Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Model myszy przejścia z ostrej do przewlekłej choroby nerek wywołanego niedokrwieniem nerek lub uszkodzeniem reperfuzyjnym

792 wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/69866

⸱

10 lutego 2026

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Pediatrics, University of Pittsburgh Medical Center Children's Hospital of Pittsburgh (UPMC CHP), University of Pittsburgh

W tym artykule

Podsumowanie

W tym artykule przedstawiono model niedokrwiennej CKD z wykorzystaniem jednostronnego IRI nerki z kontralateralną nefrektomią wykonaną dzień przed pobraniem próbki; protokół ten umożliwia ocenę funkcjonalną opartą na surowicy, wysoką przeżywalność oraz powtarzalną patologię PREWKinek w ciągu 28 i 42 dni, zapewniając wszechstronną platformę do badań mechanistycznych i interwencyjnych.

Streszczenie

Chirurgiczne przejściowe zatkanie szypułka nerkowego wywołuje uraz niedokrwienny nerki i uraz reperfuzji (IRI), szeroko stosowany model do badania ostrego uszkodzenia nerek (AKI) oraz jego postępu do przewlekłej choroby nerek (CKD) u myszy. Jednak konwencjonalne protokoły często wykluczają ocenę funkcjonalną opartą na surowicy lub prowadzą do wysokiej śmiertelności. Chociaż istniejące jednostronne i obustronne modele IRI nerek kładą nacisk na powtarzalność, pozostają wyzwania w osiągnięciu zarówno stałej ciężkości urazu, jak i długoterminowego przeżycia odpowiedniego do badania postępu CKD. Przedstawiamy tutaj protokół podejścia grzbietowego, który zapewnia solidny i powtarzalny model przejścia niedokrwiennego AKI do CKD. Podejście grzbietowe ułatwia łatwy dostęp do nerek i minimalizuje manipulacje wewnątrzbrzuszne. Stosujemy jednostronne IRI nerek w połączeniu z nefrektomią przeciwległą wykonaną dzień przed pobraniem krwi i tkanek. Takie podejście oferuje dwie główne zalety: (1) minimalizuje zmienność poprzez unikanie niespójności związanych z obustronnymi urazami oraz (2) pozwala osiągnąć niemal 100% przeżywalności przy zachowaniu stałego urazu, w przeciwieństwie do protokołów, w których nefrektomia jest wykonywana wcześniej i wiąże się z wyższą śmiertelnością. Funkcjonalna ocena przeprowadza się za pomocą surowicy BUN i kreatyniny, a włóknienie śródmiąższowe jest ilościowo określane przez geny masona kolagenowego oparte na trójchromie i markery CKD 28 i 42 dni po IRI nerek. Razem te odczyty dostarczają uzupełniających wglądów w zaburzenia funkcjonalne oraz rozwój patologii tkanek. Protokół ten ustanawia wiarygodny i wszechstronny model niedokrwiennej CKD u myszy do badań mechanistycznych.

Wprowadzenie

AKI jest częstym powikłaniem u pacjentów hospitalizowanych i pozostaje poważnym globalnym problemem zdrowotnym. Badania epidemiologiczne wskazują, że AKI występuje u nawet 20% hospitalizowanych osób oraz 30-60% pacjentów w stanie krytycznym 1,2. Chociaż niektórzy pacjenci odzyskują funkcję nerek, inni wykazują niepełne wyzdrowienie, co predysponuje ich do CKD3. Przejście z AKI do CKD jest coraz częściej uznawane za główny czynnik determinujący długoterminowe wyniki i stało się tematem badań mechanistycznych i terapeutycznych 4,5,6. Aby zbadać mechanizmy molekularne i przetestować potencjalne terapie, niezbędne są powtarzalne modele zwierzęce.

Chirurgiczne, przejściowe zatkanie szypułku nerkowego (tętnica i żyła) indukuje indukcję nerkowego IRI, będącą jednym z najczęściej stosowanych modeli do badania AKI u myszy. Zabieg ten powoduje ostre uszkodzenie nabłonka rurówkowego oraz reakcję zapalną, która może przeprowadzić się do przewlekłego włóknienia śródmiąższowego 7,8. Jednak konwencjonalne protokoły IRI nerek stawiają przed sobą kilka wyzwań. Jednostronne IRI nerek wiąże się z minimalną śmiertelnością i jest szeroko stosowane w długoterminowych badaniach9; Jednak ocena funkcji nerek (np. chemia surowicy, analiza moczu lub szybkość filtracji kłębuszkowej) nie jest wykonalna. Obustronne IRI nerek lub modele łączące jednostronne IRI nerkowe z jednoczesną lub wczesną nefrektomią przeciwległą wiąże się ze zwiększoną śmiertelnością, co ogranicza ich zastosowanie w badaniach przewlekłych. Chociażniedawno badane są solidne warianty tych modeli, ich zastosowanie w przewlekłych badaniach wymaga dokładnego rozważenia. Ponadto niektóre protokoły wykorzystują laparotomię środkową brzuszną, która wymaga manipulacji narządami wewnątrzbrzusznymi w celu odsłonięcia szypułka nerkowego. Może to zwiększyć inwazję chirurgiczną i złożoność techniczną. Skrypnyk i in. poinformowali, że nefrektomia przeciwległa wykonana 8 dni po jednostronnej niedokrwieniu umożliwia serologiczną ocenę funkcji nerek po urazie, przy jednoczesnym utrzymaniu wysokiego wskaźnika przeżywalności11. Protokół ten zapewnia systematyczny zestaw procedur zoptymalizowanych do oceny postępu od AKI do CKD w ciągu do 42 dni.

Badanie to demonstruje model niedokrwienny AKI-CKD z wykorzystaniem jednostronnego IRI nerki, po którym następuje opóźniona nefrektomia przeciwstronna wykonana dzień przed pobraniem próbek nerek i krwi. Wcześniej stosowaliśmy podobne procedury jako model AKI w wielu publikacjach12, 13, 14, 15. Udało nam się rozszerzyć to podejście na badanie przejścia z AKI do CKD, w którym w dniach 28 i 42 widoczne są wyraźne oznaki CKD (rysunek 1 na schemacie). Takie podejście zapewnia doskonałe przetrwanie, indukuje silnie włóknisty fenotyp u uszkodzonych nerek oraz umożliwia ocenę funkcji nerek na podstawie pobranej krwi. Dlatego to podejście jest szczególnie przydatne w badaniach wymagających oceny serologicznej (w przeciwieństwie do jedynie jednostronnego IRI nerek) oraz poprawy wskaźnika przeżycia (w porównaniu z obustronnym IRI nerek). Do bezpośredniego dostępu do nerki zastosowano podejście grzbietowe na boku. W porównaniu z brzuszną laparotomią linii środkowej, to podejście minimalizuje manipulacje wewnątrzbrzuszne i ogranicza manipulacje chirurgiczne do nerek i tkanek okołodzielnych, poprawiając tym samym spójność procedur.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Eksperymenty na zwierzętach przeprowadzone w tym badaniu zostały zatwierdzone przez Komitet ds. Opieki i Wykorzystania Zwierząt Instytucjonalnych Uniwersytetu w Pittsburghu (IACUC; Protokół nr 23103811), zgodnie z wytycznymi instytucjonalnymi. Grupa kontrolna poddana fikcyjnej operacji może być uwzględniona w odpowiednim przypadku i zazwyczaj poddawana jest ekspozycji chirurgicznej bez zaciskania naczyń lub nefrektomii przeciwstronnej. Szczegółowe informacje o narzędziach i sprzęcie można znaleźć w sekcji Materiały. Ostre przedmioty, w tym igły, ostrza skalpela i klipsy, muszą być wyrzucane do wyznaczonych pojemników na ostre przedmioty. Odpady biologiczne, w tym tkanki i zwłoki, muszą być traktowane i utylizowane zgodnie z protokołami instytucjonalnych dotyczących odpadów biologicznych. Odczynniki i używany sprzęt są wymienione w Tabeli Materiałów.

1. Przygotowanie zwierząt i montaż chirurgiczny

  1. Przed użyciem autoklawuj wszystkie narzędzia chirurgiczne. Podczas operacji na wielu zwierzętach usuwaj krew i zanieczyszczenia z narzędzi między zabiegami, a następnie sterylizuj je przez 10-15 sekund za pomocą sterylizatora gorących kulek. Pozwól instrumentom ostygnąć przed ponownym użyciem.
  2. Ustaw termoforem ciewki z cyrkulacją wody i umieść lampę podczerwieni nad polem operacyjnym.
  3. Umieść mysz w komorze indukcyjnej znieczulenia i indukuj znieczulenie izofluranem (1,5%-2% tlenu, 1-2 L/min) (zgodnie z zatwierdzonymi protokołami instytucjonalnymi). Gdy mysz wydaje się tracić przytomność, należy potwierdzić odpowiednią głębokość znieczulenia, wykonując uszczypnięcie palca, aby potwierdzić utratę odruchów.
  4. Przenieś mysz na podgrzewaną podkładkę chirurgiczną i utrzymuj znieczulenie za pomocą stożka nosowego.
  5. Podawaj Ethiqa XR (buprenorfinę o przedłużonym uwalnianiu; 3,25 mg/kg, s.c.) w leczeniu przeciwoperacyjnym.
  6. Umieść mysz w pozycji leżącej na podkładzie chirurgicznym. Jeśli to konieczne, zabezpiecz kończyny taśmą, aby zminimalizować ruch.
  7. Ogol włosy grzbietowe wokół miejsca nacięcia za pomocą maszynki.
  8. Nakładaj maść okulistyczną na oczy, aby zapobiec wysuszaniu podczas zabiegu.
  9. Włóż sondę odbytniczą, zabezpiecz ją taśmą i podłącz do termometru do ciągłego monitorowania.
  10. Dezynfekuj obszar operacyjny, naprzemiennie stosując 10% povidon-jod i 70% etanolu, a następnie przykryj obszar sterylną osłoną.

2. Jednostronne IRI nerek

  1. Zrób środkowe nacięcie grzbietowe (3-4 cm) na poziomie nerki.
  2. Oddziel skórę od warstw podskórnych za pomocą nożyczek oddzielających tkanki.
  3. Zidentyfikować lokalizację nerki poprzez palpację przez skórę.
  4. Na poziomie, gdzie widoczna jest nerka, około 1 cm bocznie od kręgosłupa po lewej stronie, wykonaj podłużne nacięcie mięśniowe o długości 1-1,5 cm.
    UWAGA: Jeśli nacięcie jest zbyt długie, nerka może cofnąć się do jamy brzusznej, co utrudnia dalszą manipulację. Minimalne nacięcie skóry może utrzymać nerkę na zewnątrz.
  5. Delikatnie zespolić nerkę przez nacięcie grzbietowe. Jeśli cienka błona blokuje dostęp, tępo ją rozciąj.
  6. Podczas stabilizacji nerki nieząbkowatymi kleszczami, tępo rozciąć tłuszcz okołokołowy i tkankę łączną wokół górnej i dolnej szypki nerki, aby stworzyć "kanał" do założenia zacisku naczyniowego.
  7. Upewnij się, że temperatura ciała rdzenia jest wystarczająco wysoka (36,8-37,2 °C) przed wywołaniem niedokrwienia. Załóż nieurazowy zacisk naczyń przez tętnicę nerkową i żyłę jako pęczek.
    UWAGA: Upewnij się, że naczynia są wyśrodkowane w szczękach zacisku i ściskane z stałym naciskiem. Zacisk należy umieścić w stałym miejscu na hilum. Ustaw zacisk prostopadle do osi naczynia. Ten konkretny zacisk można ponownie wykorzystać do około 10 zabiegów na zwierzętach.
  8. Pociągnij skórę, aby zakryć nerkę, aby utrzymać ją jak najbliżej temperatury rdzenia ciała.
  9. Utrzymuj temperaturę ciała rdzenia na poziomie 36,8-37,2 °C podczas niedokrwienia, ustawiając pompę ciepła na 38-39 °C (dostosowując w razie potrzeby) i włączając/wyłączając lampę podczerwieni, aby utrzymać docelową temperaturę ciała (dostosowując odległość lampy w razie potrzeby).
    UWAGA: Ten system grzewczy "sandwich", składający się z podkładki grzewczej cyrkulującej w wodzie i lampy podczerwieni, skutecznie utrzymuje temperaturę ciała rdzenia w wąskim zakresie 36,8-37,2 °C. Rejestruj temperaturę ciała rdzenia co minutę, aby zapewnić jej utrzymanie na poziomie 36,8-37,2 °C.
  10. Po 30 minutach okresu niedokrwiennego usuń klamrę i przenieś nerkę z wacikiem do jamy brzusznej.
    UWAGA: Upewnij się, że cała nerka wygląda jednolicie blada przed rozcięciem. Po zdjęciu zacisku potwierdz pomyślne ponowne przeszczepienie. Jeśli reperfuzja jest znacznie opóźniona, na przykład o 30 sekund lub dłużej, może to wskazywać na niepełną reperfuzję i należy rozważyć wykluczenie zwierzęcia z kolejnych analiz. Podatność na IRI nerek oraz późniejsze nasilenie PCG są istotnie zależne od wieku, płci i napięcia tła. Przeprowadzenie eksperymentu pilotażowego w celu określenia optymalnego czasu trwania niedokrwienia jest niezbędne dla każdego projektu badania.
  11. Warstwę mięśniową zamykam szwami 5-0, a skórę zaciskamy na ranę (np. 9 mm).
    UWAGA: Usuń klipsy do rany 10 dni po operacji.
  12. Odłóż znieczulenie izofluranem i pozwól myszy na regenerację w czystej klatce. Jeśli zwierzę wyzdrowiało po znieczuleniu i nie wykazuje oznak stresu ani hipotermii, należy zwrócić klatkę do pokoju konserwacji zwierząt. Zwierzęta są monitorowane pod kątem bólu lub dyskomfortu po operacji, a dodatkowe dawki Ethiqa XR podaje się w razie potrzeby. Humanitarne cele końcowe ustalane są zgodnie z wytycznymi instytucjonalnych IACUC, aby zminimalizować stres zwierząt.
    UWAGA: Ethiqa XR zapewnia środki przeciwbólowe do 3 dni. Podawaj dodatkową dawkę, jeśli zwierzęta wykazują objawy bólu lub dyskomfortu 72 godziny po przyjęciu pierwszej dawki.

3. Nefrektomia przeciwległa

  1. Postępuj zgodnie z krokiem 1, czyli krokami przygotowania zwierząt.
  2. Wykonaj nacięcie skóry zgodnie z krokami 2.1 i 2.2.
  3. Na poziomie, gdzie widoczna jest prawa nerka, około 1 cm bocznie od kręgosłupa po prawej stronie, wykonaj podłużne nacięcie mięśniowe o długości 1-1,5 cm.
  4. Trzymając nerkę nieząbkowanymi, tępo rozciń tłuszcz okołokościowy i tkankę łączną, aby odsłonić szypkę nerkową.
  5. Ostrożnie oddziel nadnercza od nerki, pozostawiając nadnercza nienaruszone i unikając uszkodzenia naczyń.
  6. Podwiązuj szypkę nerki za pomocą klipsa podwiązującego (rozmiar klipsa: mały) i szwów jedwabnych 4-0, a następnie przeciąż naczynia po stronie nerki. Następnie przeciąć moczowód i usunąć nerkę.
  7. Zamknąć nacięcie zgodnie z krokiem 2.11.

4. Pobieranie krwi i tkanki nerkowej

  1. Indukować znieczulenie u myszy izofluranem (1,5%-2% tlenu, 1-2 L/min) i potwierdzić głębokość znieczulenia przez uszczypnięcie palca, aby potwierdzić utratę odruchów.
  2. Umieść mysz w pozycji leżącej, następnie wykonaj nacięcie na środku i usuń membranę.
  3. Ostrożnie odsłonić serce i włożyć igłę 23 G podłączoną do strzykawki 3 mL do lewej komory.
  4. Pobieraj krew powoli (600-1000 μL).
  5. Usuń igłę, aby zapobiec hemolizie i przelej krew do probówki pobierającej.
  6. Wyciąć lewą nerkę i przeciąć ją skalpelem (ostrzem zamontowanym na rękojeści) zgodnie z wymaganiami badania.
  7. Przeprowadz eutanazję poprzez usunięcie serca w znieczuleniu (zgodnie z zatwierdzonymi protokołami instytucjonalnymi).
  8. Przetworz przecięte tkanki zgodnie z wymaganiami badania (np. fiksacja, zamrażanie na szybko).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Charakterystyczna zmiana koloru nerek zaobserwowana podczas operacji potwierdziła wywołanie jednorodnego niedokrwienia nerek, po którym następowało skuteczne reperfuzowanie. Udana niedokrwienie objawia się zmianą koloru nerki z czarnego na ciemnofioletowy, a następnie poprawą po usunięciu zacisku naczyniowego, co potwierdza reperfuzję. Jeśli niedokrwienie nerek nie zostanie skutecznie wywołane, nerka wykazuje jedynie minimalną zmianę koloru, a późniejsze uszkodzenie może nie być stałe. W tym badaniu samce myszy FVB/NJ zo...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Protokół ten zapewnia powtarzalny model indukowany nerkowo IRI przejścia z AKI do CKD, który charakteryzuje się długotrwałą dysfunkcją nerek oraz postępującym włóknieniem śródmiąższowym, które są powszechnie uznawane za cechy charakterystyczne CKD17,18. Jednostronna niedrożność cewki moczowodzie moczowej (UUO) to szeroko stosowany model CKD, który wywołuje obturacyjną nefropatię i głównie powoduje włóknienie poprzez utrzymującą się niedrożność rurówkowan...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Podziękowania

Prace te były wspierane przez NIDDK K01-DK133635; Nagroda UPMC VMI P3HVB; Nagroda Fundacji Samuela i Emmy Wintersów; UPMC CHP RAC Grant start-up; Nagroda dla grantmakerów Children's Trust Fundacji UPMC CHP; George M. O'Brien Kidney Resource Alliance Opportunity Pool Program (OKRA OPP) (do TC), NIDDK R01-DK121758; DK134346; R25-DK119180 (do SSL), NIDDK R01-DK125015; R01-DK137410 (do JH), oraz Carolyn i Mark Snyder i rodzina Snyderów (do JH i SSL). Dziękujemy Laboratorium Histologicznemu CHP UPMC za pomoc w histologii i obrazowaniu skanowanym oraz Kansas State University Veterinary Diagnostic Laboratories za wsparcie w chemii surowice.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Filtr gazowy znieczulonyA.M. Bickford F-AIR
Komora indukcyjna znieczulenia, ogrzewanieProdukty AIMS LabWCS8
Probówka pobierająca krewBD Microtainer365967
EtanolDecon Labs2701
Ethiqa XR (buprenorfina o przedłużonym uwalnianiu)Fidelis Animal HealthNDC 86084-100-30
Maść do oczuAKORNNDC 17478-062-35
Gazy, sterylne Dynarex3353
Maszynka do cięcia do włosów dla małych zwierzątWAHLCLP-9868
Lampa grzewcza, podczerwieńInstrumenty PhysitempHL-1
Pompa ciepła do cyrkulacji ciepłej wodyBrainTree ScientificHTP-1500
System ciepła/znieczulenia dla małych zwierząt, Versaflex BrainTree ScientificEZ-7150
Zasłony chirurgiczne zatrzymujące ciepłoBraintree ScientificSPDR-MPS
Sterylizator gorących kulekSimon KellerSteri 250
Roztwór izofluranowyCovetrus29405
Stosujący klips ligacyjnyWECK533140
Klipsy ligacyjneWECK533837
Mikrosonda do pomiaru temperatury odbytu;PhysitempRET-3
Termometr mikrosondowyPhysitempBAT-12
Mikroskop, optycznyLeicaDM2500
Mikroskop, skaner suwakowyLeicaSkaner slajdów Aperio CS2
Mysz (FVB/NJ)Laboratorium Jacksona001800
Igła (23G)BD305145
Povidone z jodem wymazy Dynarex1201
Ostrza skalpelaNarzędzia Nauki Ścisłej10020-00
Uchwyt skalpelaNarzędzia Nauki Ścisłej10060-13
Szczyszcze chirurgiczne, nieząbkowaneInstrument chirurgiczny RobozRS-5228
Chirurgiczne szczyszcze, ząbkowaneNarzędzia Nauki Ścisłej11051-10
Szczypce chirurgiczne, zębateNarzędzia Nauki Ścisłej11019-12
Rękawice chirurgiczneCTISPGF750
Nożyczki do oddzielania tkanek chirurgicznychNarzędzia Nauki Ścisłej14072-10
Szew, kwas poliglikolowy (PGA)/wchłanialny  (5-0)Dynarex9131
Szew, jedwab (4-0)OazaMV-683-V
Strzykawka (3ml)BD309628
Zasłony na ręczniki, sterylne Dynarex4410
Zacisk naczyniowy z kleszczami aplikującymi kleszczeNarzędzia Nauki Ścisłej15057-14
Zacisk naczyniowy, nieurazowy Narzędzia Nauki Fine 18055-03
Zastosowanie klipsa do ranyNarzędzia Nauki Ścisłej12020-09
Klipsy na ranyNarzędzia Nauki Ścisłej12022-09

Bibliografia

  1. Susantitaphong, P., et al. World incidence of AKI: A meta-analysis. Clin J Am Soc Nephrol. 8, 1482-1493 (2013).
  2. Pickkers, P., et al. Acute kidney injury in the critically ill: an updated review on pathophysiology and management. Intensive Care Med. 47, 835-850 (2021).
  3. Varrier, M., Forni, L. G., Ostermann, M. Long-term sequelae from acute kidney injury: potential mechanisms for the observed poor renal outcomes. Crit Care. 19, 102(2015).
  4. Coca, S. G., Singanamala, S., Parikh, C. R. Chronic kidney disease after acute kidney injury: a systematic review and meta-analysis. Kidney Int. 81, 442-448 (2012).
  5. Chawla, L. S., Eggers, P. W., Star, R. A., Kimmel, P. L. Acute kidney injury and chronic kidney disease as interconnected syndromes. N Engl J Med. 371, 58-66 (2014).
  6. Venkatachalam, M. A., Weinberg, J. M., Kriz, W., Bidani, A. K. Failed Tubule Recovery, AKI-CKD transition, and kidney disease progression. J Am Soc Nephrol. 26, 1765-1776 (2015).
  7. Hesketh, E. E., et al. Renal ischaemia reperfusion injury: a mouse model of injury and regeneration. J Vis Exp. (88), e51816(2014).
  8. Malek, M., Nematbakhsh, M. Renal ischemia/reperfusion injury; from pathophysiology to treatment. J Renal Inj Prev. 4, 20-27 (2015).
  9. Le Clef, N., Verhulst, A., D'Haese, P. C., Vervaet, B. A. Unilateral renal ischemia-reperfusion as a robust model for acute to chronic kidney injury in mice. PLoS One. 11, e0152153(2016).
  10. Smith, T., et al. Robust rat and mouse models of bilateral renal ischemia reperfusion injury. In Vivo. 38, 1049-1057 (2024).
  11. Skrypnyk, N. I., Harris, R. C., de Caestecker, M. P. Ischemia-reperfusion model of acute kidney injury and post-injury fibrosis in mice. J Vis Exp. (78), e50495(2013).
  12. Chiba, T., et al. Sirtuin 5 regulates proximal tubule fatty acid oxidation to protect against AKI. JASN. 37 (1), 0163(2019).
  13. Chiba, T., et al. Endothelial-derived miR-17~92 promotes angiogenesis to protect against renal ischemia-reperfusion injury. JASN. 32 (3), 552-563 (2021).
  14. Silva Barbosa, A. C., et al. Dicarboxylic acid dietary supplementation protects against AKI. JASN. 35, 135-148 (2024).
  15. Chiba, T., et al. Loss of long-chain acyl-CoA dehydrogenase protects against acute kidney injury. JCI Insight. 10, (2025).
  16. Chiba, T., et al. Retinoic Acid signaling coordinates macrophage-dependent injury and repair after AKI. JASN. 27, 495-508 (2016).
  17. Webster, A. C., Nagler, E. V., Morton, R. L., Masson, P. Chronic kidney disease. Lancet. 389, 1238-1252 (2017).
  18. Martínez-Klimova, E., Aparicio-Trejo, O. E., Tapia, E., Pedraza-Chaverri, J. Unilateral ureteral obstruction as a model to investigate fibrosis-attenuating treatments. Biomolecules. 9 (4), 141(2019).
  19. Chevalier, R. L., Forbes, M. S., Thornhill, B. A. Ureteral obstruction as a model of renal interstitial fibrosis and obstructive nephropathy. Kidney Int. 75, 1145-1152 (2009).
  20. Bonventre, J. V., Yang, L. Cellular pathophysiology of ischemic acute kidney injury. J Clin Invest. 121, 4210-4221 (2011).
  21. Wei, Q., Dong, Z. Mouse model of ischemic acute kidney injury: technical notes and tricks. Am J Physiol Renal Physiol. 303, F1487-F1494 (2012).
  22. Lu, X., et al. C57BL/6 and 129/Sv mice: Genetic difference to renal ischemia-reperfusion. J Nephrol. 25, 738-743 (2012).
  23. Scarfe, L., et al. Long-term outcomes in mouse models of ischemia-reperfusion-induced acute kidney injury. Am J Physiol Renal Physiol. 317, F1068-F1080 (2019).
  24. Jordan, C. Z., et al. Murine kidney transplant outcome is best measured by transdermal glomerular filtration rate. Am J Transplant. 24, 2150-2156 (2024).
  25. Scarfe, L., et al. Measures of kidney function by minimally invasive techniques correlate with histological glomerular damage in SCID mice with adriamycin-induced nephropathy. Sci Rep. 5, 13601(2015).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

ostre uszkodzenie nerekpodejście grzbietowejednostronne niedokrwienno-reperfuzyjne uszkodzenie nereknefrektomia kontralateralnakreatynina w surowicywłóknienie śródmiąższowe
Model myszy przejścia z ostrej do przewlekłej choroby nerek wywołanego niedokrwieniem nerek lub uszkodzeniem reperfuzyjnym
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.