Artykuł metodologiczny

Opracowanie nowego modelu wewnętrznego fiksacji dla złamań promieniowych szczurów: ocena gojenia złamań i izolacja gangliów korzenia grzbietowego

DOI:

10.3791/69707

⸱

13 marca 2026

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Affiliated Hospital of Integrated Traditional Chinese and Western Medicine, Nanjing University of Chinese Medicine, 2School of Medicine, Nanjing University of Chinese Medicine, 3School of Pharmacy, Nanjing University of Chinese Medicine, 4Nantong Tongzhou Hospital of Traditional Chinese Medicine, 5Institute of Modern Biology, Nanjing University

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Badanie innowacyjne łączy szwy i igły tytanowe do stabilnej wewnętrznej fiksacji w modelu złamania promieniowego szczura. Gojenje złamań oceniono za pomocą mikrotomografii komputerowej (mikro-CT), a neurony pierwotnego zwoja korzenia grzbietowego (DRG) zostały wyizolowane i hodowane do dalszych badań.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Model złamania promieniowego szczura odgrywa duże znaczenie w badaniach ortopedycznych, szczególnie w badaniach mechanizmów gojenia złamań, badaniach przesiewowych leków oraz ocenie materiałów biologicznych. Pomimo pewnych ograniczeń, jego rola w badaniach naukowych pozostaje niezastąpiona. Ponieważ promień szczurów jest stosunkowo cienki, stalowe płyty i śruby stosowane obecnie w praktyce klinicznej nie nadają się do leczenia złamań promieniowych szczurów. Aby rozwiązać to ograniczenie, badanie innowacyjne wykorzystuje szwy i stabilizację igieł tytanowych, wewnętrzny model fiksacji dla złamań radialnych, który zapewnia stosunkowo stabilne fiksowanie i tworzy solidny model zwierzęcy do badania wewnętrznego fiksacji takich złamań. Obrazowanie in vivo wykonano za pomocą mikro-CT na żywych zwierzętach, aby wykryć gojenie złamań promieniowych u szczurów Sprague-Dawley (SD). Ekstrakcja i zastosowanie DRG dla szczurów to ważne etapy badań neurobiologicznych, szeroko stosowane w takich dziedzinach jak neurobiologia, patologia i biologia komórki. Protokół ten jest odpowiedni do pierwotnej hodowli neuronów zwojowe korzenia grzbietowego szczurów z złamaniami promieniowymi i może być wykorzystywany do badania mechanizmów uszkodzenia nerwów oraz ich naprawy po złamaniach, takich jak apoptoza neuronów i uwalnianie neuroprzekaźników.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Złamania kości promieniowej należą do najczęstszych złamań klinicznych, o znacznej globalnej częstości występowania i należą do głównych przyczyn złamań długich kości w kończynach 1,2,3. Badania populacyjne pokazują dwumodalny rozkład wiekowy złamań promieniowych, zazwyczaj osiągający szczyt zarówno u dzieci, jak i osób starszych4. Opóźnione leczenie często prowadzi do zaburzeń rotacyjnych przedramienia, poważnie upośledzających codzienne czynności (ADL)5,6. Kontrowersje w leczeniu złamań promieniowych nadal istnieją, koncentrując się głównie na systemach klasyfikacji złamań i wyborze metod leczenia 7,8. Dowody kliniczne sugerują, że otwarta redukcja wewnętrzna fiksacja (ORIF) znacząco poprawia zakres ruchu (ROM) stawu łokcia lub nadgarstka oraz odzyskiwanie siły9; Jednak takie podejście wiąże się z wyższym wskaźnikiem zakażeń pooperacyjnych oraz powikłań związanych z utrwaleniem wewnętrznym10,11.

DRG pełni rolę kluczowego mostu anatomicznego i funkcjonalnego dla transmisji informacji sensorycznej między obwodowym a centralnym układem nerwowym (OUN). Poza swoją główną rolą w zbieraniu i przekazywaniu sygnałów peryferyjnych (np. dotyk, temperatura), DRG aktywnie reguluje nieprawidłowe doznania, takie jak ból, czyniąc go kluczową strukturą leżącą zarówno u podstaw normalnej funkcji sensorycznej, jak i klinicznego leczenia bólu 12,13,14. Zmiany patologiczne, takie jak uraz, stan zapalny czy neurodegeneracja w DRG, mogą wywoływać nieprawidłowości sensoryczne (np. drętwienie, mrowienie) lub przewlekły ból, co czyni je głównym punktem badań w neurobiologii i medycynie bólu.

W niniejszym procesie wybrano 8-tygodniowe samce szczurów SD ważące około 200 g do skonstruowania (1) wewnętrznego modelu fiksacji dla złamań radialnych poprzecznych u szczurów i późniejszej oceny po gojeniu, oraz (2) izolacji i hodowli in vitro DRG u szczurów z wewnętrznym modelem fiksacji złamań promieniowych. Protokół ten został zaprojektowany, aby ułatwić powtarzalne eksperymenty w badaniach dotyczących mechanizmów gojenia złamań, zmian sensorycznych wywołanych przez DRG oraz potencjalnych celów terapeutycznych bólu lub dysfunkcji po złamaniu.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszystkie eksperymenty na zwierzętach zostały zatwierdzone przez Komitet Etyki Zwierząt Uniwersytetu Medycyny Chińskiej w Nankinie (nr 202508A046). Wszystkie szczury użyte w następujących testach były przechowywane w określonych warunkach wolnych od patogenów (SPF). Schemat przedstawiający protokół pokazano na Rysunku 1.

1. Ustanowienie wewnętrznego modelu fiksacji dla złamań promieniowych u szczurów

UWAGA: Szczury były przyzwyczajone do cichego środowiska z miękkim, rozproszonym oświetleniem przed operacją, chroniąc je przed hałasem i ostrym oświetleniem. Podczas manipulacji szczury były podtrzymywane odwłokiem i klatką piersiową delikatnie ręcznie, unikając chwytania ogona, co jest znane z wywoływania bólu i niepokoju oraz zmniejszania dyskomfortu związanego z walką.

  1. Przygotuj narzędzia chirurgiczne zgodnie ze Rysunkiem 2. Narzędzia chirurgiczne obejmują ostrze skalpela, rękojeść skalpela, nożyczki operacyjne, uchwyt na igły, kleszcze hemostatyczne oraz kleszcze do tkanki zębatej. Samiec szczura Sprague-Dawley (SD) miał około 8 tygodni i ważył około 200 g.
  2. Znieczulaj szczura za pomocą aparatu do znieczulenia gazowego izofluranem. Do indukcji stosuj 4% izofluranu i utrzymuj znieczulenie wentylacyjne (2% izofluran) za pomocą stożka nosowego przez cały zabieg chirurgiczny. Utrzymuj temperaturę na sali operacyjnej na poziomie około 28 °C.
    UWAGA: Sprawdź skuteczność znieczulenia poprzez sprawdzenie parametrów życiowych (takich jak oddychanie i tętno), odruchu rogówki (brak reakcji wskazuje na skuteczną anestezję), odruchu mrugania (nieobecność) oraz reakcji na skurcz palca u stóp (brak cofnięcia po stymulacji).
  3. Ustaw szczura w pozycji bocznej, odsłoń prawą kończynę przednią i ogol sierść za pomocą maszynki do cięcia. Zawij sterylną prześcieradło i owiń opaską uciskową wokół bliższej prawej kończyny przedniej, aby zmniejszyć krwawienie chirurgiczne.
  4. Przygotuj skórę, naprzemiennie stosując alkohol i peelingi z betadyną trzy razy.
  5. Wykonaj 1,5 cm podłużne nacięcie na grzbietowej stronie promieniowej prawego przedramienia, jak pokazano na Rysunku 3. Oddziel przestrzenie mięśniowe i całkowicie odsłoń prawą promień kończyny przedniej.
    UWAGA: Promień jest odsłaniany przez tępe rozdzielenie mięśni wzdłuż przestrzeni międzymięśniowej. Odsłonięte są tylko mięśnie grzbietowe promienia, bez całkowitego urywania otaczających mięśni.
  6. Użyj nożyczek operujących, aby przeciąć promień i stworzyć pęknięcie poprzeczne. Nożyczki są ustawione pod kątem 90 stopni względem promienia (Rysunek 4).
  7. Weź tytanową igłę o średnicy 0,8 mm i długości 10 mm i włóż ją w pęknięcie promieniowe wzdłuż osi podłużnej (Rysunek 5). Umocuj promień i tytanową igłę za pomocą szwu (4-0 [1,5 metryczny] jedwabnie pleciony, niechłonny), jak pokazano na Rysunku 6.
  8. Zawiąż szew trzema kolejnymi węzłami i przymocuj tytanową igłę do promienia za pomocą czterech przerywanych szwów.
    UWAGA: Proksimalny i dystalny koniec złamania są odpowiednio dwukrotnie nieruchome.
  9. Szew (4-0 [1,5 metra] spleciony jedwabnym warkoczem, niewchłonialny) skórę, odetnij nadmiar szwów i zamknij ranę. Dezynfekuj skórę peelingami Betadine.
  10. Okryj ranę sterylną gazą i zabezpiecz bandażami. Umieść szczura w klatce, aby odzyskał przytomność do czasu powrotu do zdrowia.
  11. Leczenie bólu po operacji:
    1. Jeśli zwierzę wykazuje objawy bólu, nie je i/lub waha się chodzić na tylnych kończynach, skonsultuj się z personelem weterynaryjnym i podaj dodatkowe środki przeciwbólowe.
      UWAGA: Cefuroksym-sodem jest stosowany w leczeniu infekcji bakteryjnych. Do podawania środków przeciwbólowych stosuje się chlorowodorek tramadolu.

2. Mikrotomografia komputerowa

  1. Znieczulaj szczura za pomocą aparatu do znieczulenia gazu izofluranowego (dawka indukcyjna 4%).
  2. Umieść szczura w pozycji leżącej w komorze skanującej, dostosuj pozycję kończyn i głowy, aby wycentrować obszar skanowania w polu widzenia oraz utrzymuj ciągłą wentylację i znieczulenie (2% izofluranu) przez cały czas zabiegu.
  3. Wpychaj stałe łóżko zwierzęce do komory skanującej i zamknij drzwi komory.
  4. Ustaw parametry mikro-CT skanowania następująco. Tryb skanowania: standardowy; Czas naświetlania: 2 minuty; pole widzenia: 72 mm; rozmiar woksela: 144 μm; napięcie: 90 kV; obecny: 88 μA; filtr: 3D-soft.
    UWAGA: Dane skanowania są automatycznie przesyłane do oprogramowania, a następnie generowany jest trójwymiarowy obraz CT.
  5. Oddziel docelowe tkanki.
    1. Przeanalizuj wybrany obszar tkanki kostnej z oryginalnych obrazów mikro-CT. Przesuń linię funkcji transferowej, aby oddzielić kość od mięśnia, unikając zbyt dużej ilości tkanki mięśniowej. Wykonaj rekonstrukcję w wysokiej rozdzielczości na segmentowanej tkance kostnej, aby stworzyć model 3D.
  6. Eksportuj przetworzone obrazy.
    1. Po przetworzeniu obrazów zlokalizuj i kliknij przycisk zakończenia , aby sfinalizować bieżący workflow.
    2. Pojawi się okno wyskakujące – najpierw zaznacz "Still ", aby potwierdzić, że chcesz wyeksportować statyczny obraz (nie dynamiczną sekwencję).
    3. Wybierz jpeg jako format pliku wyjściowego spośród dostępnych opcji.
    4. Wybierz duży rozmiar , aby zapewnić, że eksportowany obraz zachowa wysoką rozdzielczość odpowiednią do analizy lub dokumentacji.
    5. Kliknij OK , aby zakończyć proces eksportu.

3. Izolacja i hodowla DRG u szczurów z złamaniami promieniowymi

UWAGA: Eutanazja przeprowadza się z inhalacją 4% izofluranem, po czym następuje szybkie zwichnięcie szyjki macicy w celu uśpienia zwierząt. DRG są usuwane 20 dni po ustaleniu modelu pęknięć radialnych.

  1. Przetnij kręgosłup, usuń ciała kręgów C1-C7. Przetnij kręgosłup szyjny wzdłuż przedniej i tylnej linii środkowej i podziel ją na lewą i prawą połowę. W razie potrzeby odciąć kolczaste wyrostki, aby ułatwić operację.
  2. Delikatnie oczyść tkankę rdzenia kręgowego i włókna nerwowe wewnątrz otworów międzykręgowych. Przepłucz otwory międzykręgowe strzykawką wypełnioną PBS, aby usunąć krew i odsłonić boczne wnęki.
    UWAGA: DRG znajduje się wewnątrz bocznych wnęk, prezentując się jako jasnożółty guzek, z włóknami nerwowymi połączonymi na obu końcach.
  3. Użyj kleszczy z tkanki ząbkowej, aby podnieść DRG, delikatnie go podnieść, a następnie nożyczkami do przecięcia włókien nerwowych na obu końcach.
  4. Przenieś wyekstrahowane DRG do rurki wirówki o pojemności 1,5 mL z medium ekstrakcyjnym; Umieść na lodzie.
    UWAGA: Przygotuj podłoże ekstrakcyjne, dodając 2% surowicy płodowej bydła (FBS) do α-Minimum Essential Medium (α-MEM). DRG są inkubowane w ośrodku ekstrakcyjnym przez około 30 minut, zanim przejdą do kolejnego etapu.
  5. Powoli zasysaj i wyrzucaj podłoże ekstrakcyjne. Dodaj 1 ml mieszanego roztworu enzymów trawiennych. Traw w kąpieli wodnej o temperaturze 37 °C przez 60-70 minut.
    UWAGA: Aby przygotować mieszany roztwór enzymów trawiennych, rozpuścić 100 mg kolagenazy typu I i 100 mg dyspazy w 1 mL soli fizjologicznej z buforem fosforanowym (PBS). Podczas stosowania rozcieńcz go do roztworu działającego 5 mg/mL i przechowuj w lodzie.
  6. Posmaruj szalkę Petriego, pipetując odpowiednią objętość roztworu roboczego fibronektyny, a następnie inkubuj w temperaturze 37 °C przez 1 godzinę.
    UWAGA: Roztwór roboczy fibronektyny w ludzkim osocze (roztwór roboczy fibronektyny) przygotowuje się przez rozcieńczenie roztworu zapasowego fibronektyny 1 mg/mL z ddH₂O do roztworu roboczego Fibronektyny 0,02 mg/mL.
  7. Po trawieniu aspiruj i wyrzuć mieszany roztwór enzymów trawiennych. Dodaj 1 ml kompletnego medium i delikatnie pipetuj tkankę DRG kilka razy.
    UWAGA: Aby przygotować kompletne medium, wymieszaj 45 mL podłoża MEM-α, 4,5 mL FBS i 0,5 mL roztworu penicylin-streptomycyny (PS) i sterylizuj przez filtrację przez mikroporowatą błonę o powierzchni 0,22 μm.
  8. Zbierz filtrat, wiruj w 75 × g przez 8,5 minuty w temperaturze 25 °C.
  9. Po wirowaniu zasysaj i wyrzuć supernatant do rurki wirówki, a następnie dodaj 1 mL kompletnego medium, aby ponownie zawiesić osad.
  10. Wyjmij szalkę Petriego. Wyrzuć roztwór działający Fibronektyny i przemyj PBS dwukrotnie.
  11. Zaszczep komórki w powlekanej szalce Petriego, dodaj 1 mL kompletnego medium i inkubuj w inkubatorze o stałej temperaturze w 37 °C z 5% CO₂ przez 8-12 godzin.
  12. Po 8-12 godzinach wymień kompletne medium na podłoże zastępcze. Następnie co 2-3 dni wymieniaj połowę objętości na podłoże wymienne.
    UWAGA: Aby przygotować podłoże zastępcze, wymieszaj 44,5 mL podłoża MEM-α, 4,5 mL FBS, 0,5 mL roztworu penicylin-streptomycyny (PS) oraz 0,5 mL deoksyurydyny. Sterylizuj przez filtrację przez mikroporowatą błonę o średnicy 0,22 μm.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Obrazy mikro-CT potwierdziły pomyślne ustalenie modeli szczurów z pęknięciami radialnymi na Rysunku 7 oraz wewnętrznego modelu fiksacji dla pęknięć radialnych szczurów na Rysunku 8. Zdjęcia mikro-CT porównano pomiędzy wykonaniem w dniu budowy wewnętrznego modelu fiksacji złamania a dwudziestodniem po utworzeniu modelu. Dwadzieścia dni po modelowaniu analiza mikro-CT szczurów SD w grupie modelowanej złamania wykazała korzystne rokowanie. Zdjęcia pokazały rozmytą ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Złamanie kości promieniowej jest jednym z najczęstszych złamań długich kości w praktyce klinicznej. Proces gojenia obejmuje złożone interakcje między naprawą tkanki kostnej a regulacją nerwową (np. regulacją osteoklastów przez neuropeptydy oraz czynniki neurotroficzne uwalniane z grzbietowego zwoju korzenia)15,16,17,18. Szczury są klasycznym modelem do badania mechanizmu gojenia złamań dzięki w...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszyscy autorzy deklarują, że nie mają potencjalnych konfliktów interesów.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Prace te były wspierane grantami z projektu badawczego Towarzystwa Medycyny Chińskiej Jiangsu (XYLD2024038) oraz projektu badawczego Komitetu Zdrowia i Wellness Nantong (QNZ2023115).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
5-Fluoro-2' deoksyurydynaSigmaF0503
Cefuroksym, sod Shandong Runze Pharmaceutical Co., Ltd., ChinyGuoyao Zhunzi H20205058
Roztwór barwienia DAPIBiyotimeC1005
DyspersjazaShanghai yuanye Bio-Technology Co., Ltd.S25046
Serum bydła płodu (FBS)Thermo16000-044
hemostatyczne kleszcze i kłęce;Shanghai Medical Instrument (Group) Co., Ltd.  J31070
Fibronektyna osocza ludzka (fibronektyna ludzka)  SigmaF0895
IzofluranNapęd na tylne kołaR510-22-10 
System mikro-CT na żywych zwierzętachPerkinElmer w USAQuantum GX 
Mem-ALPHA Medium kulturowe BIC3060
uchwyt na igły & nbsp;Shanghai Medical Instrument (Group) Co., Ltd.  200622
obsługa nożyczek i nbsp;Shanghai Medical Instrument (Group) Co., Ltd.  J21130
PenicylinaSolarbio140051251
Roztwór penicylina i streptomycyna NovaCellsN-PSS125
Povidon-jodMeilunbioMB1313800g
Ostrze skalpelaShanghai Medical Instrument (Group) Co.,Ltd.RYY070
Rękojeść skalpelowaShanghai Medical Instrument (Group) Co., Ltd.  J11010
Szycie  Johnson & Johnson MEDICAL (Chiny) Ltd. SA84G
Igła do szyciaShanghai XIAOYU MEDICAL EQUIPMENTS.  Δ 3/8 i środkowa kropka; 3&; 6
Tytanowa igłaTianjin Yutong Medical Device 2-0X250 
ząbkowe kleszcze tkankowe Shanghai Medical Instrument (Group) Co., Ltd.  J41055
Chlorek tramadoluJiangsu Jiuxu Pharmaceutical Co., Ltd., ChinyCYHB2201997
Tubulin beta-IIISigmaCBL412X
Kolagenaza typu I Thermo17100-017
Zeiss Axio Vert A1 Odwrócony mikroskop fluorescencyjnyZeissAxio Vert A1

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. GBD 2019 Fracture Collaborators. Global, regional, and national burden of bone fractures in 204 countries and territories, 1990-2019: a systematic analysis from the Global Burden of Disease Study 2019. Lancet Healthy Longev. 2 (9), e580-e592 (2021).
  2. Zeng, Y., et al. The incidence, prevalence, and health burden of forearm fractures in China from 1992 to 2021 and forecasts for 2036. Front Public Health. 13, 1566421(2025).
  3. Miskiewicz, M., Hakimi, A., Ling, K., Tesoriero, J., Komatsu, D., Wang, E. Epidemiology, risk factor, and economic analysis of peripheral nerve injury following distal radius fractures. Eur J Orthop Surg Traumatol. 35 (1), 292(2025).
  4. Olech, J., Ciszewski, M., Morasiewicz, P. Epidemiology of distal radius fractures in children and adults during the COVID-19 pandemic - a two-center study. BMC Musculoskelet Disord. 22 (1), 306(2021).
  5. Liu, K., Grigor, E. J. M., Antflek, D., Ho, G., Baltzer, H. L., Paul, R. Time to surgical management of distal radius fractures: effects on health care utilization and functional outcomes. Can J Surg. 67 (4), E286-E294 (2024).
  6. Khan, S., Persitz, J., Shrouder-Henry, J., Khan, M., Chan, A., Paul, R. Effect of time-to-surgery on distal radius fracture outcomes: A systematic review. J Hand Surg Am. 48 (5), 435-443 (2023).
  7. Hunt, J. J., Lumsdaine, W., Attia, J., Balogh, Z. J. AO type-C distal radius fractures: the influence of computed tomography on surgeon's decision-making. ANZ J Surg. 83 (9), 676-678 (2013).
  8. Gutiérrez-Espinoza, H., et al. Effectiveness and safety of different treatment modalities for patients older than 60 years with distal radius fracture: A network meta-analysis of clinical trials. Int J Environ Res Public Health. 20 (4), 3697(2023).
  9. Rozental, T. D., Blazar, P. E., Franko, O. I., Chacko, A. T., Earp, B. E., Day, C. S. Functional outcomes for unstable distal radial fractures treated with open reduction and internal fixation or closed reduction and percutaneous fixation: A prospective randomized trial. J Bone Joint Surg Am. 91 (8), 1837-1846 (2009).
  10. Bentohami, A., De Burlet, K., De Korte, N., Selles, R. W., Goslings, J. C., Schep, N. W. Complications following volar locking plate fixation for distal radial fractures: a systematic review. J Hand Surg Eur. 39 (7), 745-754 (2014).
  11. Jiang, J. J., Phillips, C. S., Levitz, S. P., Benson, L. S. Risk factors for complications following open reduction internal fixation of distal radius fractures. J Hand Surg Am. 39 (12), 2365-2372 (2014).
  12. Qiu, X., et al. Satellite glial cells in sensory ganglia play a wider role in chronic pain via multiple mechanisms. Neural Regen Res. 19 (5), 1056-1063 (2024).
  13. Krames, E. S. The role of the dorsal root ganglion in the development of neuropathic pain. Pain Med. 15 (10), 1669-1685 (2014).
  14. Sapunar, D., Kostic, S., Banozic, A., Puljak, L. Dorsal root ganglion-a potential new therapeutic target for neuropathic pain. J Pain Res. 5, 31-38 (2012).
  15. Liang, T. Z., et al. Targeting the central and peripheral nervous system to regulate bone homeostasis: mechanisms and potential therapies. Mil Med Res. 12 (1), 13(2025).
  16. Tuzmen, C., Campbell, P. G. Crosstalk between neuropeptides SP and CGRP in regulation of BMP2-induced bone differentiation. Connect Tissue Res. 59 (sup1), 81-90 (2018).
  17. He, H., et al. CGRP may regulate bone metabolism through stimulating osteoblast differentiation and inhibiting osteoclast formation. Mol Med Rep. 13 (5), 3977-3984 (2016).
  18. Wang, L., et al. Calcitonin-gene-related peptide stimulates stromal cell osteogenic differentiation and inhibits RANKL induced NF-kappaB activation, osteoclastogenesis and bone resorption. Bone. 46 (5), 1369-1379 (2010).
  19. Harris, I., Hatfield, A., Donald, G., Walton, J. Outcome after intramedullary nailing of femoral shaft fractures. ANZ J Surg. 73 (6), 387-389 (2003).
  20. Lin, C., Sun, J. S., Hou, S. M. External fixation with or without supplementary intramedullary Kirschner wires in the treatment of distal radial fractures. Can J Surg. 47 (6), 431-437 (2004).
  21. Board, T. N., Yang, L., Saleh, M. Why fine-wire fixators work: an analysis of pressure distribution at the wire-bone interface. J Biomech. 40 (1), 20-25 (2007).
  22. Bäcker, H. C., Heyland, M., Wu, C. H., Perka, C., Stöckle, U., Braun, K. F. Breakage of intramedullary femoral nailing or femoral plating: how to prevent implant failure. Eur J Med Res. 27 (1), 7(2022).
  23. Lethaby, A., Temple, J., Santy-Tomlinson, J. Pin site care for preventing infections associated with external bone fixators and pins. Cochrane Database Syst Rev. 2013 (12), CD004551(2013).
  24. Arciola, C. R., Campoccia, D., Montanaro, L. Implant infections: adhesion, biofilm formation and immune evasion. Nat Rev Microbiol. 16 (7), 397-409 (2018).
  25. Box, M. W., et al. Intramedullary nail fixation versus open reduction and internal fixation for treatment of adult diaphyseal forearm fractures: a systematic review and meta-analysis. J Orthop Surg Res. 19 (1), 719(2024).
  26. Burnikel, A., Faucher, G. Treatment of metacarpal and phalangeal fractures: Intramedullary screw technique. JBJS Essent Surg Tech. 15 (4), e23.00032(2025).
  27. Aktan, C., Ertan, M. B., Turan, A., Kose, O. Fixation of small osteochondral fragments in a comminuted distal humerus fracture with magnesium bioabsorbable screws: A case report. Cureus. 10 (12), e3752(2018).
  28. Shyamalan, G., Theokli, C., Pearse, Y., Tennent, D. Volar locking plates versus Kirschner wires for distal radial fractures-a cost analysis study. Injury. 40 (12), 1279-1281 (2009).
  29. Wang, D., Huang, X., Lv, W., Zhou, J. The toxicity and antibacterial effects of povidone-iodine irrigation in fracture surgery. Orthop Surg. 14 (9), 2286-2297 (2022).
  30. Shiels, S. M., Muire, P. J., Wenke, J. C. FK506 increases susceptibility to musculoskeletal infection in a rodent model. BMC Musculoskelet Disord. 23 (1), 716(2022).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Z amanie promienia u szczuraobrazowanie mikro CTstabilizacja ig tytanowstabilizacja szwamiizolacja zwoj w rdzeniowych DRGhodowla pierwotna neuron wocena gojenia ko ci

Powiązane artykuły