Wszystkie procedury na zwierzętach zostały zatwierdzone przez Komitet Etyki Zwierząt Uniwersytetu Medycyny Chińskiej w Pekinie [BUCM-2023-0912] i przeprowadzane zgodnie z instytucjonalnymi oraz krajowymi wytycznymi dotyczącymi opieki i wykorzystania zwierząt laboratoryjnych. Nie brało udziału żadnych ludzi.
Odczynniki i używany sprzęt są wymienione w Tabeli Materiałów.
1. Odczynniki i materiały
Na całym etapie stosowano rozpuszczalniki o jakości analitycznej oraz odczynniki o jakości molekularnej. Wszystkie informacje komercyjne, w tym producenci, numery katalogowe i szczegóły licencji oprogramowania, są dostępne w Tabeli Materiałów (xlsx). Woda do wszystkich przygotowań była dejonizowana i filtrowana. Wszystkie były przygotowywane świeżo lub przechowywane w warunkach określonych poniżej.
2. Sprzęt i konfiguracja oprogramowania
System UPLC-MS/MS sprzężony z kwadrupolowym spektrometrem mas pomiaru czasu lotu; chłodniczą wirówkę z wirnikem typu swing-bucket; inkubator CO₂ utrzymywany na 37 °C, 5% CO₂ i wilgotności względnej ≥95%; czytnik mikropłyt (450 nm); termocykler PCR w czasie rzeczywistym; aparatury elektroforezy i blottingu; oraz mikroskop fluorescencyjny z filtrami wzbudzo-emisyjnymi. Sterowanie instrumentami i analiza danych były wykonywane w MassLynx v4.2 dla danych chromatograficznych i spektrometrycznych oraz w AutoDock 4.2 z AutoDockTools 1.5.7 do dokowania. Analiza obrazu została przeprowadzona w ImageJ/Fiji v1.53.
3. Przygotowanie płynu do lewatywy Dibai (DBE)
Mieszanka ziołowa składająca się z Diyu (50 g), Baiji (50 g) i Ercha (20 g) była grubo rozdrobnionowana i moczona w 1200 mL dejonizowanej wodzie w temperaturze pokojowej przez 30 minut, aby zapewnić pełne nawodnienie. Namoczona mieszanka była gotowana pod intensywnym gotowaniem przez 30 minut, z okazjonalnym mieszaniem, aby zapobiec przyleganiu. Gorący wywar był filtrowany przez sterylną, wielowarstwową gazę medyczną do sterylnego szkła, aby usunąć nierozpuszczalne materiały. Filtrat był skoncentrowany próżniowo w kąpieli wodnej nie przekraczającej 45 °C, aż uzyskano koncentrat odpowiadający końcowemu stężeniu zapasowemu 1,98 g/mL (zapas wysokiej dawki). Roztwory robocze o średnich i niskich dawkach o stężeniach 0,99 g/mL oraz 0,50 g/mL przygotowywano przez rozcieńczenie z wodą zdejonizowaną sterylną do końcowych objętości 100 mL każdy. Każdy roztwór był przepuszczany przez membranę o pojemności 0,22 μm w warunkach sterylnych, podawany do oznakowanych pojemników sterylnych i przechowywany w temperaturze 4 °C przez maksymalnie siedem dni. Przed użyciem roztwory delikatnie mieszał; Akceptowalny wygląd był wyraźny lub lekko opalescyjny bez widocznych cząstek płeczkowych.
4. UPLC - analiza MS/MS DBE
Proszek z każdego składnika leczniczego był dokładnie ważony na 50 mg i ekstrahowany 1,0 mL metanolu 80% (v/v) przez mieszanie ultradźwiękowe przez 30 minut w temperaturze otoczenia. Ekstrakty były wracane do temperatury pokojowej po sonikacji, wirowane w 15 000 × g przez 10 minut w 4 °C, a supernatanty filtrowane przez błony o pojemności 0,22 μm do fiolek autosamplera. Separacja chromatograficzna przeprowadzono na kolumnie odwróconej fazy (2,1 × 100 mm, 1,8 μm; typ C18 z polar-endcap) utrzymywanej w temperaturze 35 °C; kolumna, marka/model oraz numer katalogowy są podane w Tabeli Materiałów. Faza mobilna A: 0,1% kwasu mrówkowego w wodzie; faza komórkowa B: acetonitryl. Przepływ: 0,30 mL/min; objętość wtrysku: 10 μL. Gradient: 5% B przez 0-2 minuty; 5→95% B od 2 do 20 min; 95% B przez 20-23 min; 95→5% B od 23,0 do 23,1 min; wyrównuj się przy 5% B do 26 minut (pełna tabela gradientu znajduje się w Tabeli 1).
Spektrometria mas wykorzystywała jonizację elektrosprayową z przełączaniem dodatnim/ujemnym oraz niezależną od danych akwizycją za pomocą skanów niskoenergetycznych i wysokich energii (MSE). Zakres masy: m/z 100-1500; napięcie kapilarne: 2,0 kV; stożek próbki: 20 V; temperatura źródłowa: 120 °C; temperatura rozpuszczalności: 360 °C; gaz stożkowy: 50 L/h; gaz rozpuszczający: 600 L/h. Funkcja wysokoenergetyczna wykorzystywała stopniową energię kolizji 20-50 eV. Dane były przetwarzane w MassLynx v4.2 z korekcją masy blokady oraz standardowymi parametrami detekcji szczytów. Kompleksowa lista 105 zidentyfikowanych składników (wzory molekularne, obserwowane m/z, czasy retencji oraz wskaźniki ufności) znajduje się w Tabeli Uzupełniającej 1.
5. Dokowanie molekularne
Dokowanie przeprowadzono w AutoDock 4.2 według protokołu indukowanego dopasowania. Trójwymiarowa struktura S100β (PDB 3HCM) została przygotowana przez usunięcie cząsteczek wody krystalograficznej, dodanie polarnych wodorów oraz przypisanie ładunków Kollmana. Zbudowano struktury ligandowe reprezentujące charakterystyczne składniki DBE, które były protonowane przy fizjologicznych pH i minimalizowane energicznie. Miejsce wiązania było określone przez współrzędne rodzimego ligandu; pozostałości aminokwasowe w promieniu 6 Å od natywnego ligandu traktowano jako elastyczne podczas dokowania. Siatki obejmowały całą kieszeń z odstępem siatki 0,375 Å. Parametry algorytmów genetycznych Lamarckian to: wielkość populacji 150; do 2,5 × 10⁶ oceny energii; 100 niezależnych biegów na ligand. Ostateczne pozy były klasyfikowane według przewidywanej wolnej energii wiązania i grupowane według RMSD; wzorce interakcji (wiązania wodorowe, kontakty hydrofobowe, interakcje π-π) zostały zwizualizowane pod kątem zgodności ze znanymi kompleksami S100β.
6. Model zwierzęcy zapalenia jelita grubego wywołanego DSS i leczenia DBE
Samce myszy C57BL/6J (8 tygodni, 20-22 g) były aklimatyzowane przez co najmniej 7 dni w temperaturze 22 ± 2 °C, wilgotności względnej 50%-60%, cyklu światła-ciemności 12 godzin, z jedzeniem i wodą ad libitum. Zwierzęta zostały losowo podzielone na sześć grup (n = 10 na grupę): kontrola, model dextran siarczanu sodu (DSS), kontrola pozytywna z sulfasalazyną (SASP) oraz leczenie DBE w niskich, średnich i wysokich dawkach. Personel odpowiedzialny za oceny histologiczne i kwantyfikację obrazów był niewidziany na przydział grup.
Eksperymentalne zapalenie grubości wywoływało 2,0% (w/v) DSS w wodzie pitnej przez 7 dni, następnie 1,0% DSS przez 3 dni, a następnie zwykłą wodą przez 4 dni przed eutanazją. DBE podawano raz dziennie przez lewatywę w dawce 10 mL/kg, przy użyciu elastycznego cewnika wprowadzonego 2,5 cm do odbytnicy; zwierzęta trzymano pionowo przez 30 minut, aby zminimalizować przecieki. Dzienne dawki DBE wynosiły odpowiednio 12,35, 27,4 i 49,4 g/kg dziennie dla grup niskich, średnich i wysokich; SASP podawano w dawce 0,5 g/kg/dzień jako kontrolę pozytywną. Codziennie rejestrowano masę ciała, konsystencję stolca oraz utajoną krew w kału, aby obliczyć wskaźnik aktywności chorobowej. Na końcu myszy zostały znieczulone pentobarbitalem sodowym 50 mg/kg i.p.; Krew pobierano z zatoki retrooczodołowej za użyciem heparynizowanych naczyń włosowatych; zwierzęta były uśpione przez zwichnięcia szyjki macicy. Jelita gruba została wycięta z połączenia kościowo-kościowego do odbytnicy, delikatnie wyprostowana, a długość mierzona przy minimalnym napięciu. Reprezentatywne segmenty były utrwalone w 4% paradehydu; pozostałe tkanki były zamrażane w ciekłym azocie i przechowywane w temperaturze −80 °C.
7. Przygotowanie surowicy zawierającej leki
Samce szczurów Sprague-Dawley zostały losowo przydzielone do grup kontrolnych i DBE (n = 6/grupa). Grupa DBE otrzymywała 12,34 g/kg/dzień doustnie przez doustne dawki raz dziennie przez 7 dni; sterowanie otrzymywało oczyszczoną wodę o równej objętości. Dwadzieścia cztery godziny po ostatniej dawce zwierzęta zostały znieczulone, a z aorty brzusznej pobrano pełną krew. Serum było oddzielane po zakrzepnięciu przez 30 minut w temperaturze pokojowej, a następnie przez 10 minut w 1500 × g w 4 °C. Sera była inaktywowana cieplnie w temperaturze 56 °C przez 30 minut i filtrowana przez membrany o pojemności 0,22 μm w warunkach sterylnych przed przechowywaniem. Serum było alicytatowane do jałowych probówek i przechowywane w temperaturze −80 °C. Próbki hemolizowane, zidentyfikowane przez podwyższoną absorpcję około 414 nm, zostały wykluczone.
8. Badanie histologiczne (H&E)
Tkanka gruba utrwalona w 4% paraformaldehydu przez 24 godziny była odwodniona przez oklasowane etanole, oczyszczana w ksylenie i osadzona w parafinie. Fragmenty (5 μm) były cięte, deparafinizowane, nawilżane i barwione hematoksyliną przez 5 minut, zaniebite w bieżącej wodzie przez 5 minut oraz barwione eozyną przez 2 minuty. Preparaty montowano żywicą i badało pod kątem architektury krypt, gęstości komórek pucharowych, ciągłości nabłonka oraz infiltracji zapalnej. Reprezentatywne zmiany będą oznaczane strzałkami/grotami i określone w legendach rysunków; W legendach zostaną określone paski skali (np. 200 μm) oraz zdefiniowane progi wizualne.
9. Immunohistochemia (IHC)
Sekcje parafiny były pobierane antygenem w buforze cytrynianowym (pH 6,0) przez 15-20 minut w temperaturze 95-98 °C, chłodzone endogenną nadoksydazą 3% nadtlenkiem wodoru przez 10 minut oraz blokowane przez 1 godzinę w temperaturze pokojowej z 5% normalną surowicą. Przeciwciała pierwotne inkubowano przez noc w temperaturze 4 °C w nawilżonej komorze. Po umyciu przekroje były przetwarzane za pomocą systemu wykrywania streptawidyny-peroksydazy, opracowanego z DAB przez 2 minuty (monitoring mikroskopowy), następnie kontrumabiowane hematoksyliną, odwodnione i montowane. W każdej partii uwzględniono negatywne kontrole, które nie posiadały pierwotnego przeciwciała.
10. Analiza immunofluorescencji (IF)
Fragmenty osadzone w parafinie zostały deparafinizowane i poddane pobieraniu antygenów w buforze EDTA (pH 8,0). Po schłodzeniu niespecyficzne wiązanie zostało zablokowane za pomocą 3% albuminy surowicy bydłej przez 1 godzinę w temperaturze pokojowej. Sekcje inkubowano przez noc w temperaturze 4 °C z pierwotnymi przeciwciałami przeciwko GFAP (1:500) i S100β (1:200), a następnie przez 1 godzinę w ciemności zastosowano przeciwciała wtórne sprzężone z fluoroforem (1:500). Jądra były barwione DAPI, a zamki montowano w medium antyfade. Obrazy były wykonywane identycznymi obiektywami, z stałym czasem naświetlania 100 ms oraz wzmocnieniem detektora 1,0 w różnych grupach. Średnia intensywność fluorescencji została zidentyfikowana w ImageJ/Fiji v1.53 po kalibracji rozmiaru pikseli, odejmowaniu tła (promień kuli toczącej się 50 pikseli) oraz normalizacji do obszaru DAPI-dodatniego. Przeanalizowano co najmniej pięć biologicznych replikacji na grupę oraz trzy niepokrywające się pola na replikację.
11. Hodowla komórek i leczenie
Komórki glejowate szczurów jelitowych (oznaczenie CRL-2690) zostały wyhodowane w DMEM z dodatkiem 10% surowicy wołowej płodu i 1% penicylin-streptomycyny w temperaturze 37 °C w nawilżonym inkubatorze z 5% CO₂. Tożsamość komórek potwierdzono poprzez krótkie powtarzanie powtórzeń tandemowych, a hodowle były wolne od mykoplazmy. Eksperymenty przeprowadzono w fragmentach 5-15. Komórki były zasiewane na płytkach z 6 dołkami o wielkości 2,0 × 10⁵ komórek/dołek w medium 2,0 mL/dołek i pozostawiano do przyczepienia przez 24 godziny. Grupy eksperymentalne to: kontrola nieleczona, kontrola pojazdu, model, surowica DBE oraz inhibitor.
Do indukcji modelu komórki były wystawione na działanie lipopolisacharydu (LPS, 1 μg/mL) oraz IFN-γ (20 ng/mL) przez 24 godziny w pełnym nośniku; odpowiadająca wartość U/mL dla IFN-γ jest podawana w Tabeli Materiałów według mocy danej partii. W leczeniu surowicą DBE komórki otrzymały 15% (v/v) inaktywowane cieplnie (56 °C, 30 min), 0,22 μm-filtrowane surowicę szczurów zawierającą DBE w kompletnym medium przez 24 godziny (zakres dawki 5%-20% stosowany jest w optymalizacji żywotności zgodnie z sekcją CCK-8). Do leczenia inhibitorów stosowano selektywny inhibitor S100β SBI-4211 (10-50 μM; 45 μM dla odczytów kluczy) przez 24 godziny. Sterowanie pojazdem odpowiadało zawartości rozpuszczalnika (0,1% DMSO (v/v)) z identycznym medium. O ile nie zaznaczono inaczej, zabiegi przygotowywano w podgrzanym (37 °C) medium, a komórki płukano 2× PBS przed zastępcą leczenia. Po leczeniu komórki zostały pobrane do ekstrakcji RNA, analizy białek oraz immunofluorescencji, jak opisano w kolejnych sekcjach. Replikacja biologiczna wymagała n ≥ 5 niezależnych hodowli na każde warunki.
12. Badanie żywotności CCK-8
Komórki były zasiewane na płytach 96-dołkowych o pojemności 5 × 10³ komórek/dołek w medium 100 μL i pozostawiano do przylegania przez noc. Medium zostało zastąpione medium zawierającym surowicę obtraktowaną DBE w ilości 5%, 10%, 15% lub 20% (v/v) przez 24 godziny. Dodano odczynnik CCK-8 (10 μL/well), a płytki inkubowano przez 1 godzinę w temperaturze 37 °C. Absorpcja była odczytywana przy 450 nm z odejmowaniem pustych (medium + odczynnik, brak komórek). Żywotność wyrażano jako procent kontroli pojazdu. Każdy stan wykorzystywał n ≥ 5 biologicznych replikatów (niezależnych hodowli) z trzema replikami technicznymi na hodowlę.
13. ELISA dla cytokin tkankowych
Tkanka jelita grubego została ujednolicona na lodzie w PBS (1:9, w/v) zawierającym inhibitory proteazy. Homogenity były klarowane przez 12 000 × g przez 10 minut w temperaturze 4 °C; supernatanty były badane na IL-1β i TNF-α zgodnie z protokołami zestawu. Standardy i próbki były wykonywane w duplikacie, a krzywe wyposażono w czteroparametrowy model logistyczny (4PL) o R² ≥ 0,99; standardy wstecznie obliczone były akceptowane w granicach 85%-115% nominalnych. Absorpcja była odczytywana przy 450 nm z odniesieniem 620-650 nm, gdy było dostępne. Stężenia cytokin zostały znormalizowane do masy tkanki (pg/mg tkanki). Każda grupa obejmowała n ≥ 5 biologicznych replikacji.
14. Ilościowe PCR w czasie rzeczywistym (qPCR)
Całkowite RNA z tkanki jelita grubego (lub komórek, w zależności od przypadku) zostało wyizolowane za pomocą zestawu spinowego z błoną krzemionkową. Integralność RNA została potwierdzona przez inspekcję A₂₆₀/A₂₈₀ = 1,8-2,1 oraz inspekcję żelowo-agarozową. Pierwsza nić cDNA została zsyntetyzowana z 1 μg RNA poprzez usunięcie DNA genomowego. qPCR używał mieszanki SYBR Green master na skalibrowanym termocyklerze z programem: 95 °C 30 s; 40 cykli 95 °C 5 s, 60 °C 30 s; krzywa topnienia 65-95 °C w 0,5 °C/5 kroków s. GAPDH pełnił funkcję endogennej kontroli. Wyrażenie względne obliczono przez 2⁻ΔΔCt po weryfikacji sprawności sprawności pierwotnej (90%-110%, na podstawie nachyleń krzywej standardowej). Wprowadzono sterowanie bez RT i bez szablonów. Sekwencje pierwsze są wymienione w Tabeli 2. Każda grupa miała n ≥ 5 biologicznych replikacji oraz dwa powtórzenia techniczne na próbkę.
15. Analiza zachodniej plamy
Białka z tkanki jelita grubego (lub komórek) były ekstrahowane w buforze RIPA z inhibitorami proteazy/fosfatazy i ilościowo określane za pomocą testu BCA. Białko o jednakowej wartości (30 μg/linia) zostało denaturowane, rozwiązane na gradientowym SDS-PAGE 4-20% i przeniesione do PVDF (0,45 μm; 0,2 μm dla celów ≤ 20 kDa). Błony były blokowane w mleku odtłuszczonym 5% na 2 godziny w temperaturze pokojowej i inkubowane przez noc w temperaturze 4 °C z pierwotnymi przeciwciałami przeciwko GFAP (1:1 000), S100β (1:1 000), iNOS (1:1 000), NF-κB p65 (1:1 000), fosfo-NF-κB p65 (Ser536, 1:1 000), Okludynie (1:1 000), Claudin-1 (1:1 000) i GAPDH (1:5 000). Sprzężone z HRP przeciwciała wtórne (1:5 000) były stosowane przez 1 godzinę w temperaturze pokojowej. Sygnały były rozwijane z użyciem ECL; Czasy ekspozycji były ograniczone do liniowego zakresu dynamicznego (10-90 s). Transfery weryfikowano poprzez odwracalne barwienie błonowe przed zablokowaniem. Intensywność pasm została zmierzona w ImageJ/Fiji v1.53 po odejmowaniu tła i znormalizowana do GAPDH. Oczekiwane masy cząsteczkowe: GFAP ~49 kDa, S100β ~10-12 kDa, NF-κB p65 ~65 kDa, iNOS ~130 kDa, Occludin ~65 kDa, Claudin-1 ~22 kDa, GAPDH ~36-37 kDa. Każda analiza zawierała n ≥ 5 biologicznych replikacji.
16. Analiza statystyczna
Dane zostały przeanalizowane w GraphPad Prism 8.0 i przedstawione jako średnia ± SEM. Do porównań wielogrupowych zastosowano jednokierunkową metodę ANOVA, a następnie test post hoc Tukeya; do porównań parowych zastosowano niesparowane dwustronne testy t-testy Studenta, gdy to było stosowne. Dla projektów czasowo-kursowych lub dwuskładnikowych (np. leczenie × dawki lub leczenia × czasie) stosowano dwukierunkową ANOVA (powtarzane pomiary, gdy dotyczy) z korektą Tukeya lub Dunnetta, zgodnie z określonymi w legendach rysunków. Testy Shapiro-Wilka i Levene'a służyły do badania normalności i homoskedastyczności przed testami parametrycznymi; gdy założenia były naruszane, dane były przekształcane logarytmicznie lub analizowane odpowiednimi testami nieparametrycznymi (Kruskal-Wallis z post hoc Dunna; Mann-Whitney U dla par). Dokładne wartości p i miary wielkości efektu (η² dla ANOVA, d Cohena dla testów t) są podawane w legendach rysunków, jeśli to możliwe. Statystycznie uznano dwustronne p < 0,05. Legendy figur używają następującej notacji znaczenia: *p<0.05, **p<0.01, *** p<0.001 vs Control; # s<0.05, ## s<0.01, ### p<0.001 kontra DSS; NS, nieistotny.
17. Oczekiwane wyniki i kontrola jakości
Oczekuje się, że DSS skróci długość jelita grubego, podniesie wskaźnik aktywności choroby oraz wywoła uszkodzenia histologiczne (zniekształcenia architektoniczne krypt, wyczerpanie komórek pucharowych, erozja nabłonka). Leczenie DBE powinno zależnie od dawki poprawiać te wskaźniki i zmniejszać aktywację markerów jelita jelitowo-glejowego. Western blomy powinny wykazywać pasma o masach cząsteczkowych wymienionych powyżej, z zwiększonym sygnałem w DSS i tłumieniem w DBE lub SBI-4211; ekspozycje powinny pozostawać w zakresie dynamicznym liniowym. Immunofluorescencja dla GFAP i S100β powinna wykazać podwyższone średnie intensywności w DSS oraz zmniejszenie po leczeniu DBE. Chromatogramy LC-MS/MS powinny wykazywać stabilne czasy retencji (dryf ≤ 0,2 min) oraz dokładność masy w zakresie ± 5 ppm dla jonów referencyjnych, z charakterystycznymi jonami fragmentami dla kluczowych składników. Negatywne kontrole (np. pominięcie przeciwciał pierwotnych) nie powinny dawać żadnego specyficznego sygnału. Parametry pozyskiwania obrazów (obiektywność, ekspozycja, wzmocnienie, gamma) muszą pozostać stałe w różnych grupach, aby umożliwić wiarygodne porównania ilościowe.
18. Notatki dotyczące rozwiązywania problemów
Mętność lub cząstki w roztworach DBE wskazują na niewystarczającą filtrację lub wydzielanie; powtórz filtrację 0,22 μm i potwierdź pH 6,5-7,5. Nadmierna śmiertelność lub poważna utrata masy ciała podczas ekspozycji na DSS sugeruje nadmierne indukcje; zmniejszaj stężenie DSS, weryfikuj masę cząsteczkową partii i codziennie wymieniaj roztwory DSS. Niespójna ilościowa ilościowa immunofluorescencja zazwyczaj odzwierciedla zmienną ekspozycję; Ustalić czas naświetlania i wzmocnienie oraz dołączyć slajd referencyjny do kalibracji wsadowej. Słabe pasma zachodnich blot mogą odzwierciedlać niedociążenie lub nieefektywność transferu; Zweryfikować ilość białka, wybrać odpowiedni procent lub gradient żelu oraz potwierdzyć transfer poprzez odwracalne barwienie błonowe. Słabe dopasowanie ELISA (R² < 0,99 lub standardowe obliczenia wsteczne powyżej 85-115%) uzasadniają powtórzenie krzywej standardowej i ponowne badanie rozcieńczonych próbek. Dla prac qPCR z wydajnością podkładową powyżej 90-110% ponownie zoptymalizuj temperaturę wyżarzania lub stężenie podkładu przed analizą.