Modelowanie zwierząt
Badanie to zostało zatwierdzone przez Komisję Etyczną Drugiego Szpitala Afiliowanego Uniwersytetu Tradycyjnej Medycyny Chińskiej w Fujian (Nr Zatwierdzenia FJPSPH-IAEC2024114) i przeprowadzane zgodnie z wytycznymi dotyczącymi dobrostanu zwierząt. Samce szczurów Sprague-Dawley ważące 180-200 g były trzymane w kontrolowanych warunkach przy temperaturze 22-26°C i wilgotności 40-70%. SCI zostało wywołane metodą Allena i spadkiem masy10: 3-4% znieczulenie wdechowe izofluranem, nacięcie środkowe w T10, ekspozycja segmentów T9-T11, laminektomia (opona twarda nienaruszona) oraz uderzenie (czubek 2 mm, prędkość 0,5 m/s, głębokość 1,3 mm, czas trwania 1 s). Szczury fałszywe przechodziły laminektomię bez ucisku. Kryteria włączenia: wynik BBB < 8 po 24 godzinach po operacji; Kryteria wykluczenia: infekcja, przecięcie rdzenia kręgowego. Opieka pooperacyjna: analgezja (buprenorfina, 0,1 mg/kg s.c., co 12 godzin przez 3 dni), ekspresja pęcherza moczowego (co 6 godzin przez tydzień) oraz sterylna pielęgnacja ran. Udane szczury modelowe zostały losowo przydzielone do grupy modelowej oraz grupy GLGZ o wysokiej (2,32 g/kg, n = 10), średniej (1,16 g/kg, n = 10), niskodawkowej (0,58 g/kg, n = 10).
Analiza funkcji ruchowych
Notowanie Basso, Beattiego i Bresnahana (BBB) było wykonywane na ślepo. Szczury obserwowano na otwartym polu przez 5 minut, obserwując ruchy stawów tylnych, noszenie ciężaru, chod i koordynację.
Elastografia fal ścinania do pomiaru sztywności mięśnia prostego udowego
Zastosowano system ultradźwiękowy Dopplera z sondą liniową (18L6). Szczury umieszczano w pozycji leżącej bocznej (mięśnie rozluźnione). SWE wykonywano z sondą ustawioną pod kątem 90° do mięśnia, na głębokości 1-2 cm. Obszar zainteresowania (ROI) został ustawiony na 0,5 × 0,5 cm, a na każdy pomiar uzyskano dziesięć klatek. Ostateczna wartość sztywności reprezentowała średnią trzech prawidłowych pomiarów. Zarejestrowano prędkość fali ścinającej (SWV); Zielona kontrola jakości wskazywała na poprawność obrazów11.
Badanie MRI
MRI wykonano za pomocą skanera 7.0T z sekwencją T2 fatsuppressed oraz specyficzną dla zwierząt cewką. Parametry akwizycji były następujące: czas powtórzenia (TR) 3 800 ms, czas echa (TE) 72 ms, grubość przekroju 1 mm, rozmiar wokselu 0,1 × 0,1 × 1 mm, matryca 256 × 256, pole widzenia (FOV) 25,6 × 25,6 mm, cztery średnie sygnałów oraz ograniczenie oddechowe. Powierzchnię zmiany zmierzono za pomocą oprogramowania do przetwarzania obrazów.
Barwienie histologiczne
Barwienie HE przeprowadzano poprzez sekwencyjną deparafinizację, nawodnienie, barwienie hematoksyliną przez 5 minut, płukanie w bieżącej wodzie, różnicowanie w 1% kwasu solnego etanolu przez 30 sekund, barwienie eozyną przez 2 minuty, odwodnienie, oczyszczanie i montaż. Jako punkt kontrolny widoczne zabarwione fragmenty wykazywały niebieskie jądra i czerwoną cytoplazmę.
Barwienie Nissl przeprowadzono poprzez deparafinizację, rehydratację, inkubację w 0,1% błękitu toluidynowym w temperaturze 50-60 °C przez 30 minut, następnie płukanie wodą destylowaną, różnicowanie etanolem, odwodnienie, oczyszczanie i montowanie. Jako punkt kontrolny wizualny, w grupie pozorowanej wyraźnie zaobserwowano ciemnoniebieskie ciała Nissla.
Szybkie barwienie fioletu niebieskiego i kresylowego Luxol przeprowadzono poprzez deparafinizację, rehydrację, inkubację w Luxol fast blue w temperaturze 60 °C przez 2 godziny, płukanie etanolem 95%, różnicowanie w węglanie litu przez 30 sekund, a następnie 70% różnicowanie etanolem, kontrbarwienie krezyliotem przez 10 minut, odwodnienie, oczyszczanie i montaż. Stężenie robocze fioletu krezylnego wynosiło 0,1%. Jako punkt kontrolny wizualny w grupie pozorowanej zaobserwowano ciemnoniebieski mielin.
Wielowarstwowe barwienie immunofluorescencyjne wykonano od deparafinizacji, nawodnienia i pobierania antygenów przy użyciu buforu cytrynianowego (pH 6,0) w temperaturze 95 °C przez 20 minut. Cięcia były traktowane nadtlenkiem wodoru 3% przez 10 minut, a następnie blokowano 5% BSA w temperaturze 37 °C przez 1 godzinę. Przeciwciała pierwotne inkubowano przez noc w temperaturze 4 °C (ASC: 1:500; Kaspaza-8: 1:400; RIPK3: 1:500). Po myciu PBS-T (0,1% Tween-20, 3 x 5 min) sekcje inkubowano z przeciwciałami wtórnymi znakowanymi HRP (1:1000) w temperaturze 37 °C przez 1 godzinę. Następnie zastosowano znakowanie fluorochromowe: YTR520 Plus dla ASC, TYR570 Plus dla Caspase8 oraz TYR690 Plus dla RIPK3 (30 min), a następnie DAPI jądrowe barwienie przez 5 minut. Zamontowano preparaty, a obrazowanie wykonano za pomocą mikroskopu fluorescencyjnego ustawionego na ekspozycję 500 ms, wzmocnienie 1,0, powiększenie ×200, z zestawami filtrów odpowiadającymi odpowiednim fluorochromom.
W przypadku ksylenu i etanolu wszystkie operacje wykonywano w okapu wyparowym, a podczas użytkowania nosiono rękawice i gogle. W przypadku odczynników barwiących unikano bezpośredniego kontaktu ze skórą. Wszystkie odczynniki odpadów zostały utylizowane w wyznaczonych pojemnikach na odpady niebezpieczne. W przypadku materiałów niebezpiecznych biologicznych przeprowadzono dokładną sterylizację autoklawową przed ostateczną utylizacją, aby zapobiec potencjalnemu zanieczyszczeniu biologicznemu.
Analiza statystyczna
Do porównań grupowych zastosowano jednokierunkowy test ANOVA z LSD post-hoc. P < 0,05 uznano za istotne statystycznie.