Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Wpływ recepty Yi-nao-jie-yu na depresję po udarze u szczurów stosujących okluzję środkowej tętnicy mózgowej w połączeniu z ograniczeniem behawioralnym

424 wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/69537

⸱

9 stycznia 2026

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1School of Traditional Chinese Medicine, Capital Medical University, 2Guang'anmen Hospital, China Academy of Chinese Medical Sciences, 3Capital Medical University Yanjing College, 4School of Basic Medical Sciences, Capital Medical University, 5Beijing Hospital of Traditional Chinese Medicine, Capital Medical University

W tym artykule

Podsumowanie

Protokół ten opisuje ustanowienie modelu depresji po udarze (PSD) na szczurze poprzez połączenie okluzji tętnicy środkowej (MCAO) z przewlekłym, łagodnym stresem, ograniczaniem zachowań i izolacją oraz ocenę terapeutycznych efektów recepty Yi-nao-jie-yu (YNJYP) za pomocą testów behawioralnych.

Streszczenie

Depresja po udarze (PSD) to powszechne, możliwe do leczenia powikłanie udaru, charakteryzujące się objawami depresyjnymi i somatycznymi, które utrudniają powrót do zdrowia pacjenta i jakość życia. Niniejsze badanie opisuje protokół łączący okluzję środkowej tętnicy mózgowej (MCAO) z zachowaniem i izolacją w celu opracowania modelu PSD u szczurów, a także ocenia terapeutyczny wpływ recepty Yi-nao-jie-yu (YNJYP) na neurogenezę dorosłych u szczurów z PSD. Do ustanowienia modelu szczury w grupach udaru, PSD, fluoksetyny chlorowodorku (FXT) i YNJYP przeszły MCAO: przesuwano szew monofilamentowy z tętnicy szyjnej wewnętrznej do tętnicy środkowej (MCA) przez 2 godziny niedokrwienia, po czym nastąpiła reperfuzja. Od 7. dnia po MCAO szczury z grup PSD, FXT i YNJYP były trzymane w pojedynczych miejscach i unieruchomione na specjalnie zaprojektowanej platformie w kształcie litery T przez 2 godziny dziennie przez 7 dni. Oceny behawioralne obejmowały test wymuszonego pływania (FST, na rozpacz), test na spożycie sacharozy (SCT, na anhedonię) oraz test na otwartym polu (OFT, na zachowania eksploracyjne). W 4 i 8 tygodniach po udarze szczury z PSD wykazywały dłuższy czas nieruchomości w FST oraz niższą preferencję sacharozy w SCT niż szczury po udarze (P < 0,01). YNJYP odwrócił te zachowania przypominające depresję (P < 0,01), z efektywnością porównywalną z FXT. Protokół ten potwierdza ważność modelu PSD oraz potencjał terapeutyczny YNJYP, poparty rygorystycznymi eksperymentami i analizą danych.

Wprowadzenie

Depresja po udarze (PSD) to powszechne i możliwe do leczenia powikłanie udaru, które znacząco wpływa na proces rehabilitacji oraz jakość życia pacjentów. Pacjenci z PSD cierpią nie tylko na fizyczne zaburzenia funkcjonalne, ale także z zaburzeniami psychicznymi, takimi jak obniżony nastrój i utrata zainteresowania. To znacznie utrudnia regenerację funkcji neurologicznych, a nawet zwiększa wskaźnik śmiertelności. Obecnie patogeneza PSD jest złożona i obejmuje wiele aspektów, takich jak neurobiologia, zaburzenia równowagi neuroprzekaźników oraz reakcja zapalna. Istnieje pilna potrzeba dogłębnego zbadania skutecznych metod interwencji.

Głównym celem tej metody jest stworzenie wiarygodnego i powtarzalnego modelu PSD na szczurach, który wiernie naśladuje ludzką kondycję poprzez połączenie okluzji środkowej tętnicy mózgowej (MCAO) z przewlekłym, łagodnym stresem (CMS, głównie ograniczanie behawioralne) oraz izolacją w obudowaniu, a także wykorzystanie tego modelu do oceny potencjalnych terapii, takich jak Yi-nao-jie-yu Prescription (YNJYP). Uzasadnienie opracowania tej techniki wynika z potrzeby integracji zarówno początkowego niedokrwiennego ataku, jak i późniejszego przewlekłego stresu psychicznego, które są uznawane za kluczowe składniki patogenezy PSD, w jednym standaryzowanym modelu 1,2,3. W porównaniu z alternatywnymi metodami, takimi jak te oparte wyłącznie na rozbudowanych paradygmatach CUMS, protokół ten oferuje bardziej skoncentrowane i powtarzalne podejście, wykorzystując specyficzną formę ograniczania behawioralnego, mającą na celu symulację ograniczenia ruchu, często doświadczanego przez pacjentów po udarze 3,4,5.

Model ten przyczynia się do szerszej literatury dotyczącej PSD, oferując szczegółowe, praktyczne ramy do indukowania i oceny PSD u gryzoni, odpowiadając na potrzebę standaryzacji w badaniach przedklinicznych. Naukowcy zainteresowani analizą łącznych patofizjologicznych skutków niedokrwienia mózgu i stresu po udarze lub poszukiwaniem nowych interwencji w leczeniu PSD mogą uznać ten protokół za odpowiedni, ponieważ jasno określa procedury tworzenia modeli, aplikacji stresu i oceny behawioralnej.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Protokół badań na zwierzętach został zatwierdzony przez Komitet ds. Opieki i Wykorzystania Zwierząt Uniwersytetu Medycyny Chińskiej w Pekinie. Odczynniki i używany sprzęt są wymienione w Tabeli Materiałów.

1. Przygotowanie

  1. Zdobądź 216 samców szczurów Sprague-Dawley (SD) wolnych od patogenów specyficznych (SPF), ważących 300-320 g.
  2. Przyzwyczaj szczury do środowiska mieszkaniowego przez tydzień przed eksperymentem.
    1. Utrzymuj warunki mieszkaniowe na poziomie 23 ± 3 °C, wilgotności 45% ± 5% oraz 12-godzinny cykl światła/ciemności (światła włączone o 8:00 rano, wyłączone o 20:00).
    2. Pięć szczurów w klatce z dostępem do sterylnej żywności i wody.
      UWAGA: Minimalizuj liczbę używanych zwierząt i zmniejszaj cierpienie poprzez delikatne traktowanie i zoptymalizowane procedury (np. regulowane pasy zapobiegające tłumieniu oddechów).

2. Operacja zamknięcia środkowej arterii mózgowej (MCAO)

UWAGA: Ten krok opisuje ustanowienie modelu MCAO/reperfuzji (MCAO/R), zmodyfikowanego na podstawie Bedersona i in.6.

  1. Przygotuj szczury do operacji.
    1. Szczury poszczą przez noc (12 godzin) przed operacją (bez ograniczeń wody).
      UWAGA: Wszystkie zabiegi chirurgiczne wykonywane są techniką aseptyczną: narzędzia chirurgiczne są autoklawowane przed użyciem, operator nosi sterylne rękawice, a obszar operacyjny jest przykryty sterylną zasłoną.
    2. Znieczulanie szczurów poprzez podanie 1% pentobarbitalu sodu (50 mg/kg) wewnątrzotrzewnejowego. Potwierdź głębokość znieczulenia odruchem uszczypania palców u stóp oraz monitorowaniem częstości oddechu. Utrzymuj temperaturę ciała podczas operacji, umieszczając szczury na termoforze (37 ± 0,5 °C) aż do pełnego powrotu do zdrowia. Podczas operacji należy nałożyć maść okulistyczną z erytromycyną lub sztuczne łzy na oba oczy szczura, aby zapobiec wysuszeniu rogówki.
      UWAGA: W badaniu nie stosowano środków przeciwbólowych ani przed- ani pooperacyjnych, ponieważ NLPZ i opioidy mogą zakłócać stan zapalny po niedokrwiennym i ocenę objętości zawału8.
      UWAGA: Pentobarbital sodu to kontrolowane znieczulenie. Trzymaj się w okapie parowym, zakładaj rękawiczki i gogle oraz przechowuj w zamkniętej szafce zgodnie z przepisami instytucji.
  2. Zabezpiecz i przygotuj miejsce operacji.
    1. Ułóż znieczulone szczury na plecach i napraw ich kończyny. Podczas operacji umieść szczura na termoforze (37 ± 0,5 °C) i monitoruj temperaturę ciała.
    2. Ogol futro na szyi. Od miejsca nacięcia nałóż peeling powidonowo-jodowy, zaczynając od miejsca nacięcia, następnie 75% etanolu w tym samym okrężnym stylu od środka na zewnątrz i powtórz tę sekwencję jeszcze 2 razy. Przykryj obszar operacyjny sterylną zasłoną (zmienianą dla każdego szczura).
  3. Odsłonić i przygotować naczynia szyjne.
    1. Wykonaj 2-3 cm nacięcie na linii środkowej w skórze szyi, a następnie tępo rozciąć gruczoły podskórne i powięź. Oddziel tętnicę szyjną wspólną (CCA), tętnicę szyjną wewnętrzną (ICA) i tętnicę szyjną zewnętrzną (ECA), które są tworzone przez gałęzie CCA.
    2. Zlokalizuj CCA, umieść dwa szwy pod nim jako zapas, podwiązuj jeden blisko końca serca i zawiąż żywy węzeł przy rozgałęzieniu CCA drugim szwiem.
    3. Użyj zacisku tętnicznego, aby zamknąć dalszy koniec CCA w pobliżu rozgałęzienia.
    4. Zlokalizuj ECA i podwiązuj ją szwami.
  4. Włóż szew, aby zatkać MCA.
    1. Ostrożnie wytnij nacięcie na ścianie pomiędzy miejscem wiązania bliższego końca CCA a miejscem zacisku klipsa tętnicowego, a następnie włóż specjalny korek gwintu (szew monofilamentowy) do tego nacięcia.
    2. Otwórz klips tętnicowy i włóż zatyczek gwintowy do ICA od widelca, aż poczujesz lekki opór, po czym zatrzymaj się (Rysunek 1).
      UWAGA: Długość szwów (18 mm ± 2 mm) jest kluczowa dla spójnej okluzji MCA; Dostosuj lekko w zależności od wagi szczura (300-320 g).
  5. Wywołaj niedokrwienie i reperfuzję.
    1. Utrzymuj niedokrwienie przez 2 godziny (ściśle mierzone stoperem).
    2. Po 2 godzinach delikatnie wyciągnij szew, aby przywrócić przepływ krwi MCA, odetnij nadmiar szwu i usuń zacisk tętniczy.
  6. Zamknij miejsce operacji i monitoruj rekonwalescencję.
    1. Nacięcie przepłucz sterylną solą fizjologiczną, a następnie zszyj tkankę podskórną i skórę.
    2. Umieść szczury w klatce rekonwalencyjnej (utrzymywanej w temperaturze 25 ± 1 °C), aż odzyskają przytomność; Monitoruj krwawienie lub niepokój przez 24 godziny<
      UWAGA: Dla celów naukowych tego badania nie podano żadnych ogólnoustrojowych leków przeciwbólowych pooperacyjnie (UWAGA w 2.1.2 dla uzasadnienia). Jednak zwierzęta otrzymywały wsparcie termiczne podczas rekonwalescencji (25 ± 1 °C) i były obserwowane co 30 minut pod kątem objawów bólu. Nie zaobserwowano żadnych wyraźnych zachowań bólowych.
  7. Utworzyć fikcyjną grupę operacyjną.
    1. Wykonaj takie samo przecięcie szyi i odsłonięcie naczyń co w krokach 2.1-2.3.
    2. Wprowadź szew do CCA tylko na 5 mm, a następnie natychmiast go zdejmij; Zszyj nacięcie bez okluzji MCA.

3. Grupowanie zwierząt

  1. Losowo podziel szczury na sześć grup (początkowo n = 36 na grupę) do oceny neurologicznej.
    1. Grupa udarowa: tylko MCAO, bez ograniczeń behawioralnych ani leczenia farmakologicznym.
    2. Grupa PSD: MCAO + ograniczenie behawioralne + izolacja, brak leczenia farmakologowego.
    3. Grupa FXT: MCAO + ograniczenie behawioralne + izolacja + dawka fluoksetyny chlorowodorkowa.
    4. Grupa YNJYP: MCAO + ograniczenia behawioralne + izolacja + recepta na Yi-nao-jie-yu (YNJYP).
    5. Grupa pusta: Nie wykonano żadnej operacji.
    6. Fikcyjna grupa operacyjna: Brak zablokowania środkowej tętnicy mózgowej.
  2. Wyklucz szczury z wynikiem 0 lub 4 albo te, które zmarły po operacji.
    1. Wykonaj ocenę neurologiczną Longa7 24 godziny po MCAO, aby wybrać kwalifikowane szczury.
    2. Użyj 5-punktowej skali Longa: 0 = brak deficytu; 1 = zgięcie kończyn przednich przy uniesieniu przez ogon; 2 = chodzenie okrężne w stronę strony paretycznej; 3 = spadanie w stronę paretyczną; 4 = nieprzytomność lub niezdolność do chodzenia.

4. Podawanie chlorowodorku fluoksetyny (FXT) i YNJYP

  1. Przygotuj YNJYP i FXT.
    UWAGA: YNJYP zawiera sześć chińskich substancji leczniczych: Ciwujia (korzenie Acanthopanax senticosus ) 30 g, Yujin (kłącza Curcuma longa ) 10 g, Wuweizi (owoce Schisandra chinensis ) 15 g, Zhizi (owoce Gardenia jasminoides ) 10 g, Danshen (korzenie Salvia miltiorrhizy ) 15 g oraz Chuanxiong (Ligusticum chuanxiong kłącza) 15 g (dostarczone przez Katedrę Farmacji, Trzeci Szpital Afiliowany Uniwersytetu Medycyny Chińskiej w Pekinie). Na podstawie wcześniejszych badań8, dawka podawana dobrzuszkowa wyniosła 9,92 g/(kg·d).
    1. Rozpuszczać kapsułki chlorowodorku fluoksetyny w wodzie destylowanej, aby uzyskać stężenie 0,233 g/L podczas użycia. Na podstawie dawki dla dorosłych pomnożonej przez siedem ustalmy dawkę dla szczurów na 2,33 mg/(kg·d).
  2. Podawaj leki za pomocą gavage.
    1. Rozpocznij gavage od pierwszego dnia po MCAO i kontynuuj do końca eksperymentu, a procedura jest konsekwentnie wykonywana rano we wszystkich grupach.
    2. Podawaj FXT grupie FXT w dawce 2,33 mg/(kg·d), YNJYP grupie YNJYP w dawce 9,92 g/(kg·d) oraz 0,9% soli fizjologicznej (10 mL/kg) grupom udarowym i PSD.
      UWAGA: Użyj igły gavage o pojemności 1 mL; Upewnij się, że igła jest włożona do żołądka (nie do tchawicy), aby uniknąć zachłysania.

5. Przewlekły, łagodny stres (ograniczenie behawioralne) połączony z izolacją

  1. Rozpocznij ograniczanie behawioralne i izolację w 7. dniu po MCAO (aby uniknąć ostrej fazy udaru).
  2. Przygotuj niestandardową platformę do zabezpieczeń w kształcie litery T.
    1. Peron składa się z podstawy (20 cm × 10 cm × 2,8 cm) oraz strefy zabezpieczenia (22 cm × 6,6 cm).
    2. Strefa zabezpieczająca zawiera szczeliny do mocowania głowy i kończyn szczura oraz trzy regulowane paski dopasowane do różnych rozmiarów szczurów (Rysunek 2, Rysunek 3 i Rysunek 4).
      UWAGA: Platforma została zmodyfikowana na podstawie Chen3 i Tian4, z dodatkowymi szczelinami na kończyny przednie, aby symulować pozycję paretyczną pacjentów po udarze.
  3. Wykonuj codzienne ograniczenia.
    1. Losowo wybieraj 2-godzinne okno każdego dnia (np. 9:00-11:00 lub 14:00-16:00), aby uniknąć błędu okołodobowego.
    2. Przymocuj każdego szczura do platformy za pomocą szczelin i pasków; Dostosuj napięcie, aby zapobiec szarpaniu, ale nie tłumieniu oddechów.
    3. Utrzymuj powściągliwość przez 2 godziny nieprzerwanie przez 7 kolejnych dni.
  4. Szczury domowe w izolacji.
    1. Na początku procesu ograniczania zachowań przenieś szczury z grup PSD, FXT i YNJYP z grupowego mieszkania (pięć szczurów w klatce) do pojedynczych klatek na początku ograniczeń behawioralnych.
    2. Utrzymuj pojedyncze mieszkanie do zakończenia procedury ograniczania zachowań (po MCAO, 14 dzień).

6. Test spożycia sacharozy (SCT)

UWAGA: Losowo wybierz sześć szczurów z każdej grupy na 2, 4 i 8 tygodni po MCAO. Przetestuj wszystkie szczury w kolejności SCT, OFT i FST.

  1. Przygotuj szczury do testu.
    1. Postuj i pozbawiaj szczury wody przez 24 godziny przed testem.
    2. Upewnij się, że temperatura w pomieszczeniu testowym (23 ± 2 °C) oraz oświetlenie odpowiadają warunkom osiedla.
  2. Przeprowadź test.
    1. W każdej klatce umieść dwie butelki (każda po 150 mL): jedną z wodą z kranu, a drugą z 1% roztworem sacharozy.
    2. Po 1 godzinie swobodnego picia zapisz objętości roztworu sacharozy i spożytej wody.
  3. Oblicz preferencję sacharozy.
    1. Użyj wzoru: Preferencja sacharozy (%) = (Objętość spożytej roztworu sacharozy / Całkowita objętość spożytej objętości) × 100%.
    2. Zamień pozycje dwóch butelek w połowie okresu picia, aby wyeliminować błędy pozycji.

7. Test na otwartym polu (OFT)

UWAGA: Wybierz tę samą partię szczurów z każdej grupy używanej do FST w 2, 4 i 8 tygodniach. Postuj i pozbawiaj szczury wody przez 24 godziny przed testem, aby utrzymać stałe warunki fizjologiczne.

  1. Przygotujcie aparat otwarty.
    1. Użyj czarnego kwadratowego pudełka, z podłogą podzieloną na 25 równych siatek.
    2. Utrzymuj salę testową cichą i słabo oświetloną.
  2. Przeprowadź test.
    1. Umieść każdego szczura w środkowej siatce pudełka i zacznij 5-minutowy timer.
    2. Rejestruj aktywność poziomą (liczbę przekroczeń siatki z trzema czwartymi łap w nowej siatce) oraz aktywność pionową (liczba tyłów z dwiema czwartymi łap uniesionych nad podłogą poprzez ręczną obserwację za pomocą ręcznych liczników).
    3. Zapisz czas spędzony w centralnych siatkach i częstotliwość pielęgnacji (opcjonalnie, dla dodatkowych informacji behawioralnych).

8. Test pływania przymusowego (FST)

UWAGA: Wybierz tę samą partię szczurów z każdej grupy używanej do FST w 2, 4 i 8 tygodniach. Postuj i pozbawiaj szczury wody przez 24 godziny przed testem, aby utrzymać stałe warunki fizjologiczne.

  1. Przygotuj aparat testowy.
    1. Napełnij szklany cylinder odpowiednią ilością wody, dbając o to, aby poziom wody był na tyle wysoki, aby szczur nie mógł się podtrzymać, dotykając dna stopami.
    2. Reguluj temperaturę wody do 25 ± 1 °C.
  2. Przeprowadź test.
    1. Umieść każdego szczura w cylindrze i pozwól mu pływać przez 5 minut.
    2. Zanotuj całkowity czas nieruchomości w ciągu 5 minut.
    3. Zdefiniuj "nieruchomość" jako bierne unoszenie się (tylko minimalne ruchy, by utrzymać nos nad wodą), a "aktywność" jako wiosłowanie kończynami lub drapanie po ścianie.
  3. Opiekuj się szczurami po teście.
    1. Wyjmij szczura z cylindra po 5 minutach, wysusz ręcznikiem i umieść pod lampą grzewczą (30 ± 2 °C) na 30 minut, aby zapobiec hipotermii (Rysunek 5).

9. Analiza statystyczna

  1. Zorganizuj dane według średniej ± odchylenia standardowego (średnia ± SD).
  2. Analizuj dane za pomocą oprogramowania SPSS w wersji 20.0.
  3. Przed przeprowadzeniem testów parametrycznych sprawdź dane pod kątem normalności (za pomocą testu Shapiro-Wilka) oraz jednorodności wariancji (za pomocą testu Levene'a). Dane każdej grupy odpowiadają rozkładowi normalnemu i spełniają jednorodność wariancji.
    1. Do porównania średnich prób między grupami stosuj jednokierunkową analizę wariancji (jednokierunkową ANOVA), w połączeniu z testami o najmniejszej istotnej różnicy (LSD) i Student-Newman-Keuls (SNK). Używaj testu Welcha, gdy wariancje są nierówne.
  4. Ustaw istotność statystyczną na p < 0,05.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

W tym badaniu utworzono łącznie 5 grup eksperymentalnych do istotnego wykrycia. Po statystycznej analizie danych behawioralnych każdej grupy szczurów stwierdzono, że w czwartym tygodniu eksperymentu czas nieruchomości szczurów z grupy PSD w FST był istotnie zwiększony w porównaniu z szczurami z grupy udarowej, a różnica między tymi grupami była statystycznie istotna (P < 0,01); jednocześnie preferencja sacharozy u szczurów z grupy PSD w SCT była istotnie niższa niż u szczurów z grupy udarowej, a różnice między tymi dwoma...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

W procesie tworzenia modelu niedokrwienia mózgu szczura istnieje wiele różnych metod modelowania, w tym metoda ligacji, kraniotomii, asfiksji oraz metoda okluzji drutowej. W porównaniu z trzema metodami modelowania: ligacji, kraniotomii i asfiksji, metoda okluzji drutowej wykazuje istotne i unikalne zalety. Te zalety wynikają głównie z trzech kluczowych aspektów: minimalnie inwazyjnego charakteru działania, precyzji kontroli czasu i przestrzeni oraz niezawodności modelu 1,2,3

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Yuankai Su i Yonghao Sun napisali rękopis, w tym interpretację wyników i sekcję dyskusyjną. Huiling Tian przeprowadził eksperymenty i przeanalizował dane. Ning Ding i Xin Wang przejrzeli rękopis. Zitong Yang i Jingyao Zhao wnieśli wkład w poszukiwania danych.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Dorosłe samce szczurów Sprague-DawleyLaboratorium Animal Technology w Laboratorium Vital River, Pekin, ChinyNie. SCXK2012-0001300 i pasek; 320 g
Kapsułki fluoksetyny z chlorkiemPatheon Francja, Jiangsu, Chiny0943A
Granulki YNJYPKatedra Farmacji, Trzeci Szpital Afiliowany Uniwersytetu Medycyny Chińskiej w PekinieDomowe
Otwarte pudełko do testu na otwartym poluDomowe -
Pentofenobarbital soduSigma Corporation of AmericaP3761-5
Wątek okluzjiBeijing Shadong Biotechnology Co., Ltd2838-A4
Zbiornik wodny do eksperymentu z wymuszonym pływaniemDomowe -

Bibliografia

  1. Sun, P., et al. Effects of "Tong-du-tiao-shen" acupuncture on hippocampal neuron protection and monoamine neurotransmitters in rats with post-stroke depression. Chin. Acupunct Moxibustion. 39 (7), 741-747 (2019).
  2. Sun, M., et al. Dynamic observation on hippocampal morphology and glucocorticoid receptor expression in rats with chronic unpredictable stress model. J Jiangsu Univ. (Med. Ed.). 26 (5), 369-374 (2016).
  3. Sun, Y., et al. Establishment and evaluation of post-stroke depression rat model. Chin J Stroke. 11, 891-894 (2007).
  4. Chen, J., et al. Effects of three traditional Chinese medicine formulations on BDNF and TrkB in chronic restraint-stressed rats. Chin J Pathophysiol. 23 (7), 1296-1300 (2007).
  5. Wang, Q., et al. Establishment and evaluation of rodent models of post-stroke depression. Chin J Rehabil Med. 29 (12), 1196-1199 (2014).
  6. Bederson, J. B., et al. Rat middle cerebral artery occlusion: evaluation and development of a neurologic examination. Stroke. 17 (3), 472-476 (1986).
  7. Longa, E. Z., et al. Reversible middle cerebral artery occlusion without craniectomy in rats. Stroke. 20 (1), 84-91 (1989).
  8. Tian, H., et al. Effects of Yi-nao-jie-yu prescription on hippocampal neurogenesis and Notch signaling in PSD rats. Chin J Tradit Chin Med. 59 (4), 333-338 (2018).
  9. Wu, Z., et al. Comparison of chronic cerebral ischemia models in rats. Chin J Rehabil Med. 27 (3), 206-210 (2012).
  10. Hou, Z., et al. Cerebral ischemia rat model induced by D-galactose and vascular ligation. Chin J Neuroimmunol Neurol. 22 (4), 255-262 (2015).
  11. Xu, J., et al. Insertion depth of suture in rat MCAO model. Shanghai Lab Anim Sci. 34 (4), 209-212 (2014).
  12. Tian, H. Yi-nao-jie-yu prescription and hippocampal neuroregeneration via Notch pathway [Master's thesis]. , Beijing Univ. Chin. Med. (2018).
  13. Huang, Q., et al. Comparison of two depression models induced by corticosterone and CUS. J Anat. 48 (3), 273-281 (2017).
  14. Bernhardt, J., et al. Standards in stroke recovery research. Int J Stroke. 12 (5), 444-450 (2017).
  15. Oppenheimer, S. M., et al. Left-insular cortex lesions affect autonomic tone. Clin Auton Res. 6 (3), 131-140 (1996).
  16. Arvidsson, A., et al. Neuronal replacement after stroke from endogenous precursors. Nat Med. 8 (9), 963-970 (2002).
  17. Sapolsky, R. M., et al. How glucocorticoids influence stress responses. Endocr Rev. 21 (1), 55-89 (2000).
  18. Robinson, R. G., Jorge, R. E. Post-stroke depression: a review. Am J Psychiatry. 173 (3), 221-231 (2016).
  19. Nakayama, H., et al. Recovery of upper extremity function after stroke: Copenhagen Stroke Study. Arch Phys Med Rehabil. 75 (4), 394-398 (1994).
  20. Luo, L. Effects of Bu-yang-huan-wu decoction on hippocampal neuroregeneration via MAPK/ERK pathway. [Doctoral dissertation]. , Hunan Univ. Tradit. Chin. Med. (2015).
  21. Wang, S., et al. Mandatory exercise therapy in stroke rats. Chin J Gerontol. 37 (18), 4440-4443 (2017).
  22. He, J. Y., et al. Medical and clinical syndromes of ischemic PSD animal models. J. Guangzhou Univ Chin Med. 41 (7), 1926-1930 (2024).
  23. Xiao, W., et al. Acupuncture and neurotransmitter gene expression in PSD rats. Chin. Acupunct Moxibustion. 37 (6), 637-641 (2016).
  24. Deplanque, D., et al. Brain ischemia alters long-term response to antidepressants in mice. Behav Brain Res. 219 (2), 367-372 (2011).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Model depresji u szczurówtest wymuszonego pływaniatest spożycia sacharozytest otwartego polaneurogeneza u szczurówindywidualne klatki
Wpływ recepty Yi-nao-jie-yu na depresję po udarze u szczurów stosujących okluzję środkowej tętnicy mózgowej w połączeniu z ograniczeniem behawioralnym
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.