Cardiovascular Diseases, Chinese Academy of Medical Sciences and Peking Union Medical College, 3Guangzhou First People's Hospital, The Second Affiliated Hospital of South China University of Technology, 4Department of Cardiac Surgery, Fuwai Yunnan Hospital, Chinese Academy of Medical Sciences, Affiliated Cardiovascular Hospital of Kunming Medical University, 5State Key Laboratory of Cardiovascular Disease, Fuwai Hospital, National Center for Cardiovascular Diseases, Chinese Academy of Medical Sciences and Peking Union Medical College, 6Shenzhen Key Laboratory of Cardiovascular Disease, Fuwai Hospital, Chinese Academy of Medical Sciences, 7Sanya Institute of China Agricultural University

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

W tym artykule przedstawiono protokół wszczepienia urządzenia wspomagającego lewą komorę (LVAD) prosiakowi. Model ten stanowi skuteczny sposób badania implantacji LVAD u dzieci oraz ujawnienia mechanizmu odwrotnej remodelacji komory w leczeniu LVAD.

Streszczenie

Opracowano model implantacji dla dzieci z pomocą urządzenia wspomagającego lewą komorę (LVAD), aby symulować wsparcie LVAD u dzieci oraz badać mechanizm odwrotnej remodelacji serca. Niewydolność serca (HF) to powszechna globalna choroba sercowo-naczyniowa. Wszczepienie LVAD jest niezbędną metodą leczenia HF. Jednak istniejące modele implantacji LVAD dla dzieci pozostają niedopracowane, a mechanizm leczenia LVAD prowadzący do odwróconej remodelacji komory był niejasny, zwłaszcza u dzieci, choć przeprowadzono wiele badań ujawniających możliwy cel. Dlatego konieczne jest poznanie mechanizmu, zwłaszcza u dzieci. Dobry model stanowi podstawę do testowania funkcji nowego pediatrycznego LVAD i ujawnienia kluczowego mechanizmu. Opracowaliśmy model implantacji LVAD młodych świń landrasowych, który może być wykorzystany do założenia bezpieczeństwa i skuteczności LVAD u dzieci. Po wszczepieniu LVAD pompa LVAD utrzymywała stabilny i nieprzerwany przepływ krwi przez ponad miesiąc. Ponadto parametry życiowe, w tym hemodynamika, były stabilne i mieszczące się w idealnym oraz normalnym zakresie. Model ten wiernie odtwarza stany hemodynamiczne u pacjentów klinicznych po wszczepieniu LVAD. Można go wykorzystać do śledzenia ciągłych zmian po implantacji LVAD. Jednocześnie może być używany do ujawniania reaktywności i bezpieczeństwa implantacji LVAD u dzieci. Ten protokół jest prostym i standardowym ogólnym procesem budowy modelu ujednoliczającego dla badań nad implantacją LVAD u dzieci.

Wprowadzenie

Terapia LVAD poprawia przeżywalność pacjentów z niewydolnością serca i stanowi most do przeszczepu serca. LVAD jest stosowany u dorosłych od dziesięcioleci, a uważa się, że przywraca funkcję serca poprzez promowanie odwróconej remodelacji mięśnia sercowego1. Poprzednie badania koncentrowały się na dorosłych pacjentach z implantacją LVAD2. Jednak szczegółowy mechanizm molekularny odwrotnej remodelacji w leczeniu LVAD był nadal niejasny u dzieci3. Dlatego potrzebny jest dobry model badań nad mechanizmami leczenia LVAD, prowadzący do odwrotnej remodelacji. Chociaż modele myszy są szeroko stosowane w ocenie leków i rozwoju urządzeń w leczeniu chorób sercowo-naczyniowych, układ odpornościowy, kurczliwość mięśnia sercowego, hemodynamika i metabolizm myszy znacznie różnią się od tych u ludzi. Dodatkowo, spoczynkowe tętno myszy może sięgać nawet 500-600 uderzeń na minutę, co jest 6-10 razy wyższe niż u ludzi. Implantacja urządzeń wspomagających komory jest zbyt szybka. Ponadto rozmiar lewej komory i naczyń krwionośnych u myszy jest bardzo mały. Niezwykle trudno jest zaprojektować i wszczepić rury odpowiednio cienkie, elastyczne, biokompatybilne i zdolne do zapewnienia odpowiedniego przepływu oraz niskiego oporu. Dlatego istnieje potrzeba opracowania modeli zwierzęcych bardziej reprezentatywnych dla ludzi. Pod względem układu krążenia świnie są bardzo podobne do ludzi, co może być dobrym zwierzęciem wzorcowym dla badań nad chorobami układu krążenia u ludzi lub implantacją narzędzi, a modele świń są szeroko wykorzystywane w przedklinicznych badaniach translacyjnych urządzeń wspomagających komory 4,5. Nasz protokół ustanowił nowy model implantacji LVAD dla dzieci młodych młodych świń typu landrace.

Dodatkowo, niewydolność serca u dzieci (PHF) dotyczy 0,87-7,4 na 100 000 dzieci6. Chociaż przeszczep serca (HT) jest złotym standardem leczenia HF, niektóre dzieci nie mogą otrzymać serca dawcy od razu. Dlatego implantacja LVAD u dzieci jest potrzebna do podtrzymywania życia dzieci z HF. Wykorzystanie LVAD rośnie w pediatrii, ale pacjenci ci często są złożeni i mogą wymagać leczenia bloku przedsionkowo-komorowego7. Ponadto nie istnieje odpowiedni pediatryczny LVAD dla dzieci z HF, a dotychczasowe wyniki kliniczne wykazały, że częstotliwość dużych krwawień, udarów, infekcji i dysfunkcji nerek była wyższa niż u dorosłych8. W poprzednich krótkoterminowych badaniach klinicznych stosowanie pediatrycznych LVAD prowadziło do problemów takich jak udar niedokrwienny i ciężkie arytmie, co wskazuje, że LVAD u dzieci wymagają dalszej optymalizacji9. Dlatego konieczne jest zbudowanie modelu implantacji LVAD dla dziecka. Może to być ważny model dla nowych testów LVAD lub badań nad mechanizmami odwrotnej przebudowy. Młode świnie z gatunku landrace są stosunkowo niewielkie, z masą serca około 100 g, podobnie jak u dzieci. Mogą być używane do oceny bezpieczeństwa i skuteczności wszczepialnych urządzeń wspomagających komory, specjalnie zaprojektowanych dla dzieci. Dlatego młody landrace jest odpowiednim szczepem do badań nad implantacją LVAD u dzieci.

W tym artykule przedstawiliśmy model implantacji młodej landrace LVAD. Może to być odpowiedni model do odkrycia mechanizmu odwrotnej remodelacji LVAD oraz oceny bezpieczeństwa i skuteczności implantacji LVAD u dzieci.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie procedury z udziałem świń zostały zatwierdzone przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Wykorzystania Zwierząt (IACUC) Szpitala Fuwai, Chińska Akademia Nauk Medycznych (etyczna zatwierdzenie nr 0109-1-35-ZX(X)-5). Wszystkie nasze eksperymenty przebiegały zgodnie z wytycznymi ARRIVE. Zwierzęta doświadczalne, trzymiesięczne samce młodych świń typu landrace (30-35 kg), zostały wcześniej umieszczone i odizolowane w obiektach eksperymentalnych Centrum Zwierzęcego Szpitala Fuwai, aby przystosować się do środowiska i zmniejszyć stres. Zwierzęta były badane przed operacją, aby zapewnić ich stan zdrowia przedoperacyjnego, i były wyłączane z eksperymentu, jeśli miały nieprawidłowe cechy behawioralne, nieprawidłowe objawy lub oznaki. Zwierzęta doświadczalne były postzone i zabronione picia przed przeszczepem serca i badaniem zgodnie z rutynowymi procedurami ośrodka eksperymentów na zwierzętach.

1. Przedoperacyjne zarządzanie i przygotowanie zwierzęcia doświadczalnego

UWAGA: Środki dotyczące dobrostanu zwierząt: Potwierdź stan zdrowia przed operacją. Zapewnij wsparcie termiczne (koc ogrzewania powietrzem z wymuszonym powietrzem) i utrzymuj temperaturę rdzenia 37,0–38,5 °C. Nakładaj sterylny lubrykant okulistyczny na oba oczy podczas indukcji oraz co 2–4 godziny podczas długotrwałej znieczulenia. Potwierdź płaszczyznę chirurgiczną (brak odruchu palpebralnego, minimalny tonus szczęki, brak reakcji na uszczypnięcie palca) przed nacięciem i okresowo oceniaj. Nieustannie monitoruj EKG, SpO2, EtCO2, ciśnienie krwi (nieinwazyjne lub inwazyjne po cewniku), parametry oddechowe oraz temperaturę rdzenia; nagrywaj co najmniej co 5–10 minut.

  1. Niech zwierzęta będą pościć przez 12 godzin i pozbawione wody przez 4 godziny przed operacją.
  2. Przedlekczyć/sedować ketaminą 10–20 mg/kg domięśniowo, a następnie indukować znieczulenie propofolem 2–4 mg/kg dożylnie, aby wywołać intubację tchawicą.
  3. Ustalić dostęp żylny do żyły usznej.
    1. Załóż mocno opasku u nasady ucha, aby wypełnić żyłę.
    2. Używaj ręki niedominującej, aby rozciągnąć i ustabilizować ucho. Trzymaj igłę cewnika jak ołówek dominującą ręką, skośnie do góry, pod kątem 15-30° do skóry.
    3. Aseptyczne założenie cewnika: przypiąć włosy w razie potrzeby; miejsce wszczepienia chlorheksydyny (lub jodu powidonu) na przemian z 70% alkoholem izopropylowym ×3; używaj sterylnych rękawiczek i materiałów sterylnych; Po nałożeniu nałóż sterylny opatrunk/przezroczystą folię. Konserwacja: płukanie solą heparyzowaną (np. 10 U/mL) 2–5 mL co 6–8 godzin i po podaniu leków; kontrolować miejsce co najmniej dwa razy dziennie; Wymień ga, jeśli podejrzewasz fleboty/infekcję. Przebij skórę i ścianę żyły jednym płynnym ruchem.
    4. Po zaobserwowaniu krwi retrospekcyjnej w komorze przesuń cały zespół o kolejne 1-2 mm. Następnie ustabilizuj stylet (metalową igłę) i całkowicie wsuwaj plastikowy cewnik do naczynia.
    5. Naciskaj na skórę nad końcówką cewnika, aby zapobiec krwawieniu, szybko wyjmij styl i wyrzuć go do ostrego pojemnika. Natychmiast podłącz nasadkę lub zaworek odcinek heparyny.
    6. Usuń opaski uciskowy od podstawy ucha. Aspiracja strzykawką, aby obserwować powrót krwi i potwierdzić umieszczenie wewnątrznaczyniowego. Powoli płucz 1-2 mL soli fizjologicznej. Obserwuj obecność obrzęku wokół miejsca, co wskazuje na ekstrawazację.
    7. Owiń całe ucho luźno bandażem, dbając o odsłonięte opuszek do monitorowania niedokrwienia.
  4. Podaj propofol (2-4 mg/kg dożylnie) i wykonaj intubację tchawicową. Preoxygenuj 100%O2 przez 3–5 minut, jeśli to możliwe. Nałóż smar oczny na początku indukcji. Zapewnij wytłaczenie pod ramionami, biodrami i kończynami oraz regularnie sprawdzaj punkty ucisku, aby zapobiec niedokrwieniu mięśni i uszkodzeniu nerwów.
    1. Sprawdź i przygotuj odpowiednio dobraną rurkę do tchawic, laryngoskop (proste ostrze), styl, strzykawkę, lubrykant, blok gryzący/zwiniętą gazę, taśmę zabezpieczającą i stetoskop.
    2. Umieść świnię w stabilnym leżącym grzbietowym położeniu. Wyprostuj szyję i odchyl głowę do tyłu.
    3. Zapewnij 100% tlenu przez maseczkę przez 3-5 minut, jeśli to możliwe.
    4. Wkładaj ostrze laryngoskopu do prawej komisury jamy ustnej, przesuwając ją do przodu i przesuwając język w lewo.
    5. Przesuwaj ostrze wzdłuż linii środkowej języka. Zidentyfikuj nagłośnię, a następnie użyj końcówki ostrza, aby delikatnie podnieść i wcisnąć nagłośnię, odsłaniając krntę (pionową szczelinę).
    6. Gdy skrawka się otwiera (podczas wdechu), przesuwaj rurkę tchawicową (ze styletem, jeśli używasz) przez prawą komisurę do tchawicy.
    7. Gdy rurka zostanie przesunięta, ustabilizuj ją i ostrożnie usuń stylet.
    8. Zwróć uwagę na kondensację wewnątrz rurki i wyczuj wydychane powietrze w otworze rurki.
    9. Napompuj mankiet rurki powietrzem za pomocą strzykawki, aż przeciek wokół rurki zostanie zamknięty.
    10. Podłącz kapnograf; obecność regularnego przebiegu EtCO2 potwierdza położenie tchawicy.
    11. Przywiąż rurkę do bloku zaciskowego i mocno przymocuj ją do żuchwy lub szczęki za pomocą taśmy.
    12. Podłącz rurkę do obwodu aparatu znieczulonego. Po intubacji tchawicowej przenieś zwierzę na salę operacyjną.
  5. Środek rozluźniający mięśnie: Po dożylnym bolusie 0,5 mg/kg atrakurium utrzymuj infuzję na poziomie 5-10 μg/kg/min.
    UWAGA: Po atracurium wymagana jest wentylacja mechaniczna. Typowe warunki (młode świnie): wentylacja kontrolowana objętościowo, VT 8–10 mL/kg, RR 12–18/min, PEEP 5 cmH2O, FiO2 0,4–0,6; dostosowuje się, aby utrzymać EtCO2 35–45 mmHg i SpO2 >95%.
  6. Znieczulenie podtrzymujące: Podawaj inhalowany izofluran w dawce 2-3% i utrzymuj dawkę dexmedetomidyny dożylnie 0,5–2,0 μg/kg/h (dawkuj w odpowiednim stopniu) oraz propofolu 1-2 mg/kg/h. Stosuj sukcynylocholinę 2 mg/kg jako środek rozluźniający mięśnie (świnia nie jest wrażliwa na cisbenzen).
  7. Wykonaj nakłucie żyły przedniej w celu monitorowania centralnego ciśnienia żylnego (CVP).
    1. Palpować bruzdę szyjną pomiędzy przednim brzegiem mięśnia mostkowo-żółto-naczyniowego a tchawicą.
    2. Wykonaj 3-4 cm podłużne nacięcie na skrzyżowaniu górnej i środkowej trzeciej linii łączącej kąt żuchwy z manubrium sterni.
    3. Ostro nacinaj skórę i powięzi podskórnej warstwami.
    4. Wykonaj tępe rozwarstwienie mięśnia platysmy, aby odsłonić pochewkę szyjną.
    5. Uruchom odcinek żyły szyjnej o długości 1-2 cm za pomocą disektora orzeszkowego.
    6. Przełóż dwie ligatury pod izolowanym segmentem żyły (ligatura bliższa dla trakcji; distalna dla trwałego podwiązania).
    7. Wykonaj venotomię, wykonując nacięcie w kształcie litery V w przedniej ścianie żylnej między ligaturami za pomocą nożyczek do tęczówki.
    8. Umieść cewnik fazowany w dół pod bezpośrednią wizualizacją, aby zapewnić umieszczenie wewnątrzświatłowe.
    9. Przesuń cewnik o 15-20 cm głowy aż do szczytu żyły głowej górnej (SVC).
    10. Potwierdź umieszczenie, aspirując ciemną krew żylną.
    11. Przyszyj skrzydło fiksacyjne do tkanki podskórnej jedwabem 3-0.
    12. Zamykaj ranę warstwami (powięź: szw chłoniący; skóra: przerwana, niewchłanialna).
    13. Konfiguracja monitorowania CVP: Podłącz w następującej kolejności: cewnik, zaworek 3-drożny, przetwornik ciśnienia, monitor.
    14. Wyzeruj przetwornik na poziomie kąta mostkowego i rozpocznij ciągłe monitorowanie przebiegu CVP.
  8. Podłącz elektrokardiogram 3-odprowadzeniowy i wykrywaj elektrokardiogram przez cały proces.
  9. Monitoruj także spO2 (pulsoksymetria), EtCO2 (kapnografia) oraz temperaturę rdzenia (sonda odbytnicza lub przełykowa). Dokumentuj parametry co najmniej co 5–10 minut podczas faz indukcji/krytycznych oraz co kolejne 10–15 minut. Utrzymuj temperaturę na poziomie 37,0–38,5 °C za pomocą koca z wymuszonym ogrzewaniem powietrza/cyrkulacyjnej podkładki z ciepłą wodą
  10. Ustalić dostęp do tętnic udowych do pomiaru ciśnienia krwi, gdy jest to konieczne.
    1. Umieść tętnicze tętnice udowej około 2-3 cm poniżej środka linii łączącej przednią górną część biodrową z guzkiem łonowym w górnej części kości biodrowej.
    2. Wykonaj 4-5 cm podłużne nacięcie wzdłuż osi tętnicy udowej.
    3. Nacinaj skórę i tłuszcz podskórny, a następnie wykonuj tępe rozwarstwienie powięzi.
    4. Naciń oczko kości udowej, aby odsłonić tętnicę udową i uruchomić odcinek tętnicy udowej o średnicy 2-3 cm.
    5. Należy zastosować zaciski mikronaczyniowe zarówno blisko, jak i dystalnie.
    6. Wykonaj arteriotomię poprzeczną (50% obwodu tętnicy).
    7. Wprowadź cewnik z fazą skrośenia pod kątem 30°.
    8. Przesuń cewnik o 8-10 cm w kierunku aorty.
    9. Potwierdź pulsujący przepływ jasnoczerwonej krwi.
    10. Przyszyj skrzydło stabilizujące cewnik do głębokiej powięzi za pomocą szwów 5-0 Prolene.
    11. Zamykaj ranę warstwami.
    12. Podłącz w następującej kolejności: cewnik, 3-drożny zawor, przetwornik ciśnienia, monitor.
    13. Umieść przetwornik na poziomie prawego przedsionka (4. przestrzeń międzyżebroowa/linia śródpachowa).
    14. Wykonaj kalibrację zero i rozpocznij ciągły monitoring ciśnienia.

2. Implantacja LVAD

  1. Przedoperacyjne przygotowanie skóry aseptycznej: szeroko przyciąć, a następnie szorować pole chlorheksydyną (lub povidon-jodem) na przemian z 70% alkoholem ×3; Załóż sterylne zasłony. Zmień rękawiczki/zasłony, jeśli podczas zabiegu dojdzie do skażenia. Wykonanie śródśrodkowej torakotomii w pozycji leżącej; Zawiesić osierdzie i naprawić je, by odsłonić serce.
  2. Heparynizacja: Podaj zastrzyk z heparyny sodowej (100 U/kg) przez cewnik żylny centralny. 3-5 minut po wstrzyknięciu pobierz próbkę krwi tętniczej, aby zmierzyć czas aktywowanego zakrzepnięcia (ACT). Wartość ACT musi osiągnąć i być utrzymywana na poziomie > 480 s przed rozpoczęciem ustanowienia pomostowania krążeniowo-odpłucnego (CPB).
  3. Ustanowienie pomostowania krążeniowo-oddechowego
    1. Po podłączeniu rurki obwodu pomostowania krążeniowo-oddechowego (CPB), należy przygotować przygotowany roztwór gruntujący (zastrzyk Ringera z mleczanem sodu: Tetraspan 6% = 2:1, z dodatkiem heparyny: 2 - 4 IU heparyny na 1 mL całkowitej objętości zapłonowania, wodorowęglanu sodu: 5 - 10 mOl na 1000 ml objętości gruntowania itd.).
    2. Umieść dwa szwy typu purse string za pomocą obietnicowych szwów dwuramion w wybranym miejscu kanilowości na przedniej ścianie aorty.
    3. Naciń środek szwów na sznurku torebki. Wprowadź kaniulę aortową o średnicy 22F. Dobrze zawiąż szwy na torebce i przygotuj kaniulę, zapewniając hemostazę.
    4. Połącz dalszy koniec kaniuli z linią tętniczą maszyny do pomostowania krążeniowo-odpudłowego.
    5. Zidentyfikuj miejsce kaniulacji w prawym przedsionku i umieść pojedynczy dwuramion szew na wybranym miejscu.
    6. Nacinaj środek szwu na szwie skalpelem. Wkładam 26 °F kaniulę żylną i mocno oplatam kaniulę szwążkiem.
    7. Połącz kaniulę z żyłą maszyny do pomostowania krążeniowo-odpłucnego.
  4. Przeprowadź linię sygnałową LVAD przez tunel podskórny od tyłu i podłącz ją do sterownika, aby zapobiec ocieraniu się świnki o linię sygnałową i jej odłączeniu po późniejszym przebudzeniu.
    1. Zaznacz miejsce, gdzie linia sygnałowa wychodzi po stronie grzbietu świni, w odległości 3-5 cm od linii środkowej.
    2. Zrób nacięcie w skórze, aby stworzyć punkt. Użyj kleszczy naczyniowych do tępego rozwarstwienia tkanki podskórnej w kierunku lewej czwartej przestrzeni międzyżebrowej.
    3. Użyj metalowych końcówek, aby prowadzić przewody sygnałowe przez tunel podskórny. Zewnętrzny koniec jest podłączony do kontrolera, a wewnętrzny służy jako zapasowy do połączenia LVAD.
  5. Określ pozycję i kierunek zastawki mitralnej za pomocą USG.
    1. Delikatnie umieść sterylną sondę liniową o wysokiej częstotliwości (7-10 MHz) nad strefą nienaczyniową wierzchołka lewej komory, aby uzyskać kluczowe płaszczyzny obrazowania.
    2. W widoku z lewej komory o osi wzdłużnej lokalizować strefę koaptacji pomiędzy przednim listkiem mitralnym (segmenty A2/A3) a tylnym listkiem mitralnym (segmenty P2/P3).
    3. W zmodyfikowanym widoku czterokomorowym wierzchołka dostosuj kąt sondy wzdłuż prawej ściany wolnej komory, aby zobaczyć całą linię koaptacji zastawki mitralnej.
    4. Zamroź obraz w połowie rozgoru, a następnie zmierz prostopadłą odległość od środka przedniej krawędzi wolnej listka mitralnego do środka proponowanego miejsca napływania kaniuli LVAD (> 15 mm).
  6. Upewnij się, że LVAD jest pomyślnie podłączony do sztucznego naczynia krwionośnego z wyprzedzeniem. Badanie w soli fizjologicznej prawidłowo zapewnia prawidłowe działanie LVAD i brak wycieku w sztucznym naczyniu krwionośnym.
  7. Użyj sterylnego markera chirurgicznego, aby narysować stałą pozycję pierścienia wierzchołkowego na szczycie serca.
  8. Przymocuj górny pierścień na szczycie, używając gwintu 5-0 z uszczelką.
  9. Usuń mięśnie sercowe wewnątrz pierścienia ciemieniowego za pomocą szczypki wierzchołkowej i przycinaj pęsetą oraz nożyczkami, aby zapobiec wpadnięciu fragmentów do jamy sercowej.
  10. Wyciągnij całe powietrze z pompy LVAD, umieszczając LVAD w zwykłej soli fizjologicznej, puszczając ją powoli i napełniając ją zwykłą.
  11. Zablokuj sztuczną krew, aby zapobiec przedostawaniu się powietrza.
  12. Włóż głowicę pompy LVAD do górnego pierścienia i upewnij się, że głowica pompy wchodzi do jamy sercowej. Mocno zapiń zamek i zdejmij górny zacisk pierścienia.
  13. Określ odpowiednią długość sztucznego naczynia krwionośnego (średnica: 8 mm) od głowicy pompy LVAD do aorty wstępującej (15-20 cm).
  14. Na aortę wstępującą załóż częściowy zacisk okluzyjny przednioboko.
  15. Wykonaj pierwsze nacięcie skalpelem skalpelem 1 cm dalej od ostyi wieńcowej.
  16. Przedłuż nacięcie w owalny kształt nożyczkami.
  17. Wytnij skośne otwór (około 30°) i anastomozuj koniec aorty wstępującej, aby uniknąć zniekształcenia sztucznego naczynia krwionośnego.
    1. Tylna ściana (pozycja godziny 6): Załóż szew z przysięgą.
    2. Ściana przednia (pozycja godziny 12): Załóż prosty przerywany szew.
    3. Uzupełnij pozostały obwód ciągłym szyciem i zabezpiecz rozdziemowanie węzłami chirurgicznymi.
      UWAGA: Pozwól na 10% dodatkowej długości przeszczepu naczyniowego, aby zapobiec nadmiernemu napięciu i zapewnić, że przeszczep pozostanie nieskręcony i niewygięty przez cały proces.
  18. Sprawdź ewentualne krwawienie oraz dalszą naprawę i szycie.
  19. Umieść sondę ultrasonograficzną na powierzchni prawego przedsionka i przeprowadź badanie ultrasonograficzne, aby obserwować położenie głowicy pompy LVAD i potwierdzić, że pozycja pompy jest prawidłowa (port wlotowy LVAD jest bezpośrednio skierowany w stronę zastawki trójkątnej).
  20. Zaprogramuj sterownik LVAD tak, aby osiągnął docelową prędkość obrotową (rpm) i przepływ: Dostosuj odpowiednią prędkość obrotową i przepływ zgodnie z masą ciała świni i wydajnością serca. Stopniowo zwiększać przepływ od 1,0 L/min i utrzymywać stabilne ciśnienie.
  21. Umieść sondę USG na aorcie wznoszącej, aby zbadać przepływ krwi. Upewnij się, że przepływ krwi przez naczynie sztuczne jest płynny i nie występuje znacząca turbulencja w aorcie.
  22. Włóż rurkę drenażową w każdą z lewych i prawych przestrzeni serca oraz podłącz zewnętrzną butelkę ssącą.
  23. Wyrównaj mostek i zamykaj klatkę po warstwie.
    1. Przeprowadź pięć drutów mostkowych 5-0 ze stali nierdzewnej przez mostek za pomocą prowadnicy igły 18 G, z jednym przewodem na każdą przestrzeń międzyżebrową. Skręć przewody sekwencyjnie i mocno od keksfoida w kierunku cefalady.
    2. Przybliż mięsień i powięź mięśnia piersiowego większego za pomocą ciągłego szwu Vicryl 3-0.
    3. Tkankę podskórną zamykam zakopaną ciągłą szwem Monocryl o grubości 2-0.
    4. Zrekonstruuj skórę za pomocą przerwanych pionowych szwów materacowych z nylonu 4-0.
    5. Dezynfekuj miejsce nacięcia roztworem povidonu i jodu zgodnie z techniką aseptyczną.

3. Opieka pooperacyjna

  1. Po operacji implantacji LVAD przenosi świnię na OIOM w celu monitorowania. Codziennie zapisuj spożycie i wydzielanie, w tym ciśnienie krwi i parametry LVAD. Znieczulenie świni dożylnym podawaniem propofolu i regulowanie podawania środków wazoaktywnych (dopamina, izoproterenol, noradrenalina), aby utrzymać stabilność hemodynamiki przez pierwsze dni po operacji.
    UWAGA: Zapewnij wsparcie termiczne i monitoruj temperaturę do całkowitego wyzdrowienia. Podawaj płyny dożylne (zrównoważone krystaloidy, np. początkowo 2–5 mL/kg/h, następnie dawkowanie do hemodynamiki/wydzielania moczu/badań laboratoryjnych). Codziennie rejestruj spożycie wody/paszy i wracaj do karmienia zaraz po przebudzeniu; Rozważ suplementację karmienia w zależności od SOP placówki, jeśli spożycie się zmniejszy. Wyjaśnienie: sedacja/znieczulenie (infuzja propofolu) jest stosowana tylko w razie klinicznej potrzeby wczesnej kontroli hemodynamicznej/tolerancji respiratora i odstawiana po stabilizacji.
  2. Dodaj opioidy do dużych operacji: buprenorfina 0,01–0,02 mg/kg domięśniowo co 8–12 godzin przez 48–72 godziny, PLUS meloksykam według obecnie opisanej dawki (0,4 mg/kg SC co 24 godziny przez 0–72 godziny; 0,2 mg/kg PO co 24 godziny przez 72 godziny do 7 dni). Dodaj ocenę bólu co najmniej 2–3×/dzień z wykorzystaniem oceny behawioralnej/bólowej oraz kryteriów analgezji ratunkowej (dodatkowy opioid na weterynarza, jeśli wynik przekracza próg).
  3. Stosuj środki wazoaktywne i reguluj odpowiedni przepływ LVAD (1/3-1/2 prawidłowej wydajności serca), aby utrzymać prawidłową dynamikę przepływu krwi u świń.
    UWAGA: Zwracaj uwagę na obserwowanie linii sygnałowych LVAD i unikaj straty lub zaplątania przez świnie.
  4. Prezentuj USG serca w pierwszy dzień po operacji, trzeci, siódmy dzień, drugi tydzień i raz w tygodniu. Gdy wokół serca prawie nie ma płynu, usuń rurki drenażowe.
  5. Pooperacyjny schemat antykoagulacyjny: Pobieranie krwi tętniczej za pomocą strzykawki 5 mL z cewnika żyłowego w celu monitorowania ACT oraz międzynarodowego normalizowanego stosunku (INR). Przez pierwsze trzy dni podawaj dożylną infuzję heparyny, aby utrzymać poziom ACT na poziomie około 150-200 s. Od trzeciego dnia upewnij się, że świnia przyjmuje warfarynę (0,15-0,2 mg/kg/d) doustnie, utrzymując INR między 1,5 a 2. Odstaw heparynę, gdy INR osiągnie 1,5.
  6. Plan leczenia przeciwzakażeniowego po operacji: Podawaj cefazolinę (25 mg/kg, co 8 godzin) przez 5-7 dni. Codziennie sprawdzaj miejsca nacięć i cewników pod kątem infekcji; zmiana opatrunków zgodnie z procedurą operacyjną; Określ kryteria interwencji weterynaryjnej (gorączka, wydzielina, obrzęk, rumieniak).
  7. Pooperacyjna kontrola LVAD i zbieranie danych: Ponieważ używany jest przewodowy system sterowania LVAD, linie sygnałowe wychodzą z tyłu piga i łączą się z komputerem monitorującym. Dlatego po operacji upewnij się, że linie sygnałowe wychodzą z góry klatki i pozostają luźne, co pozwala na długoterminową kontrolę i zbieranie danych. Ma to zapobiec zerwaniu się linii sygnałowych z powodu ruchu świni.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Aby ustanowić model implantacji LVAD u dzieci, zastosowaliśmy ten protokół u 3-miesięcznych młodych samców landrace, 33,8 kg, które przybrały 2,6 kg po 4 tygodniach operacji. Świnie landrace zazwyczaj osiągają dojrzałość płciową około roku życia. Dlatego to absolutnie młode świnie. Jak pokazuje Rysunek 1A, przeprowadziliśmy operację implantacji LVAD zgodnie z protokołem. Jak pokazał wynik przedoperacyjnego elektrokardiogramu 12-odprowadzeniowego (EKG), EKG by...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Model implantacji LVAD dla młodej odmiany landrace dostarczył metody do szczegółowego badania mechanizmu LVAD prowadzącego do odwrotnej remodelacji. Może być używany do ujawniania ciągłych dynamicznych zmian mięśnia sercowego po wszczepieniu LVAD w różnych momentach. Ponadto dostępna jest biopsja mięśnia sercowego do śledzenia zmian mięśnia sercowego tego samego zwierzęcia, co może ograniczyć użycie zwierząt. Co więcej, 3-miesięczny młody landrace jest w tym samym wieku co dzieci, co jest doskonałym wzorem dla implantacj...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają konfliktów interesów do zgłaszania.

Podziękowania

Prace te zostały sponsorowane przez National Natural Science Fund for Distinguished Young Scholars of China (82125004; do Jiangping Song), ocenę eksperymentów na dużych zwierzętach dla samodzielnie opracowanego, specyficznego dla pediatrycznych wszczepiającego urządzenie wspomagające komory oraz przedkliniczne potwierdzenie przełomów klinicznych i ustanowienie norm diagnostycznych i leczenia niewydolności serca u dzieci (2023YFC2706204); Kluczowy projekt biotechnologii na granicy Narodowego Kluczowego Programu Badawczo-Rozwojowego Ministerstwa Nauki i Technologii Chin (2023YFC3404300; do Jiangping Song), Specjalny Projekt Ministerstwa Nauki i Technologii Chin wspierany przez Państwowe Kluczowe Laboratorium Chorób Sercowo-Naczyniowych, Szpital Fuwai oraz Chińską Akademię Nauk Medycznych (2024GZZD-03; do Jiangping Song).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Zacisk krzyżowy aortalny o kątu 10 stopniSinoviewCP40431-19Zgryzanie aorty
Zacisk krzyżowy aortalny o kątu 10 stopniSinoviewCP40431-19Zgryzanie aorty
Zacisk naczyniowy o kątowym łuku 30 stopniSinoviewCP40432-19
Zacisk krzyżowy aorty pod kątem 45 stopniSinoviewCP40044-18
Kartridż ACT-KAbbott03P74-25Monitorowanie ACT
Probówki ACT-LRMedtronic809Monitorowanie ACT
Affinity Fusion Oxygenation SystemMedtronicBB841Pomostowanie krążeniowo-oddechowe
Aparat do znieczuleniaMindrayA9Znieczulenie i inne
Pierścień wierzchołkowy (mankiet do szycia)Cor-Heart-Wszczepiony komponent. Przyszyte do wierzchołka serca, aby zapewnić wsparcie i uszczelnienie połączenia pompy z sercem.
Kaniula tętniczaMedtronic18FrPomostowanie krążeniowo-oddechowe
AtracuriumHengrui Pharmaceutical-Znieczulenie i inne
Aurazowe płaskie kleszczeSureMedGF04021-25
Aurazowe płaskie kleszczeSureMedGF04021-25
Mikrochirurgiczne kleszcze w stylu zrównoważonej rękojeści w stylu długopisuSinoviewFC12010-21
Młode świnie typu landraceInstytut Zoologii, Chińska Akademia Nauk, Północny Ośrodek Badań nad Wielkimi Zwierzętami-Zwierzęta doświadczalne
Analizator gazów we krwiEdiagnostykaPT1000Znieczulenie i inne
Ciągarka kabliCor-Heart-Akcesorium chirurgiczne. Używany podczas operacji do wyciągnięcia przezskórnego kabla z organizmu.
Obwód pomostowania krążeniowo-odpłucnegoMedtronicB-HL-159Pomostowanie krążeniowo-oddechowe
Centralny cewnik żylnyBaihe Medical-Znieczulenie i inne
Baza ChargerCor-Heart-Komponent zewnętrzny. Ładuje baterię.
Paski testowe CoaguChek XS PTRoche4015630936854  (EAN)Monitorowanie INR
Adapter komunikacyjnyCor-Heart-Opcjonalny komponent zewnętrzny, wielokrotnego użytku. Umożliwia połączenie komunikacyjne między monitorem a kontrolerem.
Osłona złączaCor-Heart-Komponent zewnętrzny. Służy do wzmocnienia połączenia między przewodem przekutowym a kablem kontrolera oraz zapobiegania obracaniu się lub poluzowaniu złącza.
Tulejka uszczelniająca złączaCor-Heart-Akcesorium chirurgiczne. Używany podczas operacji do połączenia ciągarki kablowej z przewodem przezskórnym i zapewnienia szczelności uszczelnienia.
KontrolerCor-Heart-Komponent zewnętrzny. Łączy się z pracą pompy i monitoruje ją, zapewniając funkcje alarmowe w przypadku nieprawidłowości.
Nóż do rdzeniaCor-Heart-Akcesorium chirurgiczne. Stosowane podczas operacji, aby zrobić otwór w wierzchołku serca.
Zakrzywione kleszczeSureMedGC01002-16
Zakrzywione kleszczeSureMedGC01002-12
Zakrzywione kleszczeSureMedGC01002-16
Jednorazowy filtr mikrozatorów krwiSansinFAF-2Pomostowanie krążeniowo-oddechowe
Jednorazowy filtr do zbiornika krwiSansinFCR300KPomostowanie krążeniowo-oddechowe
System dostarczania jednorazowej kardioplegiiMedtronicXP41Pomostowanie krążeniowo-oddechowe
DopaminaJiuan Pharmaceutical-Znieczulenie i inne
Rurka tchawicowaMedycyna YaxinYS-0000Znieczulenie i inne
EpinefrynaJinyao Pharmaceutical-Znieczulenie i inne
Drobne kleszcze do rozcinaniaSureMedGC01090-20
Kleszcze do drobnego rozwarstwianiaSureMedGC01090-20
Maszyna sercowo-płucnaLivaNovaSezon 5Pomostowanie krążeniowo-oddechowe
HeparynaNorth China Pharmaceutical-Znieczulenie i inne
Wiadro z lodemSureMedGQ13018-00D
Wiadro z lodemSureMedGQ13018-00D
Pompa infuzja.Sino MDTSN-C8Znieczulenie i inne
Pasek testowy INRatio PT/INRHemoSenseREF:0100071 Monitorowanie INR
Cewnik dożylnyKDL16G-26GZnieczulenie i inne
IzofluranLunan Pharmaceutical-Znieczulenie i inne
IzoproterenolHarvest Pharmaceutical-Znieczulenie i inne
Roztwór Dzwonka MlecznegoKelun Pharmaceutical-Znieczulenie i inne
Duża basenSureMedGQ13033-00D
Duża basenSureMedGQ13033-00D
LaryngoskopHanfeiylTD-C-IIIZnieczulenie i inne
Zastrzyk chlorowodorku lidokainyKelun Pharmaceutical Co.,LtdH20057816
Siarczan magnezu do wstrzykiwaniaZdjt Pharmaceutical Co.,LtdH20051792
Medyczna piła elektryczna do mostkaJingdong XijiHF-X01
Piła medyczna do mostka, piła elektryczna do mostkaJingdong XijiHF-X01
Średniej wielkości retraktor mostkaSureMedGR04130-00
Zmodyfikowany roztwór św. TomaszaSamodzielnie stworzone-Znieczulenie i inne
Monitor/KomputerCor-Heart-Opcjonalny komponent zewnętrzny, wielokrotnego użytku. Łączy się z kontrolerem i pompą wspomagającą komorę do konfiguracji i działania.
Monitor wieloparametrowyMindrayBenoversion N17Znieczulenie i inne
Przesuwacz igieł do szwów na torebkiSureMedGR04074-00
NoradrenalinaHarvest Pharmaceutical-Znieczulenie i inne
Kanula wypływowaCor-Heart-Wszczepiony komponent. Jest stałe połączone ze sztucznym naczyniem i zapewnia mu ochronę.
Testowy nabój PCL ACTLaboratorium Instrumentacji257
Pediatryczny retraktor mostkaSureMedGR04114-00
Zastrzyk chlorku potasuKelun Pharmaceutical Co.,LtdH42021164
ZasilaczCor-Heart-Komponent zewnętrzny. Zapewnia zasilanie sieciowe do Lewokomorowego Systemu Wspomagania.
Siarczan protaminyYoucare Pharmaceutical-
Wprowadzacz do szwów z sznurkiem torebkowymSureMedGR04074-00
Akumulator litowy do ładowaniaCor-Heart-Komponent zewnętrzny. Dostarcza zasilanie do systemu wspomagania lewej komory (LVAS).
Atraumatyczne kleszcze ResanoSinoviewFC25501-23S
Kleszcze kątowe prosteSureMedGC01110-14
Kleszcze kątowe prosteSureMedGC01089-18
Zacisk prostokątnySureMedGC01110-14
Zacisk prostokątnySureMedGC01089-18
Mała basenSureMed-
Iniekcja wodorowęglanu soduKelun Pharmaceutical Co.,LtdH20043739
Zastrzyk Ringera z mleczanem soduZhejiang Tianrui PharmaH20033783
Przędło mostkowe (średniej wielkości)SureMedGR04130-00
Proste kleszczeSureMedGC01001-12
Proste kleszczeSureMedGC01001-16
Proste kleszczeSureMedGC01001-12
Proste kleszczeSureMedGC01001-16
Szew 5-0 Prolene BBEthicon-
Szew Prolene Blum 4-0 SH 36Ethicon-
Szwy 2-0 Prolene Blu M SHEthicon-
Szwy BB 4-0 ProleneEthicon-
Sonda temperaturowa3M-Znieczulenie i inne
Tetraspan 6%B. BraunL6511 (Ecobag)
Kleszcze migdałkoweSureMedGC09009-20D
Uchwyt na igły z kołośnią z węglika wolframuSureMedGN01013-22 tys.
Uchwyt na igły z kołośnią z węglika wolframuSureMedGN01013-22 tys.
Uchwyt na igły z kołośnią z węglika wolframuSureMedGN01010-22 tys.
Kanula żylnaMedtronic28Fr, 32FrPomostowanie krążeniowo-oddechowe
RespiratorMindraySV300Znieczulenie i inne
Pompa wspomagająca komoręCor-Heart-Rodzaj magnetycznej pompy odśrodkowej lewitacji. Wszczepiony komponent. Wszczepiony w sercu, aby wspomóc krążenie.

Bibliografia

  1. Nickel, I., et al. Deactivation of LVAD support for myocardial recovery-surgical perspectives. J Heart Lung Transplant. 43 (9), 1489-1500 (2024).
  2. Burkhoff, D., Topkara, V. K., Sayer, G., Uriel, N. Reverse remodeling with left ventricular assist devices. Circ Res. 128 (10), 1594-1612 (2021).
  3. Burkhoff, D., Klotz, S., Mancini, D. M. LVAD-induced reverse remodeling: basic and clinical implications for myocardial recovery. J Card Fail. 12 (3), 227-239 (2006).
  4. Meissner, F., et al. Intra-aortic band impairs transapical device implantation in a pig: a case report. BMC Vet Res. 19 (1), 212(2023).
  5. Sakota, D., et al. Left ventricular assist device mode: co-pulse left ventricular unloading in a working mode of ex vivo heart perfusion. J Heart Lung Transplant. 42 (6), 707-715 (2023).
  6. Watanabe, K., Shih, R. Update of pediatric heart failure. Pediatr Clin North Am. 67 (5), 889-901 (2020).
  7. Howard, T. S., et al. Leadless pacemaker implantation in an adolescent with durable LVAD support. Pediatr Cardiol. , (2025).
  8. Schweiger, M., Miera, O. Not little adults: outcomes in pediatric intracorporeal LVAD patients. J Heart Lung Transplant. 43 (1), 182-183 (2024).
  9. Almond, C. S., et al. A prospective multicenter feasibility study of a miniaturized implantable continuous flow ventricular assist device in smaller children with heart failure. J Heart Lung Transplant. 43 (6), 889-900 (2024).
  10. Beltramo, F., et al. Validation of an ultrasound cardiac output monitor as a bedside tool for pediatric patients. Pediatr Cardiol. 37 (1), 177-183 (2016).
  11. Pagani, F. D., et al. Concomitant surgical procedures and aspirin avoidance with left ventricular assist device therapy. JACC Heart Fail. 13 (7), 1-13 (2025).
  12. Lilja, D., et al. Detection of inflow obstruction in left ventricular assist devices by accelerometer: a porcine model study. J Heart Lung Transplant. 42 (8), 1005-1014 (2023).
  13. Santiago, A., et al. Design and execution of a verification, validation, and uncertainty quantification plan for a numerical model of left ventricular flow after LVAD implantation. PLoS Comput Biol. 18 (6), e1010141(2022).
  14. De Lazzari, C., Ferrari, G., Mimmo, R., Tosti, G., Ambrosi, D. A desk-top computer model of the circulatory system for heart assistance simulation: effect of an LVAD on energetic relationships inside the left ventricle. Med Eng Phys. 16 (2), 97-103 (1994).
  15. Yu, X. Y., Shi, J. W., Zang, Y. R., Zhang, J. M., Liu, Z. G. Factors influencing the functional status of aortic valve in ovine models supported by continuous-flow left ventricular assist device. Artif Organs. 46 (7), 1334-1345 (2022).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Pediatryczny model LVADmodel młodego prosięciaodwrotne przebudowy sercamonitorowanie hemodynamiczneocena echokardiograficznaprotokół chirurgii zwierzęcej
Wszczepienie urządzenia wspomagającego lewą komorę (LVAD) u młodocianych świń landrace: model implantacji LVAD dla niewydolności serca u dzieci
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.