Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Nowy chirurgiczny model gryzonia do badania opcji leczenia bólu nerwiaka z wykorzystaniem ukierunkowanej renerwacji mięśni przez nerw odpiszczelowy

526 wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/69152

⸱

14 listopada 2025

 , 
1Department of Plastic and Reconstructive Surgery, University Medical Center Utrecht, Utrecht University

W tym artykule

Podsumowanie

Protokół ten przedstawia powtarzalny model szczura wykorzystujący nerwy czuciowe do naśladowania bólu neuromimy u człowieka oraz oceny zabiegów chirurgicznych, oferując cenne narzędzie do badań nad neuromią translacyjną.

Streszczenie

Protokół ten opisuje nowy model chirurgiczny do badania bólu nerwowego i leczenia chirurgicznego u szczurów. Tradycyjne modele nerwiaków wykorzystują nerwy mieszane, choć najczęściej w warunkach klinicznych nerwiaki czuciowe powodują bolesne nerwiaki. Wybierając nerw odpiszczelny, takie podejście odzwierciedla kliniczną realia powstawania nerwiaków i stanowi istotną platformę do oceny strategii chirurgicznych. Metoda ta ma na celu odtworzenie patofizjologii powstawania nerwiaków u ludzi oraz ocenę powszechnej interwencji chirurgicznej w leczeniu bólu nerwiaka, w szczególności ukierunkowanej renerwacji mięśniowej (TMR), szeroko stosowanej interwencji w leczeniu bólu związanego z nerwikiem. Artykuł zawiera szczegółowy, krok po kroku opis procedury, zaczynając od przygotowania zwierząt i opieki okołooperacyjnej. Technika chirurgiczna jest wyjaśniana z uwzględnieniem punktów anatomicznych, wymagań dotyczących instrumentów oraz kwestii technicznych, które poprawiają dokładność i spójność. Określono monitorowanie pooperacyjne i środki dotyczące dobrostanu, aby zapewnić przestrzeganie standardów etycznych i powtarzalność w różnych laboratoriach. Model ten jest powtarzalny, technicznie dostępny i istotny pod względem translacyjnym, ponieważ odzwierciedla kliniczną rzeczywistość powstawania neuromików sensorycznych. Stanowi platformę do oceny strategii chirurgicznych oraz badań nad neuromiami przedklinicznymi.

Wprowadzenie

Nerwiaki to bolesne guzy nerwowe powstałe po uszkodzeniu nerwu 1,2. Stanowią poważny problem kliniczny o dalekosiężnych konsekwencjach społecznych i zwiększonych kosztach medycznych 3,4,5,6,7. Opcje leczenia, takie jak terapia farmakologiczna, często wywołują objawy, lecząc ból, ale nie rozwiązując jego przyczyn8. Wykazano, że interwencje chirurgiczne mają zmienne wskaźniki skuteczności (56%-82%), a mechanizmy wywołujące bolesne powstawanie nerwiaków pozostają słabo poznane 9,10,11.

Ból spowodowany nerwiakami uważa się za pochodzić z pęczków czuciowych w uszkodzonym nerwie, co podkreśla znaczenie modelowania czysto sensorycznych przyczyn do bólu związanego z nerwiakiem12. Modele zwierzęce pozostają niezbędną platformą do badania złożonych mechanizmów leżących u podstaw bólu nerwiaka oraz do opracowywania skutecznych terapii chirurgicznych13. Jednak większość dostępnych modeli zwierzęcych wykorzystuje mieszane nerwy ruchowe czuciowe, co ogranicza ich stosowalność translacyjną, ponieważ około 74% bolesnych nerwiaków w warunkach klinicznych pochodzi wyłącznie z nerwów czuciowych14,15.

Opracowano kilka modeli zwierzęcych do symulacji bólu neuropatycznego i oceny potencjalnych interwencji16. Po pierwsze, opisano model przewlekłego urazu zwężenia (CCI)17. Model ten powoduje częściowe uszkodzenie nerwów poprzez luźno związane więzy wokół nerwu kulszowego, naśladując neuropatyczne schorzenia bólowe. Dostarcza wglądu w peryferyjną sensytyzację, zwyrodnienie aksonów, reakcje zapalne oraz zmiany centralne w rdzeniu kręgowym, a także jest szeroko wykorzystywany do oceny potencjalnych terapii przeciwbólowych17,18. Po drugie, uraz nerwu oszczędnościowego (SNI) powoduje uszkodzenie dwóch z trzech końcowych gałęzi nerwu kulszowego (nerwu piszczelowego i wspólnego kłębkowego), pozostawiając pozostały nerw odskokowy19. Po trzecie, model transpozycji nerwiaka piszczelowego (TNT), opracowany przez Dorsi i in. Nerw piszczelowy jest chirurgicznie przecięty i przecięty podskórnie, aby ułatwić ocenę powstawania nerwiaka i towarzyszącego mu bólu16,20. Model ten umożliwia ocenę pierwotnej nadwrażliwości poprzez stymulację Von Freya skóry nad przeniesionym nerwiakiem w miejscu przedpiszczelowym oraz ocenę nadwrażliwości wtórnej w sąsiednich dermatomach nerwu piszczelowego lub pozostałości. Model TNT został chirurgicznie zaprojektowany tak, aby odwzorować rozwój nerwika, bez uwzględniania jakichkolwiek interwencji chirurgicznych lub niechirurgicznych mających na celu zapobieganie lub leczenie bólu związanego z nerwowcem20. W związku z tym nie pozwala na ocenę strategii terapeutycznych, takich jak celowana renerwacja mięśni (TMR), w podstawowym kontekście (Rysunek 1).

TMR to technika łącząca przecięty nerw (sensoryczny) z jednorazową gałąźnią ruchową celu po wycięciu nerwiaka. Koncepcja ta opiera się na zasadzie dawania nerwowi czegoś do zrobienia, dzięki czemu nerw regeneruje się w nerw połączony z celem mięśniowym. Filozofia ta ma na celu zapobieganie powstawaniu nerwiaka samego poprzez umożliwienie jego regeneracji do odmrożenia mięśnia11.

W niniejszym badaniu opisujemy model gryzoni polegający na przecięciu nerwu odpiszczelowego. Ten czysto czuciowy nerw jest przecięty, transponowany do mięśnia brzuchowo-niemianego i albo pozostawiany nieleczony (transpozycja nerwiaka odpiszczelowego, SNT), albo przenoszony do gałęzi ruchowej (TMR). Model ten umożliwia badanie wpływu TMR zastosowanego na nerw odpiszczelowy na wtórną nadwrażliwość mechaniczną w sąsiednich dermatomach anatomicznie nienaruszonych nerwów, szczególnie w obrębie obszaru piszczelowego na centralnej powierzchni podeszwowej tylnej łapy (Rysunek 1)21,22. Ten kontekst anatomiczny podkreśla również kliniczne znaczenie u pacjentów. Ze względu na powierzchowny przebieg anatomiczny, nerw odpiszczelowy jest szczególnie narażony na urazy jatrogenne lub urazowe, zwłaszcza po operacji kolana, często prowadzące do bólu neuropatycznego; Co istotne, 55,2% pacjentów zgłasza utrzymujące się objawy mimo operacji rewizyjnej, takiej jak neuroliza czy neurektomia23,24.

Celem tego badania jest ustanowienie powtarzalnego modelu gryzoni, aby odtworzyć kliniczne warunki bolesnego powstawania nerwika. Model ten jest szczególnie odpowiedni do badania czystej patofizjologii nerwiaków sensorycznych i skutków TMR, podczas gdy jego głównym wskaźnikiem wyników koncentruje się na wtórnej nadwrażliwości mechanicznej.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Protokół ten jest zgodny z etycznymi wytycznymi badań na zwierzętach i podkreśla jego potencjał translacyjny. Numer projektu: AVD1150020198824.

1. Pomiary von Freya

  1. Wykonaj badania Von Freya powierzchni podeszwowej tylnej łapy zgodnie z dostosowanym protokołem Brakkee i in. w celu oceny wtórnej nadwrażliwości mechanicznej20.
    1. Określ bazową wrażliwość obszarów unerwionych nerwów piszczelowych i suralnych na powierzchni podeszwowej tylnej łapy. Wykonaj trzy pomiary bazowe w różne dni, używając filamentów Von Freya, aby uzyskać wiarygodne i powtarzalne dane 20,25,26,27,28,29,30.
    2. Przyzwyczaj szczury do klatki z siatką na dnie przez co najmniej 5-7 dni przed pomiarami wyjściowymi. Codziennie zajmuj się zwierzętami, aby zmniejszyć reakcje stresowe. Dane bazowe Von Freya są przedstawione w Tabeli Uzupełniającej 1. Oceń nadwrażliwość wywołaną operacją w obszarach unerwienia piszczeli i suralu za pomocą testów Von Freya od 7 dni po operacji.
  2. Ustaw zwierzę spokojnie w klatce testowej i upewnij się, że spontaniczne ruchy są minimalne przed rozpoczęciem.
  3. Nakładaj serię skalibrowanych monofilamentów (0,6 g, 1 g, 1,4 g, 2 g, 4 g, 6 g, 8 g, 10 g, 15 g) prostopadle do skóry, aż filament lekko się wyginie. Utrzymuj kontakt przez około 3 sekundy.
    UWAGA: Nie wykonuj testów, gdy zwierzę się pielęgnie, oddaje mocz, stoi lub wypróżnia się. Testy wykonuj tylko wtedy, gdy ciężar jest równomiernie rozłożony na wszystkie cztery łapy.
  4. Zmieniaj kolejność dermatomów w zależności od zwierząt, aby uniknąć systematycznego błędu opisanego poniżej.
    Terytorium nerwu suralnego: boczna powierzchnia podeszwowa, blisko granicy włosasto-nagiej.
    Terytorium nerwu piszczelowego: centralna powierzchnia podeszwowa, omijając opuszki.
  5. Użyj metody gór-dół: zacznij od filamentu 4g. Jeśli nastąpi cofnięcie (nagłe uniesienie łapy, drgnięcie, lizanie lub wokalizacje), należy zastosować następną niższą siłę; Jeśli nie nastąpi żadna reakcja, zastosuj kolejną wyższą siłę. Kontynuuj, aż 5-6 odpowiedzi zostanie uzyskanych po pierwszej zmianie zachowania. Zarejestruj pozytywną reakcję jako każde szybkie wycofanie, drgnięcie, lizanie lub wydawanie dźwięku. Zanotuj brak tych zachowań jako negatywną reakcję.
    1. Oblicz próg wycofania 50% za pomocą metody Dixona w górę i w dół, która określa silę, przy jakiej istnieje 50% prawdopodobieństwo reakcji wycofania na podstawie sekwencji rosnących i malejących zastosowań filamentu von Freya31.
  6. Aby ocenić wtórną hiperalgezję, porównaj progi pooperacyjne w strefach piszczelowych i suralnych z wartościami wyjściowymi oraz z łapą przeciwpoboczną.
    UWAGA: Preferencja warunkowego miejsca (CPP) to zweryfikowany paradygmat behawioralny oceniający ciągły ból i efekt leczenia w modelach zwierzęcych urazu nerwu obwodowego, szczególnie gdy testy mechaniczne nie są możliwe ze względu na anatomiczną lokalizację powstawania nerwiaka, na przykład głęboko w udzie 32,33,34. Jest tu wymieniony wyłącznie jako informacje wstępne i nie został zastosowany w niniejszym badaniu.

2. Przygotowanie przedoperacyjne

  1. Zarezerwuj gabinet chirurgii zwierząt i przygotuj/zamów sterylne narzędzia (patrz Tabela materiałów).
  2. Analgezja, znieczulenie i przygotowanie
    UWAGA: Badanie przeprowadzono na 12 szczurach Sprague Dawley (6 samic i 6 samcach) w wieku 12 tygodni.
    1. Wstrzyknąć 5,0 mg/kg karprofenu przeciwbólowego podskórnie w okolice brzucha na godzinę przed operacją.
    2. Znieczulać zwierzę za pomocą 5% izofluranu do indukcji, utrzymując znieczulenie 2%-3% izofluranem.
    3. Połóż zwierzę na plecach z głową w lewo lub w prawo do operacji, przeciwnie do pozycji chirurga.
    4. Umieść zwierzę na termoforze ustawionej na 37 °C, aby utrzymać temperaturę ciała podczas zabiegu. Równomiernie rozłóż powierzchnię grzewczą i zapobiegaj przegrzewaniu. Monitoruj temperaturę za pomocą termometra odbytniczego, przymocowanego do ogona taśmą papierową. Dostosuj termofor w razie potrzeby, aby utrzymać normotermię.
      UWAGA: Ten krok jest kluczowy dla zapobiegania hipotermii wywołanej znieczuleniem oraz zapewnienia stabilności fizjologicznej przez cały czas operacji.
    5. Nałóż sterylną maść okulistyczną na oczy, aby zapobiec suchości spowodowanej znieczuleniem gazowym.
      UWAGA: Ten etap zapewnia, że powierzchnia rogówki pozostaje wilgotna i chroniona podczas zabiegu, minimalizując ryzyko podrażnień lub uszkodzenia oka.
    6. Ogol miejsce operacji od uda do kostki za pomocą maszynki do golenia. Po goleniu użyj kleju taśmy, aby usunąć pozostałe luźne włosy i tak optymalnie przygotować skórę.
    7. Dezynfekuj ogolony obszar trzema naprzemiennymi dawkami 0,5% diglukonianu chlorheksydyny za pomocą sterylnej gazy. Pozwól każdej aplikacji całkowicie wyschnąć, zanim przejdziesz do kolejnej rundy.
      UWAGA: Trzy naprzemienne cykle zapewniają dokładną sterylizację miejsca operacji i minimalizują ryzyko infekcji.
    8. Sprawdź znieczulenie, delikatnie ściskając przestrzeń między pajęczynami łapy zwierzęcia. Brak odstawienia wskazuje na znieczulenie tłumione i odpowiednie.
      UWAGA: Należy stosować działania tylko w przypadku braku refleksów, aby potwierdzić skuteczną anestezję i przestrzeganie standardów etycznych minimalizujących stres zwierząt podczas operacji. Postępuj tylko wtedy, gdy możesz potwierdzić, że odruchy nie występują.

3. Technika chirurgiczna

  1. Umieść zwierzę w pozycji leżącej i obróć operowaną nogę na boki, aby odsłonić miejsce operacji.
  2. Pod mikroskopem 6x oznacz linię nacięcia sterylnym markerem skórnym. Wstrzyknąć 0,05 mL lidokainy 1% podskórnie, używając strzykawki 1 mL z igłą 25G wzdłuż wyznaczonej linii, aby zapewnić znieczulenie miejscowe i zmniejszyć ból w miejscu operacji. Rozłóż zastrzyk równomiernie i poupewnij brak natychmiastowych reakcji niepożądanych przed dalszym rozpoczęciem. Ten krok minimalizuje dyskomfort i poprawia precyzję chirurgiczną.
  3. Wykonaj podłużne nacięcie skórne o średnicy 8-10 mm na przyśrodkowej kończynie tylnej za pomocą skalpela o średnicy 15 (Rysunek 2A). Należy naciąć tylko skórę skórną.
    UWAGA: Należy zwrócić szczególną uwagę na głębokość nacięcia. Jeśli to możliwe, rozpocznij wycięcie i kontynuuj wzdłuż wyznaczonej linii, używając nożyczek, aby otworzyć skórę. Ponieważ nerw odpiszczelowy znajduje się bezpośrednio pod skórą, szczególna uwaga jest poświęcona uniknięciu głębokiego nacięcia (Rysunek 2B).
  4. Zidentyfikuj powierzchowny pęczek nerwowo-naczyniowy, w tym tętnicę odpiszczelową, żyłę i nerw. Ostrożnie przeprowadź i izoluj nerw odpiszczelowy za pomocą sekcji igłą, aby zapobiec przypadkowemu uszkodzeniu. W razie potrzeby stosuj elektrokauteryzację, aby ograniczyć drobne krwawienia z okolicznych naczyń.
    1. Przeprowadz sekcję igłą, ustawiając fazę cienkiej igły w stronę operatora i delikatnie przesuwając końcówkę wzdłuż płaszczyzny tkanki. Technika ta tworzy ostrą krawędź pod końcówką igły, umożliwiając precyzyjne rozdzielanie delikatnej tkanki łącznej bez nadmiernego nacisku lub nacisku na sąsiednie struktury.
  5. Zwiększ znieczulenie izofluranem do 5% przed przecięciem nerwu. Po zakończeniu przecięcia należy obniżyć dawkę znieczulenia izofluranowego do 2%-3%, aby utrzymać odpowiedni, ale kontrolowany poziom znieczulenia.
  6. Zmień powiększenie mikroskopu na 16x.
  7. Podczas podejścia do mięśni przywodzicieli przyśrodkowo i ostrożnego rozdzielania znajduje się prostopadle przecinająca się żyła, żyła ogonowa udziadowa, centralnie w obszarze rozwarstwienia, towarzysząca ramus nervi obturatorii. Żyła ta staje się widoczna podczas rozcinania przywodzicieli podłużnie głębiej w kierunku przyśrodkowej gałęzi ruchowej nerwu piszczelowego, która unerwia mięsień brzuchowo-niemia. Wykonaj dokładne rozwarstwienie przyśrodkowe lub boczne, aby zachować integralność żylną przed ustanowieniem pola koaptacji.
    UWAGA: Żyła ogonowa uda przecina się prostopadle do kierunku włókien mięśni przywodziciela; Uważaj, aby nie nadmiernie naciskać na to naczynie, aby zapobiec uszkodzeniom i niepotrzebnej utracie krwi.
  8. Należy zastosować stymulację 1 mA stymulatorem nerwów, aby ocenić aktywność mięśni gałęzi ruchowej nerwu piszczelowego i potwierdzić odpowiedź mięśnia brzuchowo-niemia.
  9. Podczas przygotowania nerwu biorącego dokładnie rozcinaj wzdłuż jego trajektorii i przecinaj go nożyczkami mikrochirurgicznymi w odległości mniejszej niż 3 mm od powierzchni mięśnia. Umieść miejsce koaptacji blisko punktu wejścia mięśnia do gałęzi ruchowej, aby ułatwić optymalną regenerację aksonów. Zwiększ izofluran do 5% na krótko podczas przecięcia nerwu.
    UWAGA: Technika ta zapewnia, że miejsce koaptacji pozostaje blisko miejsca włączenia gałęzi ruchowej do mięśnia, co ułatwia optymalną regenerację aksonów i funkcjonalną regenerację podczas zabiegów TMR. Zwiększona odległość między miejscem koaptacji a punktem wejścia gałęzi ruchowej może prowadzić do dyspersji aksonalnej i upośledzenia przewodzenia sygnału.
  10. Przeprowadź nerw odpiszczowy przez mięśnie przywodzicielowe i przeprowadź go przyśrodkową gałęzią ruchową nerwu piszczelowego za pomocą szwów nylonowych 11,0 (Rysunek 3). Wykonaj dwa szwy i upewnij się, że nie blokują interfejsu, aby umożliwić skuteczną koaptację nerwową. Dla nieleczonych kontroli, po tunelowaniu nie wykonuj koaptacji; zamiast tego przełóż dalszy kikut nerwu odpiszczelowego i zabezpiecz go do powięzi mięśnia brzutka niezmieściowego.
    UWAGA: Dwa szwy powinny wystarczyć, aby ustanowić optymalną powierzchnię styku między tymi dwoma nerwami. Pojedynczy szew nie jest odpowiedni, ponieważ może powodować obrót jednego z nerwów.
  11. Przed przystąpieniem do zamknięcia skóry należy ustawić powiększenie mikroskopu na 6x. Użyj 8-0 szwy przybliżają krawędzie naskórka techniką śródskórną. Utrzymuj minimalne napięcie na ranie. Po zamknięciu oczyścić skórę NaCl 0,9% za pomocą sterylnego patyczka watowego, aby usunąć resztki i utrzymać optymalne warunki gojenia.

4. Opieka pooperacyjna

  1. Umieść zwierzę w czystej, kontrolowanej temperaturze klatce z termoforem częściowo umieszczonym pod klatką, aby utrzymać optymalne ciepło. Zapewnij dostęp do jedzenia i wody. Ustaw oświetlenie na przyciemnione i osłon klatkę przed jasnym światłem sali operacyjnej.
    UWAGA: Te środki minimalizują stres i wspierają płynną regenerację po operacji.
  2. Po przebudzeniu zwierzę może zostać odesłane do wspólnej klatki po około 40 minutach. Przed ponownym wprowadzeniem do towarzyszy klatki potwierdz pełną czujność i normalne zachowanie. Minimalizuje to ryzyko urazu lub stresu podczas reintegracji.
  3. Podaj dawkę karprofenu (5,0 mg/kg) w okolicy brzucha podskórnie w ciągu 24 i 48 godzin po operacji.
  4. Monitoruj utratę wagi nie przekraczającą 15%. Zapewnij odpowiednie nawodnienie i spożycie pożywienia.

5. Utylizacja odpadów

  1. Natychmiast wyrzucaj ostre przedmioty do zatwierdzonego pojemnika na ostre przedmioty. Zbieraj odpady znieczulające zgodnie z wytycznymi instytucjonalnego biobezpieczeństwa. Obchodzenie się z szczątkami zwierzęcymi zgodnie z instytucjonalnymi i krajowymi przepisami dotyczącymi utylizacji odpadów biologicznych.

6. Zbieranie okazów i eutanazja

  1. Po 6 tygodniach po operacji uśpij szczury po pobraniu próbek tkanek, aby optymalnie rozróżnić nerw od otaczającej tkanki.
  2. Wprowadź znieczulenie i podaj środki przeciwbólowe zgodnie z krokami 2.2.1 do 2.2.5.
  3. Ponownie otwórz poprzednią linię nacięcia na udzie przyśrodkowym skalpelem. W razie potrzeby przedłuż nacięcie o 2 cm. Wykonaj tępe rozwarstwienie warstwy podskórnej.
  4. Wycofać lub podzielić mięśnie przywodziciel, aby odsłonić nerw odpiszczelny. W przypadku zrekonstruowanych nerwów: zidentyfikuj zregenerowany segment oraz ewentualnego nerwiaka. Wyciąć miejsce koaptacji wraz z 2 mm nerwu bliższego i dalszego. W przypadku nieleczonej kontroli: zidentyfikuj dalszy kikut nerwu odpiszczelowego i wyciąć segment o średnicy 4 mm.
  5. Przełóż próbkę bezpośrednio do utrwalającego. Osadzić podłużnie w parafinie lub żywicy do analizy morfologicznej.
  6. Uśpić zwierzę w znieczuleniu końcowym (5% izofluranu) za pomocą nakłucia serca. Należy obsługiwać wszystkie próbki tkanek zgodnie ze standardowymi protokołami laboratoryjnymi, aby zachować integralność strukturalną i biochemiczną na potrzeby dalszej analizy (Rysunek 4).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Ocena wtórnej nadwrażliwości (log-transformowane progi odstawienia 50%) wykazała różnice grupowe dermatomu piszczelowego (rysunek 5A). Przecięcie nerwu odpiszczelowego bez leczenia (SNT) skutkowało najwyższą nadwrażliwością w ciągu 6 tygodni obserwacji. Dla porównania, zwierzęta leczone TMR wykazywały stały trend zmniejszenia nadwrażliwości w rejonie piszczeli. Rozbieżność między grupami była najbardziej widoczna w 2. tygodniu, kiedy średni próg odstawienia 50% w grupie TMR osiągnął 0,87 g (...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

To podejście ma kilka zalet. Opis stopniowy umożliwia powtarzalność w różnych laboratoriach, procedurę można przeprowadzać efektywnie dzięki umiejętnościom mikrochirurgicznym, a użycie czysto sensorycznego nerwu zwiększa jej znaczenie translacyjne. Te elementy łącznie czynią model praktycznym do badań porównawczych i przydatnym do testowania nowych interwencji. Kluczowe kroki, takie jak utrzymanie warunków aseptycznych, precyzyjna sekcja nerwu odpiszczelowego oraz ostrożne traktowanie struktur naczyniowych, takich jak ży...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Badania prowadzone przez doktoranta (CB) wspierane grantem Axogen (brak związku z produktem). Wszyscy inni autorzy nie mają konfliktów interesów do ujawnienia.

Podziękowania

Autorzy z wdzięcznością doceniają Sabine Versteeg jej wkład w oceny bólu behawioralnego. Anja van der Sar oraz Trudy Oosterveld-Romijn (Common Animal Laboratory, Gemeenschappelijk Dieren Laboratorium) są podziękowane za wsparcie techniczne w przygotowaniu placówek chirurgicznych i mikroskopowych oraz za oddaną opiekę nad zwierzętami. Autorzy dziękują także Wimowi van Hecke za ekspercką ocenę zebranych próbek nerwowych.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
KarprofenLokalna apteka weterynaryjnaNie maLokalna apteka weterynaryjna przygotowuje rozcieńczenie karprofenu
Patyki watoweNobamed974255—
Maszynka do golenia elektrycznegoAesculapGT421
ElektrokauteryzacjaNarzędzia Nauki Ścisłej18010-00—
Etanol 70%Interchema BV400406—
Ethilon 10.0Johnson & JohnsonBV130-3: kod 2820G
Ethilon 11.0Johnson & JohnsonKod BV50-3L 2881G
Ethilon 4.0Johnson & Johnson1854G: kod 1854G-
Ethilon 6.0Johnson & JohnsonBV130-5: kod 2809G
Ethilon 8.0Johnson & JohnsonBV130-5: kod 2808G—
Ethilon 9.0Johnson & JohnsonBV130-3: kod 2819G
Rękawice do badania nitryloweSempermed GmbH1065920
Ochrona oczu3M&handel; Opieka zdrowotna71512-00001M
Sterylizator szklanych koralikówSprzęt laboratoryjny VanPelGBS300H
GraphPad PrismOprogramowanie GraphPad, San Diego, Kalifornia, USA  Wersja 10
Poduszka grzewczaProwadzenie naukiCS-HP-2005
Izoflo (izofluran)Produkty weterynarialne Zoetis / DechraB506—
Lidokaina 1%Henry Schein809755
Siatkowe klatki dnaStoelting Co.57816, 57824—
MikrokleszczeNarzędzia Nauki Ścisłej11251-35—
Uchwyt na mikroigłyNarzędzia Nauki Ścisłej12076-12—
MikronożyczkiNarzędzia Nauki Ścisłej15019-10—
MikropęsetaNarzędzia Nauki Ścisłej11254-20—
NaCl 0,9%TrademedH7 1000-FRE—
Igła 25G & razy; 1"Becton, Dickinson & Firma300400
Uchwyt na igłyNarzędzia Nauki Ścisłej12004-16—
Stymulator nerwów  (VARI-STIM Lokalizator nerwów)REF 856200
Oprogramowanie RandoMicevan Eineige i in.  LeidenWersja 1.1.7
Sonda odbytnicza gryzoniŚwiatowe Precyzyjne InstrumentyNC9506514
SkalpelNarzędzia Nauki Ścisłej10003-12—
NożyczkiNarzędzia Nauki Ścisłej14001-12—
Ewaluator sensorycznyLinton Instrumentation514007– 514015Monofilamenty 0,6 g do 15 g
Stereochirurgiczny mikroskopLeicaA60 F—
Sterylne gazyNobamed740113
Sterylna maść smarowata do okaAlcon ‎ B00BRLSC8S
Arkusz sterylny z otworemEvercare / OneMed1555-01—
Ostrze chirurgiczne nr 15Narzędzia Nauki Ścisłej10015-00—
Chirurgiczna maseczka na twarzMedline Industries, Inc.MSK1002
Blokada strzykawkowa 2 mlBecton, Dickinson & Firma300613
PęsetaNarzędzia Nauki Ścisłej11617-12—

Bibliografia

  1. Oliveira, K. M. C., et al. Time course of traumatic neuroma development. PLoS One. 13 (7), e0200548(2018).
  2. O'reilly, M. aR., et al. Neuromas as the cause of pain in the residual limbs of amputees. An ultrasound study. Clin Radiol. 71 (10), 1068.e1-1068.e6 (2016).
  3. Anantavorasakul, N., et al. Surgery for lower extremity symptomatic neuroma: Long-term outcomes. J Plast Reconstr Aesthet Surg. 73 (8), 1456-1464 (2020).
  4. Dieleman, J. P., Kerklaan, J., Huygen, F., Bouma, P. aD., Sturkenboom, M. Incidence rates and treatment of neuropathic pain conditions in the general population. Pain. 137 (3), 681-688 (2008).
  5. List, E. B., Krijgh, D. D., Martin, E., Coert, J. H. Prevalence of residual limb pain and symptomatic neuromas after lower extremity amputation: A systematic review and meta-analysis. Pain. 162 (7), 1906-1913 (2021).
  6. Giladi, H., Scott, W., Shir, Y., Sullivan, M. J. Rates and correlates of unemployment across four common chronic pain diagnostic categories. J Occup Rehabil. 25 (3), 648-657 (2015).
  7. Ciaramitaro, P., et al. Traumatic peripheral nerve injuries: Epidemiological findings, neuropathic pain and quality of life in 158 patients. J Peripher Nerv Syst. 15 (2), 120-127 (2010).
  8. Moisset, X., et al. Pharmacological and non-pharmacological treatments for neuropathic pain: Systematic review and French recommendations. Rev Neurol (Paris). 176 (5), 325-352 (2020).
  9. Hwang, C. D., et al. Biology and pathophysiology of symptomatic neuromas. Pain. 165 (3), 550-564 (2024).
  10. Gottlieb, R. W., Westenberg, R. F., Chen, N. C., Coert, J. H., Eberlin, K. R. Long-term outcomes after surgical treatment of radial sensory nerve neuromas: Patient-reported outcomes and rate of secondary surgery. Plast Reconstr Surg. 147 (1), 101-111 (2021).
  11. Langeveld, M., et al. Surgical treatment of peripheral nerve neuromas: A systematic review and meta-analysis. Plast Reconstr Surg. 150 (4), 823e-834e (2022).
  12. Baron, R. Peripheral neuropathic pain: From mechanisms to symptoms. Clin J Pain. 16 (2 Suppl), S12-S20 (2000).
  13. Alant, J. D., et al. Traumatic neuroma in continuity injury model in rodents. J Neurotrauma. 29 (8), 1691-1703 (2012).
  14. Shamoun, F., Shamoun, V., Akhavan, A., Tuffaha, S. H. Target receptors of regenerating nerves: Neuroma formation and current treatment options. Front Mol Neurosci. 15, 859221(2022).
  15. Cavadas, P. C., Tellez Palacios, D. Treatment of neuroma of the dorsal branch of the ulnar nerve with transfer to the distal anterior interosseous nerve. J Hand Surg Glob Online. 2 (6), 363-364 (2020).
  16. Dorsi, M. J., et al. The tibial neuroma transposition (tnt) model of neuroma pain and hyperalgesia. Pain. 134 (3), 320-334 (2008).
  17. Bennett, G. J., Xie, Y. K. A peripheral mononeuropathy in rat that produces disorders of pain sensation like those seen in man. Pain. 33 (1), 87-107 (1988).
  18. Castelnuovo, G., et al. Psychological treatments and psychotherapies in the neurorehabilitation of pain: Evidences and recommendations from the italian consensus conference on pain in neurorehabilitation. Front Psychol. 7, 115(2016).
  19. Decosterd, I., Woolf, C. J. Spared nerve injury: An animal model of persistent peripheral neuropathic pain. Pain. 87 (2), 149-158 (2000).
  20. Brakkee, E. M., Devinney, E., Eijkelkamp, N., Coert, J. H. Surgery and behavioral testing in the tibial neuroma transposition model in rats. J Vis Exp. (191), e64659(2023).
  21. Kambiz, S., et al. Innervation mapping of the hind paw of the rat using evans blue extravasation, optical surface mapping and casam. J Neurosci Methods. 229, 15-27 (2014).
  22. Inquimbert, P., et al. Peripheral nerve injury produces a sustained shift in the balance between glutamate release and uptake in the dorsal horn of the spinal cord. Pain. 153 (12), 2422-2431 (2012).
  23. Krijgh, D. D., List, E. B., Teunis, T., Bleys, R., Coert, J. H. The origin and course of the infrapatellar branch of the saphenous nerve: An anatomical study. JPRAS Open. 34, 144-151 (2022).
  24. Besmens, I. S., Brackertz, S., Nietlispach, V., et al. A cohort study on neuropathic pain of the saphenous nerve—factors influencing surgical outcome. Eur J Plast Surg. 46, 397-402 (2023).
  25. Scura, P. V. Disability evaluation. , StatPearls [internet]. Treasure Island, FL. (2023).
  26. Chaplan, S. R., Bach, F. W., Pogrel, J. W., Chung, J. M., Yaksh, T. L. Quantitative assessment of tactile allodynia in the rat paw. J Neurosci Methods. 53 (1), 55-63 (1994).
  27. Scheuren, P. S., Rosner, J., Curt, A., Hubli, M. Pain-autonomic interaction: A surrogate marker of central sensitization. Eur J Pain. 24 (10), 2015-2026 (2020).
  28. Woolf, C. J. Central sensitization: Implications for the diagnosis and treatment of pain. Pain. 152 (3 Suppl), S2-S15 (2011).
  29. Latremoliere, A., Woolf, C. J. Central sensitization: A generator of pain hypersensitivity by central neural plasticity. J Pain. 10 (9), 895-926 (2009).
  30. Roth, E., et al. Targeted muscle reinnervation prevents and reverses rat pain behaviors after nerve transection. Pain. 164 (2), 316-324 (2023).
  31. Dixon, W. J. Efficient analysis of experimental observations. Annu Rev Pharmacol Toxicol. 20, 441-462 (1980).
  32. Wei, H., Viisanen, H., Amorim, D., Koivisto, A., Pertovaara, A. Dissociated modulation of conditioned place-preference and mechanical hypersensitivity by a trpa1 channel antagonist in peripheral neuropathy. Pharmacol Biochem Behav. 104, 90-96 (2013).
  33. Xie, J. Y., et al. Activation of mesocorticolimbic reward circuits for assessment of relief of ongoing pain: A potential biomarker of efficacy. Pain. 155 (8), 1659-1666 (2014).
  34. Dalm, B. D., Reddy, C. G., Howard, M. A., Kang, S., Brennan, T. J. Conditioned place preference and spontaneous dorsal horn neuron activity in chronic constriction injury model in rats. Pain. 156 (12), 2562-2571 (2015).
  35. Souza, J. M., et al. Targeted muscle reinnervation: A novel approach to postamputation neuroma pain. Clin Orthop Relat Res. 472 (10), 2984-2990 (2014).
  36. Asaoka, Y., Kato, T., Ide, S., Amano, T., Minami, M. Pregabalin induces conditioned place preference in the rat during the early, but not late, stage of neuropathic pain. Neurosci Lett. 668, 133-137 (2018).
  37. Sufka, K. J. Conditioned place preference paradigm: A novel approach for analgesic drug assessment against chronic pain. Pain. 58 (3), 355-366 (1994).
  38. Mckendrick, G., et al. Ketamine blocks morphine-induced conditioned place preference and anxiety-like behaviors in mice. Front Behav Neurosci. 14, 75(2020).
  39. Deuis, J. R., Dvorakova, L. S., Vetter, I. Methods used to evaluate pain behaviors in rodents. Front Mol Neurosci. 10, 284(2017).
  40. Sotocinal, S. G., et al. The rat grimace scale: A partially automated method for quantifying pain in the laboratory rat via facial expressions. Mol Pain. 7, 55(2011).
  41. Draxler, P., et al. Spontaneous, voluntary, and affective behaviours in rat models of pathological pain. Front Pain Res (Lausanne). 2, 672711(2021).
  42. Panoutsopoulos, A. A. Organoids, assembloids, and novel biotechnology: Steps forward in developmental and disease-related neuroscience. Neuroscientist. 27 (5), 463-472 (2021).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Przeglądaj więcej artykułów

Model nerwu czuciowegochirurgiczny model gryzonikoaptacja nerwuregeneracja aksonalnatechnika mikrochirurgicznatestowanie wrażliwości mechanicznejprzecięcie nerwu
Nowy chirurgiczny model gryzonia do badania opcji leczenia bólu nerwiaka z wykorzystaniem ukierunkowanej renerwacji mięśni przez nerw odpiszczelowy
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.