Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Tradycyjna morfometria dorosłych komarów

269 wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/69556

⸱

24 kwietnia 2026

 ,  , 
1Entomology and Nematology Department, Institute of Food and Agricultural Sciences, University of Florida, Gainesville

W tym artykule

Podsumowanie

Protokół ten opisuje metodę rozcinania i mierzenia kluczowych cech morfologicznych z wykorzystaniem oprogramowania do analizy obrazów w celu oceny kondycji komarów.

Streszczenie

Komary są głównymi wektorami patogenów wpływających na zdrowie ludzi i zwierząt. Pomiar cech morfologicznych komarów pozwala badaczom ocenić wpływ zabiegów (np. stosowanie insektycydu, transgeneza) lub czynników ekologicznych (np. stres żywieniowy, zmiany siedlisk) na sprawność fizyczną. Sprawność u gatunków komarów została powiązana z pojemnością wektorową, co bezpośrednio wpływa na ryzyko przenoszenia patogenów przenoszonych przez wektory. Tutaj używamy oprogramowania do analizy obrazów do pomiaru kluczowych cech morfologicznych komarów zbieranych podczas obserwacji komarów jako wskaźnik przystosowania do sprawności.

Wprowadzenie

Sprawność reprezentuje zdolność organizmu do przetrwania i rozmnażania się w swoim środowisku. W idealnych warunkach badania sprawności polegają na ocenie narażenia środowiskowego na całkowitą zdolność rozrodczą. Jednak pomiar płodności w badaniach ekologicznych jest często trudny, a nawet niemożliwy, ponieważ wieku osobników w badanych populacjach nie da się wiarygodnie kontrolować. W związku z tym ekologowie mierzą cechy funkcjonalne, w tym morfologiczne, fizjologiczne i fenologiczne, które wykazano, że wpływają lub są reprezentatywne dla sprawności danej osoby 1,2. Takie oceny są szczególnie cenne, gdy wskaźniki sprawności mogą informować o dynamice populacji i potencjalnym przenoszeniu chorób u komarów3.

Młode komary są wodne, a różne rodzaje i gatunki wykazują wyraźne preferencje siedliskowe. Na przykład Aedes aegypti, główny wektor dengi na świecie, znany jest z rozwoju w szerokiej gamie sztucznych pojemników, takich jak doniczki, puszki, kapsle od butelek, opony i rynny 4,5,6. Z drugiej strony niektóre gatunki, takie jak Aedes triseriatus, wolą składać jaja w naturalnych siedliskach, takich jak dziury drzew7. Ta zmienność siedlisk rozwojowych skutkuje narażeniem larw na różne stresory, w tym temperaturę, drapieżnictwo oraz rywalizację wewnątrzgatunkową o zasoby, co może wpływać na kondycję dorosłych osobników. Na przykład, choć temperatura środowiskowa jest dodatnio skorelowana z tempem rozwoju larw, zmienność temperatury podczas rozwoju larw może negatywnie wpływać na długość życia i płodność dorosłych komarów 8,9,10,11. Podobnie, niedobór zasobów podczas rozwoju spowodowany niską dostępnością pożywienia lub wysokim poziomem konkurencji larwalnej może skutkować mniejszymi osobnikami i krótszą długością życia –12, 13, 14.

Wiele czynników wpływających na potencjał rozrodczy komarów wpływa również na ich zdolność do przenoszenia patogenów15. Infekcja patogenem przenoszonym przez komary wiąże się z kosztem kondycji, ponieważ wektor musi przeznaczyć zasoby na odporność na infekcję, które nie są już dostępne do realizacji innych funkcji 16,17,18,19. Wykazano, że większe i sprawniejsze osobniki spożywają większe ilości nektaru i krwi podczas karmienia oraz skuteczniej sekwestrują zasoby niż mniejsze osobniki, co skutkuje wydłużoną życiową i płodnością20. Ponadto osoby te mają tendencję do większej odporności na patogeny21. Można to zaobserwować u wielu gatunków w badaniach stresu pokarmowego i konkurencji larw. Aedes aegypti zapewniał wysoką ilość i wysoką jakość karwy larwalnej, wykazując niższe wskaźniki rozprzestrzeniania się i transmisji Zika i Sindbis22,23. Podobnie, Aedes triseriatus wychowywane na diecie pozbawionej składników odżywczych były bardziej podatne na wirusa La Crosse niż ich dobrze odżywione odpowiedniki24, a podobny wzorzec zgłoszono w modelu zakażenia Anopheles gambiae-Plasmodium falciparum 25. Zwiększona rywalizacja larw międzygatunkowa i wewnątrzgatunkowa u Aedes aegypti i Aedes albopictus również wiąże się z większą podatnością na wirusa dengi,26. Wreszcie, wykazano, że stres cieplny zwiększa transmisję wirusa Zachodniego Nilu u członków kompleksu gatunkowego Culex pipiens 17 oraz transmisję malarii u Anopheles stephensi27.

Biorąc pod uwagę wpływ czynników środowiskowych na sprawność komarów i ich zdolność wektorową, naukowcy muszą uwzględnić kondycję populacji obserwowanych podczas badań ekologicznych. Zidentyfikowano kilka cech wskazujących na przystosowanie się u komarów i dlatego mogą być wykorzystywane w porównawczych badaniach ekologicznych. Liczne badania wykazały, że długość skrzydeł przewiduje zarówno masę ciała, jak i płodność 14,28,29,30,31. Wykazano, że inne cechy, takie jak długość nóg, długość nosa i długość ciała, również korelują z sprawnością fizyczną 32,33,34,35. Historycznie metody te obejmowały stosowanie analogowych slajdów siatkowych oraz soczewek pomiarowych. Jednak oprogramowanie do przechwytywania i analizy obrazów o wysokiej rozdzielczości daje możliwość uzyskania pomiarów cech o wyższej rozdzielczości z większą precyzją i powtarzalnością. Tutaj przedstawiamy metodologię rozkładania i pomiaru kluczowych cech morfologicznych, stosowaną w naszym laboratorium do badań nad dzikimi komarami zbieranymi w ramach badań ekologicznych z wykorzystaniem oprogramowania do analizy obrazów w celu uzyskania precyzyjnych pomiarów.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

UWAGA: Owady są zwolnione z zakresu rozpatrzenia przez komisję prawną lub instytucjonalną. W związku z tym nie jest wymagana żadna zgoda na tego typu badania.

1. Sekcja i obrazowanie komarów

  1. Przenieś pojedyncze, dziko zebrane samice komarów do szalki Petriego o średnicy 90 mm i umieść je pod mikroskopem rozcinającym wyposażonym w aparat cyfrowy.
    UWAGA: Protokół ten może być stosowany zarówno dla komarów hodowanych w laboratorium, jak i zbieranych na dziko. Można stosować dowolne znane metody zbierania komarów zgodnie z tą metodą sekcji.
  2. Dostosuj powiększenie do gatunku i pojedynczego owada oraz ustawij ostrość tak, aby całe ciało komara było widoczne i zajmowało większość pola widzenia aparatu.
  3. Za pomocą mikronożyczek rozciń następujące tkanki/kończyny (Rysunek 1): tylną lewą nogę u coxy, lewą u podstawy juguma, lewą czułkę u antennifera oraz trąbkę przy clypeus
  4. Przenieś rozcięte tkanki na szkiełko zamontowane taśmą dwustronną.
  5. Po usunięciu kończyn ustaw ustaw tak, aby lewa strona ciała była widoczna. W razie potrzeby mogą zostać usunięte dodatkowe kończyny, aby komar mógł leżeć równo z szalką Petriego. Za pomocą kamery mikroskopu wykonaj zdjęcie lewej strony komara.
  6. Bez regulacji powiększenia czy ostrości usuń szalkę Petriego zawierającą komara i załóż ją na szkiełko zamontowane z rozciętymi tkankami (czułki, trąbki, skrzydło i tylna noga). Za pomocą kamery mikroskopu wykonaj obraz rozciętych tkanek.
  7. Bez regulacji powiększenia czy ostrości usuń szkiełko zamontowane tkankami komarów i zastąp go preparatem kalibracyjnym (mikrometrem scenicznym). Za pomocą kamery mikroskopu wykonaj obraz preparatu kalibracyjnego.
    UWAGA: Analiza przechwyconych obrazów może być przeprowadzona w innym czasie niż sekcja.

2. Pomiar cech komarów

  1. Otwórz zdjęcia zebrane podczas sekcji komarów w oprogramowaniu do analizy obrazu aparatu. Jeśli kamera mikroskopowa nie posiada oprogramowania do analizy obrazu, można użyć samodzielnego oprogramowania do analizy obrazu, takiego jak ImageJ.
  2. Korzystając z zestawu narzędzi pomiarowych w oprogramowaniu, zmierz przekrój skali kalibracyjnej o średnicy 1 mm na zdjęciu slajdu kalibracyjnego. Zapisz liczbę pikseli na milimetr (px/mm) dla powiększenia i ostrości tego obrazu.
  3. Teraz można przeprowadzić pomiary komarów. Zacznij od pomiaru i zapisywania długości (w pikselach) klatki piersiowej i odwłoka komara na zdjęciu z boku. Długość klatki piersiowej mierzy się jako odległość między przednią częścią tułowia a tylną częścią łuku, patrząc z boku. Długość brzucha to odległość od przedniej części łuszy do tylnej części odwłoka35. Może być konieczne użycie narzędzia pomiarowego wielopunktowego lub kilku oddzielnych pomiarów cech z zgięciami lub stawami.
  4. Następnie wykonaj pomiary kończyn komarów. Zacznij od pomiaru długości (w pikselach) rozciętej anteny (odległość między końcowym segmentem czułki a podstawą antennifera), skrzydła (odległość między nacięciem osiowym a brzegiem wierzchołkowym), tylnej nogi (suma długości kości piszczelowej i udowej) oraz trąby (odległości między podstawą clypeusa a zakończeniem warg sromowych)32, 36.
  5. Podziel pomiary pikseli zebranych cech przez pomiar px/mm uzyskany ze zdjęcia ze slajdu kalibracyjnego, aby uzyskać długości cech w mm.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Nasze laboratorium wykorzystuje opisaną metodologię w dwóch trwających badaniach ekologicznych badających wpływ fragmentacji siedlisk na sprawność komarów oraz wpływ czynników społeczno-ekonomicznych i społeczno-demograficznych na liczebność, różnorodność i sprawność komarów. Obecnie w obu badaniach przeanalizowano kilkaset komarów. Poniżej przedstawiono reprezentatywne dane z jednego z badań fragmentacji siedlisk, w tym pomiary i analizy.

Po sekcji sfotografowano bok komara, jego rozczłonkowa...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Opisana tutaj metodologia umożliwia ocenę cech morfologicznych komarów jako wskaźnik przystosowności. Takie oceny są powszechnie stosowane w badaniach ekologicznych owadów, ptaków, gadów i roślin 1,37,38,39,40,41. Pomiar kluczowych cech morfologicznych pozwala badaczom prowadzić porównawcze badania ekologii w terenie lub w wa...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają żadnych ujawnień ani konfliktów interesów do ujawnienia.

Podziękowania

Badanie to było częściowo wspierane przez program badawczy prowadzony przez Departament Rolnictwa USA, National Institute of Food and Agriculture, Hatch Regular #1024853. Ustalenia i wnioski zawarte w tej publikacji nie zostały formalnie rozpowszechnione przez Departament Rolnictwa USA i nie powinny być interpretowane jako odzwierciedlenie żadnej decyzji lub polityki agencji.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Szalka Petriego 100mmFischer Scientific08-748C
Mikroskop rozcinający z kamerą montowanąAmScope lub podobnySM-4T-144S
Taśma dwustronna3MNC0879005
Cienkie szczypce na końcówkachAven Inc.18059USARozmiar 4 lub 5, w zależności od preferencji
Oprogramowanie do analizy obrazówAmScope lub podobnySM-4T-144SWiele kamer montowanych na mikroprocesorze posiada oprogramowanie do analizy obrazu. Jeśli nie ma dostępności, można używać darmowych programów, takich jak ImageJ.
MikronożyczkiWexler SurgicalSL2000.1
Szkiełka mikroskopoweFischer Scientific12-544-4
Szkiełko kalibracyjne stopnia mikroskopuAmScope lub podobnyA36CALM1

Bibliografia

  1. Pistón, N., et al. Multidimensional ecological analyses demonstrate how interactions between functional traits shape fitness and life history strategies. J Ecol. 107 (5), 2317-2328 (2019).
  2. Laughlin, D. C., Gremer, J. R., Adler, P. B., Mitchell, R. M., Moore, M. M. The net effect of functional traits on fitness. Trends Ecol Evolut. 35 (11), 1037-1047 (2020).
  3. Chandrasegaran, K., Lahondère, C., Escobar, L. E., Vinauger, C. Linking mosquito ecology, traits, behavior, and disease transmission. Trends Parasitol. 36 (4), 393-403 (2020).
  4. Foote, R. H. Aedes aegypti (L.), the yellow fever mosquito. Its life history, bionomics, and structure. Science. 133 (3463), 1473-1474 (1961).
  5. Valença, M. A., Marteis, L. S., Steffler, L. M., Silva, A. M., Santos, R. L. C. Dynamics and characterization of Aedes aegypti (L.) (Diptera: Culicidae) key breeding sites. Neotropical Entomol. 42 (3), 311-316 (2013).
  6. Brady, O. J., Hay, S. I. The global expansion of dengue: how Aedes aegypti enabled the first pandemic arbovirus. Ann Rev Entomol. 65 (2020), 191-208 (2020).
  7. Barker, C. M., Paulson, S. L., Cantrell, S., Davis, B. S. Habitat preferences and phenology of Ochlerotatus triseriatus and Aedes albopictus (Diptera: Culicidae) in southwestern Virginia. J Med Entomol. 40 (4), 403-410 (2003).
  8. Couret, J., Dotson, E., Benedict, M. Q. Temperature, larval diet, and density effects on development rate and survival of Aedes aegypti (Diptera: Culicidae). PLoS One. 9 (2), e87468(2014).
  9. Reinhold, J. M., Lazzari, C. R., Lahondère, C. Effects of the environmental temperature on Aedes aegypti and Aedes albopictus a review. Insects. 9 (4), 158(2018).
  10. Carrington, L. B., Seifert, S. N., Willits, N. H., Lambrechts, L., Scott, T. W. Large diurnal temperature fluctuations negatively influence Aedes aegypti (Diptera: Culicidae) life-history traits. J Med Entomol. 50 (1), 43-51 (2013).
  11. Mordecai, E. A., et al. Thermal biology of mosquito-borne disease. Ecol Lett. 22 (10), 1690-1708 (2019).
  12. Price, D. P., Schilkey, F. D., Ulanov, A., Hansen, I. A. Small mosquitoes, large implications: crowding and starvation affects gene expression and nutrient accumulation in Aedes aegypti. Parasites Vectors. 8 (1), 252(2015).
  13. Huxley, P. J., Murray, K. A., Pawar, S., Cator, L. J. Competition and resource depletion shape the thermal response of population fitness in Aedes aegypti. Comm Biol. 5 (1), 66(2022).
  14. Briegel, H. Fecundity metabolism, and body size in Anopheles (Diptera: Culicidae), vectors of malaria. J Med Entomol. 27 (5), 839-850 (1990).
  15. Carvajal-Lago, L., Ruiz-López, M. J., Figuerola, J., Martínez-dela Puente, J. Implications of diet on mosquito life history traits and pathogen transmission. Environ Res. 195, 110893(2021).
  16. Hurd, H., Taylor, P. J., Adams, D., Underhill, A., Eggleston, P. Evaluating the costs of mosquito resistance to malaria parasites. Evolution. 59 (12), 2560-2572 (2005).
  17. Ciota, A. T., Ehrbar, D. J., Matacchiero, A. C., Van Slyke, G. A., Kramer, L. D. The evolution of virulence of West Nile virus in a mosquito vector: implications for arbovirus adaptation and evolution. BMC Evo Biol. 13 (1), 71(2013).
  18. Maciel-de-Freitas, R., Koella, J. C., Lourenço-de-Oliveira, R. Lower survival rate, longevity and fecundity of Aedes aegypti (Diptera: Culicidae) females orally challenged with dengue virus serotype 2. Trans Royal Soc Tropical Med Hygiene. 105 (8), 452-458 (2011).
  19. Delhaye, J., Aletti, C., Glaizot, O., Christe, P. Exposure of the mosquito vector Culex pipiens to the malaria parasite Plasmodium relictum: effect of infected blood intake on immune and antioxidant defences, fecundity and survival. Parasites Vectors. 9 (1), 616(2016).
  20. Takken, W., Klowden, M. J., Chambers, G. M. Articles: effect of body size on host seeking and blood meal utilization in Anopheles gambiae sensu stricto (Diptera: Culicidae): the disadvantage of being small. J Med Entomol. 35 (5), 639-645 (1998).
  21. Ponton, F., et al. Integrating nutrition and immunology: A new frontier. J Insect Physiol. 59 (2), 130-137 (2013).
  22. Paige, A. S., Bellamy, S. K., Alto, B. W., Dean, C. L., Yee, D. A. Linking nutrient stoichiometry to Zika virus transmission in a mosquito. Oecologia. 191 (1), 1-10 (2019).
  23. Muturi, E. J., Kim, C. H., Alto, B. W., Berenbaum, M. R., Schuler, M. A. Larval environmental stress alters Aedes aegypti competence for Sindbis virus. Trop Med Int Health. 16 (8), 955-964 (2011).
  24. Grimstad, P. R., Walker, E. D. Aedes triseriatus (Diptera: Culicidae) and La Crosse virus. IV. Nutritional deprivation of larvae affects the adult barriers to infection and transmission. J Med Entomol. 28 (3), 378-386 (1991).
  25. Vantaux, A., Ouattarra, I., Lefèvre, T., Dabiré, K. R. Effects of larvicidal and larval nutritional stresses on Anopheles gambiae development, survival and competence for Plasmodium falciparum. Parasites Vectors. 9 (1), 226(2016).
  26. Alto, B. W., Lounibos, L. P., Mores, C. N., Reiskind, M. H. Larval competition alters susceptibility of adult Aedes mosquitoes to dengue infection. Proc Royal Soc B Biol Sci. 275 (1633), 463-471 (2007).
  27. Lemos-Silva, T., De Neef, E., Valgaerts, Y., Simões, M. L. Fluctuating warm and humid conditions differentially impact immunity and development in the malaria vector Anopheles stephensi. Global Change Biol. 31 (8), e70382(2025).
  28. Koella, J. C., Lyimo, E. O. Variability in the relationship between weight and wing length of Anopheles gambiae (Diptera Culicidae). )J Med Entomol. 33 (2), 261-264 (1996).
  29. Packer, M. J., Corbet, P. S. Size variation and reproductive success of female Aedes punctor (Diptera: Culicidae). )Ecol Entomol. 14 (3), 297-309 (1989).
  30. Blackmore, M. S., Lord, C. C. The relationship between size and fecundity in Aedes albopictus. J Vector Ecol J Soc Vector Ecol. 25 (2), 212-217 (2000).
  31. Armbruster, P., Hutchinson, R. A. Pupal mass and wing length as indicators of fecundity in Aedes albopictus and Aedes geniculatus (Diptera: Culicidae). )J Med Entomol. 39 (4), 699-704 (2002).
  32. Wheeler, D., Wong, A., Ribeiro, J. M. C. Scaling of feeding and reproductive structures in the mosquito Aedes aegypti L (Diptera: Culicidae). J Kansas Entomol Soc. 66 (1), 121-124 (1993).
  33. Gunathilaka, N., Upulika, H., Udayanga, L., Amarasinghe, D. Effect of larval nutritional regimes on morphometry and vectorial capacity of Aedes aegypti for dengue transmission. BioMed Res Int. 2019 (1), 3607342(2019).
  34. Barr, J. S., et al. Temperature and age, individually and interactively, shape the size, weight, and body composition of adult female mosquitoes. J Insect Physiol. 148, 104525(2023).
  35. Yeap, H. L., Endersby, N. M., Johnson, P. H., Ritchie, S. A., Hoffmann, A. A. Body size and wing shape measurements as quality indicators of Aedes aegypti mosquitoes destined for field release. Am Soc Tropical Med Hygiene. 89 (1), 78-92 (2013).
  36. Nasci, R. S. Relationship of Wing Length to Adult Dry Weight in Several Mosquito Species (Diptera: Culicidae)). J Med Entomol. 27 (4), 716-719 (1990).
  37. Wall, R., Begon, M. Population density, phenotype and reproductive output in the grasshopper Chorthippus brunneus. Ecol Entomol. 12 (3), 331-339 (1987).
  38. Branson, D. H. Influence of individual body size on reproductive traits in melanopline grasshoppers (Orthoptera: Acrididae)). J Orthoptera Res. 17 (2), 259-263 (2008).
  39. Meza-Joya, F. L., Morgan-Richards, M., Trewick, S. A. Relationships among body size components of three flightless New Zealand grasshopper species (Orthoptera, Acrididae) and their ecological applications. J Orthoptera Res. 31 (1), 91-103 (2022).
  40. Swartz, T. M., Gleditsch, J. M., Behm, J. E. A functional trait approach reveals the effects of landscape context on ecosystem services provided by urban birds. Landscape Urban Planning. 234, 104724(2023).
  41. Patankar, S., Jambhekar, R., Suryawanshi, K. R., Nagendra, H. Which traits influence bird survival in the city. A review Land. 10 (2), 92(2021).
  42. Mondor, E. B., Messing, R. H. Direct vs. inclusive fitness in the evolution of aphid cornicle length. J Evo Biol. 20 (2), 807-812 (2007).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Przeglądaj więcej artykułów

Morfometria komarówcechy morfologicznenadzór nad populacją komarówanaliza obrazuzdolność wektorastosowanie insektycydówstres żywieniowyzmiany siedliskaocena kondycjitransmisja patogenów

Ten artykuł został opublikowany

Film wkrótce dostępny

Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.