Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Pooperacyjna rekonwalescencja i stabilność przewlekłego wewnątrzczaszkowego wieloelektroelektrologicznego rejestrowania u szczurów

148 wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/69937

⸱

24 kwietnia 2026

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Core Facility Center, Capital Medical University, 2Department of Neurosurgery, Intensive Care Unit, Beijing Sanbo Brain Hospital, Capital Medical University, 3Department of Neurosurgery, Anesthesiology, Beijing Sanbo Brain Hospital, Capital Medical University, 4First Affiliated Hospital of Jinzhou Medical University, 5Department of Cardiology, Beijing Anzhen Hospital, Capital Medical University, 6Institute of Heart Lung and Blood Vessel Disease, Beijing Key Laboratory of Precision Medicine of Coronary Atherosclerotic Disease, Clinical center for coronary heart disease, Capital Medical University, 7Laboratory for Clinical Medicine, Capital Medical University, 8Department of Physiology, Amsterdam University Medical Centre

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

Protokół ten określa ustandaryzowane ramy oceny pooperacyjnej po przewlekłej wieloelektrodowej implantacji EEG u szczurów, w tym sekwencyjne monitorowanie jakości sygnału, odzyskiwania zachowań oraz markerów neurozapalnych w celu określenia odpowiedniego rozpoczęcia stabilnych długoterminowych nagrań.

Streszczenie

Implantacja wieloelektrodowa wewnątrzczaszkowa umożliwia jednoczesne pozyskiwanie sygnałów nerwowych w różnych obszarach mózgu, ale powoduje zaburzenia pooperacyjne, które mogą wpływać na jakość danych i czas eksperymentów. Protokół ten opisuje ustandaryzowany sposób pracy dla przewlekłej wielomiejscowej elektrody EEG wewnątrzczaszkowej oraz ustrukturyzowanej oceny po implantacji u szczurów Sprague–Dawley. Elektrody z drutu wolframowego są stereotaktycznie implantowane w trzech wcześniej określonych miejscach wewnątrzczaszkowych (przednia kora obręczy, hipokamp CA1 oraz kora oczkowa) przy użyciu strategii chirurgicznej mającej na celu minimalizację zakłóceń tkanek.

Po implantacji protokół określa ocenę podłużną w pięciu dziedzinach: dokładność lokalizacji elektrod, integralność potencjału pola lokalnego, zachowania związane z bólem, zachowania żywieniowe oraz markery neurozapalne. Oceny elektrofizjologiczne i behawioralne przeprowadzane są w określonych punktach pooperacyjnych (dni wyjściowe i pooperacyjne 1, 4, 7, 10 i 13), aby wspierać spójne monitorowanie wczesnych efektów pooperacyjnych (n = 3). Analizy histologiczne służą do charakteryzowania lokalnych odpowiedzi tkanek na końcu badania (n = 3 na punkt czasowy).

Kryteria operacyjne i interwały oceny są dostarczane, aby kierować decyzjami dotyczącymi gotowości eksperymentalnej i inicjacji długoterminowych nagrań. Protokół ten zapewnia uporządkowane podejście do monitorowania po implantacji i informuje o odpowiednim terminie dalszych eksperymentów neurofizjologicznych.

Wprowadzenie

Elektroencefalografia śródczaszkowa (EEG) umożliwia wysokorozdzielcze pomiary aktywności nerwowej poprzez rejestrowanie sygnałów bezpośrednio z tkanki mózgowej 1,2, zapewniając przewagę w specyficzności przestrzennej i wierności sygnałów w porównaniu z podejściami EEG na skórze głowy3. Wieloregionowe nagrania wewnątrzczaszkowe dostarczają wglądu w interakcje na poziomie sieci, które są szeroko wykorzystywane do badania dynamiki neuronalnej leżącej u podstaw poznania i chorób oraz są powszechnie stosowane w modelach gryzoni dla badań mechanistycznych i longitudinalnych 4,5.

Elektrody z drutu wolframowego są powszechnie stosowane do przewlekłych nagrań ze względu na ich stabilność mechaniczną i biokompatybilność 6,7,8. Jednak implantacja wymaga inwazyjnej operacji, która może tymczasowo zakłócić fizjologię nerwową, integralność tkanek oraz zachowania zwierząt 9,10,11. Wyzwania takie jak ostry stres chirurgiczny, miejscowe zapalenie, reakcje glejowe oraz zmiany w zachowaniu żywieniowym lub nocyceptywnym mogą wpływać na jakość sygnału i interpretację eksperymentalną we wczesnym okresie po implantacji 12,13,14. Jednak ten okres odbudowy pozostaje w dużej mierze empiryczny, z raportowanymi oknami odbudowy od 5 do 7 dni15,16. Z kolei przedłużone opóźnienia mogą wprowadzać dodatkowe zakłócenia związane z przebudową tkanek lub przemieszczeniem elektrody17.

Pomimo powszechnego stosowania przewlekłego EEG wewnątrzczaszkowego, nie istnieje ustandaryzowany system monitorowania po implantacji, który integrowałby oceny elektrofizjologiczne, behawioralne, zapalne i histologiczne, aby pomóc w określaniu czasu eksperymentów. Dlatego niniejszy protokół wypełnia tę lukę, przedstawiając uporządkowane podejście do oceny stanu po implantacji w przewlekłym śródczaszkowym modelu wieloelektrodowej implantacji u znieczulonych szczurów Sprague–Dawley (SD) (6 tygodni). Stosując elektrody z drutu wolframowego wszczepione w przednią korę obręczy (Cg1), hipokamp CA1 oraz korę otołową (EC), protokół określa podłużną ocenę stabilności elektrod, charakterystyk sygnału EEG, wskaźników behawioralnych oraz markerów zapalnych w ciągu dwóch tygodni. Chociaż oceny przeprowadzane są w znieczuleniu ogólnym dla wygody praktycznej, takie podejście nie wpływa na główny cel, jakim jest ustanowienie ram dla implantacji i stabilności elektrod. Protokół ten ma na celu kierowanie monitorowaniem pooperacyjnym i wspieranie konsekwentnego określania odpowiednich punktów czasowych do rozpoczęcia dalszych badań neurofizjologicznych.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie zabiegi na zwierzętach były wykonywane zgodnie z wytycznymi instytucjonalnymi i zatwierdzone przez Komitet ds. Opieki i Wykorzystania Zwierząt Capital Medical University (ID zatwierdzenia: AEEI-2024-391).

1. Przygotowanie zwierząt

  1. Zdobądź 6-tygodniowe samce szczurów pasujących psa (masa ciała 220–230 g). Zwierzęta są trzymane w specyficznym środowisku wolnym od patogenów (24 ± 2 °C, 50 ± 10% wilgotności, 12-godzinny cykl światła/ciemności). Zapewniaj jedzenie i wodę ad libitum. Przyzwyczaj szczury przez 7 dni przed operacją.
  2. Po wszczepieniu elektrod szczury domowe są indywidualnie stosowane w tych samych warunkach środowiskowych, aby zapobiec uszkodzeniu sceny głowy.
    UWAGA: Schemat przepływowy badania oraz odpowiadające mu pomiary przedstawiono na rysunku 1A. Odczynniki i sprzęt są wymienione w Tabeli Materiałów.

2. Operacja implantacji wieloelektrodowej

  1. Znieczulanie szczurów izofluranem (3–4% indukcji, 2% podtrzymowania) podanym tlenem o stężeniu 2 L/min.
  2. Umieść szczura w stereotaksyjnej ramie i utrzymuj temperaturę ciała na poziomie 37 °C, używając termostatycznie sterowanej poduszki grzewczej. Stosuj maść okulistyczną z erytromyzyną, aby zapobiec przesuszaniu rogówki.
  3. Ogol skórę głowy i zdezynfekuj roztworem jodoforowym 0,5%.
  4. Wykonaj nacięcie środkowej linii skóry głowy (1× 2 cm), aby odsłonić czaszkę, i delikatnie usuń okostkę za pomocą sterylnych patyczków watowych.
  5. Przygotowanie czaszki i wiercenie
    1. Identyfikacja bregmy i lambda oraz wypoziomowanie czaszki zarówno w płaszczyźnie przedniej–tylnej, jak i przyśrodkowo-bocznej.
    2. Wierć otwory na zadziorny (średnica ≤2 mm) na współrzędnych docelowych za pomocą niskoobrotowej wiertarki dentystycznej z przerywanym płukaniem solą fizjologiczną.
  6. Przygotowanie i wstawianie elektrod
    1. Używaj elektrod z drutu wolframowego izolowanego poliimidem (średnica trzonka: 300 μm) z odsłoniętą końcówką 4–8 mm (końcówka wycięta na płasko). Impedancja elektrody pomiarowej (|Z|) przy 1 kHz; dopuszczalne wartości wahają się od 7 do 10 kΩ przy kącie fazowym od 1° do 2°.
    2. Powoli wprowadzaj elektrody do następujących obszarów: Cg1 (przednia kora obręczowa): AP +1,2 mm, ML −0,2 mm, DV −2,4 mm; CA1 (hipokamp): AP −3,3 mm, ML −1,8 mm, DV −3,0 mm; EC (kora piersiowa): AP −6,7 mm, ML −4,0 mm, DV −8,0 mm.
    3. Wszczep jedną śrubę czaszki ze stali nierdzewnej na przeciwległy obszar CA1 i użyj jej jako elektrody uziemiającej.
  7. Utrwalanie i zamykanie elektrod
    1. Weryfikacja prawidłowej głębokości elektrody i celowania za pomocą współrzędnych stereotaksowych podczas implantacji; Potwierdź lokalizację elektrod post hoc poprzez histologiczne zidentyfikowanie śladów elektrod.
    2. Przykręć elektrody i śruby żywicą dentystyczną (utwardz 30–60 sekund na warstwę).
    3. Podłącz przewody elektrod do złącza headstage i zszyj otaczającą skórę.
  8. Rejestruj aktywność EEG na poziomie wyjściowym przez 30 minut w odpowiednim momencie (Rysunek 1A) podczas utrzymywania znieczulenia.

3. Opieka pooperacyjna i obsługa

  1. Pozwól szczurom odpocząć na podgrzewce, aż będą w pełni poruszać się.
  2. Szczury domowe są pod kontrolą temperatury i wilgotności, z miękką ściółką oraz dostępem do jedzenia i wody ad libitum , aby złagodzić stres.
  3. Codziennie sprawdzaj miejsca nacięcia, stabilność elektrod i integralność sceny głowiowej.
  4. Zwierzęta domowe indywidualnie, codziennie opiekują się raną (0,5% roztwór jodoforowy) oraz monitorują dobrostan bez środków farmakologicznych, aby uniknąć efektów zakłócających, zgodnie z wcześniejszymi badaniami 6,18.

4. Podłużne rejestrowanie EEG

  1. Wykonaj nagrania EEG w dniach 1, 4, 7, 10 i 13 po implantacji.
  2. Znieczulanie szczurów izofluranem (3–4% indukcji, 1,5% utrzymania).
  3. Stabilizuj kable nagrywające, aby zminimalizować artefakty ruchu i szumy elektromagnetyczne.
  4. Nagrywaj EEG przez 30 minut od godziny 9:00 rano, aby kontrolować zmienność okołodobową.
  5. Użyj następujących parametrów akwizycji: częstotliwość próbkowania: 1000 Hz; sprzętowy filtr pasmowy: 0,5–40 Hz; Zysk: 8–10. Wykonaj dodatkowe filtrowanie i odrzucanie artefaktów offline.
  6. Akceptowalne sygnały EEG wykazują stabilne bazy, minimalny szum lub dryf oraz fizjologicznie prawdopodobną zawartość amplitudy i częstotliwości; Wyklucz nagrania niespełniające tych kryteriów.

5. Analiza sygnału EEG

  1. Analizuj sygnały EEG za pomocą wskazanego oprogramowania.
  2. Wizualnie kontroluj sygnały i usuwaj segmenty z artefaktami ruchu lub elektrycznymi.
  3. Oblicz gęstość widmowa mocy (PSD) za pomocą FFT (funkcja pwelcha).
  4. Ilościowo oficjalnie oficjalnie oblicz pole pod krzywą PSD (AUCpsd) dla zdefiniowanych pasm częstotliwości.
  5. Oblicz stosunek sygnału do szumu (SNR) jako stosunek mocy w docelowym paśmie sygnału (0,5–40 Hz) do pasma szumu tła (40–80 Hz).
    UWAGA: Sygnały stabilne wykazują spójne profile PSD przez kolejne dni nagrań.

6. Ocena bólu

  1. Oceń ból za pomocą Skali Grimasu Szczura19,20 dzień przed operacją (stan wyjściowy) i we wszystkie dni rejestracji.
  2. Użyj komory obserwacyjnej (25 cm × 15 cm × 15 cm) i ustaw kamerę w lewym górnym rogu pod kątem 45°.
  3. Uchwyć zdjęcia twarzy, losowo ustawić kolejność zdjęć i ocenić napięcie oczodołu, spłaszczenie nosa/policzka, zmiany wąsów oraz pozycję uszu (skala 0–2).
  4. Suma punktów, aby wygenerować całkowity wynik bólu dla każdego zwierzęcia w każdym punkcie czasu.

7. Zachowania żywieniowe i masa ciała

  1. Waż szczury i mierz codzienne spożycie pożywienia. Obliczaj spożycie jedzenia, odejmując pozostałe jedzenie od wcześniej ważonego jedzenia po 24 godzinach.
  2. Nagrywaj zachowanie szczurów nieprzerwanie przez 24 godziny za pomocą systemu nagrywania wideo. Analizuj zachowania żywieniowe offline przez eksperymentatorów ślepych na warunki eksperymentalne.
  3. Monitoruj ciągłe karmienie. Zdefiniuj epizod karmienia jako zdarzenie ≥1 trwające 5 s–15 min21.
  4. Obliczanie porcji korygowanej o masę ciała (g × 100/g masy ciała); średnie spożycie na posiłek (g/liczba zdarzeń posiłkowych); oraz tempo spożycia (g/całkowity czas karmienia w minimum).

8. Ocena neurozapalenia

  1. Uśpienie szczurów przedawkowaniem izofluranu, a następnie dekapitacją.
  2. Pobieranie tkanki mózgowej z wszczepionych półkul w dniach wyjściowych i pooperacyjnych 1, 4, 7, 10 i 13 (n = 3 w każdym punkcie czasowym).
  3. Western blotting
    1. Ekstrakt całkowitej ilości białka z tkanki mózgowej i ilościowo określ stężenie białka za pomocą testu kwasu bicynchoninowego (BCA). Wszystkie próbki dostosuj do końcowego stężenia 2 μg/μL i denaturuj w temperaturze 100 °C przez 5 minut.
    2. Rozdziel białka o 10% SDS-PAGE przy napięciu 120 V przez 90 minut, ładując 20 μg białka na ścieżkę.
    3. Przenieś białka na membranę PVDF przy 300 mA przez 1 godzinę.
    4. Blokuj błony i inkubuj przez noc w temperaturze 4 °C z pierwotnymi przeciwciałami przeciwko czynnikowi martwicy nowotworów-α (TNF-α) oraz interleukinie-6 (IL-6) (1:1 000).
    5. Inkubować z przeciwciałem wtórnym sprzężonym z HRP (1:20 000, 2 godziny, temperatura pokojowa).
    6. Wizualizuj pasma za pomocą ECL i obraz za pomocą systemu obrazowania chemiluminescencyjnego w trybie automatycznej ekspozycji.
    7. Wykonaj densytometrię za pomocą ImageJ.

9. Bezpieczeństwo i utylizacja odpadów

  1. Obchodzić się z izofluranem za pomocą aktywnego systemu zbierania.
  2. Utylizuj ostre przedmioty i tkanki biologiczne w wyznaczonych pojemnikach dla zagrożeń biologicznych.
  3. Utylizacja odczynników chemicznych zgodnie z przepisami bezpieczeństwa instytucjonalnego.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Wszystkie 21 szczurów SD tolerowało implantację elektrod wewnątrzczaszkowej i ukończyło protokół badania. Pomiary podłużne (EEG, masa ciała, zachowania żywieniowe i wyniki bólu) były zbierane od tych samych zwierząt w różnych punktach czasowych (n = 3), natomiast oceny neurozapalne były miarami terminalnymi w każdym punkcie (n = 3 szczury dziennie: stan wyjściowy, 1, 4, 7, 10, 13). Dane oceniano pod kątem prawidłowości za pomocą testów Shapiro-Wilk. Dane rozkładu normalnego są wyrażane jako średnia ± SEM i porównywane za...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Przewlekła implantacja elektrod wewnątrzczaszkowych do monitorowania EEG u gryzoni pozostaje kluczową techniką do badania dynamiki nerwowej o wysokiej rozdzielczości czasowej. Ustanowienie odpowiedniego okna monitorowania i rekonwalescencji po operacji jest kluczowe dla zapewnienia zarówno wiarygodności sygnału, jak i dobrostanu zwierząt. Badanie to dostarcza uporządkowanych ram do oceny stabilności elektrofizjologicznej, wyników behawioralnych oraz reakcji zapalnych po wszczepieniu wieloelektrodowym u szczurów SD, oferu...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają żadnych konfliktów interesów do zgłoszenia.

Podziękowania

Prace te były wspierane przez Projekt Excellent Young Talents Capital Medical University (A2308).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Aktywny system usuwania izofluoranuRDWR510-31-6
ZwierzętaRzeka Charles
Zestaw do testowania BCASolarbioPC0020
System obrazowania ChemiDocBio-Rad17001401
Żywica dentystycznaWierzchołekXG473P03
Reagent wykrywający ECLSolarbioPE0010
Maść do oczu z erytromycynąRenhe1.00E+11
Przeciwciało przeciwkrólikowe przeciw kozom wtórnymProteintechSA00001-2
GraphPad Prism 9.0Oprogramowanie GraphPadOprogramowanie do analizy statystycznej
Wzmacniacz sceny głównejBIOPAC Systems IncEEG100C
Poduszka grzewczaTechnologia YuYanS-100
ImageJNarodowe Instytuty ZdrowiaOprogramowanie do analizy obrazów
Przeciwciało poliklonalne IL-6Proteintech21865-1-AP
JodoforCleanboom430-DFXDY100
IzofluranNapęd na tylne kołaR510– 31
Urządzenie do nagrywania neuro z NeuroExplorer (tom 5.012)PlexonOPX-A1600-128-16COprogramowanie do analizy danych elektrofizjologicznych
Membrana PVDFCytivaRPN303F
SDS-PAGE SystemBio-Rad1658004
Aparat stereotaksowyZhongShi technologia naukowaZS-PDC
TNF-α Przeciwciała poliklonalneProteintech17590-1-AP
Aparat transferowyBio-Rad1703937
Drut wolframowySystemy A-M785500
System nagrywania wideoBasleracA1920
β-przeciwciało monoklonalne aktynyProteintech2D4H5

Bibliografia

  1. Adewole, D. O., et al. The evolution of neuroprosthetic interfaces. Crit Rev Biomed Eng. 44 (1-2), 123-152 (2016).
  2. Patil, A. C., Thakor, N. V. Implantable neurotechnologies: a review of micro- and nanoelectrodes for neural recording. Med Biol Eng Comput. 54 (1), 23-44 (2016).
  3. Ball, T., Kern, M., Mutschler, I., Aertsen, A., Schulze-Bonhage, A. Signal quality of simultaneously recorded invasive and non-invasive EEG. Neuroimage. 46 (3), 708-716 (2009).
  4. Gao, R., Peterson, E. J., Voytek, B. Inferring synaptic excitation/inhibition balance from field potentials. Neuroimage. 158, 70-78 (2017).
  5. Wang, Z., Peng, Y. B. Multi-region local field potential signatures in response to the formalin-induced inflammatory stimulus in male rats. Brain Res. 1778, 147779(2022).
  6. Morales-Villagrán, A., Medina-Ceja, L., López-Pérez, S. J. Simultaneous glutamate and EEG activity measurements during seizures in rat hippocampal region with the use of an electrochemical biosensor. J Neurosci Methods. 168 (1), 48-53 (2008).
  7. Bragin, A., Azizyan, A., Almajano, J., Wilson, C. L., Engel, J. Jr Analysis of chronic seizure onsets after intrahippocampal kainic acid injection in freely moving rats. Epilepsia. 46 (10), 1592-1598 (2005).
  8. Andiné, P., Rudolphi, K. A., Fredholm, B. B., Hagberg, H. Effect of propentofylline (HWA 285) on extracellular purines and excitatory amino acids in CA1 of rat hippocampus during transient ischaemia. Br J Pharmacol. 100 (4), 814-818 (1990).
  9. Jech, R., et al. Deep brain stimulation of the subthalamic nucleus affects resting EEG and visual evoked potentials in Parkinson's disease. Clin Neurophysiol. 117 (5), 1017-1028 (2006).
  10. Makowiecki, K., Garrett, A., Clark, V., Graham, S. L., Rodger, J. Reliability of VEP recordings using chronically implanted screw electrodes in mice. Transl Vis Sci Technol. 4 (2), 15(2015).
  11. York, M. K., et al. Cognitive declines following bilateral subthalamic nucleus deep brain stimulation for the treatment of Parkinson's disease. J Neurol Neurosurg Psychiatry. 79 (7), 789-795 (2008).
  12. Zhang, D., et al. Tenuigenin promotes non-rapid eye movement sleep via the GABA(A) receptor and exerts somnogenic effect in a MPTP mouse model of Parkinson's disease. Biomed Pharmacother. 165, 115259(2023).
  13. Sun, X., et al. Longitudinal analysis of sleep-wake states in neonatal rats subjected to hypoxia-ischemia. Nat Sci Sleep. 14, 335-346 (2022).
  14. Rensing, N., Moy, B., Friedman, J. L., Galindo, R., Wong, M. Longitudinal analysis of developmental changes in electroencephalography patterns and sleep-wake states of the neonatal mouse. PLoS One. 13 (11), e0207031(2018).
  15. Bastianini, S., et al. Ageing-related modification of sleep and breathing in orexin-knockout narcoleptic mice. J Sleep Res. 34 (2), e14287(2025).
  16. Cao, Q., et al. a saponin derived from Radix Polygalae, exhibits sleep-enhancing effects in mice. Phytomedicine. 23 (14), 1797-1805 (2016).
  17. Chiprés-Tinajero, G. A., Núñez-Ochoa, M. A., Medina-Ceja, L. Changes in physiological and pathological behaviours produced by deep microelectrode implantation surgery in rats: a temporal analysis. Behav Neurol. 2020, 4385706(2020).
  18. Bragin, A., et al. Pathologic electrographic changes after experimental traumatic brain injury. Epilepsia. 57 (5), 735-745 (2016).
  19. Deuis, J. R., Dvorakova, L. S., Vetter, I. Methods used to evaluate pain behaviors in rodents. Front Mol Neurosci. 10, 284(2017).
  20. Langford, D. J., et al. Coding of facial expressions of pain in the laboratory mouse. Nat Methods. 7 (6), 447-449 (2010).
  21. Barahona, M. J., Rojas, J., Uribe, E. A., García-Robles, M. A. Tympanic membrane rupture during stereotaxic surgery disturbs the normal feeding behavior in rats. Front Behav Neurosci. 14, 591204(2020).
  22. Moss, J., Ryder, T., Aziz, T. Z., Graeber, M. B., Bain, P. G. Electron microscopy of tissue adherent to explanted electrodes in dystonia and Parkinson's. Brain. 127 (Pt 12), 2755-2763 (2004).
  23. Kronenbuerger, M., et al. Brain alterations with deep brain stimulation: new insight from a neuropathological case series. Mov Disord. 30 (8), 1125-1130 (2015).
  24. Bishop, B. Neural plasticity: part 3. Responses to lesions in the peripheral nervous system. Phys Ther. 62 (9), 1275-1282 (1982).
  25. Bui, A., Kim, H. K., Maroso, M., Soltesz, I. Microcircuits in epilepsy: heterogeneity and hub cells in network synchronization. Cold Spring Harb Perspect Med. 5 (11), a022889(2015).
  26. Gaire, J., et al. The role of inflammation on the functionality of intracortical microelectrodes. J Neural Eng. 15 (6), 066027(2018).
  27. Polikov, V. S., Tresco, P. A., Reichert, W. M. Response of brain tissue to chronically implanted neural electrodes. J Neurosci Methods. 148 (1), 1-18 (2005).
  28. McConnell, G. C., et al. Implanted neural electrodes cause chronic, local inflammation that is correlated with local neurodegeneration. J Neural Eng. 6 (5), 056003(2009).
  29. Radeen, K. R., et al. A cost-effective and minimally invasive protocol for chronic multi-site electroencephalography recording in freely moving mice. J Vis Exp. (224), e69314(2025).
  30. Gulino, M., Kim, D., Pané, S., Santos, S. D., Pêgo, A. P. Tissue response to neural implants: the use of model systems toward new design solutions of implantable microelectrodes. Front Neurosci. 13, 689(2019).
  31. Green, R. A., Lovell, N. H., Wallace, G. G., Poole-Warren, L. A. Conducting polymers for neural interfaces: challenges in developing an effective long-term implant. Biomaterials. 29 (24-25), 3393-3399 (2008).
  32. Wang, Z., et al. Cortical complexity and connectivity during isoflurane-induced general anesthesia: a rat study. J Neural Eng. 19 (3), 036012(2022).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Wewn trzczaszkowe EEGimplantacja wielu elektrodrejestracja chronicznalokalizacja elektrodlokalny potencja polowyzachowania b lowezachowania ywieniowemarkery neurozapalneanaliza histologiczna
Film wkrótce dostępny
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki Korzystania

Zasady

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.