Artykuł metodologiczny

Ocena dopplera fal pulsacyjnych dysfunkcji rozkurczowej w modelu szczura ZSF-1 dotyczącym nadciśnienia płucnego spowodowanego chorobą lewego serca

DOI:

10.3791/69341

⸱

22 maja 2026

 ,  , 
1Department of Anesthesiology and Critical Care Medicine, Johns Hopkins University, 2Department of Anesthesiology and Critical Care Medicine, Department of Biomedical Engineering, Department of Chemical and Biomolecular Engineering, Johns Hopkins University

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Przedstawiono protokół oceny funkcji rozkurczowej za pomocą ultrasonografii Dopplera w przedklinicznym modelu nadciśnienia płucnego spowodowanego chorobą lewego serca.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dysfunkcja rozkurczowa i niewydolność serca z zachowaną frakcją wyrzutową (HFpEF) są istotnymi czynnikami przyczyniającymi się do nadciśnienia płucnego (PH) spowodowanego chorobą lewego serca. Standardowa ocena in vivo nieprawidłowości relaksacyjnych w modelach przedklinicznych obejmuje dwuwymiarową (2D) echokardiografię z Dopplerem ocenę przepływu transmisalnego i relaksacji tkanek, co jest złożone, kosztowne i wymaga zaawansowanego sprzętu echokardiograficznego. Tutaj cenna metoda zastępcza oceny dysfunkcji rozkurczowej w pH spowodowanym chorobą lewego serca została zademonstrowana w dobrze ugruntowanym modelu gryzoni z użyciem ultrasonografii Dopplera z falą impulsową bez echokardiografii 2D. Rozkurczowy wzorzec przepływu transmitalnego jest identyfikowany na podstawie okna wierzchołkowego i skorelowany z jednoczesnym rejestrem EKG. Indeksy funkcji rozkurczowej są zbierane, a identyfikacja tych indeksów opisana jest w tym protokole. Ta tania, łatwo wdrożona technika identyfikuje istotne markery dysfunkcji rozkurczowej związanej z PH, chorobami sercowo-naczyniowymi i HFpEF. Ponadto reprodukuje jego postęp w czasie, gdy echokardiografia 2D nie jest preferowana lub dostępna. Główne ograniczenia tej metody dotyczą braku wizualizacji struktur serca, potencjalnych niedokładności wynikających z zależności sygnału Dopplerowa od kąta oraz habitusu ciała zwierzęcia, który można złagodzić poprzez dostosowanie lokalizacji sondy i optymalizację jej ustawienia z przepływem krwi.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Nadciśnienie płucne (PH) to śmiertelna choroba bez lekarstwa, charakteryzująca się podwyższonym ciśnieniem krwi płucnej1. Choroba lewego serca (LHD) jest zdecydowanie najczęstszą przyczyną PH na świecie i wiąże się z wysokimi kosztami oraz znaczną zachorowalnością 2,3. Przyczyny PH-LHD sercowych to wiele różnych czynników prowadzących do dysfunkcji skurczowej lub rozkurczowej, takich jak niewydolność serca, która jest wieloaspektowym zespołem klinicznym i nadal należy do głównych przyczyn śmiertelności na świecie4. Wśród pacjentów z niewydolnością serca HFpEF stanowi ponad połowę hospitalizacji opartych na incydentach, 4,5. Dysfunkcja rozkurczowa została zidentyfikowana jako jeden z najważniejszych czynników prekursorów i fundamentalna cecha współdziałania HFpEF i pH wynikającego z LHD (PH-LHD)6,7. Z powodu braku odpowiednich modeli przedklinicznych, które odwzorowują większość klinicznych i subklinicznych cech PH i HFpEF, zrozumienie mechanizmów leżących u podstaw tych chorób jest niepełne7.

Dysfunkcja rozkurczowa jest cechą charakterystyczną PH-LHD i można ją ocenić za pomocą echokardiografii 2D oraz Dopplera8. Dwuwymiarowe i Dopplerowskie metody oceny funkcji rozkurczowej lewej komory obejmują między innymi szczytową prędkość wczesnej rozkurczowej fali E, szczytową późną falę rozkurczową A, czas trwania zastawki mitralnej A (odstęp czasu od początku fali A do końca fali A przy zerowej wartości bazowej), stosunek E/A zastawki mitralnej, czas spowolnienia fali E (DT, odstęp czasu od szczytowej fali E ekstrapolowany do zerowej prędkości bazowej), obrazowanie tkanek Dopplera (TDI) pierścienia zastawki mitralnej przegrody (e', parametr echokardiograficzny rozluźnienia tkanki pierścienia zastawki mitralnej) oraz IVRT (czas relaksacji izowolulicznej, czyli czas między zamknięciem zastawki aortowej a jej otwarciem). Markery echokardiograficzne zaburzonej relaksacji obejmują kombinację zmniejszonego lub odwróconego stosunku E/A w kontekście augmentacji fali A i redukcji fali E, wydłużonego IVRT, skróconego czasu spowolnienia fali E, opóźnionych indeksów Dopplera tkanek (wydłużona prędkość e', podwyższona średnia przegroda E/e') oraz niższą wartość bezwzględną globalnego odkształcenia podłużnego (GLS)9. Badania porównujące pomiary echokardiograficzne i inwazyjne hemodynamiczne wykazały, że pomiary echokardiograficzne i inwazyjne są porównywalne i stanowią wiarygodną metodę oceny hemodynamiki serca10. Jednak echokardiografia 2D jest złożona, kosztowna i wymaga zaawansowanego sprzętu oraz personelu do echokardiografii. Te czynniki stanowią istotne ograniczenie w śledzeniu postępu choroby u zwierząt. W konsekwencji badacze polegają albo na dwóch miarach (początku i końca badania) w badaniach longitudinalnych, albo na pojedynczych pomiarach w projektowaniu przekroju przekrojowym.

Wśród tych parametrów dysfunkcji rozkurczowej można ocenić echokardiografię impulsową Dopplerowską za pomocą impulsowej fali dopplerowskiej, co eliminuje potrzebę stosowania echokardiografii 2D. W tym artykule protokół oceny funkcji rozkurczowej metodą Dopplera został przedstawiony w dobrze ugruntowanym modelu szczura ZSF-1 PH-LHD11. Łącznie 25 samców szczurów ZSF1 (10 genetycznie otyłych i 15 genetycznie szczupłych) było poddłużnie obserwowanych i badanych sonograficznie pod kątem rozwoju dysfunkcji rozkurczowej przez szesnaście tygodni między 8 a 24 tygodniami życia. Te same parametry echokardiograficzne oceniano w obu kohortach. Wszystkie zwierzęta zostały ocenione na początku (8 tygodni życia). Dowody na dysfunkcję rozkurczową w Dopplerze ujawniły się już w wieku 16 tygodni, kiedy wykonano pomiary pośrednie. Pomiary końcowe wykonano w wieku 24 tygodni. Podczas gdy badacz zbierający dane nie mógł zostać oślepiony z powodu oczywistego przyrostu masy ciała w grupie otyłej, badacz analizujący dane był ślepy na fenotyp zwierząt. Chociaż ta łatwo wdrożalna metoda umożliwia podłużną ocenę postępu choroby u gryzoni, ograniczenia tej metody obejmują zależność od kąta sygnału Dopplerowskiego dobrej jakości, co może być trudne do uzyskania w zależności od ustawienia sondy i wielkości zwierzęcia.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszystkie procedury były przeprowadzane zgodnie z zatwierdzeniem Komitetu ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt Uniwersytetu Johnsa Hopkinsa (ACUC) dla protokołu RA21M273. Żadne zwierzę nie było narażone na dyskomfort podczas zbierania danych ani celów pomiarów. Odczynniki i używany sprzęt są wymienione w Tabeli Materiałów.

1. Przygotowanie sprzętu i zwierzęcia

  1. Umyj komorę znieczuloną 70% alkoholem etylowym i wytrzyj wszystkie powierzchnie.
  2. Wyściełuj komorę jednorazowym matem do przewijania i ręcznikami papierowymi. Upewnij się, że otwory wlotowe i wypływowe gazu nie są zatkane.
  3. Zachowaj następujące środki ostrożności związane z bezpieczeństwem i znieczuleniem:
    1. Upewnij się, że stacja znieczulona jest ustawiona w dobrze wentylowanym miejscu.
    2. Sprawdź sprzęt do znieczulenia pod kątem wycieków i awarii.
    3. Unikaj włączania waporyzatora, dopóki obwód nie zostanie podłączony do zwierzęcia.
    4. Utrzymuj ciągły przepływ tlenu przez cały eksperyment.
    5. Upewnij się, że system oczyszczania jest spójny z układem znieczulającym.
    6. Zatkaj szczelinę między stożkiem nosa a nosem zwierzęcia kawałkiem taśmy, aby ograniczyć rozcieki znieczulających i zapobiec ucieczce zanieczyszczeń do powietrza.
    7. Zmniejszenie przepływu świeżego gazu w układzie znieczulenia podczas fazy utrzymania znieczulenia. Zaleca się stosowanie najniższego możliwego przepływu świeżego gazu.
    8. Po zakończeniu eksperymentu kontynuuj podawanie tlenu z wysokim przepływem, aby wypłukać resztki środka znieczulenia i układ oddechowy.
  4. Otwórz zbiornik tlenu (100%) i pozwól na swobodny przepływ tlenu do komory znieczulej.
  5. Otwórz klatkę i umieść je w komorze znieczulającej.
  6. Zamknij komorę szczelnie.
  7. Otwórz parownik izofluranowy i pozwól na swobodny przepływ 2% do 3% izofluranu do komory znieczulającej, zmieszanego z tlenem (2 L/min).
  8. Pozwól zwierzęciu wdychać mieszankę gazów tlenowo-izofluranowych przez maksymalnie 3 minuty lub do osiągnięcia odpowiedniej głębokości znieczulenia ogólnego.
    UWAGA: Znieczulenie uznaje się za odpowiednie, gdy zwierzę nie reaguje na bodźce nietoksyczne ani szkodliwe przed rozpoczęciem eksperymentu, jednocześnie oddychając spontanicznie i bez wysiłku.

2. Wykonanie śladowania EKG

  1. Włącz tablet podłączony do pada do śledzenia EKG. Wybierz RSMonitor spośród dostępnych aplikacji. Włącz padkę EKG, naciskając okrągły przycisk z przodu.
    UWAGA: Migające zielone światło oznacza, że EKG Pad łączy się z tabletem. Stałe zielone światło oznacza zakończenie parowania.
  2. Kliknij USTAWIENIA w prawym dolnym rogu interfejsu użytkownika.
  3. Wybierz PRESETS z rozwijanego menu ustawień eksperymentalnych.
  4. Kliknij w menu rozwijane w sekcji Zapisane Presety.
  5. Wybierz Rat CV i kliknij OK w prawym dolnym rogu.
    UWAGA: Podkładka powinna być w trybie "Rat", aby umożliwić wykrywanie EKG za pomocą łap.
  6. Umyj podkładkę EKG 70% alkoholem etylowym, aby usunąć wszelkie pozostałości żelu EKG.
  7. Kup wysokoprzewodzący żel elektrody do EKG oraz rozpuszczalny w wodzie żel ultrasonograficzny do Dopplera.
  8. Otwórz przepływ mieszanki gazowej do stożka nosowego.
  9. Ułóż znieczulone zwierzę na plecach nieinwazyjnej poduszki EKG, z nosem w odpowiednio dopasowanym stożku nosa. Ustaw moc waporyzatora między 1,5%-2% (przepływ tlenu na 1 L/min). Zapewnij swobodny przepływ izofluranu do stożka nosa.
  10. Wyłącz dopływ gazu w kierunku komory znieczulającej.
  11. Nałóż niewielką ilość żelu elektrody na grzbietową stronę przednich łap za pomocą aplikatora z bawełnianym końcówką oraz na podeszwową stronę tylnych łap. Przymocuj łapki taśmą na powierzchni styku elektrody podkładki EKG i upewnij się, że żel elektrody ma wystarczający kontakt z podkładką EKG.
    UWAGA: Myszy potrzebują mniejszego stożka nosa niż szczury.
  12. Usuń owłosienie na klatce piersiowej i brzuchu zwierzęcia za pomocą delikatnego kremu depilatora, aby ułatwić lepszy kontakt ze skórą. Zetrzyj resztki kremu depilacyjnego, aby uniknąć podrażnień skóry.
    UWAGA: Krem depilacyjny należy nakładać przez minimalny czas i dokładnie usuwać, aby zapobiec podrażnieniom skóry.
  13. Upewnij się, że na monitorze komputera wyświetlane są izoelektryczne parametry bazowe oraz fala P-QRS-T na śledzeniu EKG.
    UWAGA: W zależności od tętna, amplitudy P i T mogą nie być odróżnialne od kompleksu QRS, a fala R jest najważniejszym elementem do określania czasu przebiegów Dopplera.

3. Konfiguracja komputera

  1. Włącz komputer.
  2. Stwórz folder na komputerze identyfikujący zwierzę i dane zainteresowania. Migawki wykonane podczas eksperymentu będą zapisywane w tym folderze.
  3. Włącz impulsowy transceiver Doppler z przodu i z tyłu (duże niebieskie pudełko).
  4. Włącz procesor sygnału Dopplera (mała skrzynka).
  5. Otwórz ikonę Stacji roboczej przetwarzania sygnałów Dopplera, aby uruchomić oprogramowanie.
    UWAGA: Początkowe ustawienia systemu są następujące: 10 MHz lub 20 MHz w ustawieniach systemu, częstotliwość próbkowania: 125 kHz, rozmiar próbki: 512, filtr dolnoprzepustowy: 150 kHz, co jest wystarczające dla większości eksperymentów.
  6. Kliknij Setup w lewym górnym rogu.
  7. Wybierz System Setup.
  8. Wybierz odpowiednią częstotliwość sondy dla eksperymentu (20 MHz dla myszy i małych szczurów, 10 MHz dla dużych szczurów).
    UWAGA: Interfejs składa się z dwóch paneli: górnego do wyświetlania spektrogramów prędkości Dopplera oraz dolnego do wyświetlania EKG.
  9. Podłącz sondę 20 MHz podczas badania młodego szczura lub myszy. Użyj sondy 10 MHz dla starszych, większych lub otyłych szczurów. Warto zauważyć, że obie sondy można podłączyć jednocześnie, a moduł transceivera Dopplera umożliwia łatwe przełączanie się między częstotliwościami/sondami (przełącznik z przodu).
  10. Ustaw ustawienia Dopplera na module transceiveru:
    1. Upewnij się, że przenośny przetwornik sondy jest ustawiony na kanał A lub B.
      UWAGA: Wybór gniazdka nie będzie miał wpływu na akwizycję danych ani nie spowoduje zmian w oprogramowaniu.
    2. Wybierz odpowiedni kanał 10/20 MHz do obsługi przenośnej sondy 10/20 MHz.
    3. Ustaw częstotliwość powtarzania impulsów (PRF) na 62 kHz, aby uzyskać optymalną niejednoznaczność zakresu, aby zwiększyć maksymalną prędkość wykrywaną za pomocą PW Dopplera od najbardziej najbliższej objętości próbki, minimalizując jednocześnie aliasing.
    4. Ustaw przełącznik KIERUNEK na TWD , aby każdy przepływ zmierzający w stronę sondy był wyświetlany jako przebieg powyżej linii bazowej przepływu zerowego.
      UWAGA: Każdy przepływ oddalający się od sondy będzie wyświetlany jako przebieg poniżej linii bazowej przepływu zerowego.
    5. Dostosuj ZAKRES do 2,5 - 3,5 mm dla myszy i 4-6 mm dla szczurów, aby wybrać głębokość, na jakiej objętość będzie umieszczana próbka.
      UWAGA: Serce szczura znajduje się w odległości pierwszych 1 cm od powierzchni przetwornika, natomiast serce myszy znajduje się w pierwszych 0,5 cm. Odległość od styku skóra z sondą do środka objętości próbki jest mierzona, a zakres wykrywania przepływu transmitralnego będzie się różnił w zależności od wielkości, wieku i habitusu organizmu zwierzęcia.
    6. Ustaw FILTER na 15 , aby wygładzić prędkość fazową wyjściową do "tłumionej", uniknąć zawyżania lub zaniżania prędkości oraz zapewnić optymalne oszacowanie prędkości.
  11. Naciśnij GO w lewym górnym rogu ekranu interfejsu użytkownika. Pojawi się okno wyskakujące (pop-up).
    1. W nowym oknie wpisz odpowiednie informacje o nabyciu (typ zwierzęcia, płeć, data urodzenia, wiek w dniu nabycia, waga itd.).
    2. Wybierz wybrany gotowy folder z rozwijanego menu w Directory (aby utworzyć folder, patrz krok 3.2) wraz z identyfikatorami zwierząt i eksperymentów.
    3. Naciśnij OK.
      UWAGA: Początkowy numer pliku jest ustawiony na _00.
    4. Dostosuj linię bazową EKG, przesuwając ją w górę lub w dół za pomocą paska skali po lewej (kliknij lewym przyciskiem myszy na oś i przeciągnij w górę lub w dół), aby fale R były wyraźnie widoczne.
      UWAGA: Linię bazową można przesunąć, trzymając kursor na panelu EKG, klikając prawym przyciskiem myszy i przesuwając ją do przodu i do tyłu.

4. Wykonywanie pomiarów Dopplera

  1. Nałóż niewielką ilość żelu ultradźwiękowego na okolice śródmostkowej/nadbrzusznej klatki piersiowej i brzucha zwierzęcia, aby ułatwić transmisję ultradźwięków między sondą a skórą.
  2. Umieść sonda środkową Dopplera pod przeponą poniżej mostka (tuż poniżej i nieco na lewo od ksyloidu), głową skierowaną głową i na lewe ucho zwierzęcia, i rozpocznij skanowanie przepływu, powoli poruszając sondą w małym okrężnym ruchu z rosnącym promieniem (po 1 mm naraz), wykonując precyzyjne ruchy dłoni.
  3. Utrzymuj delikatny nacisk sondy na skórę pod przeponą przez cały czas.
  4. Jeśli przepływ mitralny nie zostanie wykryty, dostosuj RANGE w razie potrzeby, obracając pokrętło RANGE o 0,5 mm, aby wykryć przebieg transmisjalny (rysunek 1A), powtarzając ruch skanowania kołowego przy każdym obrócie pokrętła.
    UWAGA: Nad linią zerową (gdy przełącznik kierunku jest ustawiony na "TWD" (w kierunku)) pojawi się układ przepływu rozkurczowego w kształcie litery M odpowiadający przepływowi przez zastawkę mitralną zachodzącemu przy jej otwarciu. Warto zauważyć, że większość przepływu powinna być powyżej poziomu bazowego dla wzorca przepływu zastawki mitralnej, podczas gdy asymetryczny przebieg w kształcie litery V, który znajduje się głównie poniżej poziomu bazowego, wskazuje na przepływ skurczowy przez inną zastawkę, na przykład zastawkę aortową. Jeśli napotkamy przebieg zgodny z wzorem przepływu w aorcie, przesuń końcówkę lekko w prawo zwierzęcia i przechyl ją w górę (wymaga minimalnego ruchu o jeden milimetr lub dwa). Wszystkie sygnały są wyświetlane w czasie rzeczywistym. Przepływ rozkurczowy przez zastawkę trójcząstę będzie wyglądał jako podobny przebieg w kształcie litery M powyżej linii bazowej; jednak ze względu na mniejszy gradient ciśnienia między prawym przedsionkiem a prawą komorą, prędkości szczytowe będą znacznie niższe (Rysunek 1B). Jeśli napotkamy przebieg zgodny z przepływem zastawki trójkątnej, przesuń sondę lekko w lewo od zwierzęcia, nie zmieniając kąta względem skóry.
  5. Zapewnij jednoczesne wyświetlanie przebiegu Dopplera i EKG na ekranie.
    UWAGA: Prędkość przesuwania EKG można regulować do komfortowego poziomu, klikając strzałki w górę/dół w prawym dolnym rogu panelu. Optymalnie widzialne są 4-5 uderzeń na ekranie.

5. Pozyskiwanie danych z ultrasonografii Dopplera

  1. Tworz migawki za pomocą pedału nożnego, gdy już zidentyfikowasz właściwy przepływ. Można to powtarzać wielokrotnie w zależności od potrzeby, aby uzyskać optymalną jakość danych.
    UWAGA: Idealny obraz pokaże wyraźną definicję granic spektralnych, brak rozszerzania spektralnego, brak uzupełniania spektralnego, jednoczesne wyświetlanie przepływu do przodu i tyłu oraz jednoczesne wyświetlanie rozkurczowych przepływów transmisalnych i skurczowych w aorcie. Migawki są automatycznie zapisywane po naciśnięciu pedału nożnego.
  2. Zatrzymaj akwizycję danych, gdy będziesz zadowolony z jakości danych, klikając przycisk STOP w prawym górnym rogu interfejsu użytkownika. Do wiarygodnego oddania średnich prędkości oraz czasów kurczenia i relaksacji konieczne jest co najmniej 3 replikacje pary fal EKG i Dopplera.
  3. Kliknij menu Plik w górnym pasku funkcji.
  4. Wybierz Otwórz z menu rozwijanego.
  5. Wybierz plik o najwyższej jakości danych z gotowego folderu do analizy.
  6. Kliknij na Analizę w lewym górnym rogu. Pojawi się okno wyskakujące (pop-up).
    1. Wybierz Krok 2: Ogólne przygotowanie
      1. Typ danych: Doppler
      2. Sygnał: dopływ mitralny
      3. Animal: Wybierz odpowiedni model do eksperymentu.
      4. Ustaw "Wszystkie nazwy pomiarów" pod domyślnymi nazwami pomiarów.
  7. Przejdź do Step 5: R peak editor z rozwijanego menu Analysis Control. Wybierz markery szczytów Display beat i R. Wybierz Automatyczne obliczanie.
    UWAGA: Pojawią się zielone znaczniki szczytu R. Ustaw zielone znaczniki z końcówkami fal R. Niepożądane znaczniki bitu można usunąć z panelu, kładąc kursor na znaczniku i wykonując szybki ruch w prawo do przodu myszką, trzymając prawy przycisk myszy.
  8. Kliknij Krok 6: Edytor bitów z rozwijanego menu Analysis Control. Wybierz markery szczytów Display beat i R oraz kliknij Wybierz wszystkie bity.
  9. Kliknij Krok 7: Edytor markerów z rozwijanego menu Analysis Control. Kliknij na Pokaż markery analizy. Wybierz pożądany parametr do pomiaru w sekcji "Wybrany aktualny marker".
    1. Upewnij się, że dla kompletności danych wymagane są następujące parametry (Rysunek 1):
      1. ES: wczesny start. To początek ruchu w górę wczesnego przepływu rozkurczowego, mierzonego na poziomie wyjściowym.
      2. EPV: wczesna prędkość szczytowa. Pierwsza prędkość szczytowa powyżej linii bazowej odzwierciedla gradient ciśnienia lewego przedsionka (LA) - lewej komory (LV) podczas wczesnego rozcięcia (jest to szczytowa prędkość przepływu pasywnego z LA do LV wynikająca z istniejącego gradientu ciśnienia LA-LV).
      3. EEAS: wczesne zakończenie, rozpoczęcie przedsionków. Odzwierciedla wyrównywanie ciśnień i zatrzymanie przepływu między LA a LV (diastaza).
      4. APV: szczytowa prędkość przedsionkowa. Druga szczytowa prędkość powyżej linii bazowej odzwierciedla gradient ciśnienia lewej przedsionka i lewej komory podczas późnej rozkoszy. Jest to maksymalna prędkość przepływu krwi podczas "kopnięcia przedsionkowego".
      5. AE: koniec przedsionka. Odzwierciedla to zatrzymanie przepływu na końcu późnego rozgoru oraz wyrównanie ciśnienia między LA-LV.
      6. IVCTE: koniec czasu skurczu izowolumowego. Jest to odstęp czasu między zamknięciem zastawki mitralnej a jej otwarciem w momencie wystąpienia systolu.
      7. IVRT: zaczyna się czas relaksacji izowolumicznej. Jest to odstęp czasu między zamknięciem zastawki aortalnej a jej otwarciem na początku rozgoru.
    2. Po wykonaniu powyższych pomiarów wybierz Krok 8: Wyniki pomiarów z rozwijanego menu Analysis Control .
    3. Skopiuj dane do pliku Excel, klikając Kopiuj wyniki do schowka. Zapisz dane z Excela.
    4. Zamknij okno "Kontrola analizy".
    5. Kliknij na File w lewym górnym rogu i wybierz Zapisz. To pozwoli zaoszczędzić wykonane pomiary.
    6. Opuszczaj stanowisko przetwarzania sygnałów Dopplera.

6. Zakończenie eksperymentu

  1. Wyłącz izofluran i zdejmij taśmę z łap zwierzęcia.
  2. Usuń zwierzę z elektrody.
  3. Oczyść resztki kremu depilacyjnego i żelu elektrodowego.
  4. Umieść go z powrotem w klatce, aby mieć dostęp do wody i jedzenia.
  5. Pozwól zwierzęciu na regenerację po znieczuleniu podczas monitorowania zgodnie z protokołem instytucjonalnym.
  6. Wyłącz tlen.
  7. Wyczyść komorę znieczulającą.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Metoda ta umożliwia podłużną ocenę funkcji rozkurczowej w PH-LHD. Aby najdokładniej ocenić funkcję rozkurczową, wzorce przepływu przed- i wstecznego związane z otwieraniem i zamykaniem zastawki mitralnej i aortowej należy wizualizować w obrębie tego samego cyklu serca przez wiele cykli (Rysunek 1). Zamknięcie zastawki aortowej oznacza początek rozgoru, którego najwcześniejszą fazą jest relaksacja izowolumiczna, poprzedzająca otwarcie zastawki mitralnej i późniejsze rozpoczęcie dwufazowego pr...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W tym artykule zademonstrowano metodę zastępczą oceny dysfunkcji rozkurczowej w PH-LHD w dobrze ugruntowanym modelu gryzoni z użyciem impulsowego ultrasonografii Dopplera bez echokardiografii 2D. Rozkurczowy wzorzec przepływu transmisyjnego jest identyfikowany na podstawie okna wierzchołkowego i skorelowany z jednoczesnym rejestrowaniem EKG, co pozwala na określenie wskaźników funkcji rozkurczowej. Ta tania technika identyfikuje markery funkcji i dysfunkcji rozkurczowej podłużnie, unikając potrzeby kosztownej echokardiog...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają żadnych relacji finansowych z żadnym producentem użytych materiałów.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Prace te zostały wsparte przez Career Development Award Amerykańskiego Stowarzyszenia Kardiologii dla MB (24CDA1267633), nagrodę NHLBI R56 dla JS (1R56HL169285) oraz nagrodę NHLBI dla LS (R01HL14811201).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Przygotowanie do znieczuleniaVetEquip Inc.901806
KomputerDell7420 Plus
Patyk watowyPuritan Medical Products Company806-WC
Krem do depilatora   Church i Dwight300725
Sonda Dopplera 10 i 20MHzINDUS InstrumentsNA
Układ DoppleraINDUS InstrumentsNA
Podkładka EKGINDUS InstrumentsNA
Żel elektrodyLaboratoria Parkera45993
Vaporizer izofluranowy VetEquip Inc.911103
Żel ultradźwiękowyLaboratoria Parkera45659
Wentylowana komora indukcyjna znieczulającaVetEquip Inc.942102

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Simonneau, G., et al. Haemodynamic definitions and updated clinical classification of pulmonary hypertension. Eur Respir J. 53 (1), 1801913(2019).
  2. Ghoreishi, M., et al. Pulmonary hypertension adversely affects short- and long-term survival after mitral valve operation for mitral regurgitation: Implications for timing of surgery. J Thorac Cardiovasc Surg. 142 (6), 1439-1452 (2011).
  3. Charalampopoulos, A., et al. Pathophysiology and diagnosis of pulmonary hypertension due to left heart disease. Front Med (Lausanne). 5, 174(2018).
  4. Dunlay, S. M., Roger, V. L., Redfield, M. M. Epidemiology of heart failure with preserved ejection fraction. Nat Rev Cardiol. 14 (10), 591-602 (2017).
  5. Savarese, G., et al. Global burden of heart failure: A comprehensive and updated review of epidemiology. Cardiovasc Res. 118 (17), 3272-3287 (2023).
  6. Thenappan, T., et al. Clinical characteristics of pulmonary hypertension in patients with heart failure and preserved ejection fraction. Circ Heart Fail. 4 (3), 257-265 (2011).
  7. Bauer, M., Gadkari, M., Martinez Yus, M., Santhanam, L., Steppan, J. Sexual dimorphism in animal models of heart failure with preserved ejection fraction. J Appl Physiol (1985). 138 (6), 1449-1473 (2025).
  8. Cameron, D. M., Mclaughlin, V. V., Rubenfire, M., Visovatti, S., Bach, D. S. Usefulness of echocardiography/Doppler to reliably predict elevated left ventricular end-diastolic pressure in patients with pulmonary hypertension. Am J Cardiol. 119 (5), 790-794 (2017).
  9. Nagueh, S. F., et al. Recommendations for the evaluation of left ventricular diastolic function by echocardiography and for heart failure with preserved ejection fraction diagnosis: An update from the American Society of Echocardiography. J Am Soc Echocardiogr. 38 (7), 537-569 (2025).
  10. Yavuz, Y. E., Soylu, A., Gurbuz, A. S. The relationship of systemic and pulmonary arterial parameters with HFPEF scores (h(2) fpef, hfa-peff) and diastolic dysfunction parameters in heart failure patients with preserved ejection fraction. J Clin Ultrasound. 52 (1), 39-50 (2024).
  11. Villalba-Orero, M., Garcia-Pavia, P., Lara-Pezzi, E. Noninvasive assessment of HFPEF in mouse models: Current gaps and future directions. BMC Med. 20 (1), 349(2022).
  12. Watson, L. E., Sheth, M., Denyer, R. F., Dostal, D. E. Baseline echocardiographic values for adult male rats. J Am Soc Echocardiogr. 17 (2), 161-167 (2004).
  13. Kass, D. A. Assessing and interpreting diastolic function in animal models of heart disease. J Mol Cell Cardiol. 197, 1-4 (2024).
  14. Schnelle, M., et al. Echocardiographic evaluation of diastolic function in mouse models of heart disease. J Mol Cell Cardiol. 114, 20-28 (2018).
  15. Westenberg, J. J. Cmr for assessment of diastolic function. Curr Cardiovasc Imaging Rep. 4 (2), 149-158 (2011).
  16. Robinson, S., et al. The assessment of left ventricular diastolic function: Guidance and recommendations from the British Society of Echocardiography. Echo Res Pract. 11 (1), 16(2024).
  17. Del Buono, M. G., et al. Heart failure with preserved ejection fraction diagnosis and treatment: An updated review of the evidence. Prog Cardiovasc Dis. 63 (5), 570-584 (2020).
  18. Little, W. C., Oh, J. K. Echocardiographic evaluation of diastolic function can be used to guide clinical care. Circulation. 120 (9), 802-809 (2009).
  19. Reddy, Y. N. V., Carter, R. E., Obokata, M., Redfield, M. M., Borlaug, B. A. A simple, evidence-based approach to help guide diagnosis of heart failure with preserved ejection fraction. Circulation. 138 (9), 861-870 (2018).
  20. Ram, R., Mickelsen, D. M., Theodoropoulos, C., Blaxall, B. C. New approaches in small animal echocardiography: Imaging the sounds of silence. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 301 (5), H1765-H1780 (2011).
  21. Anavekar, N. S., Oh, J. K. Doppler echocardiography: A contemporary review. J Cardiol. 54 (3), 347-358 (2009).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Przep yw przezmitralnyUSG Doppleraniewydolno sercaHFpEFwska niki funkcji rozkurczowej

Powiązane artykuły