Artykuł metodologiczny

Uprawa oparta na hodowli in vivo nicieni entomopatogenicznych

636 wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/69678

⸱

9 stycznia 2026

 ,  ,  , 
1US Department of Agriculture, Agricultural Research Service, Vegetable Crops Research Unit, 2Department of Entomology, University of Wisconsin-Madison, 3US Department of Agriculture, Agricultural Research Service, Southeast Fruit and Tree Nut Research Unit

W tym artykule

Podsumowanie

Przedstawiamy dwie metody masowego rozmnażania nicieni entomopatogenicznych jako bioinsektycydów dla rolników. Pierwsza metoda wykorzystuje żel poliakrylamidu jako podłoże do hodowli nicieni, podczas gdy druga metoda wykorzystuje bawełnę polimerową jako podłoże do hodowli. Obie metody opierają się na in vivo rozmnażaniu nicieni wewnątrz padlin owadów.

Streszczenie

Niematody entomopatogenne (NEP) produkowane metodami in vitro lub in vivo są wysoce efektywnymi środkami biokontroli w zarządzaniu szkodnikami owadami. Systemy masowej propagacji in vivo dają wysokiej jakości nicienie, ale często są bardziej pracochłonne i/lub mniej opłacalne niż komercyjne metody in vitro. Opisane do tej pory systemy propagacji nicieni dla hodowców są ogólnie niezawodne, ponieważ polegają na zewnętrznych źródłach (laboratoria przemysłowe lub akademickie) do kalibracji inokulum. Zaprojektowaliśmy nowatorskie systemy dla hodowców, w których rolnicy mogą ciągle produkować własne nicienie po uzyskaniu inokulum z uznanych laboratoriów/firm produkujących NEP.

Przedstawiamy tutaj dwie metody masowej propagacji NEP jako bioinsektycydów dla rolników. W pierwszej metodzie, porównaliśmy produkcję nicieni in vivo z użyciem standardowej metody pułapki White z podejściem dla hodowców z zastosowaniem żelu poliakrylamidowego jako podłoża dla nicieni. Metoda dla hodowców wyprodukowała więcej nicieni niż standardowa metoda podczas hodowania dwóch powszechnie dostępnych gatunków NEP (Steinernema carpocapsae i Heterorhabditis bacteriophora).

W drugiej metodzie, dwa rodzime gatunki nicieni (Oscheius onirici i Heterorhabditis georgiana) były masowo rozmnażane w żywych larwach chrząszczy (Tenebrio molitor), które były osadzone między dwiema warstwami bawełny pokrytej polimerem. Zebranie wylęgających się nicieni z warstwy bawełny polegało na systematycznym nawadnianiu tacki, tworząc zawiesinę nicieni gotową do zastosowań w polu. Te systemy dla hodowców obiecują szerokie przyjęcie przez interesariuszy rolniczych, ponieważ podejścia są technicznie proste i skalowalne dla tych, którzy szukają dostępnych, niezawodnych metod produkcji nicieni. Dostarczając hodowcom środków do stworzenia własnych narzędzi do zarządzania szkodnikami, te metody powinny ułatwić większą niezależność i opłacalność na farmach w USA.

Wprowadzenie

Glistniki entomopatogenne (EPN), reprezentowane powszechnie przez gatunki Steinernema i Heterorhabditis, od wielu lat są używane jako skuteczne środki biologicznego zwalczania szkodników przenoszonych przez glebę1. EPN żerują w glebie na gospodarzach owadów, a gdy nicień znajdzie odpowiedniego gospodarza, wchodzi do ciała owada i uwalnia symbiotyczne bakterie, które zabijają owada2. Te symbiotyczne bakterie konsumują żywiciela, rozmnażają się w zwłokach i stają się głównym źródłem pokarmu dla nicieni3. Ostatecznie, po wielu pokoleniach nicieni w ciele zwłok gospodarza, infekują młode nicienie (IJ) wychodzą na poszukiwanie nowych gospodarzy owadów. Na tym etapie nicienie mogą być zebrane i wykorzystane jako bio-insektycyd do ochrony upraw. Rolnicy (oraz inni interesariusze rolniczy) mogą kupować preparaty takich pożytecznych nicieni, ale rzadko rolnicy mogą wyhodować własne nicienie do zastosowania w programach zwalczania szkodników.

Hodowla i zbiór nicieni metodami produkcji typowymi może być dość trudne. Hodowla na małą skalę EPN jest często oparta na metodach in vivo, podczas gdy na większą skalę stosuje się produkcję in vitro4. Większość metod in vitro wykorzystuje homogenaty produktów ubocznych pochodzenia zwierzęcego jako dietę dla nicieni, omijając w ten sposób manipulowanie owadami. Niciennie nie jest zaskakujące, że produkcja in vivo może być wymagająca i kosztowna, ponieważ polega na inokulowaniu żywych owadów gospodarzy, często przy użyciu metody pułapki White5 z Galleria mellonella L. (gąsienice woskowe) lub Tenebrio molitor L. (gąsienice mączne). Hodowla nicieni wewnątrz żywych owadów gospodarzy nie tylko podnosi koszt żywych owadów, ale także zwiększa pracę związaną z ich manipulacją.

Gdy EPN rozwijają się wewnątrz swoich owadów gospodarzy, zwłoki pokazują charakterystyczne objawy infekcji odpowiadające gatunkowi EPN, który je zainfekował6. Zwłoki mogą następnie być umieszczane na nawilżonej powierzchni w naczyniu trzymanym wewnątrz większego naczynia wypełnionego wodą7. Gdy nicienie zakończą swój cykl życiowy wewnątrz zwłok gospodarza, IJ wychodzą z zwłok i są zbierane, zazwyczaj poprzez delikatne nawadnianie wodą, a następnie przechowywane w różnych mediach, w tym w obojętnych podłożach takich jak żele (Rysunek 1), trociny lub wermikulit8. Produkcja in vivo ogólnie odzwierciedla niską ekonomię skali z powodu kosztów pracy i owadów7,9.

Produkcja in vitro opiera się na wychowywaniu EPN na sztucznych mediach zawierających kultury monokseniczne EPN i ich symbiotyczne bakterie, Photorhabdus (dla Heterorhabditis) i Xenorhabdus (dla Steinernema)4,10. Metoda ta wymaga zaawansowanej znajomości i znacznych wydatków na materiały i sprzęt niezbędny do fermentacji o wysokiej wydajności11. W rezultacie, niezawodna produkcja EPN in vitro jest prawdopodobnie za drogie dla wielu gospodarstw rolnych.

Dla rolników i innych interesariuszy rolniczych, trudności techniczne związane z technikami in vitro można ominąć poprzez ulepszenie metodologii in vivo, szczególnie poprzez ulepszony wychów owadów12 w połączeniu z zautomatyzowaną inokulacją i zbiorem nicieni7,13. Takie metody in vivo mogą stać się znacznie bardziej wydajne, ponieważ optymalizują procedury inokulację, produkcję i przechowywanie EPN7,14,15,16. Ponadto, produkcja in vivo może być dostosowana do potrzeb użytkowników końcowych poprzez ułatwienie wytwarzania EPN przez samych rolników17. Jedną z podstawowych wad tej metody jest to, że szczepionka nicieni musi być dostarczana hodowcom z komercyjnego lub finansowanego publicznie źródła dla każdej rundy produkcji9, co sprawia, że hodowca jest stale zależny od zewnętrznego źródła szczepionki. Dlatego potrzebna była trwała, długoterminowa metoda produkcji EPN dla hodowców. Wynikiem tych badań są metody trwałe, przedstawione w niniejszym artykule.

Aby zbadać te podejścia, ustanowiliśmy dwie różne metody produkcji in vivo. W pierwszej metodzie porównano produkcję in vivo z standardową metodą pułapki White z nowatorską metodą zorientowaną na hodowców. Rezultatem jest stosunkowo prosta, nisko kosztowa metoda produkcji EPN, która jest trwała

Protokół

1. Uzyskanie początkowego inokulum i podstawowe procedury

UWAGA: Produkcja masowa dla metod opartych na hodowcach opiera się na zakażonych żywicielach owadów. W pierwszej metodzie, po uzyskaniu początkowego inokulum, zawiesin wodnych nicieni nie są już potrzebne do zakażenia nowych żywicieli.

  1. Aby rozpocząć początkowe inokulum, uzyskaj pożądany gatunek EPN. Użyj stadium zakaźnego (IJ) Steinernema carpocapsae (wszystkie odmiany) i Heterorhabditis bacteriophora (odmiana VS).
  2. Używając IJ, zakaź ostatnią larwę G. mellonella metodą pułapki White7.
  3. Zakazać żywych 50 larw G. mellonella IJ (100 IJ/owód) S. carpocapsae lub H. bacteriophora w naczyniach Petri (90 mm) wyłożonych papierem filtrowym. Trzymaj zakazane owady w temperaturze 25 °C do momentu, gdy IJ są blisko wyjścia (5-7 dni dla S. carpocapsae, 7-10 dni dla H. bacteriophora).
  4. Kontynuuj proces ciągłej produkcji opartej na hodowcach9.
    1. Do masowego inokulum umieść jedno zainfekowane zwłoki (np. zakażone S. carpocapsae lub H. bacteriophora) z 50 żywymi larwami G. mellonella w plastikowym pojemniku (pojemniki 5,7-14,2 L) wyłożonym wilgotnym ręcznikiem papierowym i trzymaj w temperaturze 25 °C.
    2. Po 72 h usuń zwłoki, które nie wykazują odpowiednich zmian barwy (brązowe/brązowe dla Steinernema; czerwono/pomarańczowo dla Heterorhabditis) z pojemnika, aby uniknąć skażenia.
    3. Przenieś zwłoki do pojemników z proszkiem żelu poliakryloamidowego w przezroczystych plastikowych pojemnikach i zwilż wodą (20 mL/suchy gram żelu). Umieść zwłoki na wierzchu siatki z nici nylonowej (2 mm × 2 mm wielkość porów), aby je oddzielić od żelu7.
    4. Zbierz IJ z zakażonych żywicieli (które pozostają na sicie na wierzchu żelu). Kontynuuj zbieranie do żelu do momentu, gdy ~5-7 dni po rozpoczęciu się wyjścia IJ; usuń i wyrzuć wyczerpane zwłoki (zbieranie IJ powinno być kontynuowane, aż IJ znacznie się zmniejszą, zazwyczaj około 5-7 dni).
      UWAGA: IJ zebrane do żelu mogą być użyte do rozpoczęcia inokulum na kolejną rundę produkcji EPN, użyte bezpośrednio do zastosowania lub przechowywane w lodówce na kilka tygodni do miesięcy bez utraty żywotności, a nawet 3-6 miesięcy do ponownego inokulum.
  5. Aby opracować inokulum na kolejne rundy produkcji, wystaw zdrowym larwom G. mellonella na IJ w żelu w naczyniach Petri (90 mm). Następnie użyj tych nowo zakażonych żywicieli do zakażenia kolejnej grupy larw G. mellonella (jak wspomniano powyżej w punktach 1.2 i 1.3).
  6. Do zastosowań EPN, spłucz IJ, które weszły do żelu, wodą z kranu lub sitami (rozmiar porów < 0,3 cm). Alternatywnie, stosuj EPN w żelu bezpośrednio na małe areny bez spłukiwania.
    UWAGA: EPN można stosować w zawiesinach wodnych i stosować za pomocą standardowej praktyki hodowlanej (opryskiwacze, nawadnianie itp.)7. Żel można przechowywać przez kilka tygodni w lodówce z niewielkimi spadkami żywotności EPN, podczas gdy w temperaturze pokojowej można go przechowywać nie dłużej niż 2 tygodnie. W lodówce żel można przechowywać przez miesiące (dokładne czasy będą różne w zależności od gatunku EPN).

2. Eksperyment z Steinernema carpocapsae

UWAGA: Celem tego badania było zweryfikowanie produkcji IJ w podejściu opartym na hodowcach względem standardowej metody White trap poprzez zmianę wielkości aren.

  1. Ustaw eksperyment tak, aby obejmował pięć traktowań z różnymi gęstościami zwłok, wahającymi się od 5 do 50 żywicieli na arenę.
    1. T1: Kontrolka: Umieść 5 zwłok w pułapkach White w naczyniach Petri (10,0 cm × 1,5 cm; średnica [D] × wysokość [H]) lub 0,06 zwłok/cm2.
    2. T2: Umieść 30 zwłok w większych pułapkach White (15,0 cm × 1,5 cm; D × H) w 14,2 L przezroczystych plastikowych pojemnikach (43,2 cm × 28,3 cm × 16,5 cm; D × S × W) lub 0,025 zwłok/cm2.
    3. T3: Umieść 25 zwłok w żelu poliakryloamidowym (15 g proszku żelu + 300 ml wody z kranu) w 5,7 L przezroczystych plastikowych pojemnikach (36,2 cm × 21 cm × 12,4 cm; D × S × W) lub 0,033 zwłok/cm2.
    4. T4: Umieść 30 zwłok w żelu poliakryloamidowym (35 g suchego

Wyniki

S. carpocapsae eksperyment
Efekty leczenia były istotne w oparciu o średnią liczbę IJ/kadłub (ANOVA jednoczynnikowa: F4,39 = 2,95, P = 0,0362). Tylko T2 i T4 były istotnie różne od siebie, ponieważ T4 wyprodukowało więcej IJ na kadłub (244 029 ± 16 241) niż T2 (159 114 ± 9 669) (Rysunek 2).

H. bacteriophora eksperyment
W tym eksperymencie stwierdzono istotny efekt leczenia na średniej liczbie IJ na kadłub (ANOVA jednoczynnikowa: F1,19 = 5,0, P = 0,040). Leczenie oparte na metodzie zorientowanej na hodowcę miało znacznie więcej IJ/kadłub (186 389 ± 28 645) niż leczenie pułapką White (124 470 ± 19 129) (Rysunek 3).

Oscheius onirici i Heterorhabditis georgiana rozmnażanie
Warstwa koniczyny była równie skuteczna jak wata w zapewnieniu podłoża do hodowli nicieni O. onirici i H. georgiana (ANOVA dwuczynnikowa: główny efekt tożsamości nicieni: F1,23 = 0,146; P = 0,706; główny efekt typu podłoża: F1,23 = 0,104; P = 0,751; oddziaływanie między tożsamością nicieni a typem podłoża: F1,23 = 0,346; P = 0,563). Średnia O. onirici na litr z tacki z waty i koniczyny wynosiła odpowiednio (w milionach) 101,11 ± 13,73 i 95,93 ± 20,19. Średnia H. georgiana na litr z tacki z waty i koniczyny wynosiła odpowiednio (w milionach) 82,23 ± 18,69 i 99,93 ± 18,40.

Rysunek 1
Rysunek 1: Diagram metody opartej na hodowcy. Krok 1: inokulacja; Krok 2: inkubacja masowa; Krok 3: przeniesienie na żel poliakrylamidowy z sitkiem. Skrót: IJ = zarażone larwy nicieni. Proszę kliknąć tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Rysunek 2
Rysunek 2: Średnia produkcja zarażonych larw (IJ) Steinernema carpocapsae (wszystkie) na Galleria mellonella kadłub w pięciu leczenach. Skrót: IJ = zarażone larwy nicieni. Ten rysunek został wzięty z pozwolenia Oliveira-Hofman et al.9. Proszę kliknąć tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Rysunek 3
Rysunek 3: Średnia produkcja zarażonych larw (IJ) Heterorhabditis bacteriophora (szczep VS) na Galleria mellonella kadłub z pułapki White i leczenia żelem poliakrylamidowym. Ten rysunek został wzięty z pozwolenia Oliveira-Hofman et al.9. Proszę kliknąć tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Dyskusja

Badania wykazały, że metody zorientowane na producenta (z żelem poliakryloamidowym i/lub dwuwarstwową gazą pokrytą polimerem) mogą niezawodnie produkować duże ilości nicieni dla programów zwalczania szkodników. Co ważne, podstawowe parametry wymienionych powyżej procesów można ulepszyć, aby spełnić potrzeby producentów (np. gęstość żywiciela, wielkość aren i używane podłoża). Dwa podejścia mogą być odpowiednie dla różnych systemów upraw; porównanie i dalsza optymalizacja metod będzie głównym tematem przyszłych badań.

Porównując żel poliakryloamidowy z metodą opartą na pułapce White'a, podłoże żelowe produkuje większe liczby IJ. Krytycznym elementem tych ustaleń jest to, że IJ mogą bezpośrednio przemieszczać się do żelu, podczas gdy w pułapkach White'a muszą przemieszczać się z wnętrza naczynia trzymanego do naczynia do zbioru, a zatem niektóre IJ mogą nie dotrzeć do naczynia do zbioru. Istnieją zalety zbierania IJ bezpośrednio z żelu, ponieważ IJ mają tendencję do rozpraszania się w otoczeniu, skupiając się efektywnie w żelu, ułatwiając przechowywanie i/lub zbiór15.

Podobnie, IJ hodowane w czerwcu osadzone w dwuwarstwowym gazie mogą również opuszczać padliny i, śledząc siłę grawitacji, przemieszczają się w dół i gromadzą na/w zwłóknionych włóknach gazy. Struktura dwuwarstwy pokrytej polimerem tworzy dużą powierzchnię, na której nicienie mogą się koncentrować. Łatwość hodowli i zbioru IJ sprawia, że to podejście jest przystosowane do producentów chcących produkować nicienie we własnym zakresie. Ustalenie, że gaza końska jest równie produktywna jak wata bawełniana, jest bardzo ważne, ponieważ wskazuje, że zalety gazy konnej (tj. poprawiona wydajność zbioru nicieni) mogą być utrzymane bez spadku wydajności. Prawdopodobnie gaza końska zapewnia lepsze przewietrzenie w porównaniu z watą bawełnianą, ponieważ włókna gazy nie zapadają się w gęstą, nasiąkniętą wodą mata. Co ważne, nicienie, które pojawiają się bezpośrednio z zakażonego żywiciela (zgodnie z naszymi metodami in vivo), wykażą się - jako populacja - zdolnością do znajdowania, obezwładniania i zabijania owadów żywicieli, co wskazuje na wysoki stopień zakaźności (zdolności inwazyjnej), lepszą zdolność do rozsiewania, wyższą wirulencję i tolerancję środowiskową (abiotyczną), w porównaniu z nicieniami wyprodukowanymi metodami in vitro21,22.

Proponowane tutaj systemy produkcji zorientowane na producenta mogą być łatwo dostosowane do innych gatunków EPN, ponieważ owadzi żywiciel, Galleria mellonella, jest bardzo podatny na większość gatunków Steinernema i Heterorhabditis 6. Można zastosować inne owadzie żywiciele, takie jak T. molitor6,7,18,19. Wartość formuły żelowej została wykazana przez Leite et al. (2018)23; jeśli są przechowywane w odpowiedniej temperaturze w systemie żelowym, mogą być przechowywane przez kilka miesięcy przed użyciem. Formuła na bazie żelu jest bardzo odpowiednia dla większości systemów aplikacji; żele z poliakrylamidami były z powodzeniem stosowane jako standardowe formuły EPN przez dziesięciolecia6,7,24. Ponadto żele mają wysoki poziom pojemności magazynowej, a zbieranie z żelu poprzez przesiewanie i płukanie jest bardzo łatwe24, może zająć mniej niż 5 minut (obserwacja osobista Shapiro-Ilan) i wyższe plony obserwuje się w podejściu z systemem żelowym w porównaniu z pułapkami White'a. Formuły żelowe zatrzymujące IJ wewnątrz preparatów (podczas gdy inne formuły (na bazie torfu, wermikulitu, mieszanki doniczkowej, kremy z okrzemki i kompostu z grzybów) miały wyższy procent IJ, które uciekły z medium23). Dalsze badania nad podłożami do przechowywania nicieni, które mogą całkowicie się rozpuścić w wodzie zbiornika do opryskiwania (np. gąbka fenolowa, jak zastosowano przez Leite et al. (2023)25) będą przydatne dla producentów.

Nasz podejście zorientowane na producenta ma potencjalną wadę - wielokrotne podhodowle mogą powodować pogorszenie wirulencji nicieni, co jest potencjalnym problemem dla wszystkich systemów produkcyjnych. Problemu tego można uniknąć, jeśli producenci użyją początkowego inokulum z linii inbredowanych26 i następnie ograniczają gęstość nicieni podczas infekcji, ograniczając tym samym występowanie "oszustów" (niewirulentne nicienie, które polegają na innych nicieniach do zabicia gospodarza) w kulturach nicieni27.

Nasze nowe metody produkcji oparte na producentach reprezentują zrównoważone, dostępne, wysoko

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Wyrażamy wdzięczność Stacy Byrd za pomoc techniczną. Wspomnienie nazw handlowych lub produktów komercyjnych w tej publikacji ma wyłącznie na celu dostarczenie określonych informacji i nie oznacza rekomendacji ani poparcia ze strony Departamentu Rolnictwa Stanów Zjednoczonych.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Clear plastic ContainersSterile Crop, Townsend MAhttps://www.sterilite.com/
Clear plastic ContainersIris USA, Inc, Pleasant Prairie, WIhttps://www.irisusainc.com/
Wata bawełnianaMedLine Cotton Rolls, 1 × 8.5 ft rollshttps://athome.medline.com/en/medline-sterile-cotton-roll-1in-x-8-5ft-1lb-10ct-non6028
Heterorhabditis georgianaUSDA ARS Vegetable Crops Research Unit, Madison, WIN/A
Ocheius onirici USDA ARS Vegetable Crops Research Unit, Madison, WIN/A
Proszek do żelu poliakrylamiduSoil Moist, JRM Chemical, Cleveland OHhttps://www.soilmoist.com/
Wata bawełniana powlekana polimerem (gaza konna)Leggett & PlattBB Satin Star 12'S, 30 × 36 inch roll
Steinernema carpocapsae (wszystkie szczepy)  Heterorhabditis bacteriophora (szczep VS)USDA ARS Southeastern Fruit and Tree Nut Research Laboratory, Byron, GA.N/A

Bibliografia

  1. Campos-Herrera, R. Nematode Pathogenesis of Insects and Other Pests: Ecology and Applied Technologies for Sustainable Plant and Crop Protection. , Springer International Publishing. Cham. (2015).
  2. Lacey, L. A., Georgis, R. Entomopathogenic nematodes for control of insect pests. J Nematol. 44 (2), 218-225 (2012).
  3. Mucci, N. C., et al. Apex predator nematodes and meso-predator bacteria consume their basal insect prey through discrete stages of chemical transformations. mSystems. 7 (3), e0031222(2022).
  4. Shapiro-Ilan, D. I., Leite, L. G., Han, R. Production of entomopathogenic nematodes. Mass Prod Benef Organisms. 2023, 293-315 (2023).
  5. White, G. F. A method for obtaining infective nematode larvae from cultures. Science. 66 (1709), 302-303 (1927).
  6. Hazir, S., Kaya, H. K., Touray, M., Çimen, H., Shapiro-Ilan, D. Basic laboratory and field manual for conducting research with the entomopathogenic nematodes, Steinernema and Heterorhabditis, and their bacterial symbionts. Turk J Zool. 46 (4), 305-350 (2022).
  7. Shapiro-Ilan, D., Raymond, B. Limiting opportunities for cheating stabilizes virulence in insect parasitic nematodes. Evol Appl. 9 (3), 462-470 (2016).
  8. Askary, T. H., Ahmad, M. J. Survival and virulence capacity of native strain of entomopathogenic nematode, Steinernema cholashanense, in different formulations. Agric Res. 10 (3), 390-397 (2021).
  9. Oliveira-Hofman, C., Steffan, S., Shapiro-Ilan, D. A sustainable grower-based method for entomopathogenic nematode production. J Insect Sci. 23 (5), 4(2023).
  10. Ehlers, R. U. Mass production of entomopathogenic nematodes for plant protection. Appl Microbiol Biotechnol. 56 (5-6), 623-633 (2001).
  11. Dunn, M. D., Belur, P. D., Malan, A. P. Development of cost-effective media for the in vitro liquid culture of entomopathogenic nematodes. Nematology. 24 (7), 763-775 (2022).
  12. Automated insect separation system. US Patent. , US8025027Bl (2011).
  13. Gaugler, R., Brown, I., Shapiro-Ilan, D., Atwa, A. Automated technology for in vivo mass production of entomopathogenic nematodes. Biol Control. 24, 199-206 (2002).
  14. Lindegren, J. E., Valero, K. A., Mackey, B. E. Simple in vivo production and storage methods for Steinernema carpocapsae infective juveniles. J Nematol. 25 (2), 193-197 (1993).
  15. System and method for producing beneficial parasites. US Patent. , 8677935 (2014).
  16. Van Zyl, C., Malan, A. P. Cost-effective culturing of Galleria mellonella and Tenebrio molitor and entomopathogenic nematode production in various hosts. Afr Entomol. 23 (2), 361-375 (2015).
  17. Testa, A. M., Shields, E. J. Low labor "in vivo" mass rearing method for entomopathogenic nematodes. Biol Control. 106, 77-82 (2017).
  18. Ye, W., Foye, S., MacGuidwin, A. E., Steffan, S. Incidence of Oscheius onirici (Nematoda: Rhabditidae), a potentially entomopathogenic nematode from the marshlands of Wisconsin, USA. J Nematol. 50 (1), 9-26 (2018).
  19. Foye, S., Steffan, S. Two native Wisconsin nematodes represent virulent biocontrol agents in cranberries. Biol Control. 138, 104042(2019).
  20. Foye, S., Steffan, S. A., Bruck, D. A rare, recently discovered nematode, Oscheius onirici (Rhabditida: Rhabditidae), kills Drosophila suzukii (Diptera: Drosophilidae) within fruit. J Econ Entomol. 113 (2), 1047-1051 (2020).
  21. Shapiro-Ilan, D. I., Lewis, E. E., Son, Y., Tedders, W. L. Superior efficacy observed in entomopathogenic nematodes applied in infected-host cadavers compared with application in aqueous suspension. J Invertebr Pathol. 83 (3), 270-272 (2003).
  22. Gulzar, S., et al. Environmental tolerance of entomopathogenic nematodes differs among nematodes arising from host cadavers versus aqueous suspension. J Invertebr Pathol. 175, 107452(2020).
  23. Leite, L. G., Shapiro-Ilan, D. I., Hazir, S. Survival of Steinernema feltiae in different formulation substrates: Improved longevity in a mixture of gel and vermiculite. Biol Control. 126, 192-197 (2018).
  24. Georgis, R. Formulation and Application Technology. In Entomopathogenic Nematodes in Biological Control. , CRC Press. Boca Raton. (1990).
  25. Leite, L. G., Chacon-Orozco, J. G., Shapiro-Ilan, D. I., Baldo, F. B., Cardoso, J. F. M. Effects of temperature for optimizing production and storage of Steinernema rarum in a novel biphasic process, and efficacy of the nematode against Sphenophorus levis. Biol Control. 187, 105381(2023).
  26. Sharifi-Far, S., Shapiro-Ilan, D. I., Brownbridge, M., Hallett, R. H. The combined approach of strain discovery and the inbred line technique for improving control of Delia radicum with Heterorhabditis bacteriophora. Biol Control. 118, 37-43 (2018).
  27. Shapiro-Ilan, D. I., Morales-Ramos, J. A., Rojas, M. G. In vivo production of entomopathogenic nematodes. Methods Mol Biol. 1477, 137-158 (2016).

Przedruki i uprawnienia

Przeglądaj więcej artykułów

Masowa propagacja nicienibiologiczne środki kontrolizwalczanie szkodnikówmetoda pułapki białejżel poliakrylamidowyzawiesina nicienilarwy chrząszczysystemy zorientowane na producentów roślin
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.