Artykuł metodologiczny

Masowa owulacja u ssaków: techniki analizy naturalnej samoistnej i indukowanej poliowulacji u Lagostomus maximus

DOI:

10.3791/69653

⸱

6 lutego 2026

 ,  ,  ,  ,  , 
1Centro de Estudios Biomédicos Básicos, Aplicados y Desarrollo (CEBBAD), Universidad Maimónides, 2Consejo Nacional de Investigaciones Científicas y Técnicas (CONICET)

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Protokół ten opisuje metody analizy naturalnej i wywołanej owulacji u Lagostomus maximus, w tym odzyskiwania jajków po spontanicznej, hormonalnie indukowanej lub osadowej owulacji. Zapewnia kompleksowe ramy do badania reakcji jajników i fizjologii rozrodczej w modelu ssaków o silnej owulacji.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Południowoamerykańska równina vizcacha, Lagostomus maximus, jest uznawana za gatunek ssaków o najwyższym wskaźniku owulacji, który może sięgać nawet 300 komórek jajowych. To niezwykłe zjawisko poliowulacji można badać za pomocą kilku metodologicznych podejść, które odzwierciedlają jego charakterystyczną fizjologię rozrodu. Naturalna owulacja ocenia się poprzez uwalnianie oocytów w sezonie lęgowym, co dostarcza wglądu w mechanizmy spontanicznej owulacji gatunku, a oocyty odzyskuje się poprzez przepłukanie przewodu jajowego i rogów macicy. Ponadto eksperymentalna indukacja owulacji z użyciem egzogennych hormonów, takich jak gonadotropiny, pozwala na kontrolowaną ocenę reakcji jajników i stanowi cenny model do zrozumienia regulacji hormonalnej u gryzoni hystricognat. Trzecie podejście polega na wykorzystaniu autologicznego osocza nasiennego jako fizjologicznego wyzwalacza owulacji, podkreślając współistnienie mechanizmów indukowanych i spontanicznych u tego gatunku. Razem te techniki nie tylko wyjaśniają dynamikę rekrutacji i uwalniania jajków pęcherzykowych, ale także ustanawiają L. maximus jako model porównawczy dla biologii rozrodu, z potencjalnymi implikacjami translacyjnymi dla zrozumienia kontroli owulacji u ssaków.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Południowoamerykańska viscacha z równin (Lagostomus maximus) to gryzoń z gatunku hystricognat, wyróżniający się wyjątkową fizjologią rozrodczą, charakteryzującą się niezwykłym tempem owulacji, który może przekraczać 300 oocytów na cykl 1,2. Ta charakterystyczna cecha uczyniła L. maximus naturalnym modelem do badania funkcji jajników i kontroli owulacji u ssaków 3,4,5,6,7,8,9,10,11.

W przeciwieństwie do typowych owulatorów spontanicznych, L. maximus wykazuje zarówno mechanizmy owulacyjne spontaniczne, jak i wywołane2. Ta dwoistość, połączona z masywnym wzrostem pęcherzyków i owulacją asynchroniczną, stanowi wyzwanie dla konwencjonalnych podejść opartych wyłącznie na endokrynnych lub histologicznych punktachkońcowych 4,12,13,14. W związku z tym stosowanie bezpośrednich, ilościowych technik jest niezbędne do dokładnego określenia czasu i wielkości uwalniania oocytów.

Dorosłe samice vizcachas zostały pozyskane z naturalnej populacji utrzymywanej na Estación de Cría de Animales Silvestres (ECAS), Parque Pereyra Iraola, Berazategui, prowincja Buenos Aires, Argentyna (34°49′57" S, 58°06′12" W). Uznajemy, że suwerenne prawa do zasobów naturalnych są wyłączną własnością Prowincji Buenos Aires. Liczba schwytanych zwierząt została zatwierdzona przez Ministerstwo Rolnictwa prowincji Buenos Aires. Samice były łapane za pomocą żywych pułapek umieszczanych przy wejściach do nor w różnych momentach roku.

Okresy polowania zostały wybrane zgodnie z naturalnym cyklem rozrodczym gatunku ustanowionym przez Llanos & Crespo15 i udoskonalone na podstawie naszych doświadczeń terenowych 7,8,10,14. Gatunek ten charakteryzuje się głównym sezonem rozrodczym, który trwa od późnego lata (marca) do początku wiosny pod koniecwrześnia 16, 17, 18 roku, oraz wtórny okres lęgowy przypada na październik, zwłaszcza u samic, które straciły potomstwow wieku 15 lat. W związku z tym wyznaczono następujące grupy robocze: a) Grupa I (N= 27): koniec lutego – początek kwietnia (nie w ciąży, początek głównego sezonu rozrodczego); b) Grupa II (N= 26): połowa września–koniec października (nieciąża, po laktacji ręsie); Grupa III (N= 35): grudzień-styczeń (owulacja nieciążowa, hormonalna); Grupa IV (N= 7): grudzień-styczeń (nie-ciąża, owulacja wywołana osoczem).

Niniejsze badanie przedstawia i potwierdza kilka metodologicznych podejść do analizy owulacji u L. maximus: (1) ocena naturalnej owulacji poprzez bezpośrednie odzyskiwanie komórek jajowych; (2) indukcję owulacji przy użyciu egzogennych gonadotropin; oraz (3) indukcję owulacji za pomocą autologicznego osocza nasiennego. Każda z tych technik dostarcza uzupełniających informacji na temat dynamiki pęcherzyków, dojrzewania oocytów oraz mechanizmów regulacyjnych regulujących owulację.

Płukanie jajowódów i rogów macicy umożliwia bezpośrednie odzyskiwanie jajków oraz dokładne ilościowe określenie owulacji, co pozwala na korelację z rozwojem pęcherzyków i morfologią jajków 19,20,21. Stymulacja hormonalna egzogennymi gonadotropinami, dostosowana z protokołów stosowanych u gryzoni laboratoryjnych22, umożliwia kontrolowaną ocenę reakcji jajników oraz czasu uwalniania oocytów. Tymczasem wykorzystanie autolognego osocza nasiennego jako fizjologicznego wyzwalacza owulacji – wcześniej opisanego u owulacji indukowanych, takich jak króliki i wielbłądy 23,24,25— oferuje innowacyjny sposób na zbadanie czynników endokrynnych i parakrynologicznych zaangażowanych w owulację.

Poprzez integrację tych komplementarnych metodologii, niniejsza praca dostarcza powtarzalnych ram do badania mechanizmów owulacyjnych u L. maximus. Połączenie modeli naturalnych i indukowanych pozwala na rozróżnienie między spontaniczną rekrutacją pęcherzyków, efektywnością owulacji a odpowiedziami pośredniczonymi w osoczu nasiennym. Ponadto te podejścia ujawniają zjawiska takie jak spontaniczna aktywacja oocytów partenogenetycznych oraz współistnienie "wadliwych" i "euowulacyjnych" oocytów, co przyczynia się do zrozumienia selekcji pęcherzykowej i kompetencji oocytów2.

Poza specyficznymi dla gatunku implikacjami, model vizcacha oferuje szersze znaczenie dla porównawczej biologii rozrodu. Jej mieszana strategia owulacji łączy cechy owulatorów indukowanych i spontanicznych, dostarczając cennych paraleli do procesów rozrodczych u innych ssaków, w tym gatunków domowych i ludzi 7,14,26,27.

Protokoły metodologiczne opisane tutaj mają na celu zapewnienie powtarzalności oraz ułatwienie ich adaptacji do różnorodnych kontekstów eksperymentalnych obejmujących dynamikę mieszków mieszkowych, regulację owulacji oraz manipulacje hormonalne.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Opisane tu protokoły eksperymentalne zostały przeanalizowane i zatwierdzone przez Komitet Instytucjonalny ds. Użycia i Opieki nad Zwierzętami Doświadczalnymi (CICUAE, Universidad Maimónides, numer protokołu #6184). Łapanie, manipulacja i eutanazja były wykonywane przez wykwalifikowany personel techniczny, zgodnie ze wszystkimi lokalnymi, stanowymi i federalnymi przepisami dotyczącymi opieki i użytkowania zwierząt laboratoryjnych. Hodowla zwierząt stosowała się do wytycznych National Institutes of Health (NIH) dotyczących opieki i wykorzystania zwierząt laboratoryjnychnr 28 oraz wytycznych Amerykańskiego Towarzystwa Ssaków (ASM) dotyczących wykorzystania dzikich ssaków w badaniach29. Wszystkie eksperymenty były zgodne z wytycznymi ARRIVE 2.030. Podjęto wszelkie starania, aby ograniczyć liczbę używanych zwierząt. Południowoamerykańska nizina vizcacha (Lagostomus maximus) nie jest uznawana za gatunek zagrożony31.

1. Hormonalna indukacja owulacji

UWAGA: Ta sekcja przedstawia hormonalną indukcję owulacji u kobiet niebędących ciężarem u złapanych vizcachów. Omawiane są trzy różne opcje protokołu.

  1. Protokół A:
    1. Podaj 200 IU gonadotropiny kosmówkowej (eCG) domięśniowo w godzinach 0 i 24 godzin, a następnie 500 IU ludzkiej gonadotropiny kosmówkowej (hCG) po 48 godzinach.
    2. Samice odpoczywają aż do eutanazji.
    3. Uśpienie kobiet 60-132 godzin po podaniu hCG (patrz sekcja 3).
  2. Protokół B:
    1. Podaj 200 IU eCG domięśniowo w godzinach 0 i 24 godziny, a następnie 1 000 IU hCG po 72 godzinach.
    2. Samice odpoczywają aż do eutanazji.
    3. Uśpienie kobiet 60-132 godzin po podaniu hCG (patrz sekcja 3).
  3. Protokół C:
    1. Podaj 250 IU eCG domięśniowo w godzinach 0, 24 i 48 godzin, a następnie 2 mg hormonu luteinizującego wieprzowinki (pLH) w 72 godzinach.
    2. Samice odpoczywają aż do eutanazji.
    3. Uśpienie kobiet 60-132 godzin po podaniu pLH (patrz sekcja 3 i Tabela 1).
      UWAGA: Zwierzęta z każdej grupy zostały uśpione w różnych momentach (od 60 do 132 godzin po podaniu hCG). Ten rozkład czasowy był niezbędny do potwierdzenia przedłużenia okresu owulacji u tego gatunku. Konkretnie, w eksperymentach mających na celu wyłączne zebranie dojrzałych oocytów, eutanazja była konsekwentnie przeprowadzana w ciągu 120 godzin po hCG.

2. Indukcja owulacji za pomocą osocza nasiennego

UWAGA: Zbadaj zdolność osocza nasiennego do wywołania owulacji przez podanie domięśniowe u kobiet z hormonalnym przygotowaniem.

  1. Pobieranie nasienia i przygotowanie
    1. Pobieranie nasienia od aktywnych rozmnażających się mężczyzn przez elektroejakulację, jak opisuje Giacchino32.
    2. Wiruj nasienie w dawce 200 × g przez 10 minut w temperaturze pokojowej, aby rozpylić plemniki i resztki komórkowe.
    3. Uzupełniaj supernatanty (osocze nasienne) penicyliną i streptomycyną oraz przechowywaj w temperaturze -20 °C do czasu użycia.
  2. Indukcja owulacji u kobiet niebędących ciężarem za pomocą osocza nasiennego
    1. Podawaj 200 IU eCG domięśniowo w godzinach 0 i 24 godzin każdej kobiecie.
    2. Wstrzyknij osocze nasienne domięśniowo 48 godzin po ostatniej dawce eCG.
    3. Samice odpoczywają aż do eutanazji.
    4. Uśpienie zwierząt 72 godzin po wstrzyknięciu osocza nasiennego (patrz sekcja 3).
      UWAGA: Uwzględnić kobiety kontrolne wstrzykiwane roztworem soli fizjologicznej zamiast osocza nasiennego.

3. Znieczulenie, eutanazja i pobieranie dróg rozrodczych

UWAGA: Stosuj metody znieczulenia i humanitarnej eutanazji do uzyskania nienaruszonych dróg rozrodczych do analiz komórek jajowych i histologicznych.

  1. Indukowanie eutanazji poprzez pojedyncze, przeliczone intramuskularne zastrzyk 13,5 mg/kg chlorohydratu ketaminy oraz 0,6 mg/kg chlorohydratu ksylazyny, podany zgodnie z zaleceniami producenta i ustalonymi protokołami instytucjonalnymi.
  2. Potwierdź głęboką anestezję poprzez brak reakcji na ból (odruchy pedałowe).
  3. Ułóż zwierzęta na plecach i wysterylizuj odwłok.
  4. Chirurgicznie otworzyć jamę brzuszną, aby całkowicie odsłonić wszystkie narządy brzuszne.
  5. Przeprowadz ogólną inspekcję, aby określić ogólny stan zwierzęcia i potwierdzić naturalną lub hormonalnie wywołaną owulację poprzez obecność stygmatów owulacyjnych.
  6. Pobierz próbkę krwi poprzez bezpośrednie nakłucie żyły głównej górnej do badań serologicznych.
  7. Przeprowadz eutanazję zwierzęcia, podając 0,5 mL/kg pentobarbitalu sodu dosercowym.
  8. Ostrożnie rozczłonkuj i usuń jajniki, jajowody i rogi macicy, uważając, by nie uszkodzić ich struktur.
  9. Tkanki trzymaj w lodowato zimnej soli fizjologicznej z buforem fosforanowym (PBS) aż do przetworzenia (≤15 min).

4. Odzyskiwanie komórek jajowych

UWAGA: Odzyskaj jajki z jajowódów i rogów macicy poprzez delikatne płukanie, aby zapewnić pełne zebranie uwolnionych gamet, minimalizując uszkodzenia tkanek.

  1. Przygotuj aparat do płukania, podłączając stępioną igłę 26 g do strzykawki o pojemności 1 mL wypełnionej 0,9% NaCl uzupełnioną o 4 mg/mL BSA, 100 μg/mL penicyliny G oraz 100 IU/mL streptomycyny.
  2. Delikatnie włóż igłę do zafundibulum każdego jajowodu i powoli wstrzykuj roztwór płukający.
  3. Zbieraj ścieki z dalszego jajowodu i rogu macicy do sterylnych szalek Petriego.
  4. Powtarzaj płukanie, aż odzyskany płyn będzie przezroczysty i wolny od widocznych oocytów lub zanieczyszczeń komórkowych.
  5. Przenieś oocyty do kropelek 100 μL podłoża M2 zawierającego 4 mg/mL BSA oraz antybiotyki pod olejem mineralnym.
  6. Potwierdzenie skutecznego odzyskania poprzez obserwację kropelek pod stereomikroskopem; Spodziewaj się obserwować wolne oocyty bez komórek kumulusowych rozproszonych w płynie.
  7. Kontynuuj płukanie, aż ścieki będą widoczne i nie zaobserwuje się dodatkowych oocytów pod stereomikroskopem (zazwyczaj 3-5 płukań na jajowód).
    UWAGA: Odzyskane oocyty powinny wyglądać na kuliste i przezroczyste przy niskim powiększeniu.
  8. Klasyfikuj oocyty zgodnie z integralnością morfologiczną, jak opisano w sekcji 6.

5. Ocena morfologiczna oocytów

UWAGA: Ocena jakości odzyskanych oocytów na podstawie wyglądu cytoplazmatycznego, jednorodności zona pellucida oraz stadium dojrzewania jądrowego.

  1. Oocyty można zidentyfikować jako normalne, jeśli mają kulisty kształt, jednolitą zona pellucida, jednorodną przezroczystą cytoplazmę oraz widoczny pęcherzyk zarodkowy lub pierwsze ciało polarne.
  2. Oocyty należy zidentyfikować jako nieprawidłowe, jeśli cytoplazma wydaje się ciemna, ziarnista lub fragmentaryczna, albo jeśli zona pellucida jest nieregularna.
  3. Zapisz stadium dojrzewania jądrowego jako pęcherzyk zarodkowy (GV), rozpad pęcherzyka zarodkowego (GVBD) lub metafazę II (MII).

6. Ocena dojrzewania jądra oocytu i integralności wrzeciona meiotycznego

UWAGA: Ocena dojrzewania jądrowego i morfologii wrzeciona poprzez barwienie immunofluorescencyjne α-tubuliny i chromatyny.

  1. Utrwal oocyty w 2% paraformaldehydzie (PFA) przez 20 minut.
  2. Przepuszczać 0,2% Triton X-100 w PBS przez 40 minut.
  3. Po zafiksowaniu podawaj 2% PFA przez 20 minut i myj trzy razy w PBS (po 30 minut każdy).
  4. Blokuj z 2% surowicy koziej, 2% BSA, 2% mleka w proszku, 0,1 M glicyny i 0,01% Triton X-100 w PBS przez ≥ 1 godzinę.
  5. Inkubuj jajki przez noc w temperaturze 4 °C z myszymi przeciwciałem α przeciwtubulinowym (1:200).
  6. Przemyj w PBS przez 30 minut i inkubuj przez 1 godzinę w ciemności z fluoresceinowym izotiocyanianem (FITC) sprzężonym z koziego IgG (1/1000).
  7. Nakładaj kontrbejcę 10 μg/mL Hoechst 33324 przez 10 minut i myj w PBS zawierającym 2% BSA.
  8. Mocuj oocyty w medium antyfade i obrazuj za pomocą mikroskopu konfokalnego.
  9. Rejestrowanie i przetwarzanie obrazów za pomocą oprogramowania EZ-C1 (wersja EZ-C1 3.90); dostosowuj kontrast i jasność w oprogramowaniu do przetwarzania obrazu w razie potrzeby.
    UWAGA: Skuteczne barwienie wskazuje wyraźny wzór fluorescencji na zielono wrzeciona meiotycznego (FITC) oraz niebieskie barwienie jądrowe z użyciem Hoechst 33324.

7. Analiza statystyczna

UWAGA: Przeanalizuj dane ilościowe, aby porównać odpowiedzi owulacyjne i jakość oocytów w grupach eksperymentalnych.

  1. Wyrażaj dane jako ± SD.
  2. Użyj testu Student's t do porównań dwóch grup.
  3. Zastosuj jednokierunkowy test ANOVA, a następnie test post hoc Bonferroniego dla wielu porównań.
  4. Rozważmy p < 0,05 jako istotne statystycznie.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Naturalna owulacja

Dwanaście z 27 samic (grupa I) złapanych od końca lutego do połowy kwietnia, pokrywających się z głównym sezonem godowym, obserwowano owulację, podczas gdy w sezonie rozrodczym wtórnym (wrzesień/październik) (grupa II) 10 z 26 schwytanych samic wykazywało owulację. Porównywalny wskaźnik sukcesu u samic owulujących zaobserwowano podczas obu okresów odchwytu. Nie zaobserwowano żadnego obrzęku obszaru ampularnego jajowodu w żadnym przypadku, a oocyty pobierano ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Protokół przedstawiony tutaj do badania owulacji w wikcacha na równinach stanowi powtarzalne ramy do oceny zarówno naturalnych, jak i eksperymentalnie wywołanych zdarzeń owulacyjnych. Główną zaletą tego protokołu jest jego zdolność do bezpośredniego ilościowego określenia i charakteryzowania niezwykle dużej liczby oocytów uwalnianych przez wizacachę równinową, cechę niespotykaną w innych modelach ssaków. W przeciwieństwie do pośrednich metod opartych na profilach hormonalnych lub przekrojach histologicznych, płukanie jaj...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy twierdzą, że nie ma konfliktu interesów, który mógłby być postrzegany jako szkodząc bezstronności przedstawionych badań.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Prace te były wspierane przez intramuralną pomoc finansową Universidad Maimónides w Argentynie oraz agencji FONCYT-AMPCYT w Argentynie (PICT-2018-04619, przyznana NPL). Autorzy są szczególnie wdzięczni Ministerstwu Rolnictwa rządu prowincji Buenos Aires w Argentynie za zezwolenie na odchwyt zwierząt; dla personelu Estación de Cría de Animales Silvestres (ECAS, prowincja Buenos Aires, Argentyna) za nieocenioną pomoc w łapaniu i obsłudze zwierząt; oraz DVM Sergio Ferrarisowi i DVM Fernando Lange z CCV-Universidad Maimónides za pomoc podczas znieczulenia i zabiegów chirurgicznych.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Adobe PhotoshopAdobe Systems Inc., USANie maPrzetwarzanie obrazu
Albumina surowicy bydlęcej (BSA)Sigma-Aldrich, USAA9647Stosowane w medium płukającym i buforze blokującym
Wirówka (do przetwarzania nasienia)Eppendorf, Niemcy5417RPreparat osocza nasiennego
Mikroskop konfokalny (C1 Eclipse E800)Nikon Ltd., JaponiaNie maObrazowanie komórek jajowych
Elektro-ejakulatorZaprojektowany w laboratorium; Adaptacja z ssaków domowych do stosowania u gryzoni kawiomorficznychNie maPobieranie nasienia
Eutanyl (pentobarbital sodu, difenylyhydantoina sodu)Brouwer S.A., ArgentynaNie maEutanazja
IgG (AP124F) sprzężony z FITC dla kóz antymysichChemicon, USAAP124FPrzeciwciało wtórne
Zestaw do barwienia hematoksylin-eozynąSigma-Aldrich, USARóżneHistologia
Hoechst 33324Thermo Fisher Scientific, USAH3570Barwienie jądrowe
Chlorohydrat ketaminyHolliday Scott S.A., ArgentynaNie maZnieczulenie
Laminarny okapThermo Scientific, USANie maObsługa aseptyczna
Mikroskop świetlnyOlympus, JaponiaBX51Histologia
Lutropin-V (pLH)Bioniche Animal Health Care, KanadaNie maIndukcja hormonalna
M2 mediumSigma-Aldrich, USAM7167Odzyskiwanie komórek jajowych
Olej mineralnySigma-Aldrich, USAM8410Hodowla oocytów
Novormon 5000 (eCG)Syntex S.A., ArgentynaNie maIndukcja hormonalna
Ovusyn (hCG)Syntex S.A., ArgentynaNie maIndukcja hormonalna
Paraformaldehyd (PFA, 2% i 4%)Sigma-Aldrich, USA158127Fiksacja
Penicylina GSigma-Aldrich, USAP3032Antybiotyki do podłoża
StereomikroskopLeica Microsystems, NiemcyM80Identyfikacja komórek jajowych
StreptomycynaGibco, Thermo Fisher Scientific, USA11860038Antybiotyki do podłoża
Strzykawka z tępą igłą (1 mL)BD Biosciences, USA305219Płukanie jajowodowodów/macicy
Triton X-100Sigma-Aldrich, USAT8787Permeabilizacja
Medium mocujące VectaShieldVector Laboratories, USAH-1000Montaż do fluorescencji
Chlorhydrat ksylazynyLaboratoria Richmond, ArgentynaNie maZnieczulenie
KsylenSigma-Aldrich, USA534056Odwoskowanie sekcji parafinowych
&alfa;-przeciwciało monoklonalne tubuliny (mysza anty-&alfa;-tubulina, sc-5286 B7)Santa Cruz Biotechnology, USASC-5286 B7Dla immunobarwienia z wrzecionami mejotycznymi

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Weir, B. J. The reproductive physiology of the plains viscacha, Lagostomus maximus. J Reprod Fertil. 25, 355-363 (1971).
  2. Leopardo, N. P., Inserra, P. I. F., Giacchino, M., Caram, D. A., Willis, M. A., Vitullo, A. D. Polyovulation in the South American plains vizcacha, revisited: coexistence of spontaneous and induced ovulation. J Exp Zool A Ecol Integr Physiol. 343 (6), 724-739 (2025).
  3. Caram, D. A., Inserra, P. I. F., Vitullo, A. D., Leopardo, N. P. Autophagy favors survival of corpora lutea during the long-lasting pregnancy of the South American plains vizcacha, Lagostomus maximus (Rodentia Caviomorpha). Sci Rep. 14 (1), 11220(2024).
  4. Cortasa, S. A., et al. Achieving full-term pregnancy in the vizcacha relies on a reboot of luteal steroidogenesis in mid-gestation (Lagostomus maximus, Rodentia). PLoS One. 17, e0271067(2022).
  5. Flamini, M. A., Barbeito, C. G., Gimeno, E. J., Portiansky, E. L. Histology, histochemistry and morphometry of the ovary of the adult plains viscacha (Lagostomus maximus) in different reproductive stages. Acta Zool (Stockh). 90, 390-400 (2009).
  6. Fraunhoffer, N. A., et al. Hormonal behavior correlates with follicular recruitment at mid-gestation in the South American plains vizcacha, Lagostomus maximus (Rodentia, Caviomorpha). Gen Comp Endocrinol. 250, 162-174 (2017).
  7. Jensen, F., Willis, M. A., Albamonte, M. S., Espinosa, M. B., Vitullo, A. D. Naturally suppressed apoptosis prevents follicular atresia and oocyte reserve decline in the adult ovary of Lagostomus maximus (Rodentia, Caviomorpha). Reproduction. 132, 301-308 (2006).
  8. Jensen, F., Willis, M. A., Leopardo, N. P., Espinosa, M. B., Vitullo, A. D. The ovary of the gestating South American plains vizcacha (Lagostomus maximus): suppressed apoptosis and corpora lutea persistence. Biol Reprod. 79, 240-246 (2008).
  9. Leopardo, N. P., Jensen, F., Willis, M. A., Espinosa, M. B., Vitullo, A. D. The developing ovary of the South American plains vizcacha, Lagostomus maximus (Mammalia, Rodentia): massive proliferation with no sign of apoptosis-mediated germ cell attrition. Reproduction. 141, 633-641 (2011).
  10. Leopardo, N. P., Vitullo, A. D. Early embryonic development and spatiotemporal localization of mammalian primordial germ cell-associated proteins in the basal rodent Lagostomus maximus. Sci Rep. 7 (1), 594(2017).
  11. Leopardo, N. P., Velazquez, M. E., Cortasa, S., González, C. R., Vitullo, A. D. A dual death/survival role of autophagy in the adult ovary of Lagostomus maximus (Mammalia-Rodentia). PLoS One. 15 (5), e0232819(2020).
  12. Weir, B. J. Reproductive Characteristics of Hystricogmorph Rodents. The Biology of Hystricomorph Rodents. , Symposia of the Zoological Society of London. London, UK. (1974).
  13. Dorfman, V. B., et al. Variation in progesterone receptors and GnRH expression in the hypothalamus of the pregnant South American plains vizcacha Lagostomus maximus (Mammalia, Rodentia). Biol Reprod. 89 (5), 115(2013).
  14. Inserra, P. I. F., Leopardo, N. P., Willis, M. A., Freysselinard, A. L., Vitullo, A. D. Quantification of healthy and atretic germ cells and follicles in the developing and postnatal ovary of the South American plains vizcacha, Lagostomus maximus: evidence of continuous rise of the germinal reserve. Reproduction. 147, 199-209 (2014).
  15. Llanos, A. C., Crespo, J. A. Ecología de la vizcacha (Lagostomus maximus maximus Blainv.) en el nordeste de la provincia de Entre Ríos. Rev Investig Agríc. 6, 289-378 (1952).
  16. Weir, B. J. The management and breeding of some more hystricomorph rodents. Lab Anim. 4 (1), 83-97 (1970).
  17. Branch, L. C., Villarreal, D., Fowler, G. S. Recruitment, dispersal, and group fusion in a declining population of the plains viscacha (Lagostomus maximus; Mammalia, Chinchillidae) in scrub habitat of central Argentina. J Mammal. 74 (1), 9-20 (1993).
  18. Spotorno, A. E., Patton, J. L. Superfamily Chinchilloidea Bennett 1833. Mammals of South America. , University of Chicago Press. Chicago, IL, USA. (2015).
  19. Baker, T. G. A quantitative and cytological study of germ cells in human ovaries. Proc R Soc Lond B Biol Sci. 158 (972), 417-433 (1963).
  20. Forabosco, A., Sforza, C., De Pol, A., Vizzotto, L., Marzona, L., Ferrario, V. F. Morphometric study of the human neonatal ovary. Anat Rec. 231, 201-208 (1991).
  21. Hirshfield, A. N. Development of follicles in the mammalian ovary. Int Rev Cytol. 124, 43-101 (1991).
  22. Suzuki, O. Sequence comparison of gonadotropin subunits in laboratory animals for improvement of superovulation techniques. Kansai J Lab Anim. 27, 72-75 (2006).
  23. Chen, B. X., Yuen, Z. X., Pan, G. W. Semen-induced ovulation in the Bactrian camel (Camelus bactrianus). J Reprod Fertil. 73, 335-339 (1985).
  24. El Allali, K., El Bousmaki, N., Ainani, H., Simonneaux, V. Effect of the camelid's seminal plasma ovulation-inducing factor/β-NGF: a Kisspeptin target hypothesis. Front Vet Sci. 4, 99(2017).
  25. García-García, R. M., et al. β-Nerve growth factor identification in male rabbit genital tract and seminal plasma and its role in ovulation induction in rabbit does. Ital J Anim Sci. 17, 442-453 (2017).
  26. Weir, B. J. The reproductive organs of the female plains viscacha, Lagostomus maximus. J Reprod Fertil. 25, 365-373 (1971).
  27. Vitullo, A. D., Inserra, P. I. F., Leopardo, N. P., Halperin, J., Dorfman, V. B. The Plains Vizcacha. Assisted Reproduction in Wild Animals of South America. , CRC Press. Boca Raton, FL, USA. (2023).
  28. National Research Council Committee for the Update of the Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. , 8th edn, National Academies Press. Washington, DC, USA. (2011).
  29. Sikies, R. S., et al. Guidelines of the American Society of Mammalogists for the use of wild mammals in research. J Mammal. 92 (1), 235-253 (2011).
  30. Percie du Sert, N., et al. The ARRIVE guidelines 2.0: updated guidelines for reporting animal research. PLoS Biol. 18 (7), e3000410(2020).
  31. Roach, N. Lagostomus maximus. The IUCN Red List of Threatened Species. , (2016).
  32. Giacchino, M. Caracterización del proceso de implantación en Lagostomus maximus: un mamífero con poliovulación y reabsorción embrionaria selectiva. [Doctoral thesis]. , Facultad de Ciencias Veterinarias, Universidad de Buenos Aires. Argentina. (2017).
  33. Kershaw-Young, C. M., Druart, X., Vaughan, J., Maxwell, W. M. C. β-Nerve growth factor is a major component of alpaca seminal plasma and induces ovulation in female alpacas. Reprod Fertil Dev. 24, 1093-1097 (2012).
  34. Kubiak, J. Z. Mouse oocytes gradually develop the capacity for activation during the metaphase II arrest. Dev Biol. 136, 537-545 (1989).
  35. Soede, N. M., Noordhuizen, J. P. T. M., Kemp, B. The duration of ovulation in pigs, studied by transrectal ultrasonography, is not related to early embryonic diversity. Theriogenology. 38 (4), 653-666 (1992).
  36. Nicoll, M. E., Racey, P. A. Follicular development, ovulation, fertilization and foetal development in tenrecs (Tenrec eucaudatus). J Reprod Fertil. 74, 47-55 (1985).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Analiza wielooocyjacjiowulacja naturalnaowulacja indukowanaodzyskiwanie oocyt wstymulacja gonadotropinamiwyzwalacz z osocza nasiennegorekrutacja p cherzyk wfizjologia rozroduowulacja u ssak w
Film wkrótce dostępny

Powiązane artykuły