Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Ustanowienie modelu świń do badania dynamicznej konserwacji i przeszczepów całych przeszczepów oka

610 wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/69179

⸱

25 listopada 2025

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Center for Engineering in Medicine and Surgery, Massachusetts General Hospital, Harvard Medical School, 2Shriners Children's Boston, 3Plastic Surgery Research Laboratory, Department of Plastic and Reconstructive Surgery, Massachusetts General Hospital, Harvard Medical School, 4Department of Plastic, Reconstructive and Aesthetic Surgery, Hospices Civils de Lyon, 5Department of Plastic, Reconstructive and Aesthetic Surgery, CHU de Rennes, University of Rennes, 6Faculty of Medicine and Health Sciences, University of Antwerp, 7Bioengineering Research Group, Cardiff Metropolitan University, 8Collaboration for the Advancement of Sustainable Medical Innovation, University College London, 9Division of Plastic Surgery Research, Vascularized Composite Allotransplantation Program Development, Cedars-Sinai Hospital

W tym artykule

Podsumowanie

Opisano szczegółowy i powtarzalny model całkowitego przeszczepu oka u świń (WET), od zabiegu chirurgicznego po rozpoczęcie perfuzji maszynowej, co pozwala na badanie zachowania dynamicznego WET w transplantacji.

Streszczenie

Pierwszy ludzki przeszczep całkowitego oka (WET) wzbudził nową nadzieję u pacjentów, którzy stracili wzrok z powodu poważnego uszkodzenia okulistycznego, jednak przed możliwością przywrócenia wzroku za pomocą WET wciąż pozostają poważne wyzwania, które trzeba rozwiązać. Jednym z najważniejszych wyzwań jest ochrona ex vivo . Gałka oka, szczególnie jej elementy nerwowe, takie jak siatkówka i nerw wzrokowy, przechodzą szybką i nieodwracalną degenerację w ciągu kilku minut, chyba że zapewni się jej odpowiednią konserwację. Statyczne przechowywanie zimna (SCS) pozostaje złotym standardem w naczyniowej allotransplantacji kompozytowej (VCA), ale nie nadaje się do konserwacji ex vivo w WET ze względu na niezdolność do wystarczającego tłumienia lub wspierania metabolizmu, co prowadzi do utraty żywotności i funkcji przeszczepu. Subnormotermiczna perfuzja maszynowa (SNMP) wyłoniła się jako obiecująca alternatywa dla SCS, oferując nie tylko możliwość zachowania przeszczepów, ale także ich rekondicjonowania. Nasza grupa z powodzeniem przeniosła SNMP z przeszczepów narządów stałych na kilka modeli VCA, demonstrując jego wykonalność i zalety. W niniejszym artykule przedstawiamy zastosowanie SNMP do zachowania WET u świń, szczegółowo opisując model anatomiczny i protokół konserwacji. To podejście stanowi istotny krok naprzód w optymalizacji technik konserwacji i przeszczepów WET.

Wprowadzenie

Naczyniowe allotransplantaty kompozytowe (VCA) stanowią istotny postęp w chirurgii rekonstrukcyjnej, oferując niezrównane wyniki estetyczne i funkcjonalne dla pacjentów z złożonymi zmianami 1,2. Jednak utrata wzroku związana z gałką oczną pozostaje głównym źródłem upośledzeń urazów twarzy. Niedawny pierwszy pełny przeszczep oka (WET) dał nową nadzieję pacjentom 3,4. Chociaż wzrok nie został odzyskany, funkcjonalne obrazowanie wykazało aktywację kory w odpowiedzi na stymulację światła, a elektroretinografia (ERG) wykazała stępioną, ale rozpoznawalną odpowiedź fotoreceptorową na światło5. Pomimo wyjątkowych osiągnięć technicznych, wciąż pozostaje do rozwiązania istotnych wyzwań, aby funkcjonalny WET stał się kliniczną rzeczywistością. Gałka oczna jest bardzo wrażliwa na niedokrwienie, a siatkówka i nerw wzrokowy ulega nieodwracalnej degeneracji w ciągu kilku minut od ciepłego czasu niedokrwienia (WIT), chyba że utrzymane są odpowiednie natlenienie i poziom pH6. W związku z tym WET stanowi specyficzne wyzwania w dziedzinie VCA, dlatego należy uwzględnić wiele czynników, w tym zarówno segmenty tylne, jak i przednie, a także elementy zewnętrzne. W szczególności mięśnie są kluczowe dla osiągnięcia skutecznych wyników funkcjonalnych, ponieważ są bardzo podatne na urazy niedokrwienia ciepłego, które dodatkowo pogarszają objawy reperfuzji niedokrwiennej 7,8. Niedobór tlenu prowadzi do uszkodzenia komórek oraz uwolnienia molekularnych wzorców związanych z uszkodzeniem (DAMP). Po ponownym podaniu te DAMPs aktywują układ odpornościowy biorcy, wywołując stan zapalny i infiltrację komórek odpornościowych. To środowisko zapalne przyspiesza odrzucenie, promując prezentację antygenów i aktywację limfocytów T9. Oprócz pokonywania wyzwań takich jak ponowne połączenie nerwu wzrokowego, WET będzie wymagał zoptymalizowanych technik perfuzji ex vivo, aby zapobiec uszkodzeniom spowodowanym WIT lub statycznym magazynowaniem zimnym (SCS) i ostatecznie osiągnąć przywrócenie wzroku 5,7,9,10,11.

Perfuzja maszynowa (MP) jest dobrze ugruntowana w przeszczepach narządów stałych jako metoda zapobiegania uszkodzeniom niedokrwieniowo-reperfuzyjnym 12,13,14, przy czym subnormotermiczna perfuzja maszynowa (SNMP) wykazuje lepsze wyniki w porównaniu do SCS w różnych modelach 15,16,17. Udało nam się z powodzeniem przetłumaczyć SNMP na modele zwierzęce, od gryzoni18, 19 do świń20, 21, 22, a ostatnio także naczelnych nieludzkich23. SNMP nie tylko udowodniło swoją skuteczność w zachowywaniu przeszczepów przez dłuższy czas, ale także wykazało potencjał w rekondicjonowaniu przeszczepów i łagodzeniu urazów niedokrwiennych ciepłym, umożliwiając bezpieczną replantację do 24 godzin po zakupie24,25 godzin. Dzięki zdolności do częściowego utrzymania metabolizmu komórkowego, SNMP otwiera także nowe możliwości, przekształcając fazę konserwacji w platformę diagnostyczną, terapeutyczną i prekondycjonującą, którą można integrować z protokołami replantacji i przeszczepów w VCA. Opracowaliśmy zoptymalizowany protokół SNMP specjalnie dostosowany do VCA i zastosowaliśmy go w tym wymagającym scenariuszu całkowitego przeszczepu oka.

W tym badaniu SNMP jest wykorzystywany do natlenionej, dynamicznej konserwacji narządów w temperaturze otoczenia (około 20 °C). Technika ta wykorzystuje pompę perystaltyczną i utlenowujący środek powietrza do cyrkulacji i natleniania perfuzacji. Wykorzystuje się model wieprzowy, który jest bardzo istotny dla badań nad przeszczepami i konserwacją WET ze względu na podobieństwa fizjologiczne do ludzi, porównywalny rozmiar naczynia oraz unikalny brak bocznej ściany oczodołu 26,27,28. Ta cecha czyni ją szczególnie odpowiednią do eksperymentów ex vivo oraz badań allotransplantacyjnych, ponieważ tętnica szyjna zewnętrzna i tętnica okulistyczna są bezpośrednio połączone, co pozwala na uzyskanie WET wyłącznie przez tętnicę szyjną zewnętrzną i żyły szyjne bez konieczności rozwarstwiania wewnątrzczaszkowego podczas eksperymentów ex vivo i in vivo ortotopowa lub heterotopowa replantacja. Pobieranie odbywa się po śmierci krążenia, zgodnie z protokołami dawstwa po śmierci serca i umożliwiając opóźnienie pobierania do czasu pobrania innych narządów stałych. Model ten dalej bada potencjał SNMP w rekondicjonowaniu bardzo wrażliwych przeszczepów po gorącej niedokrwi i wspiera rozwój technik konserwacji WET w uznanych laboratoriach transplantologicznych, które już koncentrują się na innych narządach, przestrzegając zasad "3-R" – udoskonalenia, redukcji i wymiany 29,30. Co więcej, pozostaje istotny dla zakupów bijących serce po podobnych etapach. Celem jest ustanowienie wiarygodnego modelu zachowania opartego na zewnętrznych szyjnych i szyjnych szyjnych oraz ocena jego możliwości dynamicznej konserwacji. Przedstawiono szczegółowe kroki proceduralne obejmujące pozyskiwanie graftów, ich konserwację oraz kluczowe aspekty wdrażania SNMP.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Instytucjonalna zgoda na to badanie uzyskano od lokalnego Komitetu ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt (protokół #2024N000205). Cała praca na zwierzętach była zgodna z wytycznymi Animal Research: Reporting of In Vivo Experiments31 i była zgodna z zaleceniami US Army Animal Care and Use Review Office (ACURO)32. Wszystkie WET pozyskano od świń poddawanych końcowym procedurom zakupu organów, zgodnie z zasadami "3-R"33. Zwierzęta ważące od 30 kg do 50 kg były uśpione przez wykrwawianie po otrzymaniu 100 IU/kg heparyny, a do eksperymentów wykorzystywano przeszczepy WET. Właściwe WET-y służyły jako kontrola. Pobór organów odbywał się po śmierci przy mniej niż 180 minutach ciepłego niedokrwienia. Zobacz Tabelę materiałów , aby poznać szczegóły dotyczące wszystkich odczynników i sprzętu używanego w protokole.

UWAGA: Dane były zapisywane w arkuszu kalkulacyjnym (np. Excel), a analizy statystyczne przeprowadzano przy użyciu odpowiedniego oprogramowania statystycznego (np. GraphPad Prism). Ryzyko alfa ustalono na 5% i było dwustronne. Dla każdej monitorowanej zmiennej określano średnią i błędem standardowym tej średniej. Test Spearmana został wykorzystany do badania korelacji między parametrami perfuzji.

1. Przygotowanie perfuzji maszynowej (1 dzień przed eksperymentem)

  1. Ustaw system perfuzji maszynowej34 (patrz Rysunek 1).
    1. Złóż elementy systemu perfuzyjnego: pompę, tlenator, pułapkę pęcherzyków, czujnik ciągłego ciśnienia oraz czujnik wagi.
      UWAGA: Długość rury powinna być minimalna wymagana do złożenia wszystkich elementów układu. Po złożeniu pamiętaj, że kalibracja ciśnienia jest specyficzna dla systemu, szczególnie dla długości rur.
    2. Podłącz system jako półzamknięty obwód recyrkulacyjny, aby pompować perfuzjat z rezerwuaru do tlenatora, a następnie do dopływu przeszczepu (tętnica szyjna). Wypływ żylny odprowadza odpływ z powrotem do zbiornika (Rysunek uzupełniający 1 i Wideo uzupełniające 1).
    3. Podłącz czujnik ciśnienia do rury dopływowej.
    4. Umieść graft na trójwymiarowej (3D)-drukowanej platformie ustawionej na skali elektronicznej.
    5. Podłącz zarówno wagę, jak i czujnik ciśnienia do mikrokontrolera.
    6. Połącz mikrokontroler z komputerem operatora w celu monitorowania w czasie rzeczywistym i ciągłego rejestrowania danych.
    7. Przygotuj kamerę termowizyjną do monitorowania temperatury.
      UWAGA: Monitorowanie masy ciała, jako zastępca powstawania obrzęku, jest kluczowe, ponieważ stanowi wczesny wskaźnik uszkodzenia przeszczepu podczas perfuzji35.
  2. Dokładnie wyczyść elementy obwodu przed rozpoczęciem perfuzji i zwróć szczególną uwagę na tlenator, szczególnie jeśli był używany wielokrotnie.
    1. Zacznij od przepłukania wszystkich rurek osobno 70% etanolem, a następnie sterylną wodą zdejonizowaną.
    2. Złóż system i cyrkuluj 2 L sterylnej wody zdejonizowanej, aby przepłukać tlenator z przepływem 50-100 mL/min, jeśli był już używany.
      UWAGA: W badaniach replantacji żywych zwierząt należy użyć nowego sterylnego utleniacza i sterylizować wszystkie pozostałe składniki perfuzji tlenkiem etylenu (ETO)
  3. Przygotuj roztwór perfuzacji. Do subnormotermicznej perfuzji maszynowej użyj rozwiązania Steen+ zoptymalizowanego VCA, 24,34,36. Łącznie należy użyć 1,5 L na szczep, zgodnie z wcześniejszym szczegółowym składempodanym 34.
  4. Dodaj roztwór wodorotlenku sodu do perfuzjatu, aby uzyskać pH w zakresie 7,5-7,6. Ustaw tę początkową wartość celowo wysoko, ponieważ pH spadnie podczas cyrkulacji, gdy mieszanina węglowodanowa (95% tlenu, 5% dwutlenku węgla) się rozpuści.
  5. Skalibruj czujniki wagi i ciśnienia, aby zapewnić dokładne pomiary.
    1. Porównaj wagę, aby uwzględnić wagę platformy.
    2. Aby precyzyjnie zmierzyć ciśnienie naczyniowe, skalibruj system zgodnie z manometrem cewnika i zastosowanym przepływem: zmierz ciśnienie układowe dla każdego rozmiaru cewnika, który może być używany w regularnych odstępach przepływu (co 0,5 mL, od 0 do 20 mL/min).
    3. Podczas eksperymentów, aby obliczyć ciśnienie tętniczne, odejmij ciśnienie kalibracyjne od całkowitego mierzonego ciśnienia. Tabela kalibracyjna użyta w tych eksperymentach jest podana jako przykład (Rysunek uzupełniający 2).
      UWAGA: Kalibracja jest specyficzna dla każdego zestawu. Powtórz kalibrację po każdej zmianie rurki, tlenatora lub perfuzacji, ponieważ te modyfikacje mogą wpływać na ciśnienie systemowe.

2. Pobranie WET po śmierci

UWAGA: Aby zasymulować oddanie po śmierci serca i/lub pośmiertnym poborze, zwierzę powinno zostać uśpione zgodnie z lokalnymi wytycznymi IACUC. Preferować wykrwawianie zamiast dożylnego zastrzyku pentobarbitalu, aby uniknąć toksyczności leków, która mogłaby zakłócić badanie.

  1. Trzymaj uśpione zwierzę w pozycji leżącej. Ogol i wyszoruj okolice głowy i szyi oraz załóż sterylne zasłony.
    UWAGA: Model anatomiczny przedstawiono na Rysunku 2, a przewodnik krok po kroku po sekcji znajduje się w Pliku Uzupełniającym 1.
  2. Narysuj znaki skórne na płatku.
    1. Upewnij się, że oznaczenia składają się z linii wokół oczodołu, 2 cm od krawędzi oczodołu, oraz nacięcia rozciągniętego 1 cm poniżej bocznego canthus w kierunku szyi.
    2. Nacięcie wykonaj skalpelem nr 23 przez skórę i tkankę podskórną aż do kości w górnej i dolnej części oczodołu, w tym do okostnej. Na przedniej i tylnej części płata upewnij się, że nacięcie sięga płaszczyzny powięzi.
  3. Rozpocznij rozwarstwienie od przedniej części oczodołu za pomocą nożyczek Stevensa i kleszczy Adsona.
    1. Unieście zawartość oczodołu w płaszczyźnie podokołodoczodołu w kierunku ścian oczodołu za pomocą wysokości okostowej.
    2. Zidentyfikuj i podziel struktury blisko ściany oczodołu za pomocą skalpela o ostrzu n°15, w tym przyczepów mięśni skośnych oraz splotu oczodołu, który opuszcza oczodoł, łącząc się z żyłą czołową.
      UWAGA: Żyła czołowa odprowadza wodę do żyły twarzowej, którą można poświęcić dla oszczędności czasu, pod warunkiem zachowania gałąźni znoszonej z żyłą okulistą.
  4. Kontynuuj rozwarstwienie tylnej części orbity. Skalpelem przeciąć mięsień żwacza w miejscu wcięcia jarzma, a następnie wynurzać się wznoszącą się gałąź żuchwy za pomocą kostnego cięcia Listona. Ręcznie rozłącz kłykciowiec, obracając fragment żuchwy na zewnątrz.
  5. Podziel więzadło oczodołu rozciągające się od wyrostka jarzmowego do kości czołowej, aby uzyskać dostęp do części oczodołowej mięśnia skroniowego. Usuń mięsień skroniowy.
  6. Za pomocą wysokości okołokostnej utworzyć tunel podokołokostny pod łukiem jarzmowym w kierunku przedniej krawędzi oczodołu. Użyj piły tliotkowej, aby przeciąć kość. Zidentyfikuj tętnicę okulistyczną znajdującą się w dolnej części czopka oczodołu pod mięśniem skroniowym.
  7. Należy odciąć łuk jarzmowy oraz przednio-dolne ściany oczodołu za pomocą rongeur.
    UWAGA: Te etapy umożliwiają dostęp do strony dolobocznej stożka oczodołu oraz jego szypułku naczyniowego.
  8. Identyfikacja i rozcinanie precyzyjnymi nożyczkami Stevensa oraz kleszczami mikrochirurgicznymi obu gałęzi tętnicy okulistycznej przy wejściu do zawartości oczodołu.
    UWAGA: Większość naczyń (tętnica szyjna zewnętrzna i żyła szyjną powierzchowna) znajduje się poniżej żuchwy, z wyjątkiem żyły twarzowej, która jest powierzchowna względem żuchwy.
  9. Po wyizolowaniu pożądanej długości tętnicy szyjnej zewnętrznej i żyły szyjnej zakończ sekcję, przecinając nerw wzrokowy, nerwy okoruchowe oraz szypkę naczyniową skalpelem.

3. Przygotowanie do perfuzji

  1. Na stoliku bocznym rozszerzyć tętnicę szyjną za pomocą mikrochirurgicznego dilatora i wprowadzić angiocewnik. Zabezpiecz kanilowość jedwabnymi wiązaniami 3-0.
    UWAGA: W tym protokole użyto angiocewnika 18-G dla wszystkich tętnic. Jeśli szypekl tętnicy jest krótki, należy uważać, aby nie wprowadzać cewnika zbyt daleko, aby uniknąć selektywnej kaniulacji tylko jednej z dwóch gałęzi okulistycznych. Żyła szszna nie musi być kanilowana, chyba że stosuje się system perfuzji zamkniętej pętli, co nie miało miejsca w tym protokole.
  2. Aby przepłukać tętnicę szyjną, użyj strzykawki o pojemności 10 mL z czujnikiem ciśnienia identycznym jak ten używany w ustawieniu perfuzyjnym. Użyj 10 mL heparyny (100 jednostek IU/mL), aby wypłukać naczynia i uzyskać przejrzysty przepływ. Utrzymuj temperaturę poniżej 35 ± 5 mmHg, ponieważ wysokie ciśnienie może prowadzić do urazów mikronaczyń i niewydolności perfuzji.

4. Subnormotermiczna perfuzja maszyn

  1. Połącz tętnicę kanulowaną przeszczepu z rurką dociekową systemu perfuzji maszynowej i umieść przeszczep na wadze.
  2. Uruchom pompę ustawioną na 2-4 mL/min.
    UWAGA: Przepływ perfuzji i szybkość ciśnienia zależą od stosowanego protokołu. W przypadku VCA stosuje się stabilny i niskoprzepływowy schemat, aby zapobiec uszkodzeniom naczyń włosowatych i powstawaniu obrzęków.
  3. Oceniaj parametry żywotności w każdym z góry zdefiniowanym punkcie czasowym zarówno w napływie, jak i na wypływie, używając strzykawki o pojemności 1 ml oraz analizując próbki za pomocą maszyny układu gazowego (np. wskaźniki gazów krwi [pH,pCO2,pO2, mleczany, nadmiar zasad, wodorowęglan], glukoza, sód, potas, wapń, chlorki). Pozwala to obliczyć stan metaboliczny przeszczepu zgodnie z równaniami przedstawionymi w Tabeli 1.
    UWAGA: W tym protokole perfuzja trwa 18 godzin, a próbki z dopływu i wypływu pobierane są co godzinę przez pierwsze 6 godzin, a następnie co 3 godziny przez pozostałe 12 godzin.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Wstępny test wykonalności przeprowadzono przez 6 godzin SNMP, a następnie 2 godziny normotermicznej perfuzji maszynowej (NMP) z użyciem pełnej krwi, aby ocenić prawidłową reperfuzję całego przeszczepu i zasymulować replantację. W fazie SNMP zaobserwowano stały odpływ, a symulacja reperfuzji całej krwi wykazała skuteczną zmianę koloru całego przeszczepu. Parametry perfuzji dodatkowo potwierdziły wykonalność tej techniki (Rysunek uzupełniający 3).

W kolejnej serii 7 replikacji p...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Ponad dwie dekady po pierwszych przypadkach klinicznych VCA nadal boryka się z poważnymi wyzwaniami immunologicznymi i ex vivo zachowania, co ogranicza jej szeroką dostępność37. Wyzwania te są jeszcze bardziej widoczne w przypadku WET, który oferuje ekscytujące perspektywy przywrócenia wzroku, ale stawia ze sobą unikalne przeszkody, takie jak skuteczne połączenie nerwu wzrokowego, zachowanie funkcjonalności zarówno przedniego, jak i tylnego segmentu oraz zachowanie integralności struktur ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Niektórzy autorzy deklarują sprzeczne interesy. Dr Uygun, Lellouch i dr Cetrulo mają zgłoszenia patentowe związane z tym badaniem. Dr Korkut Uygun i dr Basak Uygun mają udziały finansowe i zasiadają w Radzie Doradczej Naukowej Sylvatica Biotech Inc., firmy zajmującej się opracowywaniem technologii ochrony organów w wysokiej temperaturze poniżej zera. Konkurencyjne interesy śledczych MGH są zarządzane przez MGB zgodnie z polityką dotyczącą konfliktu interesów. Wszyscy pozostali autorzy deklarują brak konfliktu interesów.

Podziękowania

Prace te były częściowo finansowane przez National Institutes of Health w ramach grantu nr R01AR082825 (BEU), R01EB028782 (KU), DoD RTRP RT240044 (KU, AGL, CLC), Shriners Children's 84308 (YB) oraz ARPA-H sub-award FY25.1065.001 (CLC), a także National Science Foundation w ramach grantu nr EEC 1941543 (KU). HO i YB otrzymały dofinansowanie od Fondation des Gueules Cassées. Wsparcie ze strony Société Française de Chirurgie Plastique, Reconstructrice et Esthétique (SOFCPRE, Francja) dla HO i YB jest szeroko doceniane.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Kleszcze AdsonNarzędzia Nauki Ścisłej11019-12Narzędzie chirurgiczne
Affinity Pixie Oxygenation SystemMedtronicBBP241Oxygenator
Angiocath (24 G)Becton Dickinson381112Cewnik kanowacyjny
Albumina w surowicy BovinSigma-AldrichA9647Składnik perfuzacji
Chlorek wapnia dwuwęglanSigma-Aldrich223506Składnik perfuzacji
Dwutlenek węglaAirgasUN3156Mieszanka dwutlenku węgla i tlenu; gas 
Cewnik 24 GDutscher921048Kanulacja tętnic
D-(+)-Monohydrat glukozySigma-Aldrich49159Składnik perfuzacji
DeksametazonSigma-AldrichD2915Składnik perfuzacji
DextranTermonaukowe406271000Składnik perfuzacji
Kleszcze rozszerzająceAROSurgical11.946.1102Narzędzie chirurgiczne
Excel & nbsp;MicrosoftArkusz kalkulacyjny
Zastrzyk z sodu z heparynąEugia Pharma63739-953-25Składnik perfuzacji
Humulin Regular Insulin HumanLilly0002-8215-01Składnik perfuzacji
Hydrokortyzonowy sukcynian soduPfizer0009-0011-03Składnik perfuzacji
LigaclipEthiconMCS20Chirurgiczne klipsy naczyniowe
Liston bone cutterNarzędzia Nauki Ścisłej16104-19Narzędzie chirurgiczne
Chlorek magnezu w heksa-hydracieSigma-AldrichM9272Składnik perfuzacji
MasterFlex L/SCole-Parmer77200-32Pompa rolkowa
Kleszcze mikrochirurgiczneNarzędzia Nauki Ścisłej11253-20Narzędzie chirurgiczne
Elewacja okołokostowaAROSurgical46.415.18Narzędzie chirurgiczne
Glikol polietylenowy 35000Sigma-Aldrich25322-68-3Składnik perfuzacji
Chlorek potasuSigma-Aldrich7447-40-7Składnik perfuzacji
Monitor ciśnienia, przenośny, PM-P-1Instrumentacja systemów żywychPM-P-1Czujnik ciśnienia
Prism GraphPadw. 10.1.1Oprogramowanie do analizy statystycznej
Radnoti  Komora zgodności pułapki bąbelkowejRadnoti130149Pułapka bąbelkowa
RAPIDPoint 500Siemens500System gazów krwi
Piła reiprocyjnaStryker5100-37Narzędzie chirurgiczne
RongeurNarzędzia Nauki Ścisłej16002-18Narzędzie chirurgiczne
Ostrze skalpela (n15)Narzędzia Nauki Ścisłej10015-00Narzędzie chirurgiczne
Ostrze skalpela (n23)Narzędzia Nauki Ścisłej10023-00Narzędzie chirurgiczne
Szew jedwabny 3-0EthiconP683HSzew
Wodorowęglan soduSigma-AldrichS5761Składnik perfuzacji
Chlorek soduSigma-AldrichS9888Składnik perfuzacji
Wodorotlenek soduSigma-Aldrich72068Składnik perfuzacji
Fosforan sodu monobasique dihydrate Sigma-Aldrich71505Składnik perfuzacji
Nożyczki StevensaAROSurgical07.367.13Narzędzie chirurgiczne
Strzykawka 1 mLBD309659Zakup próbek
Strzykawka 10 mLDutscher300912Flush graftu
Kamera termowizyjnaFlir Onehttps://www.flir.fr/products/flir-one-gen-3/?vertical=condition+monitoring&segment=solutionsMonitorowanie temperatury perfuzji
Rurki (n&de; 16)Masterflex13-310-282Ustawienie perfuzji maszynowej
Chlorek wankomycynyFarmaceutyki z łupkami70436-021-82Składnik perfuzacji

Bibliografia

  1. Lellouch, A. G., Lantieri, L. A second chance at life. Camb Q Healthc Ethics. 28 (3), 463-467 (2019).
  2. Tchiloemba, B., et al. Long-term outcomes after facial allotransplantation: Systematic review of the literature. Transplantation. 105 (8), 1869-1880 (2021).
  3. Nowogrodzki, J. World's first whole-eye transplant: The innovations that made it possible. Nature. 633 (8030), 500-501 (2024).
  4. Lico, M., et al. Swallowing function after pioneering partial face and whole eye transplant: Clinical insights. Am J Speech Lang Pathol. 34 (4), 1921-1930 (2025).
  5. Ceradini, D. J., et al. Combined whole eye and face transplant: Microsurgical strategy and 1-year clinical course. JAMA. 332 (18), 1551-1558 (2024).
  6. Abbas, F., et al. Revival of light signalling in the postmortem mouse and human retina. Nature. 606 (7913), 351-357 (2022).
  7. Paradis, S., et al. Chronology of mitochondrial and cellular events during skeletal muscle ischemia-reperfusion. Am J Physiol Cell Physiol. 310 (11), C968-C982 (2016).
  8. Kruit, A. S., et al. Ex-vivo perfusion as a successful strategy for reduction of ischemia-reperfusion injury in prolonged muscle flap preservation: A gene expression. Gene. 701, 89-97 (2019).
  9. He, J., Khan, U. Z., Qing, L., Wu, P., Tang, J. Improving the ischemia-reperfusion injury in vascularized composite allotransplantation: Clinical experience and experimental implications. Front Immunol. 13, 998952(2022).
  10. Dickey, R. M., et al. Composite tissue preservation. Ann Plast Surg. 84 (6), 711-716 (2020).
  11. Messner, F., Grahammer, J., Hautz, T., Brandacher, G., Schneeberger, S. Ischemia/reperfusion injury in vascularized tissue allotransplantation. Curr Opin Organ Transplant. 21 (5), 503-509 (2016).
  12. Markmann, J. F., et al. Impact of portable normothermic blood-based machine perfusion on outcomes of liver transplant. JAMA Surg. 157 (3), 189(2022).
  13. Van Rijn, R., et al. Hypothermic machine perfusion in liver transplantation: A randomized trial. N Engl J Med. 384 (15), 1391-1401 (2021).
  14. Pitchaimuthu, M., Crochet, C., Battula, N. R., Faria, I., Martins, P. N. Machine perfusion organ preservation: Highlights from the American Transplant Congress 2024. Artif Organs. 49 (2), 326-331 (2025).
  15. Berendsen, T. A., et al. A simplified subnormothermic machine perfusion system restores ischemically damaged liver grafts in a rat model of orthotopic liver transplantation. Transplant Res. 1 (1), 6(2012).
  16. Karangwa, S. A., et al. Machine perfusion of donor livers for transplantation: A proposal for standardized nomenclature and reporting guidelines. Am J Transplant. 16 (10), 2932-2942 (2016).
  17. Agius, T., et al. Subnormothermic ex vivo porcine kidney perfusion improves energy metabolism: Analysis using 31P magnetic resonance spectroscopic imaging. Transplant Direct. 8 (10), e1354(2022).
  18. Goutard, M., et al. Exceeding the limits of static cold storage in limb transplantation using subnormothermic machine perfusion. J Reconstr Microsurg. 39 (5), 350-360 (2023).
  19. Burlage, L. C., et al. Optimization of ex vivo machine perfusion and transplantation of vascularized composite allografts. J Surg Res. 270, 151-161 (2022).
  20. Berkane, Y., et al. Towards optimizing sub-normothermic machine perfusion in fasciocutaneous flaps: A large animal study. Bioeng (Basel). 10 (12), 1415(2023).
  21. Berkane, Y., et al. Continuous oxygen monitoring to enhance ex-vivo organ machine perfusion and reconstructive surgery. Biosens Bioelectron. 262, 116549(2024).
  22. Tawa, P., et al. Continuous versus pulsatile flow in 24-hour vascularized composite allograft machine perfusion in swine: A pilot study. J Surg Res. 283, 1145-1153 (2023).
  23. Oubari, H., et al. Development of a 24-h preservation protocol of forearm vascularized composite allotransplants in nonhuman primates using subnormothermic machine perfusion. Transplant Direct. 11 (9), e1849(2025).
  24. Goutard, M., et al. Machine perfusion enables 24-h preservation of vascularized composite allografts in a swine model of allotransplantation. Transpl Int. 37, e100(2024).
  25. Charlès, L., et al. Effect of subnormothermic machine perfusion on the preservation of vascularized composite allografts after prolonged warm ischemia. Transplantation. 108 (11), 2222-2232 (2024).
  26. Kyllar, M., et al. A porcine model: Surgical anatomy of the orbit for maxillofacial surgery. Lab Anim. 50 (2), 125-136 (2016).
  27. Rousou, C., et al. A technical protocol for an experimental ex vivo model using arterially perfused porcine eyes. Exp Eye Res. 181, 171-177 (2019).
  28. Bravo, M. G., Granoff, M. D., Johnson, A. R., Lee, B. T. Development of a new large-animal model for composite face and whole-eye transplantation: A novel application for anatomical mapping using indocyanine green and liquid latex. Plast Reconstr Surg. 145 (1), 67e-75e (2020).
  29. Dickens, B. M. Legal and ethical issues of uterus transplantation. Int J Gynaecol Obstet. 133 (1), 125-128 (2016).
  30. Díaz, L., et al. Ethical considerations in animal research: The principle of 3Rs. Rev Invest Clin. 73 (4), 199-209 (2021).
  31. ARRIVE guidelines. , https://arriveguidelines.org (2024).
  32. MRDC research protections. , https://mrdc.health.mil/index.cfm/collaborate/research_protections/acuro (2024).
  33. NCBI PMC. , https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC6826930 (2024).
  34. Cabanel, L., et al. Establishing a swine model to study uterus dynamic preservation and transplantation. J Vis Exp. (214), e67357(2024).
  35. Meyers, A., et al. Weight gain is an early indicator of injury in ex vivo normothermic limb perfusion (EVNLP). Artif Organs. 47 (2), 290-301 (2023).
  36. Berkane, Y., et al. Towards optimizing sub-normothermic machine perfusion in fasciocutaneous flaps: A large animal study. Bioeng (Basel). 10 (12), 1415(2023).
  37. Berkane, Y., et al. Avancées et perspectives en préservation d'allotransplantations de tissus composites. Bull Acad Natl Med. 208 (9), 1299-1308 (2024).
  38. Brouwers, K., et al. 24-hour perfusion of porcine myocutaneous flaps mitigates reperfusion injury: A 7-day follow-up study. Plast Reconstr Surg Glob Open. 10 (2), e4123(2022).
  39. Cypel, M., et al. Normothermic ex vivo lung perfusion in clinical lung transplantation. N Engl J Med. 364 (15), 1431-1440 (2011).
  40. Agarwal, A., et al. Clinicopathological analysis of uterine allografts including proposed scoring of ischemia reperfusion injury and T-cell-mediated rejection: Dallas uterus transplant study. Transplantation. 106 (1), 167-177 (2022).
  41. Ponticelli, C. Ischaemia-reperfusion injury: A major protagonist in kidney transplantation. Nephrol Dial Transplant. 29 (6), 1134-1140 (2014).
  42. Berkane, Y., et al. VCA supercooling in a swine partial hindlimb model. Sci Rep. 14 (1), 12618(2024).
  43. Filz von Reiterdank, I., et al. Subzero non-freezing of vascularized composite allografts in a rodent partial hindlimb model. Cryobiology. 116, 104950(2024).
  44. Berkane, Y., et al. Supercooling: A promising technique for prolonged preservation in solid organ transplantation, and early perspectives in vascularized composite allografts. Front Transplant. 2, 1269706(2023).
  45. De Vries, R. J., et al. Subzero non-frozen preservation of human livers in the supercooled state. Nat Protoc. 15 (6), 2024-2040 (2020).
  46. De Vries, R. J., et al. Supercooling extends preservation time of human livers. Nat Biotechnol. 37 (10), 1131-1136 (2019).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Przechowywanie ex vivoperfuzja maszynowastatyczne przechowywanie w ch odzienerw wzrokowyprzechowywanie siatk wkinaczyniowe z o one alloprzeszczepyywotno przeszczeputechniki transplantacji
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki Korzystania

Zasady

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.